Spænding og Calcium Dual Channel Optical Kortlægning af dyrkede HL-1 Atriel myocyt Monolayer

* These authors contributed equally
Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





We use/store this info to ensure you have proper access and that your account is secure. We may use this info to send you notifications about your account, your institutional access, and/or other related products. To learn more about our GDPR policies click here.

If you want more info regarding data storage, please contact gdpr@jove.com.

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Yan, J., Thomson, J. K., Zhao, W., Fast, V. G., Ye, T., Ai, X. Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer. J. Vis. Exp. (97), e52542, doi:10.3791/52542 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Optisk kortlægning har vist sig at være en værdifuld teknik til påvisning af hjertets elektriske aktivitet på både intakte ex vivo hjerter og i dyrkede myocyt monolag. HL-1 celler er blevet almindeligt anvendt som en 2-dimensional cellulær model til at studere forskellige aspekter af hjertets fysiologi. Det har dog været en stor udfordring for optisk kort calcium (Ca) transienter og aktionspotentialer samtidigt fra samme synsfelt i et dyrket HL-1 atrial cellemonolag. Dette skyldes, særlig håndtering og pleje er nødvendig for at forberede sunde celler, der kan være elektrisk fanget og optisk kortlagt. Derfor har vi udviklet en optimal bearbejdning protokol for dual channel optisk kortlægning. I dette manuskript, har vi beskrevet i detaljer, hvordan du udfører den dual channel optisk kortlægning eksperiment. Denne protokol er et nyttigt redskab til at øge forståelsen af ​​aktionspotentialet formering og Ca kinetik i arytmi udvikling.

Introduction

En unik calcium (Ca) og spænding (V m) dual channel optisk kortlægning teknik 1-5 fremstår som et effektivt værktøj til samtidigt at registrere V m og Ca-signaler i både intakte hjerter og dyrkede cellemonolag. Denne teknik gør det muligt at opnå magtfulde oplysninger om forholdet mellem calcium transienter og aktionspotentialer til bedre at forstå de underliggende elektrofysiologiske mekanismer hjertearytmier.

Dyrkede cellemonolag har vist sig at være et nyttigt cellulær model til at studere hjertets elektrofysiologi og den underliggende mekanisme af arytmier. 4,6-8 HL-1 celler er en velkarakteriseret atrial myocyt kultur linje. HL-1-celler også opretholde en unik differentieret genotype og fænotype, der omfatter morfologisk, elektrofysiologisk og farmakologiske egenskaber af voksne atrielle myocytter. Disse celler udtrykker kardielle gener og proteiner, herunder important hjertets ionkanaler (dvs., L- og T-type calciumkanaler) 9 og modne isoformer af sarcomerisk kontraktile proteiner der normalt findes i voksent atrielle myocytter som andre, og vi har tidligere rapporteret. 10-13 Derudover kan HL-1-celler være dyrkes til dannelse af en 2-dimensional (2-D) myocyt monolag. Således er fordelene ved anvendelse af dyrkede HL-1 monolag omfatter: 1) relativt billigere og lettere at opretholde en myocyt kultur linje end isolering og dyrkning af primære neonatale myocytter; 2) et konfluent monolag af celler reducerer strukturelle kompleksiteter som følge af 3-D struktur af hjertet; 3) en celle monolag kan forhindre interferens af interstitiel fibrose, der forekommer i det intakte hjerte. Dette kan anvendes til at dissekere særlige elektrofysiologiske funktioner af en gruppe af myocytter uden indblanding af fibroblaster og interstitielle matrix; 4) vurdering af funktionelle konsekvenser fra farmakologisk eller genetisk manipulation i culrerede cellemonolag effektivt kan nås. Derfor har HL-1-celler blevet en udbredt cellulær model til at studere forskellige aspekter af myocyt fysiologi samt pacing-induceret unormale elektriske aktiviteter. 13-16 er imidlertid særlig håndtering og pleje kræves til kultur sunde cellemonolag at reagere på eksterne elektrisk stimulering for optiske kortlægningsundersøgelser. Derudover kan dual fluorescerende farvestof farvningsprocedure let skade integriteten af ​​dyrkede sammenflydende cellemonolag. Således har udfører V m / CA dual channel optisk kortlægning i dyrkede HL-1-monolag været en stor udfordring.

Målet med denne metode er at give de vigtigste skridt for en vellykket udførelse af dual channel optisk kortlægning i dyrkede HL-1-monolag. Her har vi givet omfattende oplysninger om en optimeret protokol for HL-1 cellemonolag forberedelse, dual channel optisk kortlægning af et dyrket cellemonolag, og kortlægning databehandling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Fremstilling af opløsning

  1. Noradrenalin (NP) opløsning
    1. Opløs 40 mg NP i 25 ml 30 mM ascorbinsyre (0,1475 g ascorbinsyre i 25 ml renset Milli-Q (MQ) vand. Undgå direkte lyseksponering i denne opløsning præparatet, da norepinephrin (NP) er lysfølsomt.
    2. Filtreres NP opløsning med en 0,22 um sprøjtefilter. Alikvot opløsningen i 1 ml sterile mikrorør og opbevares ved -20 ° C. Når frosset, NP er stabil i en måned.
  2. Suppleret Vask og Final Claycomb medier
    1. Start med 43,5 ml Claycomb medium og supplere med 5 ml føtalt bovint serum (FBS), 0,5 ml penicillin / streptomycin, 0,5 ml af NP og 1: 100 fortyndet L-glutamin for at gøre 50 ml af den endelige suppleret Claycomb medium. Undgå direkte lys eksponering i løbet af denne løsning forberedelse fordi Claycomb medium er lysfølsomt.
    2. Forbered Wash Claycomb medium ved hjælp af den samme opskrift som den supsuppleret Claycomb medium undtagen tilsættes 5% FBS og udelader NP og L-Glutamin komponenter.
      BEMÆRK: suppleret Final og Wash Claycomb medier er gode i to uger, når de opbevares ved 4 ° C uden direkte lys eksponering.
  3. Soybean trypsininhibitorisk opløsning
    1. Opløs 25 mg sojabønnetrypsininhibitor i 100 ml Ca-fri og Mg-fri Dulbeccos phosphatbufret saltvand (PBS).
    2. Opløsningen filtreres under anvendelse af et 0,22 um sprøjtefilter.
      BEMÆRK: steriliseret opløsning er stabil i en måned ved opbevaring ved 4 ° C.
  4. Gelatine / Fibronectin skålen coatingopløsning
    1. 0,1 g gelatine opløses i 500 ml MQ vand til 0,02% gelatine.
    2. Autoklave, derefter fortyndes 1 ml fibronectin i 199 ml 0,02% gelatine og blandes forsigtigt.
    3. Alikvot 6 ml gelatineopløsning i separate rør og opbevares ved -20 ° C.
  5. Hanks saltopløsning
    1. Ved hjælp af en omrørerplade, opløse følgende salte i MQ vand (mmol / L), NaCl (136,9), KCl (5,366), KH 2 PO 4 (0,4409), NaH 2 PO 4 (0,4000), MgSO4 (0,8142), D-Glc (5,051), NaHCO3 (4.162), HEPES (5.042), CaCl2 (1,261).
  6. Calcium følsomme farvestof (Rhod2) opløsning
    1. Fortynd 1 mg Rhod2 tørt pulver i 400 pi 20% Pluronic F-127 i DMSO for at lave en Rhod2 dye stamopløsning og opbevares ved -20 ° C.
    2. Denne stamopløsning 1 Fortynd: 1.000 med Hanks Salt løsning at foretage en endelig brugsopløsning før du starter eksperimentet.
  7. Spænding følsomme farvestof (Rh237) opløsning
    1. Fortynd 5 mg Rh237 med 2 ml DMSO at stamopløsning og opbevares ved -20 ° C. Stamopløsningen 1 Fortynd: 1.000 med Hanks Salt løsning at foretage en endelig brugsopløsning før du starter eksperimentet.

& #160; BEMÆRK: 1-4 løsninger er baseret på Claycomb HL-1-cellekultur protokol med mindre modifikation.

2. Passage og dyrkning HL-1 Atrielle Myocytter på Dækglas

BEMÆRK: HL-1-celler kan fås fra Dr. Claycomb (Louisiana State University).

  1. Grow HL-1-celler i T25 kolber og foder med 5 ml suppleret Claycomb Medium dagligt. Passage cellerne i T25 kolber hver femte dag ifølge Claycomb HL-1-cellekultur protokol (beskrevet nedenfor) 10.
  2. Place runde dækglas (20 mm diameter) i 12-brønds dyrkningsplader 24 timer før cellerne i T25-kolbe er fuldt sammenflydende og klar til at blive passeret, og derefter dække dækglassene med gelatine / fibronectin natten over ved 37 ° C.
  3. Den næste dag, aspireres og kassér gelatine / fibronectin fra dyrkningspladerne og erstatte med 1,5 ml suppleret Final Claycomb medium i hver brønd.
  4. Split celler fra en T25 culture kolbe efter at fuld konfluens på dag 5. Aspirer medium fra T25 kolbe indeholdende sammenflydende kultur og skylles kulturen kortvarigt med PBS ved 37 ° C.
  5. Aspirer PBS, og der tilsættes 3 ml 0,05% trypsin / EDTA ved 37 ° C ved pipettering af trypsin / EDTA på bunden af ​​T25 kolbe for at undgå direkte kontakt med cellerne. Der inkuberes ved 37 ° C i 1 min.
  6. Fjern trypsin / EDTA ved aspiration og tilføje en anden 1,3 ml trypsin / EDTA per T25 kolbe. Inkuber ved stuetemperatur i 1 min. Undersøg under mikroskop, og hvis celler stadig er fastgjort til kolben, skal du trykke på fuldt løsne resterende celler.
  7. Tilføj 1,3 ml sojabønne trypsin inhibitor til cellerne og overføre celler fra kolben i et 15 ml centrifugerør. Skyl den tomme kolbe med 5 ml Wash Claycomb medium. Tilsæt skylning til cellerne i 15 ml centrifugerør. Centrifuger ved 500 x g i 5 min.
  8. Efter centrifugering aspireres supernatanten og forsigtigt genopslæmmes cellepelleteni 6 ml suppleret Final Claycomb medium.
  9. Seed hver brønd i en plade med 12 brønde med 0,5 ml cellesuspension fra celle passage. Feed cellerne med frisk suppleret Final Claycomb medium dagligt.
    BEMÆRK: Nøje overvåge væksten af ​​cellerne, typisk cellemonolagene nå sammenflydende status på dag 4 og de spontane aktiviteter forbliver synlige. Derefter vil den dyrkede monolag være klar til optisk kortlægning på dag 4-5.

3. Loading Calcium og Spænding Følsomme Farvestoffer til cellerne

  1. For optiske kortlægningsundersøgelser, forsigtigt fjerne dækglasset fra 12 brønde cellekultur tallerken og skyl med Hanks saltopløsning.
  2. At farve celler med Ca farvestof Rhod2 inkuberes cellemonolaget på dækglasset med 3 ml oxygeneret (gennembobling med 5% CO2 / 95% O 2 gas) Rhod2 arbejder opløsning ved 37 ° C i et vandbad i 30 minutter .
  3. At farve cellerne med V m følsom farvestofRh237, nedsænkes Rhod2 indlæst cellemonolaget i 3 ml oxygeneret Rh237 arbejder opløsning ved 37 ° C i et vandbad i yderligere 15 minutter.

4. Dual Channel Optisk Mapping

  1. Placer cellemonolaget, hvilket er dobbelt-farvet med V m og Ca farvestoffer, i en omsætning kammer på et inverteret fluorescensmikroskop. Brug en opvarmet cirkulationssystem at holde temperaturen af ​​cellen kammeret ved 35 ± 1 ° C. Styre forsigtigt temperaturen af ​​perfusatet ved at justere hastigheden af ​​den cirkulerende strøm gennem kammeret for at undgå en gradient af mere end 0,3 ° C over kammeret.
    1. Før optagelse V m / Ca-signaler, vaskes cellemonolaget med frisk Hanks opløsning ca. 5 min for at fjerne resterende farvestof fra de tidligere farvning trin.
  2. Pace sund cellemonolag ved hjælp af en bipolær elektrode, der består af et glas pipette fyldt med Hanks saltopløsning og en søER ledning viklet rundt pipettespidsen som tidligere beskrevet 12,17.
  3. Pace sund cellemonolag ved en længde på 200-500 ms og puls bredde på 2 ms cyklus, forventer en stimuleringstærskel på ca. 1 mV.
    BEMÆRK: For hver batch af dyrkede monolag, bør i det mindste to ikke-behandlede monolag anvendes til at teste tilstanden af ​​cellen batch. Raske kontrolpersoner monolag bør være i stand til at blive fanget af elektrisk pacing ved cykluslængder på 200-500 ms. Hvis kontrol monolagene ikke være elektrisk tempo, antyder dette, at hele cellen partiet ikke kan være egnet til optiske kortlægning eksperimenter.
  4. At excitere både V m og Ca følsomme farvestoffer, anvende en LED-lyskilde (520 nm bølgelængde) koblet med et excitationsfilter (510 nm / 40) og et dikroisk spejl (561 nm).
    1. Saml de fluorescerende signaler udsendt af cellerne via en 40X objektiv og delt med en dichroic spejl (594 nm) i en V-m komponent og en Ca komponent.Filtrer det udsendte lys i V m kanal med en lang pass filter (700 nm) og det emitterede lys i Ca-kanal med et båndpasfilter (585/40 nm).
    2. Saml det filtrerede fluorescerende lys ved hjælp af to CCD-kameraer (80 x 80 pixels, 1.000 fps; redshirt Imaging).
    3. For at undgå farvestof fotoblegning, foretage optagelser for mindre end 2 sek på hver synsfelt at begrænse den tid af lys eksponering. Her typisk billede fire forskellige områder for hvert monolag.

5. Databehandling under V m eller Ca Recordings

  1. For både V m og Ca-signaler (80 x 80 pixels) gennemsnittet af intensitetsværdier for femogtyve (5 x 5) tilstødende pixels i en intensitetsværdi på forskellige optagelse tidspunkter for at reducere baggrundsstøj.
    BEMÆRK: Efter data gennemsnitsberegning, hver optagetid punkt af en individuel handling potentiale eller Ca forbigående giver en data matrix indeholdende 16 x 16 gennemsnit intensitetsværdier (gennemsnitdatakanaler) med en rumlig opløsning på 50 um.
  2. Definer aktivering tid (AT) af indspillede V m eller Ca-signaler.
    1. For at definere en aktivering tid (AT) af en individuel handling potentiale eller Ca forbigående, bestemme tid på 50% af peak amplitude af V m eller Ca-signaler ved hjælp af et skræddersyet MATLAB-baserede algoritme som tidligere beskrevet. 12
    2. Manuelt korrekturlæst den analyserede ATs at fjerne eventuelle fejl, der kan opstå under analyseprogram.
    3. Opbevar defineret på matrix (16 x 16 gennemsnit datakanaler) af indspillede handling potentiale og calcium forbigående henholdsvis i den anvendte software.
  3. Beregn aktionspotentialet eller calcium forbigående ledningshastighed (CV) vektorer på AT matrix ved hjælp af vektoren feltanalysefremgangsmåde som tidligere beskrevet med mindre modifikationer 12,18.
    1. Beregn CV vektor af en datakanal i forhold til dens omgivende AT datapunkter (5 ×; 5 tilstødende gennemsnit datakanaler) for at simulere en glat polynomium overflade på aktivering gange (ved overfladen) med en mindste kvadraters algoritme i MATLAB program 12,18.
    2. Beregn ledning vektor ved hjælp af nedenstående formler
      Formel 1:
      Ligning 1
      Formel 2:
      θ = arctan [(dy / dt) / (dx / dt)]
      BEMÆRK: Ve er et CV vektor projiceret på x- og y-akser; dx / dt er projektionen af ​​CV vektoren i x-aksen; dy / dt er projektionen af ​​CV vektoren i y-aksen. T er den ved overfladen x, y henviser til 2-D koordinater; T x = dT / ∂x er partielle afledede af T med hensyn til x; T y = dT / ∂y er partielle afledede af T med hensyn til Y; θ er den endelige retning af en CV vektor.
    3. Gruppe alle vektorer for den på Matrix i 36 veje, som hver især dækker en ti graders sektor på kompasset. </ Li>
    4. Vælg sti, der indeholder den største bestand af CV vektorer blandt de 36 ledningsbaner. Beregn den gennemsnitlige CV denne vej til at repræsentere CV af monolaget.

6. Visualisering af Wave Front Formering

  1. Normalisere signalintensitet af en individuel handling potentiale eller Ca forbigående på forskellige optagelse tidspunkter i forhold til sit højeste værdi ved anvendelse af MATLAB software.
  2. Midlertidigt opbevare normaliserede intensitet data for hver registreret tidspunkt i en 16 x 16 intensitet matrix i MATLAB anvendte software.
  3. Konstruér en farvekodet intensitet kort fra den lagrede intensitet matrix af hver optagetid punkt ved hjælp af surf.m funktionen.
    BEMÆRK: I intensiteten kortet, rød repræsenterer høj intensitet for V m eller Ca-signaler, og blå afspejler lav intensitet af fluorescens-signaler.
  4. Opret en .avi-fil ved hjælp af avifile.m funktionen.
  5. Gem alle de intensity kort på forskellige optagetid punkter aktionspotentialet eller Ca forbigående hjælp af addframe.m funktion.
    BEMÆRK: På dette tidspunkt, vil to separate avi filer i V m og Ca formering blive genereret.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

En kultiveret sammenflydende monolag udviser en regelmæssig iboende rytme som påvist i Movie 1. Vi derefter foretaget V m / Ca dual channel optisk kortlægning i en fuldt sammenflydende HL-1 monolag. Figur 1A viser eksempel spor af V m og Ca-signaler fra en optaget enkelt beat. Repræsentative isokrone kort over ensartet opformeret V m og Ca signaler under anvendelse af den dobbelte kanal optiske kortlægningssystem er vist i figur 1B og 1C. Repræsentative kronologiske billeder af ensartet formerede aktionspotentialer og Ca transienter blev opnået fra den samme HL-1 kultur monolag. Endelig Film 2 og 3 giver animation eksempler på en ensartet opformeret handling potentiale (Movie 2) og calcium forbigående (Movie 3) i HL-1 sammenflydende monolag.

-side = "altid"> Figur 1
Figur 1: (A) Eksempel spor af V m (blå) og Ca (rød) fra en elektrisk pacet slag på en cykluslængde (CL) på 500 msek. (B) Et billede af vores optisk kortlægning system til HL-1-monolag. (C) en isokron kort over virkningspotentiale formering fra samme tempo taktslag hele synsfeltet. (D) en isokronalt kort over Ca forbigående formering fra samme tempo rytmen i hele synsfeltet. I begge isokrone kort, er tid bortfalder repræsenteret med farver, startende med mørkeblå som indledning og mørkerøde på 50 ms. Klik her for at se en større udgave af dette tal.

/52542/52542fig2highres.jpg "/>
Figur 2: (A) en række kort i V m fordeling ved 60, 80, 140, og 200 ms efter optagelsen begynder. (B) Kort over Ca fordeling på 60, 80, 140 og 200 ms efter optagelsen begynder.

Film 1: Et repræsentativt film optaget fra et konfluent HL-1 monolag på kultur dag fem, under et lysmikroskop med en 40X objektiv.

Movie 2 : Et repræsentativt film af en opformeret aktionspotentiale fra en pacet slag på en CL på 500 msek.

Movie 3 : Et repræsentativt film af en opformeret Ca forbigående fra en PACed slå på en CL på 500 msek.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne artikel beskriver de vigtigste aspekter af optisk kortlægning i en dyrket HL-1 atrial myocyt monolag farvet med calcium og spænding følsomme fluorescerende farvestoffer. Det omfatter dyrkning af en optimal HL-1 cellemonolag, opsætning af kortlægningen udstyr kortlægge en dyrket monolag og dataanalyse.

For at kunne kortlægge dyrkede celler, det vigtigste er at udarbejde en ensartet fordelt cellemonolag. Når podning cellerne på de dækglas, skal du sørge for jævnt sprede cellerne. Map altid fuldt dyrket og helt sammenflydende cellemonolag, da disse bedst vil reagere på elektrisk stimulering. Det er også vigtigt at holde cellerne oxygenerede under indlæsning af farvestoffer, men oxygenboblerne bør ikke komme i direkte kontakt med cellerne, da dette kan dræbe eller fjerne dem fra dækglasset. Sænkning farvestof koncentration og reducere lysintensitet vil falde signal størrelsesorden og reducere signal støjforhold, og samtidig øge farvestof Concentratipå og øge lysintensitet vil øge signal størrelse, men også øge støj. Derfor skal en optimal balance af fluorescerende farvestof koncentration og excitationslys styrke bestemmes at forbedre signal-støjforholdet af optagesignalerne til. Desuden under optisk kortlægning optagelse, skal du sørge for ikke at udsætte den cellemonolaget til lange eksponeringer koncentreret lys, da det kan forårsage fotodynamisk celleskader i lyset udsatte område. Endelig er et optisk kortlægning system, der giver høj tidsmæssig og rumlig opløsning på optagesignalerne kræves for at opnå data af høj kvalitet.

Mens dual channel optisk kortlægning i intakte hjerter har et stort potentiale for at studere hjerteelektrofysiologi på grund af sin evne til at samtidige Saml spænding og calcium signaler, en begrænsning er, at denne teknik indsamler oplysninger fra en 3-D overflade som en 2-D projektion kort. Opnået 2-D data fra intakte hjerter med ignoreret information af 3-D curvature af hjertet kan medføre fejl i dataanalyser, især i ledningshastighed analyse. Med fordelene ved at bruge en dyrket 2-D HL-1 cellulær model, vi er i stand til at visualisere regelmæssige og uregelmæssige rytmer, vurderer Ca forbigående og handling potentiale kinetik, fastlægge ledningshastighed og karakterisere Ca og aktionspotentiale formering mønstre (uniform eller ikke- ensartet formering) uden at forstyrre den 3-D struktur af et intakt hjerte. Derfor kan med held kortlægning både calcium transienter og aktionspotentialer i en dyrket HL-1 atrial myocyt monolag som en gratis tilgang i høj grad øge forståelsen af ​​de elektrofysiologiske egenskaber af atriale myocytter og de underliggende mekanismer atrial arrhythmogenesis.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Vi vil gerne takke Dr. Claycomb for at levere HL-1 celler og detaljeret vedligeholdelse protokol. Vi vil også gerne takke Ms. Elena Carrillo og Dr. Seth Robia for deres hjælp med at generere cellen film og Mr. Pete Caron for hans hjælp med at gøre noget tilbehør til vores dual channel optisk kortlægning system.

Dette arbejde blev støttet af American Heart Association (10GRNT3770030 & 12GRNT12050478 til XA), National Institutes of Health (HL113640 til XA), og Loyola University Research Udviklingsfond (til XA).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rhod2 dry powder AAT Bioquest 21062
pluronic AAT Bioquest 20050
DMSO Sigma 276855
Rh237 Invitrogen S-1109
NaCl Sigma S7653
KCl Sigma P3911
KH2PO4 Sigma P0662
NaH2PO4 Sigma S9638
MgSO4 Sigma M7506
D-Glucose Sigma G8270
NaHCO3 Sigma S6014
CaCl2 Sigma C3881
HEPEs Sigma H3375

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circ Res. 95, (1), 21-33 (2004).
  2. Salama, G., Hwang, S. M., et al. Simultaneous optical mapping of intracellular free calcium and action potentials from Langendorff perfused hearts. Current protocols in cytometry / editorial board, J. Paul Robinson, managing editor ... [et al.]. 12, (Unit 12 17), (2009).
  3. Laurita, K. R., Singal, A. Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280, (5), H2053-H2060 (2001).
  4. Fast, V. G. Simultaneous optical imaging of membrane potential and intracellular calcium. J Electrocardiol. 38, (4 Suppl), 107-112 (2005).
  5. Sowell, B., Fast, V. G. Ionic mechanism of shock-induced arrhythmias: role of intracellular calcium. Heart Rhythm. 9, (1), 96-104 (2012).
  6. Fast, V. G., Kleber, A. G. Microscopic conduction in cultured strands of neonatal rat heart cells measured with voltage-sensitive dyes. Circ Res. 73, (5), 914-925 (1993).
  7. Hou, L., et al. A major role for HERG in determining frequency of reentry in neonatal rat ventricular myocyte monolayer. Circ Res. 107, (12), 1503-1511 (2010).
  8. Beauchamp, P., et al. Relative contributions of connexins 40 and 43 to atrial impulse propagation in synthetic strands of neonatal and fetal murine cardiomyocytes. Circ Res. 99, (11), 1216-1224 (2006).
  9. Xia, M., et al. Functional expression of L- and T-type Ca2+ channels in murine HL-1 cells. J Mol Cell Cardiol. 36, (1), 111-119 (2004).
  10. Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: a cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proc Natl Acad Sci U S A. 95, (6), 2979-2984 (1998).
  11. Fahrenbach, J. P., Ai, X., Banach, K. Decreased intercellular coupling improves the function of cardiac pacemakers derived from mouse embryonic stem cells. J Mol Cell Cardiol. 45, (5), 642-649 (2008).
  12. Yan, J., et al. c-Jun N-terminal kinase activation contributes to reduced connexin43 and development of atrial arrhythmias. Cardiovasc Res. 97, (3), 589-597 (2013).
  13. White, S. M., Constantin, P. E., Claycomb, W. C. Cardiac physiology at the cellular level: use of cultured HL-1 cardiomyocytes for studies of cardiac muscle cell structure and function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286, (3), H823-H829 (2004).
  14. Yang, Z., Shen, W., Rottman, J. N., Wikswo, J. P., Murray, K. T. Rapid stimulation causes electrical remodeling in cultured atrial myocytes. J Mol Cell Cardiol. 38, (2), 299-308 (2005).
  15. Brundel, B. J., Kampinga, H. H., Henning, R. H. Calpain inhibition prevents pacing-induced cellular remodeling in a HL-1 myocyte model for atrial fibrillation. Cardiovasc Res. 62, (3), 521-528 (2004).
  16. Umapathy, K., et al. Electrogram fractionation in murine HL-1 atrial monolayer model. Heart Rhythm. 5, (7), 1029-1035 (2008).
  17. Fast, V. G., Cheek, E. R. Optical mapping of arrhythmias induced by strong electrical shocks in myocyte cultures. Circ Res. 90, (6), 664-670 (2002).
  18. Bayly, P. V., et al. Estimation of conduction velocity vector fields from epicardial mapping data. IEEE Trans Biomed Eng. 45, (5), 563-571 (1998).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics