Prosedyre for Decellularization av Rotte Livers i en oscillerende trykk Perfusjons Device

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Hillebrandt, K., Polenz, D., Butter, A., Tang, P., Reutzel-Selke, A., Andreou, A., Napierala, H., Raschzok, N., Pratschke, J., Sauer, I. M., Struecker, B. Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device. J. Vis. Exp. (102), e53029, doi:10.3791/53029 (2015).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Decellularization og recellularization kan aktivere generasjon av funksjonelle, trans organer in vitro 1. Ved å fjerne celler og antigen-materiale (f.eks., DNA, a-Gal epitoper) fra et organ, kan oppnås den ikke- eller mindre immunogent ekstracellulære matriks (ECM). Denne matrisen bevarer den tredimensjonale mikroanatomi av et organ og kan tjene som en ideell BioMatrix for repopulation med celler fra en annen, eventuelt xenogent opprinnelse 2. Dermed kunne en decellularized rottelever matrise bli repopulated med humane leverceller. Dette humanisert mikro leveren kan tjene som en ex vivo modell for forskning på sykdommer (f.eks., Medfødte metabolske sykdommer, virussykdommer eller malignitet) eller for preklinisk farmasøytisk testing tre.

Flere forskjellige protokoller for rottelever perfusjon decellularization har allerede blitt publisert 4-13. I alle protokoller, decellulariseringen ble oppnådd ved perfusjon av alkaliske ioniske eller ikke-ioniske detergenter via portalvenen kanylert. Så langt vi kjenner til, var vi den første gruppen til å rapportere rottelever decellularization ved selektiv perfusjon via portvenen og / eller rotteleverpulsåren 14. Aktivering av den selektive perfusjon av de forskjellige vaskulære system i leveren kan muliggjøre bedre decellularization resultater, og dessuten kan spille en viktig rolle i cellulær repopulation.

I studien beskrevet her, ble lever perfusert i en skreddersydd proprietær perfusjon enhet, slik perfusjon henhold oscillerende trykkforhold. Disse trykkforhold ligne den fysiologiske luftavhengige perfusjon av leveren: in situ, henger leveren under copula av mellomgulvet, som bevegelse under respirasjon har en direkte innvirkning på leveren perfusjon. Inspirasjon spesielt fører til senkning av membranen og klemme i leveren, noe som optimalisererhepato-venøs utstrømning, mens utløpet fører til heving av leveren og senking av intraabdominal trykk for å optimalisere portal-vene tilsig 15.

Vårt mål var å vurdere om oscillerende trykkforhold har en innvirkning på den loddrottelever perfusjon decellularization ved å etterligne intraabdominal forhold ex vivo. Homogeniteten av den decellularization prosessen kan være en undervurdert faktor i perfusjon decellularization. Alle kjente midler som brukes for leveren decellularization forårsake endringer i ECM. Celler i dårlig perfuserte områdene forblir innenfor ECM, mens andre områder er allerede helt decellularized. For å løse opp de resterende celler, må perfusjon varighet eller trykk heves, forårsaker flere endringer til de godt perfuserte områder. Derfor bør vaskemidler for decellularization fordeles homogent i orgelet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Dyr ble holdt ved anlegget for Experimental Medicine (FEM, Charité, Berlin, Tyskland), og alle eksperimentelle protokoller ble gjennomgått og godkjent av State Office Helse- og lokale forhold (LAGeSo, Berlin, Tyskland, Reg. Nr O 0365 / 11).

1. Liver Høsting

  1. Pre-kirurgisk Forberedelse
    1. Bruk en kork plate for fiksering. Sett en medisinsk drapere på tallerkenen. Ved hjelp av fire nåler, fikse en inhalasjon maske på korken plate for intraoperativ innånding narkose.
  2. Prearrangement av Portal venekanyle
    1. Koble en perifer venekateter (G 20) til en treveis stoppekran. Den venekateter skal kuttes på skrå, med en lengde på ca. 1,5 cm.
    2. De-luft systemet ved hjelp av en 10 ml sprøyte fylt med Ringer løsning. Det er svært viktig å nøye de-luft fordi gassemboli kan negativt påvirke perfusjon decellularization.
  3. Prearrangementav arteriell kanyle
    1. Bruk en sommerfugl kanyle og kutte nålen til en lengde på 5 mm. Monter en 5 cm tube (ID 0,58 mm; OD 0,96 mm) til 5 mm nål og fikse det med superlim. Sett inn en 2 cm lange rør (ID 0,28 mm; OD 0,61 mm) i større rør og fikse det med superlim.
    2. Slip annen slangen over denne konstruksjonen som en støtte og fikse det med superlim. De-luft arteriell kanyle med en 5 ml sprøyte fylt med Ringer løsning.
  4. Anestesi og analgesi
    1. Fremkall narkose av rotte i anestesiinduksjonskammeret ved 3,5% isofluran i oksygen med en strømningshastighet på 1,5 l / min.
    2. For å oppnå sikker analgesi under operasjonen, injisere metamizol (100 mg / kg kroppsvekt) og lav-dose ketamin / medetomidin (10 mg / 0,1 mg pr kg kroppsvekt) intraperitonealt.
    3. Forsyne 1,5% isofluran i en L / min oksygen via inhalasjon maske for påfølgende vedlikehold av kirurgisk anestesi.
  5. Preoperative Ordninger <ol>
  6. Barbere magen rikelig med en elektrisk hagesaks. Fukt barbert innsnitt området på magen med 70% etanol for desinfeksjon.
  7. Plasser dyret i liggende stilling på forberedt plate, setter du hodet inn i innånding maske og fikse lemmer med medisinsk tape og pins. Fjern overflødig etanol og pels med en kompress kompress.
  • Anestesi Assessment
    1. Vurdere anestesi dybde ved å se på lufthastighet. Når bedøvelsen virker dypt nok (40-60 pust / min), sjekk om analgesi er tilstrekkelig ved å prøve å utløse tå klype refleks bruker kirurgisk pinsett til å klemme huden mellom tærne på begge baklemmene.
  • Abdominal Approach
    1. Foreta en median snitt i hale bukveggen over blæren. Klipp fra dette punktet til begge sidekyst buer i en V-formet måte. Pass på å ikke skjære i membranen. Trekk kutte bukveggen over brystet. Fest xiphoid med en Holt klemme, dra den kranialt og fikse det med en gummistrikk. Bruk våte bomullspinner å evakuere tarmen. Pakk tarmen i en våt gasbind bandasje. Videre dekker alle mage marginer med våte bandasjer.
  • Liver Forberedelse
    1. Dissekere falciform ligament. Bruk en våt gasbind bandasje for å holde de mediale og venstre lever fliker kranialt under kuppelen av mellomgulvet. Utsett hepatoduodenal ligament og øvre omental leveren lobe.
    2. Bruk to microforceps og våren saks til å nøye dissekere ligament festet til den øvre omental lapp til lapp er mobile. Flytt lobe hjelp våte bomullspinner under gasbind komprimere, holder de mediale og venstre fliker på plass.
    3. Etter mobilisering av øvre omental leveren lobe, flytte magen til venstre. Fest magen med en klemme og dissekere mindre omentum med microforceps og våren saks.
    4. Mobilisere den nedre omental leverlapp inntil den er mobil og deretter bevege lobe tilbake i hulrommet. Bruk en Backhaus klemme for å holde tolvfingertarmen. Flytt tolvfingertarmen til venstre for å strekke og eksponere hepatoduodenal ligament. Omskrive den felles gallegang i strukket hepatoduodenal ligament.
    5. Dissekere gallegang fra fettvev og bukspyttkjertelen vev. Kutt gallegang 1,5 cm fra gallegang delinger. Dissekere portvenen fra omkringliggende fettvev. Utsett gastroduodenalt blodåre.
    6. Ligate den gastroduodenalt vene to ganger med silke 6-0 og dele venen mellom de to ligaturer. Dissekere cøliaki stammen og felles leverpulsåren fra omkringliggende vev til alle arteriell Rami er avslørt.
    7. Frigjøre gastroduodenal arterien fra det omgivende vev. Knyt gastroduodenalt arterie to ganger med silke 6-0, med båndene fjernt fra hverandre. Dissekere gastroduodenalt pulsåren mellom de to ligaturer.
    8. Frigjøre splenic arteriefra omkringliggende vev. Knyt splenic arterie to ganger med silke 6-0, med båndene fjernt fra hverandre. Dissekere splenic pulsåren mellom de to ligaturer.
    9. Frigjøre venstre mage arterie fra omkringliggende vev. Knyt igjen gastric arterie to ganger med silke 6-0, med båndene fjernt fra hverandre. Dissekere pulsåren mellom de to ligaturer.
    10. Omskrive mindreverdig cava vene mellom høyre nyre og høyre sideleverlapp. Dissekere venen fra retroperitonealrommet. Utsett aorta ved å følge cøliaki stammen.
    11. Dissekere retroperitoneal fettvev. Injisere 1000 IE heparin i 1 ml saltvann inn inferior vena cava. Trekk kanylen og lukke såret med en bomullsdott. Vent i 1-2 minutter for den systemiske virkningen av heparin.
    12. Omskrive aorta med pinsett. Dissekere aorta og exsanguinate rotte. Videre dissekere vena cava inferior distalt fra nyrene.
  • Portal Venøs Kanylering (Bruk kanylen utarbeidet i avsnitt 1.2)
    1. Lag en fisk-munn snitt i distal portvenen. Åpne snittet med pinsett og cannulate portvenen. Skyll leveren med 20 ml Ringer løsning inntil leveren decolorizes og fikse kanylen med ligaturer (silke 6-0).
  • Arteriell Kanylering (Bruk kanylen utarbeidet i avsnitt 1.3)
    1. Dissekere aorta over cøliaki stammen. Frigjøre aorta segment fra retroperitonealrommet. Kutt aorta segment i lengderetningen for å generere en aortic patch. Sett selvbygde kanyle inn i en statisk holderen.
    2. Bruk to pinsett til å skli aorta lappen over kanylen. Ligate leverpulsåren med silke 6-0 over kanylen og fikse patch på distansen.
  • Liver Forklaring
    1. Åpne membranen, lage en sirkulær snitt og dissekere leveren fra de omkringliggende strukturer.
  • Lagring
    1. StoRe leveren i en steril 500 ml tank fylt med 350 ml Ringer-løsning inntil bruk.
  • 2. Vaskemiddel Solutions

    1. 10% Triton X-100 stamløsning
      1. Fyll en 1000 ml flaske med 900 ml aqua dest. og tilsett 100 ml Triton X-100 (99,9%). Bruk en rører for å oppløse Triton X-100. Fyll flasken med aqua dest. inntil et totalvolum på 1000 ml er nådd.
    2. 1% Triton X-100
      1. Legg 100 ml av stamløsningen (10%) til en 1000 ml flaske. Legg 900 ml aqua dest. og rist flasken to ganger. Filtrer den 1% Triton X-100-løsning gjennom et sterilt filter.
    3. 10% SDS lagerløsning
      1. Fyll en 1000 ml flaske med 900 ml aqua dest. og legge til 66,99 g SDS (99,9%, tetthet 0,67). Bruk en rører for å oppløse SDS. Fyll flasken med aqua dest. inntil et totalvolum på 1000 ml er nådd.
    4. 1% SDS
      1. Legg 100 ml av stamløsningen (10%) til en 1000 ml bottle. Legg 900 ml aqua dest. og rist flasken to ganger. Filtrer den 1% SDS-løsning gjennom et sterilt filter.

    3. Decellularization

    1. Oppsett av Perfusjons Device Figur 1

    Figur 1:. Scheme av Perfusjons Enhet for selektiv arteriell og portvene Perfusjons of Fire Rotte Livers henhold Oscillerende trykkforhold (. Endret fra Struecker et al 14)

    1. Link avløpet til en tre-veis stoppekran og en Heidelberger utvidelse for å regulere nivået og fyll reaktoren med 500 ml 0,9% NaCl.
      Figur 2

    Fig. 2: Skjema av perfusjonen set-Link perfusjon kammeret (1400 cm3) (1) til den distale ende (4) av boblefelle (5) via portvenetilgang (2), eller via det arterielle acsess (3). Den boblefelle (5) må være utstyrt med en sperring (4) ved den distale ende, og en ventil (6). Koble boblen trap (5) til en Heidel forlengelse (7). Knytte Heidelberger utvidelse av pumpesegmentet (8). Videre koble pumpen segment (8) til et annet Heidel forlengelse (9). Stikk siste Heidel forlengelse (9) inn i flasken av vaskeløsning (10). Koble respirator (11) til perfusjon kammer (eller til trykkfordeleren i tilfelle av flere perfusjoner). Å drenere reaktor væsker, koble strøm til avfallsflasken (12).

    1. Sett pumpesegmentet inn i pumpen. Start pumpen for å fylle syklus med PBS, lukker den distale ende av boblefelle og åpne ventilen. Når bunnen av boblen er godt dekket med PBS (2-3 cm), lukker ventilen og åpne den distale ende av boblefelle.
    2. Liver Installasjon
      1. Knytte treveis stoppekran av portvenen kanylen til den relaterte reaktoren tilgang. Connect arteriell kanyle til arteriell tilgang. Vær nøye med å sikre at det ikke kommer luft inn i systemene.
    3. Bruk av Oscillerende trykkforhold
      1. Bruk pusteapparat med en frekvens på 15 bpm og en amplitude på 26 mbar (min. 4 mbar, maks. 30 mbar). Koble respirator til trykkfordelingskammeret og forbinde kammeret til reaktoren. Starte trykk søknad.
    4. Decellularization Protocol
      1. Utfør trinnene perfusjon med en strømningshastighet på 5 ml / min. Start decellularization med perfusjon av leveren med 1% Triton X-100 i 90 min. Tillat avfall effluence via utløpet av perfusjon enhet for å holde væskenivået inne i perfusjon kammeret konstant og over perfusert leveren. Etter 90 min, endre vaskemiddel til 1% SDS.
        Figur 3
        Tabell 1
    <p> Figur 3: Perfusjons Protokoll for Alle eksperimentelle grupper.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Representative Results

    Homogeniteten og således effektiviteten av forskjellige decellularization protokoller ble evaluert ved makroskopisk observasjon, histologisk analyse, og analyse av det gjenværende DNA-innhold innenfor decellularized lever matriser. Videre ble korrosjon støping utført for å visualisere den intakte mikroanatomi av leveren etter decellularization.

    Macroscopy

    Under decellularization, lever blir Lucent, indikerer fjerning av celleinnholdet. Livers perfuserte via portvenen viste inhomogene oppklaring (og dermed decellularization), med makroskopisk synlige gjenværende celler under og etter decellularization (hvite piler). Livers perfuserte via leverpulsåren viste en mer homogen decellularization kurs og ingen synlige gjenværende cellene. Hvis lever var perfusert med anvendelse av oscillerende trykkforhold, ingen gjenværende celler var synlige, uavhengig av perfusjon rute.

    Figur 4
    Figur 4: Makroskopiske Resultater av Rat Liver Decellularization uten Oscillerende trykkforhold. Venstre: Rat leveren decellularized via leverpulsåren. Leveren vises Lucent, uten makroskopisk synlige gjenværende cellene. Høyre: Liver perfusert via portvenen. Leveren vises inhomogeneously decellularized, med makroskopisk synlige celler

    Figur 5
    Figur 5: Makroskopiske resultatene fra rottelever i henhold til decellularization oscillerende trykkforhold. Venstre: Rat leveren decellularized via leverpulsåren. Høyre: Liver perfusert via portvenen. Begge lever vises Lucent, uten synlige gjenværende cellene.

    Histologisk Evaluering

    Histologisk evaluering av decellularized lever matriser supported de makroskopiske funn. Lever perfuserte via leverarterien viste ingen gjenværende celler, uavhengig av om de ble perfusert i henhold oscillerende trykkforhold. Lever perfuserte via portalvenen viste soner av de resterende celler, selv om de ble perfusert med anvendelse av oscillerende trykkforhold. Imidlertid reduserte anvendelse av oscillerende trykkforhold gjenværende cellemassen i lever perfuserte via portalvenen. ECM av leveren ble konservert, uten synlige forskjeller på tvers av alle anvendte protokoller.

    Figur 6

    Figur 6: H / E Farging av Decellularized Lever matriser. AP: Decellularized leveren matrise perfusert via leverpulsåren uten oscillerende trykkforhold. A + P: Decellularized leveren matrise perfusert via leverpulsåren etter oscillerende trykkforhold. PA-P: Decellularized leveren matrix perfundert via portvenen uten oscillerende trykkforhold. PA + P: Decellularized leveren matrise perfusert via portvenen etter oscillerende trykkforhold. Piler: Gjenværende celleclustere.

    DNA innhold

    DNA-innhold per tørrvekt av leveren matrise redusert i alle eksperimentelle grupper sammenlignet med det i innfødte lever, selv om forskjellene var bare statistisk signifikant i gruppene perfuserte henhold oscillerende trykkforhold (PV + P, A + P). Det laveste beløpet av DNA per tørrvekt ble funnet i lever perfuserte via leverpulsåren etter oscillerende trykkforhold.

    Figur 7

    Figur 7: DNA Content Per tørrvekt av Liver Matrix (modifisert fra Struecker 14 mfl.). Livers decellularized via leverpulsåren vis mindre gjenværende DNA enn de perfused via portvenen gjøre. Livers perfuserte henhold oscillerende trykkforhold vise mindre gjenstår DNA enn de decellularized uten disse betingelsene gjøre. Dermed lever perfuserte via leverpulsåren etter oscillerende trykkforhold viser minst værende DNA innhold.

    Korrosjon Casting

    Korrosjon støping av decellularized lever matriser bekreftet at mikroanatomi av leveren (inkludert protein rammen av portvenesystemet, arteriesystemet og galle systemet) er bevart under decellularization.

    Figur 8
    Figur 8: Fotografi av en Korrosjon Støping av et Decellularized Rat Liver Matrix (modifisert fra Struecker 14 mfl.). Til tross for fjerning av alle celler, mikroanatomi av orgelet, inkludert portvenen (blå) og arterielle (rød) systemer, er konservert. Den remaining viktigste grener av galle systemet er støpt i gult.

    Tabell 1
    Tabell 1: Eksperimentelle grupper for å vurdere effekten av Oscillerende trykkforhold og Perfusjons rute på Rat Liver Decellularization.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Discussion

    Selv om present teknikk for rottelever høsting og decellularization er lett reproduserbar, det er visse viktige skritt for å vurdere:

    Under forberedelse for lever høsting, er det viktig å unngå alvorlige blødninger, fordi det vil aktivere blodkoagulasjon og kan føre til blodproppdannelse i leveren. Etter vår mening er det en fordel å innsnittet abdominal aorta rett før kanylering av portalen blodåre for å unngå blod tilsig via leverpulsåren under perfusjon via portvenen. Når leveren er kanylert og tydelig perfundert, er blodproppdannelse ikke lenger et problem.

    Etter leveren høsting og transport til perfusjon enhet, er tilkobling av lever til perfusjon enheten et spesielt kritisk skritt fordi oppføring av gassbobler i perfusjonslinjen sirkelen må unngås for å hindre at gass emboli. Det er nyttig å forfyll den tre-veis ventil, som jegs koblet til leveren kanyle med PBS ved anvendelse av en sprøyte og en tynn kanyle direkte før tilkobling av ventilen til perfusjonssystemet.

    Etter perfusjon er etablert, om alle rør kontakter, treveis ventiler og rør er perfekt forbundet bør testes på nytt. Hvis Lever perfuseres for lengre varigheter (f.eks., O / N), kan selv en liten feil i forbindelse fører til luft å suges inn i perfusjon systemet, og dermed fører til perfusjon fatale resultater.

    De presenterte data er begrenset av det faktum at det optimale trykket og frekvensen av oscillerende trykkendringer for de beste resultatene decellularization uklare. Videre kan trykkstyrt perfusjon føre til bedre og mer stabile resultater enn strømningsstyrt perfusjon gjør. Trykkstyrte perfusjon muliggjør anvendelsen av en perfusjon protokoll til leveren hos forskjellige størrelser og vekter, med det samme resultat, fordi strømmen vil automatisk be tilrettelagt.

    Leverpulsåren og portvenen er vesentlig forskjellige i størrelse og fysiologiske strømningsrater. Således vil et konstant perfusjonshastighet (5 ml / min) sikkert resultere i forskjellige perfusjon trykkene i to vaskulære systemer. Tilsvarende vil et konstant perfusjonstrykk resultere i forskjellige perfusjon priser. En metode for å sammenligne decellularization effekt via de to perfusjon ruter ville være å utføre perfusjon ved fysiologiske perfusjon trykk eller perfusjon priser via begge rutene. Men for å gjøre resultatene sammenlignbare i denne studien, valgte vi en konstant perfusjonshastighet for begge rutene. Dessverre bruker vår enhet, var vi ikke i stand til å måle perfusjonstrykket innen perfuserte lever.

    Våre neste generasjons perfusjon enheter vil være mindre for å minimere mengden av perfusjon media nødvendig. Videre vil gjøre det mulig pumpeanordninger trykkstyrt perfusjon.

    The presenteres teknikk synes meget nyttig for reproduserbar, homogen rottelever decellularization. Hvorvidt presenteres teknikken er egnet for recellularization og organ modning in vitro har til å bli ytterligere behandlet. Enten oscillerende trykkforhold har en innvirkning på repopulated cellene vil bli gjenstand for videre eksperimenter.

    Den presenterte teknikken er mer avansert enn andre rottelever perfusjon enheter, og viser flere klare fordeler: 1) Den homogene decellularization er reproduserbare, med gode resultater når de oscillerende trykkbetingelser som anvendes. 2) Den perfusjon enheten forsegles og muliggjør steril decellularization, noe som er en forutsetning for matrise repopulation og langsiktig perfusjon. 3) Den presenterte protokollen er kortere enn andre publiserte protokoller, men er likevel meget effektiv. 4) Selektiv perfusjon av portvenen og leverpulsåren gjengir selektiv celle repopulation via ulike systemer mulig,som kan være et viktig verktøy.

    Perfusjon enheten vil bli brukt i videre decellularization eksperimenter for å avgrense og optimalisere rottelever decellularization. Virkningen av trykkstyrt perfusjon vil bli eksperimentelt evaluert og sammenlignet med strømningsstyrt perfusjon. Tillegg av ytterligere elementer (f.eks., En "dialyseenhet", en varmeveksler, en oxygenator) vises for repopulation, kultur og modnings eksperimenter mulig og rimelig å videreutvikle presenteres enheten.

    Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Self built arterial cannula
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/100 0.28 mm ID 0.61 mm OD
     Portex Non Sterile Polyethene Tubing SIMS Portex REF 800/110/200 0.58 mm ID 0.96 mm OD
    Venodrop Safe butterfly catheter Fresenius Kabi 3275851 21 G
    portal vein cannula
    Periphereal Venous Catheter BD 393224 BD Venflon Pro 20G
    Three-way stopcock smiths medical 888-101RE
    surgery
    Cotton Sticks Hecht-Assistent 4302
    Cotton Pads  Shaoxing Zhengde Surgical dressing 13H118-03
    Gauze Bandage Hubei Haige  Medical Instruments 14388
     Ringer Solution Fresenius Kabi 13 HKP022 1000 ml
    10 ml Syringe Braun 4606108V 10 ml/ Luer Solo
    5 ml Syringe Braun 4606061V 5 ml /Luer Solo
    Suture (Silk 6/0) Resorba H1F LOT 105001.81
    medical drape Shaoxing Zhengde Surgical dressing D0613011
    surgical instruments
    needle holder Geuder 17570
    micro-forceps Inox-Electronic 91150-20
    micro-scissors Martin 11-740-11
    micro-forceps S&T  112314
    Clamp Aesculap BH111R
    scissors F S T  14501-14
    surgical forceps Aesculap BD 557
    Decellularisation
    Respirator Resmed 14.24.11.0004 SmartAIR ST
    Perfusion Device Charite, medical engineering laboratory custome-made device decellularisation device
    peristaltic pump ismatec reglo ICC IDEX ISM4408  4-channel
    heidelberger extension 75 cm  Fresenius Kabi 2873 75 cm
    MS/CA pump-segment IDEX IS 3510  MS/CA/click'n'go/POM-C
    CA 2-stopper tube Pharmed BPT NSF-51
    bubble trap  custome-made item
    Luer Lock hose connector Neolab No. 02-1887
    Detergents
    SDS pellets Carl Roth  CN30.4  2.5 kg
    Triton X-100 Carl Roth  3051.1  10 L
    PBS  Gibco 14190-094 DPBS
    staining
    Eosin 1% Morphisto 10177
    Mayer hematoxylin AppliChem A4840
    gomori staining Morphisto 11104
    AlcainBlue-PAS staining Morphisto 11388
    Direct Red 80  Sigma Aldrich 365548

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

    1. Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. Liver support strategies: cutting-edge technologies. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).
    2. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).
    3. Wang, X., et al. Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors. J Biomed Mater Res A. (2013).
    4. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med. 16, 814-820 (2010).
    5. Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6, 134-136 (2010).
    6. Bao, J., et al. Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats. Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).
    7. Baptista, P. M., et al. The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid. Hepatology. 53, 604-617 (2011).
    8. Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand. J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).
    9. Soto-Gutierrez, A., et al. A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement. Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).
    10. De Kock, J., et al. Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool. Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).
    11. Park, K. M., Woo, H. M. Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats. Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).
    12. Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng. (2012).
    13. Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver Int. 33, 448-458 (2013).
    14. Struecker, B., et al. Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions. J Tissue Eng Regen Med. (2014).
    15. Struecker, B., et al. Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process. Tissue engineering. Part C, Methods. (2014).

    Comments

    0 Comments


      Post a Question / Comment / Request

      You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

      Usage Statistics