Procedure voor Decellularisatie van Rat Levers in een oscillerende druk perfusie Device

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Hillebrandt, K., Polenz, D., Butter, A., Tang, P., Reutzel-Selke, A., Andreou, A., Napierala, H., Raschzok, N., Pratschke, J., Sauer, I. M., Struecker, B. Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device. J. Vis. Exp. (102), e53029, doi:10.3791/53029 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Decellularisatie en hercellularisatie kunnen in vitro 1 het genereren van functionele, transplanteren organen mogelijk maken. Door het verwijderen van cellen en antigeen materiaal (bv. DNA, a-Gal epitopen) uit een orgaan, de niet- of minder immunogeen extracellulaire matrix (ECM) worden verkregen. Deze matrix behoudt de driedimensionale microanatomie van een orgaan en kan dienen als het ideale biomatrix voor herbevolking met cellen van een andere, eventueel xenogene oorsprong 2. Aldus zou een gedecellulariseerde rattenlever matrix worden herbevolkt met humane levercellen. Dit gehumaniseerd micro-lever zou kunnen dienen als een ex vivo model voor onderzoek naar ziekten (bv., Aangeboren stofwisselingsziekten, virale ziekten of maligniteiten) of voor preklinische farmaceutische testen 3.

Er zijn verschillende protocollen voor rat leverperfusie decellularisatie zijn reeds gepubliceerd 4-13. In alle protocollen, decellularordening werd bereikt door perfusie van basische ionische of niet-ionische detergentia via de canule poortader. Om het beste van onze kennis, waren we de eerste groep om rattenlever decellularisatie rapporteren door selectieve perfusie via de poortader en / of de rat leverslagader 14. Het inschakelen van de selectieve perfusie van verschillende vasculaire systemen in de lever cellen ontdoen betere resultaten stellen en bovendien een belangrijke rol in de cellulaire herbevolking spelen.

In de studie hier beschreven, werden levers geperfundeerd in een op maat gemaakt proprietary perfusie apparaat, waardoor perfusie onder oscillerende druk omstandigheden. Deze druk omstandigheden na te bootsen de fysiologische respiratoire-afhankelijke perfusie van de lever: in situ, de lever hangt onder de copula van het middenrif, waarvan de beweging tijdens de ademhaling heeft een directe invloed op de lever perfusie. Inspiration bijzonder leidt tot verlaging van het membraan en knijpen van de lever, optimaliserenhepato-veneuze uitstroom, terwijl vervaldatum leidt tot verhoging van de lever en het verlagen van de intra-abdominale druk om portal-veneuze instroom 15 optimaliseren.

Ons doel was om te evalueren of oscillerende druk omstandigheden hebben een invloed op de homogeniteit van de rat leverperfusie decellularisatie door het nabootsen van intra-abdominale voorwaarden ex vivo. De homogeniteit van de decellularisatie werkwijze kan een onderschatte factor perfusie ontcelling zijn. Alle bekende middelen die worden gebruikt voor de lever decellularisatie oorzaak veranderingen aan de ECM. Cellen in slecht doorbloede gebieden blijven binnen de ECM, terwijl andere gebieden zijn al helemaal ontceld. Om de resterende cellen ontbinding moet de perfusie duur of de druk verhoogd, waardoor meer wijzigingen van de goed doorbloede gebieden. Zo moet wasmiddelen voor decellularisatie homogeen worden verdeeld binnen het orgaan.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

De dieren werden bij de Faciliteit voor Experimentele Geneeskunde (FEM, Charité, Berlijn, Duitsland) gehouden, en alle experimentele protocollen werden beoordeeld en door de Staat Bureau van Volksgezondheid en lokale zaken (LAGeSo, Berlijn, Duitsland goedgekeurd;. Reg No. O 0365 / 11).

1. Lever Oogsten

  1. Pre-operatieve voorbereiding
    1. Gebruik een kurk bord voor fixatie. Zet een medische laken op het bord. Met behulp van vier naalden, stelt een inhalatie masker op de kurk plaat voor intra-operatieve inhalatie narcose.
  2. Prearrangement van de Portal veneuze canule
    1. Sluit een perifere veneuze katheter (20 G) een driewegkraan. De katheter moet schuin worden gesneden met een lengte van ong. 1,5 cm.
    2. De lucht van het systeem met behulp van een 10 ml injectiespuit gevuld met Ringer-oplossing. Het is heel belangrijk om zorgvuldig ontluchting omdat gasembolie negatief kan beïnvloeden perfusie cellen ontdoen.
  3. Prearrangementvan de arteriële canule
    1. Gebruik een vlinder canule en snijd de naald tot een lengte van 5 mm. Monteer een 5 cm buis (ID 0,58 mm; OD 0.96 mm) om de 5 mm naald en zet deze vast met superlijm. Steek een 2 cm lange buis (ID 0,28 mm; OD 0.61 mm) in de grotere buis en zet deze vast met superlijm.
    2. Slip een andere buis over deze constructie als een steunpunt en zet deze vast met superlijm. De lucht van de arteriële canule met een 5 ml injectiespuit gevuld met Ringer-oplossing.
  4. Anesthesie en analgesie
    1. Braken narcose van de rat in de anesthesie inductie kamer met 3,5% isofluraan in zuurstof bij een stroomsnelheid van 1,5 L / min.
    2. Om veilig analgesie tijdens de werking, injecteer metamizol (100 mg / kg lichaamsgewicht) en lage dosis ketamine / medetomidine (10 mg / 0,1 mg per kg lichaamsgewicht) intraperitoneaal.
    3. Leveren 1,5% isofluraan in 1 l / min zuurstof via het inademen masker voor latere onderhoud van chirurgische anesthesie.
  5. Preoperatieve Regelingen <ol>
  6. Scheer de buik royaal met een elektrische scheren machine. Bevochtig de geschoren incisie op de buik met 70% ethanol voor desinfectie.
  7. Plaats het dier in rugligging op de geprepareerde plaat, steekt de kop in de inhalatiemasker en bevestig de ledematen met medische tape en pennen. Verwijder overtollige ethanol en vacht met een gaasje kompres.
  • Anesthesie Assessment
    1. Beoordeel de anesthesie diepte door te kijken naar de ademhaling. Als de verdoving lijkt diep genoeg (40-60 ademhalingen / min), controleer dan of analgesie voldoende is door te proberen om de teen knijpen reflex met chirurgische tang om de huid tussen de tenen van beide achterpoten knijpen triggeren.
  • Abdominale Approach
    1. Maak een mediane incisie in de caudale buikwand boven de blaas. Knip tussen die plaats en twee laterale ribben bogen in een V-vormig. Zorg ervoor niet te snijden in het middenrif. Trek de cut buikwand op de borst. Bevestig de zwaardvormig een Overholt klem, trek het craniaal en zet deze vast met een elastiekje. Gebruik natte wattenstaafjes naar de darm te evacueren. Wikkel de darm in een nat gaasverband. Bovendien bestrijken alle abdominale marges met natte verbanden.
  • Lever Voorbereiding
    1. Ontleden de ligamentum falciforme. Gebruik een natte gaasverband aan de mediale en linker leverlobben houden craniaal onder de koepel van het membraan. Expose de hepatoduodenale ligament en de bovenste omental lever kwab.
    2. Gebruik twee microforceps en veer schaar zorgvuldig ontleden ligament aan dit bovendeel omentale kwab tot het net mobiel. Verplaats de lob met natte wattenstaafjes onder het gaas kompres, die de mediale en liet lobben in de plaats.
    3. Na mobilisatie van de bovenste omental lever kwab, bewegen de maag naar links. Bevestig de maag met een klem en ontleden de minderjarige omentum met microforceps en het voorjaar schaar.
    4. Mobiliseer de onderste omental leverkwab tot het mobiele en vervolgens zet de kwab terug in de holte. Gebruik een Backhaus klem aan het duodenum behouden. Beweeg het duodenum naar links te rekken en de hepatoduodenale ligament bloot. Omschrijven de galweg in de uitgerekte hepatoduodenale ligament.
    5. Prepareer de galwegen van de vet- en pancreasweefsel. Snijd de galwegen 1,5 cm van de galwegen bifurcatie. Ontleden de poortader van de omringende vetweefsel. Expose de gastroduodenale ader.
    6. Afbinden de gastroduodenale ader twee keer met zijden 6-0 en verdeel de ader tussen de 2 ligaturen. Ontleden de coeliakie romp en de leverslagader van het omringende weefsel totdat alle slagaderlijke Rami worden onthuld.
    7. Bevrijd de gastroduodenale slagader van het omringende weefsel. Bind de gastroduodenale slagader tweemaal met zijden 6-0, met de banden ver uit elkaar. Ontleden de gastroduodenale slagader tussen de 2 ligaturen.
    8. Bevrijd de milt slagadervan het omringende weefsel. Bind de milt slagader tweemaal met zijden 6-0, met de banden ver uit elkaar. Ontleden de milt slagader tussen de 2 ligaturen.
    9. Bevrijd de linker maag slagader van het omringende weefsel. Bind de linker maag slagader tweemaal met zijden 6-0, met de banden ver uit elkaar. Ontleden de slagader tussen de 2 ligaturen.
    10. Omschrijven de inferieure vena cava tussen de rechter nier en de rechter laterale lever kwab. Ontleden de ader van de retroperitoneale ruimte. Expose de aorta door de coeliakie kofferbak.
    11. Ontleden de retroperitoneale vetweefsel. Injecteer 1000 IE heparine in 1 ml zoutoplossing in de inferior vena cava. Trek de canule en sluit de incisie met een wattenschijfje. Wacht 1-2 min voor systemisch effect van heparine.
    12. Omschrijven de aorta met een tang. Ontleden de aorta en exsanguinate de rat. Verder ontleden de inferior vena cava distaal van de nier.
  • Portal Veneuze Canulatie (Gebruik de opgesteld in paragraaf 1.2 canule)
    1. Maak een vis-mond incisie in de distale poortader. Open de incisie met een pincet en canule de poortader. Spoel de lever met 20 ml Ringer oplossing totdat de lever ontkleurt en bevestig de canule met ligaturen (zijde 6-0).
  • Arteriële Canulatie (Gebruik de opgesteld in paragraaf 1.3 canule)
    1. Ontleden de aorta boven de coeliakie kofferbak. Bevrijd de aorta segment van de retroperitoneale ruimte. Snijd de aorta segment lengterichting om een ​​aorta patch te genereren. Steek de zelfgebouwde canule in een statische houder.
    2. Gebruik 2 tang om de aorta patch glijden over de canule. Afbinden de leverslagader met zijden 6-0 over de canule en bevestig de patch op het landhoofd.
  • Lever Explantatie
    1. Open het membraan, maak een cirkelvormige insnijding en ontleden van de lever van de omringende structuren.
  • Opslagruimte
    1. Stoopnieuw de lever in een steriele 500 ml reservoir gevuld met 350 ml Ringer oplossing tot gebruik.
  • 2. Wasmiddel Solutions

    1. 10% Triton X-100 voorraadoplossing
      1. Vul een fles 1000 ml met 900 ml gedestilleerd water. en voeg 100 ml Triton X-100 (99,9%). Met een roerder om de Triton X-100 te lossen. Vul de fles met aqua dest. tot een totaal volume van 1000 ml wordt bereikt.
    2. 1% Triton X-100
      1. Voeg 100 ml van de voorraadoplossing (10%) om een ​​fles 1000 ml. Voeg 900 ml gedestilleerd water. en tweemaal schud de fles. Filter de 1% Triton X-100 oplossing door een steriel filter.
    3. 10% SDS voorraadoplossing
      1. Vul een fles 1000 ml met 900 ml gedestilleerd water. en voeg 66,99 g SDS (99,9%, dichtheid 0,67). Gebruik een roerder om de SDS op te lossen. Vul de fles met aqua dest. tot een totaal volume van 1000 ml wordt bereikt.
    4. 1% SDS
      1. Voeg 100 ml van de oplossing (10%) tot een 1.000 ml botTLE. Voeg 900 ml gedestilleerd water. en tweemaal schud de fles. Filter de 1% SDS oplossing door een steriel filter.

    3. Decellularisatie

    1. Set-up van perfusie Device Figuur 1

    Figuur 1:. Regeling van de perfusie apparaat voor selectieve arteriële en Portal veneuze perfusie van vier Rat Levers onder Oscillerende Druk Weersomstandigheden (. Gewijzigd van Struecker et al 14)

    1. Verbinden de drain een driewegkraan en Heidelberger uitbreiding van het vulniveau reguleren en vullen van de reactor met 500 ml 0,9% NaCl.
      Figuur 2

    Figuur 2:. Schema van de perfusie opstelling Verbind de perfusie kamer (1400 cm 3) (1) naar het distale uiteinde (4) van de opvanginrichting (5) via de portale veneuze toegang (2) of via de arteriële acproces (3). De bubble trap (5) moeten worden uitgerust met een obturation (4) aan het distale uiteinde en een opening (6). Sluit de bubble trap (5) om een ​​Heidelberger extensie (7). Koppel de Heidelberger verlenging van de pomp segment (8). Bovendien sluit de pomp segment (8) naar een andere Heidelberger extensie (9). Plaats de laatste Heidelberger verlengstuk (9) in de fles reinigingsmiddel (10). Sluit de respirator (11) aan de perfusie kamer (of de drukverdeler bij meervoudige perfusies). Aan de reactor vloeistoffen drain, sluit de uitstroom naar de fles afval (12).

    1. Plaats het segment pomp in de pomp. Start de pomp om de cyclus met PBS te vullen, sluit het distale einde van de zeepbel val en open de ontluchting. Wanneer de onderkant van de bel stevig bedekt met PBS (2-3 cm), sluit de opening en opent het distale uiteinde van de opvanginrichting.
    2. Lever Installatie
      1. Verbinden de driewegkraan van de poortader canule om de bijbehorende toegang reactor. Cluit de arteriële canule om de arteriële. Wees voorzichtig om ervoor te zorgen dat er geen lucht in de systemen.
    3. Toepassing van Oscillerende Druk Weersomstandigheden
      1. Gebruik een respirator met een frequentie van 15 slagen per minuut en een amplitude van 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Sluit de respirator naar de drukverdeling kamer en sluit de kamer naar de reactor. Start druk applicatie.
    4. Decellularisatie Protocol
      1. Voer perfusie stappen met een debiet van 5 ml / min. Start de cellen ontdoen met perfusie van de lever met 1% Triton X-100 gedurende 90 min. Laat afval uitstraling via de uitstroom van de perfusie apparaat om het vloeistofniveau in de perfusie kamer constant en boven de geperfuseerde lever te houden. Na 90 min, verandert het wasmiddel tot 1% SDS.
        Figuur 3
        Tabel 1
    <p> Figuur 3: perfusie protocol voor alle experimentele groepen.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    De homogeniteit en daarmee de effectiviteit van verschillende ontcelling protocols werden geëvalueerd door macroscopische observatie, histologische analyse en analyse van de resterende DNA inhoud in gedecellulariseerde lever matrices. Bovendien werd corrosie casting uitgevoerd om de intacte microanatomie van levers visualiseren na decellularisatie.

    Macroscopie

    Tijdens decellularisatie, levers geworden Lucent, met vermelding van het verwijderen van mobiele content. Levers perfusie via de poortader toonde homogene opheldering (en dus decellularisatie), met macroscopisch zichtbare overige cellen tijdens en na decellularisatie (witte pijlen). Levers perfusie via de leverslagader toonde een meer homogene decellularisatie cursus en geen zichtbare resterende cellen. Als levers werden geperfuseerd met de toepassing van oscillerende drukomstandigheden, geen overblijvende cellen zichtbaar waren, ongeacht de perfusie route.

    Figuur 4
    Figuur 4: Macroscopische Resultaten van Rat Liver Decellularisatie zonder Oscillerende druk voorwaarden. Links: Rat lever ontceld via de leverslagader. De lever verschijnt lucent, zonder macroscopisch zichtbare resterende cellen. Rechts: lever perfusie via de poortader. De lever lijkt inhomogeen ontceld, met macroscopisch zichtbare cellen

    Figuur 5
    Figuur 5: Macroscopische resultaten van rattenlever decellularisatie onder oscillerende druk omstandigheden. Links: Rat lever ontceld via de leverslagader. Rechts: lever perfusie via de poortader. Beide levers verschijnen lucent, zonder zichtbare resterende cellen.

    Histologisch onderzoek

    Histologische evaluatie van ontceld lever matrices ondersteuninged de macroscopische bevindingen. Levers geperfuseerd via de leverslagader toonde geen overblijvende cellen, ongeacht of zij werden geperfuseerd onder oscillerende drukomstandigheden. Levers geperfuseerd via de poortader toonde zones van overblijvende cellen, ook als deze zijn geperfuseerd met de toepassing van oscillerende drukomstandigheden. Echter, de toepassing van oscillerende druk omstandigheden verminderde de resterende celmassa in levers perfusie via de poortader. De ECM van de levers werd behouden, zonder zichtbare verschillen tussen alle toegepaste protocollen.

    Figuur 6

    Figuur 6: H / E kleuring van cellen ontdane Liver Matrices. AP: gedecellulariseerde lever matrix perfusie via de leverslagader zonder oscillerende druk omstandigheden. A + P: gedecellulariseerde lever matrix perfusie via de leverslagader onder oscillerende druk omstandigheden. PA-P: gedecellulariseerde lever matrix perfusie via de poortader zonder oscillerende druk omstandigheden. PA + P: gedecellulariseerde lever matrix perfusie via de poortader onder oscillerende druk omstandigheden. Pijlen: resterende cel clusters.

    DNA-inhoud

    Het DNA-gehalte per drooggewicht van de lever matrix in alle experimentele groepen daalde in vergelijking met die in de moedertaal levers, hoewel de verschillen waren alleen statistisch significant in de groepen perfusie onder oscillerende druk omstandigheden (PV + P, A + P). De laagste hoeveelheid DNA per drooggewicht werd gevonden in levers perfusie via de leverslagader onder oscillerende druk omstandigheden.

    Figuur 7

    Figuur 7: DNA inhoud per droog gewicht van lever Matrix (modificatie van Struecker et al 14.). Levers ontceld via de leverslagader tonen minder resterende DNA dan die Perfuserend via de poortader te doen. Levers perfusie onder oscillerende druk omstandigheden tonen minder resterende DNA dan die ontceld zonder deze voorwaarden te doen. Zo levers perfusie via de leverslagader onder oscillerende druk omstandigheden tonen de minste overgebleven DNA inhoud.

    Corrosie Casting

    Corrosie gieten van gedecellulariseerde lever matrices bevestigd dat de microanatomie van levers (met inbegrip van het eiwit kader van het portaal veneuze systeem, het arteriële systeem en de galwegen) wordt geconserveerd tijdens decellularisatie.

    Figuur 8
    Figuur 8: Foto van een corrosie Gieten van een gedecellulariseerde Rat Liver Matrix (modificatie van Struecker et al 14.). Ondanks verwijdering van alle cellen, de microanatomie van het orgaan, inclusief de portale veneuze (blauw) en arterieel (rood) systemen geconserveerd. De remaining belangrijkste takken van de galwegen worden gegoten in het geel.

    Tabel 1
    Tabel 1: Experimentele Groepen voor het effect van Oscillating Druk Weersomstandigheden en de perfusie Route op Rat Liver Decellularisatie.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Discussion

    Hoewel de gepresenteerde techniek rattenlever oogsten en ontcelling gemakkelijk reproduceerbaar, zijn er bepaalde kritische stappen te overwegen:

    Tijdens het prepareren van de lever oogsten, is het belangrijk om ernstig bloeden voorkomen omdat bloedstolling wordt geactiveerd en kunnen leiden tot de vorming van bloedstolsels in de lever. Naar onze mening is het voordelig om de abdominale aorta direct incise vóór canulatie van de poortader om bloed instroom via de leverslagader tijdens perfusie via de poortader te voorkomen. Zodra de lever wordt gecanuleerde en duidelijk doorbloed, de vorming van bloedklonters is niet langer een probleem.

    Na lever oogst en het vervoer naar de perfusie inrichting, waarbij de aansluiting van de levers perfusie inrichting Bijzonder belangrijk omdat de toegang van gasbellen in de perfusie cirkel moet worden vermeden om gasembolie voorkomen. Het is nuttig om de driewegklep vooraf vulling, die is aangesloten op de lever canule met PBS met behulp van een injectiespuit en een dunne canule direct voordat de klep op de perfusiesysteem.

    Na perfusie is gevestigd, of alle tube connectors, drie-weg kleppen en buizen zijn perfect verbonden moeten opnieuw worden gecontroleerd. Als levers perfusie voor langere duur (bijv., O / N), zelfs een kleine fout in de verbinding kan leiden tot lucht hevelwerking in het perfusie systeem, hetgeen leidt tot fatale perfusie gevolgen.

    De gepresenteerde gegevens zijn beperkt door het feit dat de optimale druk en de frequentie van de oscillerende drukveranderingen voor de beste resultaten ontcellen onduidelijk. Bovendien kan drukgeregelde perfusie leiden tot een betere en meer stabiele resultaten dan-flow gecontroleerde perfusie doet. Druk gecontroleerde perfusie maakt de toepassing van een perfusie protocol om levers van verschillende maten en gewichten, met hetzelfde resultaat, omdat de stroom automatisch be aangepast.

    De leverslagader en de poortader zijn significant verschillend in termen van omvang en fysiologische debieten. Aldus wordt een constante perfusiesnelheid (5 ml / min) zeker resulteren in verschillende drukken doorbloeding in beide vasculaire systemen. Evenzo zal een constante perfusiedruk leiden tot verschillende perfusie tarieven. Een methode om de effectiviteit te vergelijken decellularisatie via beide routes perfusie is om perfusie te voeren bij fysiologische perfusiedruk of perfusie tarieven via beide routes. Echter, de resultaten vergelijkbaar zijn in de huidige studie maken kozen we een constante perfusiesnelheid beide routes. Helaas, het gebruik van ons apparaat, waren we niet in staat om de perfusiedruk binnen doorbloed levers meten.

    Onze volgende generatie perfusie apparaten kleiner de hoeveelheid perfusie media nodig minimaliseren. Bovendien zal de pomp apparatuur druk gecontroleerde perfusie mogelijk te maken.

    The gepresenteerd techniek blijkt zeer nuttig zijn voor reproduceerbare, homogene rat lever decellularisatie. Of de gepresenteerde techniek geschikt voor hercellularisatie en orgel maturatie in vitro moet verder worden aangepakt. Of oscillerende druk omstandigheden hebben een invloed op herbevolkt cellen zal een onderwerp van verdere experimenten zijn.

    De gepresenteerde techniek is geavanceerder dan andere rat leverperfusie accessoires en toont een aantal duidelijke voordelen: 1) De homogene ontcelling reproduceerbaar met goede resultaten bij oscillerende druk wordt gehandhaafd. 2) De perfusie inrichting is afgesloten en maakt steriele ontcelling, hetgeen een voorwaarde voor matrix repopulatie en langdurige perfusie. 3) Het gepresenteerde protocol is korter dan andere gepubliceerde protocollen maar is nog steeds zeer effectief. 4) Selectieve perfusie van de poortader en de leverslagader maakt selectieve celrepopulatie via verschillende systemen mogelijk,die kan een belangrijk hulpmiddel zijn.

    De perfusie apparaat verder ontcelling experimenten toegepast verfijnen en optimaliseren rattenlever ontcelling. Het effect van drukgestuurde perfusie experimenteel geëvalueerd en vergeleken met melkstroomgestuurde perfusie. De toevoeging van andere elementen (bijv. Een "dialyse-eenheid", een warmtewisselaar, een oxygenator) verschijnt uitzetten en cultuur en rijping experimenten mogelijk en redelijk om de gepresenteerde inrichting verder te ontwikkelen.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Self built arterial cannula
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/100 0.28 mm ID 0.61 mm OD
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/200 0.58 mm ID 0.96 mm OD
    Venodrop Safe butterfly catheter Fresenius Kabi 3275851 21 G
    portal vein cannula
    Periphereal Venous Catheter BD 393224 BD Venflon Pro 20G
    Three-way stopcock smiths medical 888-101RE
    surgery
    Cotton Sticks Hecht-Assistent 4302
    Cotton Pads  Shaoxing Zhengde Surgical dressing 13H118-03
    Gauze Bandage Hubei Haige  Medical Instruments 14388
     Ringer Solution Fresenius Kabi 13 HKP022 1000 ml
    10 ml Syringe Braun 4606108V 10 ml/ Luer Solo
    5 ml Syringe Braun 4606061V 5 ml /Luer Solo
    Suture (Silk 6/0) Resorba H1F LOT 105001.81
    medical drape Shaoxing Zhengde Surgical dressing D0613011
    surgical instruments
    needle holder Geuder 17570
    micro-forceps Inox-Electronic 91150-20
    micro-scissors Martin 11-740-11
    micro-forceps S&T  112314
    Clamp Aesculap BH111R
    scissors F S T  14501-14
    surgical forceps Aesculap BD 557
    Decellularisation
    Respirator Resmed 14.24.11.0004 SmartAIR ST
    Perfusion Device Charite, medical engineering laboratory custome-made device decellularisation device
    peristaltic pump ismatec reglo ICC IDEX ISM4408  4-channel
    heidelberger extension 75 cm  Fresenius Kabi 2873 75 cm
    MS/CA pump-segment IDEX IS 3510  MS/CA/click'n'go/POM-C
    CA 2-stopper tube Pharmed BPT NSF-51
    bubble trap  custome-made item
    Luer Lock hose connector Neolab No. 02-1887
    Detergents
    SDS pellets Carl Roth  CN30.4  2.5 kg
    Triton X-100 Carl Roth  3051.1  10 L
    PBS  Gibco 14190-094 DPBS
    staining
    Eosin 1% Morphisto 10177
    Mayer hematoxylin AppliChem A4840
    gomori staining Morphisto 11104
    AlcainBlue-PAS staining Morphisto 11388
    Direct Red 80  Sigma Aldrich 365548

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
    2. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
    3. Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. (2013).
    4. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
    5. Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
    6. Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
    7. Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
    8. Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
    9. Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
    10. De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
    11. Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
    12. Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. (2012).
    13. Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
    14. Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. (2014).
    15. Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. (2014).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics