En generell metode for å evaluere dyp hjernestimulering Påvirkning av Intravenøs Metamfetamin Self-Administration

Behavior
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Batra, V., Guerin, G. F., Goeders, N. E., Wilden, J. A. A General Method for Evaluating Deep Brain Stimulation Effects on Intravenous Methamphetamine Self-Administration. J. Vis. Exp. (107), e53266, doi:10.3791/53266 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Metamfetamin er en psykostimulerende som produserer en intens og langvarig eufori på grunn av en akutt økning i synaptiske monoamines, spesielt dopamin. Metamfetamin avhengighet er en epidemi helseproblem med anslagsvis 25 til 34 millioner brukere globalt og ingen dokumentert behandling 1,2. Det er et stort behov for å utvikle nye terapeutiske strategier for metamfetamin avhengighet. Dyp hjernestimulering (DBS) er et nevrokirurgisk prosedyre som bruker en hjerne "pacemaker" for å normalisere nedbrytende nevronale avfyring mønstre som forekommer i visse sykdommer, inkludert Parkinsons sykdom, dystoni, og essensiell tremor 3. Siste menneskelige kasuistikker tyder på at DBS kan også være en effektiv behandling for alkohol- og narkotikaavhengighet, men preklinisk bevis om psykostimulerende (f.eks., Kokain, metamfetamin) er begrenset 4-8.

Kontinuerlig dyp hjernestimulering, som det er currently praktisert, krever eksepsjonell samarbeid fra pasienten og hans / hennes familie. Nitid sårbehandling og personlig hygiene er nødvendig for å beskytte den underliggende pacemaker hardware, som er utsatt for smitte selv hos pasienter som ikke bruker intravenøse medikamenter med resulterende bakteriemi. Regelmessig oppfølging av DBS enheten er også nødvendig gitt åpen sløyfe utformingen av systemet; erfarne leger endre innstillingene for moderne DBS å redusere målet symptomer under rutine klinikk avtaler 3. Denne behandlingen paradigme vil være begrenset i kokain og metamfetamin brukere på grunn av sine utfordrende psykososiale situasjoner. Flere gnagere har etterlignet dette upraktisk paradigmet ved å undersøke DBS effekter når behandlingen er levert kontinuerlig under kokain selvadministreringsprosedyrer i narkotikabruk miljø 9-11.

Non-invasiv usammenhengende teknikker som ikke krever iboende hardware, som transcranialmagnetisk stimulering (TMS), kan være et bedre alternativ for behandling av rusmiddelproblemer 12. TMS er levert non-invasiv bruker en ekstern headcoil å generere elektrisk felt i en bestemt hjerne mål under daglig, gjentatte behandlinger. Den senere tids bruk av H spiral eller "dype" TMS tillater dypere strukturer i hjernen for å bli stimulert, i tillegg til kortikale områder, utvide dens potensielle bruk 13,14. Begge behandlingsformer leveres diskontinuerlig under en rekke sesjoner i et annet miljø enn det primære narkotikabruk, og har vist lovende i både menneskelige og gnager prøvelser for narkotikaavhengighet 13,15-17. Vinduet for å behandle metamfetamin avhengige pasienter vil trolig være i perioder med nøkternhet som domstol-mandat rehabilitering, ikke under gate binges når de kan oppleve voldelig eller uberegnelig oppførsel 18. Som sådan, er formålet med denne artikkelen å beskrive levering av elektrostimulering som er temporærtog romlig atskilt fra den medikamentbruk miljø, som nærmere er tilnærmet lik det som er mulig i mennesker, for behandling av IV metamfetamin avhengighet.

Protocol

Alle prosedyrer er godkjent av LSUHSC Institutional Animal Care og bruk komité og ble utført i samsvar med NIH "Prinsipper for forsøksdyr omsorg."

1. gnager Akklimatisering og mat begrensning

  1. Bruk voksne Wistar-rotter, som er 3 måneder gamle ved starten av forsøket. Hus rotter enkeltvis i bur utstyrt med en laminær enhet og luftfilter i en temperatur- og fuktighetskontrollerte, AAALAC-akkreditert dyr omsorg anlegget på en reversert 12-timers lys / mørke syklus (lysene av på 0600 timer).
  2. Gi vann og standard gnagerfor fritt til kroppsvekt er ca 380-400 g. Deretter ble næringsmiddel begrenser rotter og opprettholde på 85 til 90% av deres frie fore kroppsvekt i løpet av den eksperimentelle sesjoner for å lette anskaffelse og vedlikehold av respons på metamfetamin.
  3. Håndtak gnagere i hjemmet buret rommet daglig fra ankomst gjennom hele forsøksøkter for å ta kroppsvekt og justere daglige mat tildeling.
  4. Når målet vekter er oppnådd, forberede seg til kirurgisk implantat hver rotte med en kronisk inneliggende vena kateteret og intrakranielle stimulerende elektroder.

2. jugularvenen Kateterisering

  1. Kateter Forberedelse
    1. Tilbered en 13 cm lengde av silastinrør med en indre diameter på 0,012 x 0,025 ", skaper et silikon ball 4 cm fra den ene enden av slangen ved hjelp av ekstra silikonslanger og elektrokirurgi, og la det lufttørke.
    2. Dypp den andre enden av slangen i en limonen-basert løsningsmiddel avledet fra sitrus i noen minutter og tillater å ekspandere. Koble ekspanderte rør til en rustfri stål guide kanyle bøyd i rett vinkel.
    3. Forankre den bøyde basis av rustfritt stål guiden kanyle til en en "firkant av biokompatibelt mesh ved hjelp av dental akrylsement.
    4. Skyll kateteret inne og ute med etanol og destillert water. Injiser luft gjennom røret for å fjerne gjenværende væskedråper. La det tørke O / N.
  2. Steril teknikk
    1. Utføre alle operasjoner i et dedikert dyr kirurgisk suite ved bruk av aseptisk kirurgiske teknikker. Sterilisere instrumenter og implantater under anvendelse av en autoklav, og fremstille et sterilt område ved å plassere vannfast papir på OR bordet er dekket med et sterilt håndkle (s).
    2. Bruk sterile hansker og holde alle instrumenter, implantater og kirurgisk gasbind på sterilt område under prosedyren. Tørk av hvert instrument med en spritserviett fulgt av 20 sek i en perle sterilisator mellom prosedyrer når flere operasjoner utføres.
  3. Anestesi
    1. Forbehandle rotter med atropin (sulfat) (0,04 mg / kg, sq), fulgt av pentobarbital (20 - 50 mg / kg, ip) for å oppnå anestesi.
    2. Injisere dyr med steril penicillin G prokain suspensjon (75.000 enheter, im) og et smertestillende middel (carprofen 5 - 10 mg / kg, sc eller markedetoprofen, 2 - til 5 mg / kg sc) umiddelbart før det kirurgiske inngrepet redusere infeksjoner og perioperativ smerte, henholdsvis.
    3. Sjekk for tilstrekkelig anestesi ved å levere en moderat tå klype til dyret, og hvis det ikke kommer noe, så fortsette. Påfør øye smøremiddel til begge øynene.
  4. Kirurgisk klargjøring
    1. Barbere en 2 x 2 cm rygg patch på rotte tilbake bare posterior til en linje som forbinder skulderbladene. Barbere en 1 x 1 cm ventral lapp i riktig nakkeregionen mellom kjevebeinet og brystbenet.
    2. Tørk av barbert områder med alkohol pads fulgt av Betadine løsning. Plasser rotte på et sterilt håndkle og la betadine tørke før du fortsetter.
  5. Kateter Implantasjon
    1. Lag et snitt parallell til en linje som forbinder skulderbladene i midscapular regionen på baksiden ved hjelp av en 10-blad kniv. Bruk en hemostat å skille skinnet fra det underliggende bindevev å opprette en plan formesh kateter basen. Skyll området med sterilt saltvann og dekk med sterilt gasbind før du slår rotta på ryggen.
    2. Lag en diagonal snitt mellom høyre kjevebeinet og brystbenet ved hjelp av en 10-blad kniv. Bruk en hemostat å skille skinnet fra det underliggende bindevev å lokal vena jugularis. Merk: jugularvenen vises hvit / sølv og skinnende og er større hos hannrotter enn hos kvinner.
    3. Plasser en slikkepott under vene, knyt en 4-0 silke sutur forsiktig rundt toppen (proksimale del) av den eksponerte venen og skyv vene tilbake inn i halsen.
    4. Separer bindevev for å skape en overfladisk lomme under Inferolaterale halsen huden, men over muskelen. Presse en sterilisert trocar fra nakken snittet til midscapular snittet av tunnel tilbake bak armen og oppover. Kjør kateteret fra baksiden til halsen ved å sette inn en stiv guidekabel opp gjennom trokaren fra halsenden og inn i den distale kateteret. Trekkguidekabel tilbake gjennom til halsen snitt og den vedlagte distal kateter vil følge.
    5. Isolere høyre halsvenen over en slikkepott ved å trekke opp på tidligere plassert proksimale sutur. Bruk en ball saks for å lage en liten delvis kutt på oversiden av venen.
    6. Sett inn en buet pinsett inn i venen snitt til å åpne den opp. Holde tang fra hverandre, men i stedet, passerer kateterspissen i mellom tang tips og inn i venen ca 2 - 3 cm hvor det vil avslutte utenfor høyre forkammer.
    7. Fest kateteret ved å binde en 4-0 silke sutur rundt distal blodåre. Knytte de proksimale og distale suturer sammen i en "boks" knute for å legge til ekstra stabilitet.
    8. Skyll kateteret med heparinisert sterilt saltvann og trekke tilbake blod for å bekrefte vellykket implantasjon. Trim sting 1 - 2 mm over knutene og putt den gjenværende proksimale kateteret under halsen huden. lukke med en passende sutur / metode som du selv velger. Hvis ikke-absorbable sting eller stifter brukes, må de bli fjernet i 10-14 dager under narkose. Dekk såret med antibiotisk salve med en steril bomullstupp applikator.
    9. Forankre distal kateter / guide kanyle / mesh enheten til subkutan tilbake vev ved hjelp av absorberbare suturer på to av de motstående hjørnene av mesh basen. Lukk tilbake snitt rundt guiden kanylen ved hjelp avbrutt, ikke-invertert absorberbare suturer. Dekk såret med antibiotisk salve med en steril bomullstupp applikator.
  6. Postoperativ Care
    1. Skyll kateter med heparinisert 0,9% steril saltoppløsning ved bruk av en 3 ml sprøyte og plassere en obturator i førings kanylen for å hindre tilstopping.
    2. Skyll hver rotte kateter på daglig basis for å opprettholde åpenhet.
    3. Umiddelbart etter inngrepet, plasserer rotte i sitt hjem buret over en varmepute i kirurgisk suite og observere til bevissthet og spontan bevegelse retur.
    4. Returner utvinnes rotte til kolonien rommet og la fem til sju dager å passere før intrakraniell kirurgi. Vei, håndtak, og vurdere deres generelle tilstand daglig, inkludert kontroll for infeksjon og evaluering av dyr atferd, utseende og aktivitetsnivå.
    5. Konsultere Animal Resources veterinær hvis det oppstår problemer og følge alle anbefalte behandlingsregimer. Injisere dyrene med et smertestillende middel (carprofen, 5 - 10 mg / kg, sc eller ketoprofen med 2 - 5 mg / kg, sc) for å behandle perioperativ smerte etter behov.

3. Intrakraniell elektrodeplassering

  1. Kirurgisk Forberedelse
    1. Utføre alle operasjoner under sterile forhold som beskrevet i punkt 2.2.
  2. Anestesi
    1. Plasserer dyret i et anestesikammer induksjon, og gir isoflurance gass-strømmen inn i kammeret ved 1000 - 2000 ml / min med fordamperen satt til 5%.
    2. Når dyret er tilbakelent, fjern fra kammeret ennd plassere i nesen membran på polstret stereodriftsplattform. Veksle gasstrøm fra kammer til nesekonusen og drives med gass fordamper innstilt på 2 - 3%.
    3. Juster vaporizer som nødvendig for å opprettholde stabile respirasjon og ingen respons på stimulering under operasjonen.
    4. Injisere rotte med sterilt penicillin G procain suspensjon (75.000 enheter, im) og et smertestillende middel (buprenorfin 0,05 til 0,5 mg / kg sc) umiddelbart før kirurgi for å redusere infeksjoner og perioperativ smerte, henholdsvis.
    5. Sjekk for tilstrekkelig anestesi ved å levere en moderat tå klype til dyret, og hvis det ikke kommer noe, så fortsette. Påfør øye smøremiddel til begge øynene.
  3. Kirurgisk klargjøring
    1. Barbere toppen av rotte hode og plasser rotte i øret barer å holde hodet i ro under prosedyren. Tørk det barberte området med alkohol pads fulgt av Betadine løsning. La betadine tørke før du fortsetter.
  4. Elektrode Implantasjon
    1. Ta tak i hodebunnen mellom og litt fremre til ørene med pinsett og bruke saks til å klippe over basen. Dette manuveur vil fjerne en 1,5 x 1 cm område av huden over midten av skallen.
    2. Bruk en 10-kniv for å lage en omkrets snitt gjennom pericranium ned til skallen og en buet pinsett til å skrape av og fjern pericranium. Skyll området med sterilt saltvann, DAB overflødig blod og saltvann med gasbind, og la skallen tørke helt så beinlandemerker, inkludert bregma, kan tydelig ses.
    3. For bilateral kirurgi, montere to bipolare platina-iridium elektroder, en hver elektrodeholder på hver side av den stereotaktiske driftsplattform inn. Flytt den første elektroden på plass ~ 1 mm over bregma og skrive ned de stereotaktiske koordinatene for anterior-posterior (AP) og medial-lateral (ML) posisjoner, som vil bli vist i det digitale displayet. IKKE faktisk touch elektrodespissen til skull fordi elektroden vil ikke lenger fungere. Gjenta denne fremgangsmåten for den andre elektroden.
    4. Beregner de endelige AP og ML-koordinater basert på målet strukturen av interesse. Flytt elektroden til denne stillingen med spissen rett over skallen for å få den første dorsoventral (DV) koordinere på det digitale displayet. Beregner de endelige DV dybde basert på målet strukturen av interesse.
      Merk: nucleus accumbens skallet ble rettet i dette eksempelet gitt sin kjente engasjement i narkotika-consummatory atferd 8 ved hjelp av følgende stereotactic koordinater i forhold til bregma:
      AP oppføring koordinere = [Digitally vises koordinere på bregma] + 1.6
      ML oppføring koordinat = [Digitally vises koordinere på bregma] ± 2,4 for høyre / venstre
      DV dybde = [Digitally vises koordinere på skallen overflaten på AP / ML entry] - 8.5
    5. Markere beregnet posisjon oppføring av hver elektrode på overflaten av hodet med en permanent marker. Ikke bump eller berøre elektroden tips under denne manøveren.
    6. Bruk en rund ball diamantbelagt Burr å bore et 1,4 mm hull i hvert merke. Vær forsiktig med å stupe gjennom skallen inn i intrakraniell hvelv med høy hastighet drill. Bruk en buet pinsett til å punktere dura når skallen er boret unna.
    7. Bruk en rund ball diamantbelagt Burr å bore 0,7 mm hull i ytterligere fire steder bak elektrode oppføringer for plassering av skallen skruer. Bruk en manuell skrutrekker til å plassere fire 0,8 (diameter) x 3,2 (lengde) mm rustfrie skruer inn i skallen, to på hver side av midtlinjen. Tett sikre disse skruene opp til omtrent halve lengden inn i skallen fordi de er den viktigste infrastrukturen som vil holde kranie hetten på plass for de kommende ukene og månedene.
    8. Sett forsiktig den første elektrode gjennom sin burrhole inn i hjernen til den beregnede DV dybde ved å manuelt vri på bryteren som styrer Z-koordinat forelektrodeholderen. Drei knotten med en hastighet omtrent lik en halv omdreining per sekund for å unngå unødig skade på tuppen av elektroden. Kontroller at elektrodespissen ikke berører benete kanten av burrhole når inn i hjernen.
    9. Sikre første elektrode bruker superlim lagvis over burrhole og de bakre skruene, etterfulgt av dental sement. Når denne konstruksjonen har tørket helt, fjern elektroden fra holderen. Gjenta innføring og sementering for den andre elektrode. Påfør dental sement helt opp til huden kanten, men ikke overlapper med huden fordi dette løsner kranie sement cap langsiktig.
  5. Postoperativ Care
    1. Plasser to støvhette over elektrode pidestaller for å hindre tilstopping.
    2. Umiddelbart etter inngrepet, plasserer rotte i sitt hjem buret over en varmepute i kirurgisk suite og observere til bevissthet og spontan bevegelse retur.
    3. Returnere den gjenopprettede rotte til the koloni rom og tillate fem dager for å passere før start av eksperimentet. Vei, håndtak, og vurdere rottenes allmenntilstand daglig, inkludert kontroll for infeksjon og evaluering av dyr atferd, utseende og aktivitetsnivå.
    4. Konsultere Animal Resources veterinær hvis det oppstår problemer og følge alle anbefalte behandlingsregimer. Injisere dyrene med et smertestillende middel (buprenorfin 0,05 til 1 mg / kg sc) for å behandle perioperativ smerte etter behov. Intrakranielle blødninger kan være mer utbredt med bruk av ikke-steroide smertestillende medikamenter (carprofen 5 - 10 mg / kg, sc eller ketoprofen 2 - 5 mg / kg, sc) så bruk buprenorfin perioperatively for intrakraniell kirurgi.

4. Operant Apparatus

  1. Bruk plast og rustfritt stål operant betinging kamre inne i lyd dempende kabinetter for å kjøre de atferdsmessige eksperimenter.
  2. Utstyre hvert kabinett med en avtrekksvifte for å levere ventilasjon og hvit noise å maskere fremmede lyder.
  3. Bruke en personlig datamaskin og en adferdsprogramvaregrensesnitt system for å programmere de prosedyrer og samle de eksperimentelle data.
  4. Generelt Set-Up
    1. Utstyre hver forsøks kammer med to respons-spaker som er montert på en vegg av kammeret med en stimulus lys plassert over hver spak. Utpeke en av spakene den "aktive" spaken slik at det resulterer i en programmert konsekvens når trykket.
    2. Programmere en stimulus lys plassert direkte over aktive respons spaken for å belyse under hver operant økt, noe som indikerer tilgjengeligheten av stoffet.
    3. Ha en respons på det aktive spaken resultat i en infusjon levering av metamfetamin (0,05 mg / kg / infusjon i 100 ul 0,9% NaCl) i løpet av 2,8 sek ledsaget av huset lyset på den motsatte veggen som skjer i 5 sek og stimulus lys som går OFF for en timeout 30-sek.
    4. Telle svar på den aktive spaken, men de bør ikke ha planlagt konsekonsekvenser i løpet av 30-sek timeout perioden. For ferdigstillelse, bør rekord svarene på inaktive spaken, men de har ingen planlagte konsekvenser.

5. Intravenøs (IV) Metamfetamin Self-Administration Prosedyre

  1. Generelle Forberedelser
    1. Last rotter i driftsavdelingene som raskt og rolig som mulig for å minimalisere atferds gjenstander. Fest en rustfri stålfjær bånd til føringskateteret på gnagere rygg og til en lekkasjesikker fluidsvivel opphengt over operant kammeret.
    2. Sikre integriteten av forbindelsen slangen fra svivelen til 20-ml sprøyte medikament i en motordrevet pumpe plassert på utsiden av lyden dempende kabinett. For å gjøre dette, skyv plast forbindelse slangen minst ¼ av en tomme på metall svivel tips og stoffet sprøyte nålespissen før det ikke vil gli av med moderat trekking. Counter-balansere svivel og line montering for å tillate relativt uhemmet movement av dyret.
    3. Gjennomføre operant økter på omtrent samme tid hver dag mandag til fredag.
  2. Oppkjøp
    1. For å lette raske oppkjøp av IV metamfetamin selvadministrering, kjøre rotter på daglige 6-timers økter for fire til fem påfølgende dager.
    2. Gjennomføre disse øktene på en fast ratio FR-1 + 30 sek tidsplan for reinforcementduring som rotter motta én infusjon av IV metamfetamin for hvert trykk på den aktive spaken etterfulgt av en 30 sek time-out (f.eks ingen kø eller belønne konsekvenser oppstå med å trykke av enten spak). Merk: Denne første langvarig og "lett" tilgang vil resultere i de fleste gnagere anskaffe betydelig narkotikabruk atferd i mindre enn eller lik en uke (figur 3).
  3. Vedlikehold
    1. Under den andre uken av trening, for å kjøre rotter på daglig to-timers økter mandag til fredag ​​å opprettholde og videreutvikle IV methamphetamine selvadministrering.
    2. Gjennomføre økter på en fast ratio FR-1 + 30 timeout sek tidsplan av armering.
    3. Dokument stabil, sterk respons når det totale antall av metamfetamin presentasjoner på tvers av hver sesjon varierer mindre enn 10% for tre påfølgende sesjoner (figur 4) og det kumulative antall infusjoner over den første 30-min er større enn den kumulative antall infusjoner under andre 30-min (figur 5). Merk: Dette kriteriet sikrer at rottene utvikle et medikament-lasting mønster i begynnelsen av økten som indikerer vanedannende oppførsel 19 og ikke bare tilfeldig bruk.
  4. Post-Session
    1. På slutten av hver økt, kobler bånd fra gnager rygg. Skyll kateteret med 0,1 ml 0,9% saltoppløsning som inneholder 800 IE streptokinase å forebygge blodpropp. Sett inn et tetningsmiddel i hver guide kanyle for å hindre tilstopping før du returnerer rats til hjemmet bur.
    2. Test åpenheten av katetere umiddelbart etter slutten av hver forsøkssesjon på onsdag i løpet av forsøket.
      1. Forbered en 3 cc sprøyte med en 22 G nål, inneholder hepariniseres bakteriostatisk saltvann for å teste kateter åpenhet. Feste den ene enden av en 4 til 6 tommers langt stykke av plastrør til nålen, og den andre enden til metallet etter av kateteret-kanylesammenstillingen på dyrets rygg.
      2. Sette mot 0,1 til 0,2 ml saltvann for å sikre en klar flyt og deretter trekke sprøytestempelet tilbake. Hvis kateteret er patent, bør det både flush lett og trekke tilbake blod som vil være synlig i slangen. Slipp stempelet og sette ytterligere 0,2 ml å skylle alt blodet tilbake gjennom kateteret.
      3. Hvis blodet ikke kan trekkes tilbake, og deretter fjerne tre cc sprøyte og slange fra metallet innlegg.
      4. Forbered en 1 cc sprøyte med en 22 G nål, som inneholder metoheksitalnatrium, en hurtigvirkendebedøvelse, for ytterligere å teste kateter åpenhet. Feste den ene enden av en 4 til 6 tommers langt stykke av plastrør til nålen, og den andre enden til metallet etter av kateteret-kanylesammenstillingen på dyrets rygg.
      5. Sette mot 1,5 mg og raskt fjerne en cc sprøyte og slange fra metallet innlegg på dyrets tilbake. Koble til 3 cc sprøyte fylt med heparinisert bakteriostatisk saltvann og sette mot 0,1 - 0,2 ml. Hvis dyret taper muskeltonus i løpet av 3 sekunder, og kateteret er patentet og funksjonell.
  5. Se Opplysning File "vanligste fallgruvene" for en fallgruver seksjon som tar for bivirkninger av metamfetamin, unnlatelse av å skaffe metamfetamin selvadministrasjon, og rotte utvinning vanskelighetsgrad.

6. hjernestimulering Apparatus

  1. Bruk 10 til 12 plexi-glass, bokser (12 x 18 x 18 tommer) (BxHxD) å kjøre DBS eksperimenter. Dekke hver boks på utsiden med stiv ugjennomsiktigpapir som dekker baksiden og sidene av boksen for å hindre rottene fra å vise eller i samspill med hverandre. La den klare frontpanelet avdekket slik at sensor kan se dyrene under stimulering økter.
  2. Dekker toppene av boksene med en semi-permeabel panel som hindrer rottene fra å unnslippe samtidig som luftstrømmen. Bruk av dette panel for å støtte de kommutatorer som er plassert over hver boks for å lette den elektriske forbindelse mellom den gnager hodehetten og stimuleringssystem.
  3. Bruk en stimulering system som kan levere konstant strøm til flere samtidige dyr for DBS eksperimenter. Bruke et system som består av en bruker programmerbar digital signalprosessor / kommunikasjonsgrensesnitt, en stimulator, en stimulator batteripakke, en kanal splitter boksen, og den medfølgende programvaren (Se Materialer Sheet).
  4. Bruk egendefinert lengde kabler for å koble stimulatorer kanalporter til overlegen elektronisk pidestall av hver commutateller. Merk: Lengde nødvendig vil avhenge av den enkelte laboratoriet. Disse kablene er ute av dyret området og behøver ikke å være dekket i rustfritt stål våren.
  5. Koble dårligere elektronisk pidestall av kommutatoren til den implanterte elektroden pidestall på gnager hode cap med 16-in-kabler dekket med rustfritt stål våren. Kontroller at kablene er lange nok til å tillate fri bevegelighet til alle områder av kabinettet uten betydelig spenning på hodet cap. Merk: En kabel som ender omtrent der hodet av rotte ville være når du står på alle fire beina er vanligvis tilstrekkelig.
  6. Hjernestimulering Programming
    1. Bruk en personlig datamaskin og programmering programvare for å programmere stimuleringsparametere (f.eks kurve, frekvens, pulsbredde, inter-stimulus forsinkelse, gjeldende amplitude) og samle de eksperimentelle data.
    2. Ved hjelp av en visuell programmeringsspråk, spesifisere hvilke funksjoner hver enhet skal utføre for å møte experimentale endepunkter og hvilke data vil bli lagret og / eller prosjektert for visning i sanntid. Kommandoene som kjører dette prosjektet er vist i figur 1.
    3. Spesifisere ønsket frekvens, pulsbredde og amplitude til den visuelle kontrollpanel (figur 2) før starten av forsøket. Typiske parametere for høyfrekvent stimulering hos rotter er lik de som anvendes i klinisk human dyp hjernestimulering: frekvens på 130 to180 Hz, pulsbredde på 60 til 90 millisekunder, og strømamplitude på 100 til 250 uA 4,8-10. Merk: En lavere strøm brukes i gnager på grunn av sin reduserte størrelse sammenliknet med primat.

7. dyp hjernestimulering Prosedyre

  1. For å laste rotter i boksene, feste rustfritt stål våren kabel fra kommutatoren til hver elektrode pidestall på hodet cap. Test impedansen til hver elektrode ved å kjøre 5 uA av strøm ved en frekvensfra 1000 Hz for 2 sek.
    1. Hvis impedansen er lik eller mindre enn 125 Kohm, og deretter fortsette med eksperimentet fordi elektroden er i stand til å levere terapeutiske stimulering. Hvis impedansen er større enn 125 Kohm, vurdere å fjerne dyret fra eksperiment, fordi elektrodens høye motstand kan kutte strømmen til potensielt sub-terapeutiske nivåer.
  2. Kjør rottene gjennom en eller to mock økter for tilvenning der de vil bli festet til elektrodekabelen (e), men mottar ikke aktiv terapi. Mock testing vil eliminere eventuelle uspesifikke atferdsmessige effekter. Umiddelbart etter hvert mock session, transportere rottene til operant bokser for den daglige 2-timers økt av IV metamfetamin selvadministrering.
  3. Counter-balanse rotter inn i to grupper, en aktiv stimulering og humbug-stimulering kohort slik at baseline inntak er ikke signifikant forskjellig mellom gruppene.
  4. Utføre daglig DBS sesjons på gnager-kohorten for 5 dager i løpet som mottar de enten aktiv elektrisk hjernestimulering eller ingen stimulering i 3 timer avhengig av gruppeoppgave. Umiddelbart etter hvert DBS økt, transport rotter til de operante bokser for den daglige 2-timers økt av IV metamfetamin selvadministrering.
    1. Observere dyrene nøye under minst en del av hver DBS økt for å sørge for at stimulering er ikke forårsaker tydelige endringer i dyrenes atferd. Hvis noen unormal atferd oppstå under / etter stimulering, ta vare å dokumentere disse observasjonene. Merk: Forfatterne har ikke lagt merke til betydelige atferdsendringer eller endringer i mat / vanninntaket i løpet av eksperimentet beskrevet i denne artikkelen.
  5. Forandre lengden av DBS behandling, de elektriske parametere, og tiden mellom DBS sesjonen og sesjonen operant etter behov, avhengig av hypotesen.

Representative Results

Etter plassering av en IV vena kateteret og intrakranielle DBS elektroder, kan gnagere være vellykket opplært til å selvadministrere IV metamfetamin etter en kort utvinning perioden. Figur 3 viser at rotter skal tilegne seg og eskalere metamfetamin selv administrasjon etter 2 dager med utvidet adgang til legemiddel med et gjennomsnitt på 168 ± 12 infusjoner per økt etter dag fire.

Rotter blir deretter flyttet til en daglig to-timers planen for operant trening av to grunner: 1) for å hindre metamfetamin giftighet og alvorlige atferdsendringer med vedvarende, langvarig tilgang og 2) å etablere en relativt stabil rate på å svare som kan manipuleres ved ulike terapeutiske intervensjoner. Figur 4 viser at gjennomsnittlig antall totale infusjoner pr kort tilgang økt mer enn den andre uken er 75 ± 8 og generelt varierer med mindre enn 10% fra dag til dag. Figur 5 viser at rotter utvikop en økt motivasjon for å ta stoffet som vist ved fremveksten av en "front-loading" mønster av inntak av dag 6 av trening i forhold til dag 1. Når dette utvikler seg, blir effekten stor grad opprettholdes over påfølgende økter (data ikke vist) .

Figur 6 viser at bilateral DBS levert i ikke-medikamentelle miljøet førte til en markert nedgang på operant IV metamfetamin selvadministrering på tre av fem dager sammenlignet med sham stimulert gruppen. Nucleus accumbens skallet ble målrettet gitt sin kjente engasjement i narkotika-consummatory atferd 8 ved hjelp av følgende stereotactic koordinater i forhold til bregma (AP + 1,6, DV - 8,5, ML ± 2.4). Stimuleringsparametere og varighet ble løst basert på tidligere publisert erfaring med DBS for behandling av psykiatrisk sykdom 8,20,21, men kan justeres avhengig av eksperimentator behov. Feilfelt er moderat og ikke alle dager reach betydning indikerer rekke tiltak som kan ses i atferdsvurderingene til tross for en klar behandlingseffekt. Økende antall rotter per eksperiment kan kompensere for dette naturlig variabilitet. 11 dyr ble opprinnelig brukt for dette eksperiment. Et dyr ble avlivet for dårlig foring post-operativt, ble ett dyr ekskludert på grunn av beslag, og en dyr ble utelukket på grunn av DBS elektrode funksjonsfeil forlate oss med totalt 8 dyr (N = 4 Sham; N = 4 aktive DBS). Generelt starter med ca. 10 - 12 rotter for hvert eksperiment vil tillate dens vellykket gjennomføring.

Figur 1

Figur 1. Visual Programming Language. Etterforskeren bruker et visuelt programmeringsspråk, som i eksempelet vist her, for å utforme et program som kan levere hjernestimulering til flere animals samtidig på brukerdefinerte parametere. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 2

Figur 2. Visuell kontrollpanelet. Før starten av eksperimentet, angir undersøkeren den ønskede frekvens, pulsbredde og amplitude på venstre side av en visuell kontroll panel. Her stimuleringsparametere er: strømstyrke 200 uA; puls bredde 61 msek; pulsfrekvens 130 Hz. Når stimulering initieres, bølgeform for den aktive strømlevering vises på høyre side. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3. Erverv av IV Metamfetamin Selv Administration. Total operant svare (360 min) data ble analysert ved hjelp av gjentatt-tiltak ANOVA med den daglige økten defineres som gjentatte tiltaket. Alle analyser som var p <0,05 ble betraktet som signifikant. Data er gjennomsnitt ± standardfeil. Totalt metamfetamin infusjoner i løpet av de daglige 6-timers operant økter i løpet av de fire første dagene av operant trening. + P <0,05 sammenlignet med økter 1 og 2. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 4

Figur 4.Vedlikehold av IV Metamfetamin Selv Administration. Total operant svare (120 min) data ble analysert ved hjelp av gjentatt-tiltak ANOVA med den daglige økten defineres som gjentatte tiltaket. Alle analyser som var p <0,05 ble betraktet som signifikant. Data er gjennomsnitt ± standardfeil. Totalt metamfetamin infusjoner i løpet av de daglige to-timers operant økter over den andre uken av operant trening, demonstrere stabil, men intens narkotika taking atferd. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 5

Figur 5. Utvikling av motivasjon til å ta narkotika. Operant responsen var utgjorde hver 15 min for den første timen, og data ble analysert ved hjelp av en gjentatt megasures ANOVA med hver 15-minutters kvadranten defineres som gjentatte mål. Alle analyser som var p <0,05 ble betraktet som signifikant. Data er gjennomsnitt ± standardfeil. A "front-loading" mønsteret er ikke til stede på dag 1 av operant trening, men utvikler seg etter den andre uken, noe som indikerer en sterk motivasjon til å ta narkotika. + P <0,05 sammenlignet med 30, 45, og 60 min, ++ P <0,05 sammenlignet med 45 og 60 min, +++ P <0,05 sammenlignet med 60 min. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 6

Figur 6. DBS Påvirkning av IV Metamfetamin Selv Administration. Total operant respons i første time (60 min) data ble analysert ved hjelp av en blandet ANOVA med en between gjenstand variabel av behandlingen (DBS vs Sham) og en gjentatt måling av daglige økten. Alle analyser som var p <0,05 ble betraktet som signifikant. Data er gjennomsnitt ± standardfeil. Bilateral pre-operant dyp hjernestimulering betydelig redusert antall metamfetamin infusjoner over første 60 min av operant svare på behandlingsdager 3, 4 og 7. + P <0,05 sammenlignet med humbug gruppe og baseline svare. Svare returnerte til utgangsnivåer etter daglig behandling avsluttet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Discussion

Selv om de eksakte mekanismene av dyp hjernestimulering ikke er fullt preget, kan DBS effekt for både motor og psykiatriske lidelser skyldes et dynamisk samspill mellom den elektriske terapi og funksjon av ulike subcortikal og kortikale områder av hjernen over tid 6,22-26. Mens ikke-betingede metoder for metamfetamin levering til gnagere er godt beskrevet 27,28, disse metodene er mest hensiktsmessig for diskrete undersøkelser av narkotika farmakokinetikk og nevrokjemiske effekter 27-29. Operant IV narkotika selvstyre, ved å inkludere et element av motivasjon for narkotika, er ideell for studiet av hvordan elektriske behandlinger som DBS samhandle med patologiske atferd over tid. Prosedyrene vi beskriver undersøke effekten av DBS i ett miljø på betinget bruk av metamfetamin i et annet miljø.

Det er tre viktige skritt i vår IV metamfetamin selv administrasjon paradigmet: 1) Induksjon av raske kjøp og opptrapping av inntak under lange tilgangs økter, 2) Vedlikehold av en stabil, høy grad av narkotika inntak under påfølgende kort tilgang økter og 3) Utvikling av en front lasting mønster av narkotikabruk. Dette paradigmet kan utføres i et to til tre ukers tidsrom med 10 - 12 rotter per forsøk, som er både kostnadseffektivt og ideelt egnet for å teste effekten av DBS gitt potensielt begrenset levetid på hodehetter i gnagere ved hjelp av psykostimulerende midler. Denne prosedyren, som andre paradigmer som innlemmer en periode på lang tilgang 19,30,31 rimelig simulerer noen aspekter av rusmiddelproblemer; det viser både opptrapping av bruk og høy motivasjon for å skaffe narkotika med tidlig session "narkotika-loading", som er viktige aspekter av menneskers avhengighet versus fritidsbruk 19,30. Gnagere som har lang tilgang eksponering for IV metamfetamin også demonstrere kognitiv svikt 32, Tydelige svar på farmakologisk behandling 33, farmakokinetikk 34 og nevrokjemiske endringer 35 som er mer lik mennesker som lider av kronisk metamfetamin lidelse enn gnagere med kun kort tilgang eksponering.

Likeledes er det tre viktige skritt i vår dyp hjernestimulering prosedyre: 1) Tilvenning til DBS miljø, inkludert hodet tjore tilkobling, for en eller to "mock" økter, 2) Daglig, periodisk levering av aktiv stimulering ved hjelp av et kommersielt system, og 3) DBS frakopling og påfølgende transport til stoffet innstillingen. Dette paradigmet er utformet for å etterligne prosessen med ikke-invasive behandlinger som TMS snarere enn for tradisjonelle kontinuerlige DBS. Fullt implantert, vil programmerbare DBS systemer som de som brukes for felles bevegelsesforstyrrelser 3 være marginalt bart hos pasienter som lider av psykostimulerende avhengighet av flere nevnte grunner. Intermittent elektriske behandlingsstrategier som ikke innebærer høy risiko kirurgi og ettervern, som TMS, kan bli bedre tilpasset denne pasientgruppen. Metodene vi har beskrevet vil tillate etterforskere å utvikle og foredle behandlingsstrategier som kan endre narkotikarelatert atferd mens blir levert utenfor rusmiljøet i en begrenset tidsramme. Det er vist at transient intrakranial elektrisk stimulering som er bygget opp etter spesifikke nevrofysiologiske underskudd 23 eller kombinert med systemisk farmakoterapi 36 anstrenge langvarig positiv effekt på psykiske og narkotikarelatert atferd i flere uker etter at behandlingen er avsluttet.

Behovene for første utmerket kirurgisk teknikk og for løpende behandling av flere kirurgiske områder under intens narkotikabruk er de viktigste begrensningene i denne metodikken. Hvis enten IV kateter eller DBS elektroder blir ikke-operativ og / eller infisert, må rotteavslutte studien. Vena kateter og intrakranielle elektrodeplasseringer i henhold til strenge steril teknikk er best lært fra erfarne etterforskere forut for oppstart disse prosedyrene uavhengig.

Denne prosedyren er mottagelig for flere endringer og fremtidige undersøkelser, blant annet undersøkelse av:. 1) alternative stimuleringsparametere (f.eks, - stimulering bølgeform, pulsbredde, frekvens, amplitude), 2) andre potensielle terapeutiske hjerne mål (for eksempel - nucleus accumbens. kjerne, medial prefrontal cortex, midthjernen, habenula), 3) ulike DBS leveringsmønster (f.eks, -. daglig DBS levering, ukentlig DBS levering, DBS på ulike intervaller før operant økter, DBS før oppkjøpet), og, kanskje mest spennende, 4) kombinasjoner av kort varighet DBS og farmasøytiske midler som imiterer optogenetic stimulering av selektive stier og utøver varige atferds modifikasjoner 36.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rodent operant chambers Med Associates, Inc ENV-008CT Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Phone: (802) 527-2343
Kopf Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console Kopf Instruments Model 940 Kopf Phone: 1-877-352-3275 Fax: 1-818-352-3275 Email: sales@kopfinstruments.net
Z-Series 3-DSP Bioamp Processor Tucker Davis Technologies RZ5D Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 USA Ph: 386-462-9622 www.tdt.com
Z-Series 32-Channel Stimulator Tucker Davis Technologies IZ2-32 Software is accompanied by a manual that discusses how to program experiments using the OpenEx platform, which can be accessed here: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
48 Volt LI-ION Battery Pack for IZ2 Stimulator Tucker Davis Technologies LZ48-200
32-Channel Splitter Box for PZ5 Tucker Davis Technologies S-BOX_PZ5
OpenEx Ext Software Package for Multi-Channel Neural Recording Tucker Davis Technologies OpenEx
Platinum-iridium stimulating electrodes Plastics One Inc MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005" Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
2-channel cables between stimulator and commutator Plastics One Inc 305-441/2 W/ Spring
2-channel cables between commutator and electrode pedestal Plastics One Inc 305-305 W/ Spring
4-channel commutators Plastics One Inc SL2+2C and SL2+SC/SB

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Panenka, W. J., et al. Methamphetamine use: a comprehensive review of molecular, preclinical and clinical findings. Drug Alcohol Depend. 129, 167-179 (2013).
  2. United Nations Office on Drugs and Crime. World Drug Report 2014. 14, United Nations. (2014).
  3. Miocinovic, S., Somayajula, S., Chitnis, S., Vitek, J. L. History, applications, and mechanisms of deep brain stimulation. JAMA Neurol. 70, 163-171 (2013).
  4. Muller, U. J., et al. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens for the treatment of addiction. Ann N Y Acad Sci. 1282, 119-128 (2013).
  5. Luigjes, J., et al. Deep brain stimulation in addiction: a review of potential brain targets. Mol Psychiatry. 17, 572-583 (2012).
  6. Pierce, R. C., Vassoler, F. M. Deep brain stimulation for the treatment of addiction: basic and clinical studies and potential mechanisms of action. Psychopharmacology (Berl). 229, 487-491 (2013).
  7. Yadid, G., Gispan, I., Lax, E. Lateral habenula deep brain stimulation for personalized treatment of drug addiction. Front Hum Neurosci. 7, 806 (2013).
  8. Wilden, J. A., et al. Reduced ethanol consumption by alcohol-preferring (P) rats following pharmacological silencing and deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell. J Neurosurg. 120, 997-1005 (2014).
  9. Guercio, L. A., Schmidt, H. D., Pierce, R. C. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cue-induced reinstatement of both cocaine and sucrose seeking in rats. Behav Brain Res. 281, 125-130 (2015).
  10. Vassoler, F. M., et al. Deep brain stimulation of the nucleus accumbens shell attenuates cocaine priming-induced reinstatement of drug seeking in rats. J Neurosci. 28, 8735-8739 (2008).
  11. Friedman, A., et al. Electrical stimulation of the lateral habenula produces enduring inhibitory effect on cocaine seeking behavior. Neuropharmacology. 59, 452-459 (2010).
  12. Gorelick, D. A., Zangen, A., George, M. S. Transcranial magnetic stimulation in the treatment of substance addiction. Ann N Y Acad Sci. (2014).
  13. Zangen, A. IS 44. Development and applications of deep rTMS in depression and addiction studies. Clin. Neurophysiol. 124, e53 (2013).
  14. Alba-Ferrara, L. M., Fernandez, F., de Erausquin, G. A. The Use of Neuromodulation in the Treatment of Cocaine Dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 1-7 (2014).
  15. Alba-Ferrara, L., Fernandez, F., Salas, R., de Erausquin, G. A. Transcranial Magnetic Stimulation and Deep Brain Stimulation in the treatment of alcohol dependence. Addict Disord Their Treat. 13, 159-169 (2014).
  16. Amiaz, R., Levy, D., Vainiger, D., Grunhaus, L., Zangen, A. Repeated high-frequency transcranial magnetic stimulation over the dorsolateral prefrontal cortex reduces cigarette craving and consumption. Addiction. 104, 653-660 (2009).
  17. Levy, D., et al. Repeated electrical stimulation of reward-related brain regions affects cocaine but not 'natural' reinforcement. J Neurosci. 27, 14179-14189 (2007).
  18. McKetin, R., et al. Does methamphetamine use increase violent behaviour? Evidence from a prospective longitudinal study. Addiction. 109, 798-806 (2014).
  19. Ahmed, S. H., Koob, G. F. Transition from moderate to excessive drug intake: change in hedonic set point. Science. 282, 298-300 (1998).
  20. Hamani, C., et al. Antidepressant-like effects of medial prefrontal cortex deep brain stimulation in rats. Biol Psychiatry. 67, 117-124 (2010).
  21. Laver, B., Diwan, M., Nobrega, J. N., Hamani, C. Augmentative therapies do not potentiate the antidepressant-like effects of deep brain stimulation in rats. J Affect Disord. 161, 87-90 (2014).
  22. Pascoli, V., Turiault, M., Luscher, C. Reversal of cocaine-evoked synaptic potentiation resets drug-induced adaptive behaviour. Nature. 481, 71-75 (2012).
  23. Gazit, T., et al. Programmed deep brain stimulation synchronizes VTA gamma band field potential and alleviates depressive-like behavior in rats. Neuropharmacology. 91, 135-141 (2015).
  24. Mayberg, H. S., et al. Deep brain stimulation for treatment-resistant depression. Neuron. 45, 651-660 (2005).
  25. Heldmann, M., et al. Deep brain stimulation of nucleus accumbens region in alcoholism affects reward processing. PLoS One. 7, e36572 (2012).
  26. de Hemptinne, C., et al. Exaggerated phase-amplitude coupling in the primary motor cortex in Parkinson disease. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 4780-4785 (2013).
  27. Segal, D. S., Kuczenski, R., O'Neil, M. L., Melega, W. P., Cho, A. K. Escalating dose methamphetamine pretreatment alters the behavioral and neurochemical profiles associated with exposure to a high-dose methamphetamine binge. Neuropsychopharmacology. 28, 1730-1740 (2003).
  28. Kuczenski, R., Segal, D. S., Melega, W. P., Lacan, G., McCunney, S. J. Human methamphetamine pharmacokinetics simulated in the rat: behavioral and neurochemical effects of a 72-h binge. Neuropsychopharmacology. 34, 2430-2441 (2009).
  29. Kamei, H., et al. Repeated methamphetamine treatment impairs recognition memory through a failure of novelty-induced ERK1/2 activation in the prefrontal cortex of mice. Biol Psychiatry. 59, 75-84 (2006).
  30. Kitamura, O., Wee, S., Specio, S. E., Koob, G. F., Pulvirenti, L. Escalation of methamphetamine self-administration in rats: a dose-effect function. Psychopharmacology (Berl). 186, 48-53 (2006).
  31. Wee, S., Specio, S. E., Koob, G. F. Effects of dose and session duration on cocaine self-administration in rats. J Pharmacol Exp Ther. 320, 1134-1143 (2007).
  32. Rogers, J. L., De Santis, S., See, R. E. Extended methamphetamine self-administration enhances reinstatement of drug seeking and impairs novel object recognition in rats. Psychopharmacology (Berl). 199, 615-624 (2008).
  33. Kufahl, P. R., et al. Attenuation of methamphetamine seeking by the mGluR2/3 agonist LY379268 in rats with histories of restricted and escalated self-administration. Neuropharmacology. 66, 290-301 (2013).
  34. Hadamitzky, M., Markou, A., Kuczenski, R. Extended access to methamphetamine self-administration affects sensorimotor gating in rats. Behav Brain Res. 217, 386-390 (2011).
  35. Le Cozannet, R., Markou, A., Kuczenski, R. Extended-access, but not limited-access, methamphetamine self-administration induces behavioral and nucleus accumbens dopamine response changes in rats. Eur J Neurosci. 38, 3487-3495 (2013).
  36. Creed, M., Pascoli, V. J., Luscher, C. Addiction therapy. Refining deep brain stimulation to emulate optogenetic treatment of synaptic pathology. Science. 347, 659-664 (2015).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics