Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l'hypertension artérielle pulmonaire

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Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension. J. Vis. Exp. (110), e53335, doi:10.3791/53335 (2016).

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Abstract

Introduction

L'hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie du système vasculaire pulmonaire associée à une infiltration de cellules inflammatoires, prolifération du muscle lisse et l'apoptose des cellules endothéliales. Ces changements se traduisent par l'oblitération des artérioles pulmonaires, conduisant ensuite à ventriculaire droite (RV) dysfonction et l'insuffisance cardiaque. Afin de comprendre la physiopathologie sous - jacente des HAP et l' échec de RV dans l' HTAP, un certain nombre de modèles différents, y compris les modèles génétiques et pharmacologiques pour étudier cette maladie ont été développés (revue ailleurs 1,2).

Parmi ces modèles, les plus populaires sont induite par l'hypoxie (Hx) PAH chez la souris et le monocrotaline (MCT) et SU5416-hypoxie (SuHx) modèles chez le rat. Dans le modèle Hx de la souris, les souris sont exposées à une hypoxie de 4 semaines (soit normobares ou hypobare, ce qui correspond à une altitude de 18000 pieds avec une FiO2 de 0,10), avec le développement résultant de la prolifération médiale, une augmentation RV SYSTpressions PFR et le développement de l' hypertrophie RV 3. MCT à une dose unique de 60 mg / kg dans les résultats des blessures aux cellules endothéliales pulmonaires par un mécanisme pas certain que résulte alors dans le développement de l' HTAP 4. SU5416 est un inhibiteur des récepteurs vasculaires endothéliales de facteurs de croissance (VEGFR) 1 et 2 bloqueur, et le traitement avec une seule injection sous-cutanée de 60 mg / kg suivie d'une exposition à l'hypoxie chronique pendant 3 semaines des résultats dans l'hypertension artérielle pulmonaire permanente avec des changements pathologiques similaires à celui observé dans la maladie humaine, avec la formation de lésions vasculaires oblitérantes 5. Au cours des dernières années, plusieurs modèles de souris transgéniques pour l'hypertension pulmonaire ont été développés. Ceux - ci comprennent KO et mutations du récepteur de la protéine morphogénétique osseuse 2 (BMPR2), que les mutations du gène BMPR2 se trouvent dans les deux formes familiales et idiopathiques de l' HTAP, l' hème oxygénase-1 KO et IL-6 surexpression (revue ailleurs 1,2).

Ces différents modèles de rongeurs de PH ont différents niveaux de l'hypertension artérielle pulmonaire, RV hypertrophie et l'insuffisance RV. Alors que l'hypoxie et divers modèles de souris transgéniques entraînent des HAP beaucoup plus doux que le modèle de rat , soit 1, elle permet l' essai de différentes mutations génétiques et de leurs voies de signalisation associées moléculaires. Le modèle du TCM ne résulte de l'HTAP sévère, bien que MCT semble être toxique pour les cellules endotheliales dans des tissus multiples 4. Le modèle SuHx se caractérise par vasculaire change plus similaire à celle observée dans l'HTAP idiopathique chez l'homme, bien que nécessite à la fois la manipulation et de l'hypoxie exposition pharmacologique. En outre, dans tous ces modèles, il peut y avoir une déconnexion entre les changements histopathologiques, pressions pulmonaires et la fonction RV associés au développement de l'HTAP. Ceci est en contraste avec la maladie humaine, où il existe généralement une relation proportionnelle entre les changements histopathologiques, la gravité de pulmonhypertension ary et le degré d'insuffisance de RV. Ainsi, une caractérisation complète de ces modèles de rongeurs de PH est nécessaire, et implique des évaluations de la fonction RV (généralement par échocardiographie), hémodynamique (par cathétérisme cardiaque) et l'histopathologie du cœur et des poumons (à partir de la récolte des tissus).

Dans ce protocole, nous décrivons les techniques de base utilisées pour la caractérisation hémodynamique des modèles de HAP chez le rat et la souris. Ces techniques générales peuvent être appliquées à toute étude du ventricule droit et de la vascularisation pulmonaire et ne se limite pas aux modèles de HAP. Visualiser le RV par échocardiographie est relativement simple chez les rats, mais il est plus difficile chez les souris en raison de leur taille et de la géométrie complexe de la RV. En outre, certains substituts utilisés pour quantifier la fonction RV, comme TAPSE, artère pulmonaire (PA) Temps d'accélération et de PA Doppler forme d'onde entaillage, ne sont pas bien validées chez l'homme et sont en corrélation que faiblement avec l'évaluation de puhypertension lmonary et la fonction de RV par hémodynamique invasives. Détermination de l'hémodynamique RV est le mieux fait avec un thorax fermé, afin de maintenir les effets d'une pression intrathoracique négative avec l'inspiration, bien ouverte cathétérisme poitrine avec un cathéter d'impédance permet de déterminer la pression volume (PV) des boucles et une caractérisation hémodynamique plus détaillée . Comme pour toute procédure, le développement de l'expérience avec les procédures est essentielle au succès expérimental.

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Protocol

Toutes les procédures décrites suivent les directives de protection des animaux de l'école de médecine de l'Université Duke.

1. Avant de commencer la procédure

Remarque: Avant toute procédure d'animaux, veiller à ce que l'autorisation institutionnelle appropriée a été obtenue. Comme avec toutes les procédures, utiliser des médicaments de la douleur appropriée pour assurer qu'il n'y a pas de souffrance animale.

  1. cathéters Rincer avec une solution saline stérile hépariné (100 U / ml) pour assurer la perméabilité. Marquer un point à partir de la pointe du cathéter équivalente à la longueur du cœur au milieu du cou (environ 4 cm pour les rats et 2 cm pour les souris).
  2. Anesthetize la souris ou le rat. Choix d'anesthésie comprennent isoflurane (3-4% l' induction, l' entretien de 1,5% mélangée avec 100% d' oxygène), la kétamine / xylazine (80-120 / 10 mg / kg) et de pentobarbital (40-80 mg / kg) 6.
    1. Par exemple, avec de la kétamine: xylazine (80-120 mg / kg: 10-16 mg / kg IP pour les souris et 80-100 mg / kg: 5-10 mg / kg IP pour les rats), une seule dose dure 20-50 min de l'anesthésie. Pour échocardiographie, anesthésier la souris ou rat avec de l'isoflurane (3-4% pour l'induction et de 1,5% pour la maintenance). Évaluer profondeur de l'anesthésie en pinçant le rongeur dans la zone chirurgicale pour confirmer que les réflexes de retrait sont absents. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
      Remarque: les agents anesthésiques différents peuvent être utilisés pour obtenir des résultats fiables avec l' utilisation et l' optimisation appropriée (revue ailleurs 6). Notre préférence pour le cathétérisme est d'utiliser la kétamine: xylazine. Overdose avec de la kétamine / xylazine peut profondément diminuer la fréquence cardiaque et la fonction cardiaque, il est donc essentiel de maintenir une température adéquate et le contrôle respiratoire. Pour maintenir la fréquence cardiaque (> 400 / min) chez la souris, nous effectuons régulièrement vagotomie bilatérale. La quantité de kétamine / xylazine ici sera 20-30 typiquement dernière minute, ce qui est suffisant pour effectuer soit ouvert ou cathétérisme cardiaque-thoracique fermée suivieeuthanasier l'animal.
  3. Préparer le rat / souris pour la procédure chirurgicale (figure 1).
    1. Rasez la fourrure de la poitrine (pour permettre l'échocardiographie) et de la région chirurgicale, dans le droit du cou.
    2. Frotter les régions chirurgicales rasés avec un balayage circulaire du centre vers l'extérieur en utilisant la bétadine, suivie par le nettoyage avec un tampon imbibé d'alcool à 70%.
    3. Placer l'animal sur une plate-forme chirurgicale avec un coussin chauffant en dessous. Réglez le niveau de chauffage pour maintenir une température corporelle de 37 à 37,5 ° C. Surveiller la température du corps d'une sonde rectale. L'hypothermie peut entraîner une bradycardie et hyperthermie résultats significatifs dans la tachycardie significative.

2. échocardiographie

Remarque: Une description complète des rongeurs échocardiographie est décrit ailleurs 7. Pour la souris, avant l'anesthésie, les images peuvent être obtenues sur le éveillé, animal retenu manuellement. Chez le rat,l'anesthésie avant l'échocardiographie est préférable que les rats sont trop grands pour être retenu manuellement pendant la veille).

  1. Parasternale long axe (PLAX) Voir.
    1. Placer l'animal dans une position couchée sur le dos sur la plate-forme ou freiner manuellement.
    2. Sélectionnez le mode B pour projeter une image 2D en direct.
    3. Aligner le transducteur à ultrasons avec une fréquence de 40 MHz pour les souris ou 25 MHz pour les rats à la ligne parasternale gauche, puis tourner le transducteur dans le sens antihoraire 30 ° avec l'indicateur de sonde pointant dans la direction caudale (5 heures-11 heures position de la ligne) . Angle du transducteur légèrement (bascule le long de l'axe court du transducteur dans le même plan tomographique) pour obtenir une vue de la chambre LV plein dans le centre de l'écran.
    4. Recherchez et voir ces structures anatomiques (figure 2A): la lumière du ventricule gauche (VG); septum interventriculaire (IVS); la lumière du ventricule droit (VD); Aorte ascendante (AO); et gauche atrium (LA).
    5. <li> Basculer en mode M, une fois ces structures ci-dessus sont clairement visualisées. Placez la ligne de l' indicateur à travers la partie la plus large de lumière BT par AO comme point de référence et aussi faire le mensonge de la profondeur de mise au point dans le centre de LV Chambre (figure 2B). Effectuer des mesures similaires de la RV en changeant angulation du transducteur et à obtenir des mesures en mode M.
    6. Utilisez magasin de cine pour créer une vidéo en boucle pour enregistrer les données de mesure hors ligne (LV chambre dimension, FS et LV épaisseur de paroi).
    7. Obtenir un tracé doppler de la sortie de l' aorte en mode Doppler PW en plaçant le curseur PW dans l'aorte et l' enregistrement (figure 2C).
  2. Parasternale court axe View (PSAX) au niveau de l'aorte.
    1. Passer en mode B.
    2. Tourner le transducteur de 90 ° dans le sens horaire de la vue parasternale long axe pour obtenir le petit axe parasternale (Figure 3). Déplacer et l'angle du transducteur vers le crâne d'identify la valve aortique section transversale vue.
    3. Identifier la sortie du ventricule droit (RVOT) comme une structure en forme de croissant localisée à la partie supérieure droite de l'aorte, a continué avec feuillets de la valve pulmonaire et l'artère pulmonaire.
    4. Tenez stable à la même position manuellement. Passer en mode Doppler PW.
      Remarque: Une plate-forme de station pour maintenir le rongeur et la sonde peut être utilisée pour minimiser le mouvement et la variation de la position du transducteur.
    5. Placer l' extrémité proximale du volume d'échantillon au niveau de la valve pulmonaire dans le centre de la droite de chasse du ventricule, puis positionner le curseur parallèlement à la direction de l' écoulement sanguin à travers le vaisseau (figure 3B).
      Remarque: il est important de régler l'angle d'échantillonnage à la direction de l'écoulement de sang ou d'utiliser le logiciel d'ultrasons pour corriger une variation de l'angle. Sans correction, l'angle maximal dans le récipient est de 30 °, ce qui correspond à environ 15% sous-estimation de la vitesse.
    6. Adjust l'échelle (la vitesse du flux sanguin) que nécessaire pour obtenir une "bonne" enveloppe de Doppler, qui a des frontières blanches et un creux à l' intérieur indiquant le flux sanguin laminaire sombre (figure 3C). Enregistrez le tracé Doppler.
      Note: Un "mauvais" enveloppe Doppler ne peut pas accueillir des bordures blanches suffisantes et un creux sombre.
    7. Si le cathétérisme est pas effectuée à ce stade, de permettre le rongeur de récupérer si l'anesthésie a été utilisée. Ne laissez pas le rongeur sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale et ne retourne pas à la compagnie d'autres animaux jusqu'à ce qu'il soit complètement rétabli. Si le cathétérisme est effectué, passez à la section 3.

3. Droit Coeur cathétérisme

  1. approche fermée poitrine pour la mesure de la pression RV
    1. Installer:
      1. Connecter le capteur de pression sur le canal d'entrée 1. Dans le logiciel, réglez le canal 1 pour la pression et channel 2 de la fréquence cardiaque.
      2. Pour convertir les unités en mmHg, enregistrer la trace de référence, effectuer un étalonnage de pression manuellement à l'aide d'une jauge de pression (si vous utilisez un capteur de pression sanguine et PE tube). Ensuite, effectuer la conversion des unités sous le canal 1.
      3. Pour définir la fréquence cardiaque, éteignez l'entrée du canal 2. Sélectionnez des mesures cycliques sous le canal 2 et choisissez le canal 1 pour la source et le taux pour la mesure.
    2. Placez la souris / rat sous un microscope de dissection avec la mise au point en profondeur et un grossissement de 5x.
    3. Inciser la peau de la mâchoire inférieure du sternum (figure 1). Placer une paire d'écarteurs de chaque côté de l'incision pour exposer complètement la zone cervicale.
    4. Carrément disséquer pour séparer les glandes salivaires pour exposer la jugulaire externe droite veine en utilisant bien émoussées pointe pince (figure 4A, B).
    5. isoler soigneusement la veine jugulaire externe droite du tissu conjonctif environnant.
    6. <li> Placez deux morceaux de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) sous la veine jugulaire externe droite, ligaturer la veine distalement (aussi proche de la mandibule que possible), puis attacher un noeud lâche proximalement ( La figure 4C).
    7. Utilisez iris ciseaux pour faire un petit "nick" (coupe) à proximité du noeud lié distal.
    8. Tenez le cathéter avec une pince et insérer le cathéter dans la découpe de la veine, puis serrer le noeud proximal.
      Note: On utilise habituellement le polyéthylène (PE) -10 tube (~ 2 de dimensions Fr) pour les souris et PE-50 (~ 3 Fr taille) pour le rat, qui est relié au transducteur de pression régulière à travers une aiguille de calibre 31 G ou 21 et calibré. Marquez le cathéter avec un marqueur à une longueur correspondant à peu près au placement de la pointe dans le ventricule droit. A titre d'alternative à la tubulure PE, un cathéter peut être utilisé micromanomètre. Doucement tirant sur le noeud distal peut aider à introduire le cathéter.
    9. Poussez doucement le cathéter dans le cœur droit et le moniteurla profondeur de l'avancement en fonction de la marque. Surveiller la courbe de pression dans le logiciel pour vérifier la position du cathéter et déterminer la pression du VR (figure 5).
    10. Gardez le cathéter immobile et recueillir les données (données de bascule d'enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant 2 min.
    11. Passez à échantillonner collection (section 4).
  2. Approche ouverte poitrine pour RV PV Boucle analyse.
    Nota: L'analyse de la boucle PV du ventricule droit ne peut être réalisé avec une approche à thorax fermé en raison de la rigidité du cathéter de conductance, qui ne passe pas à partir de la VCS à l'AR. Disponibles dans le commerce des cathéters de conductance sont conçus pour l'analyse de la boucle LV PV.
    1. Dans le logiciel mis le canal 1 pour la conductance; Canal 2 pour la pression; et le canal 3 de la fréquence cardiaque.
    2. Intuber les rats avec un G Teflon tube 16 et raccorder le tube à un ventilateur mécanique. Calculer et régler les paramètres de ventilation pour les souris ou les rats en utilisant le suiviformules ING 6: volume courant (V t, ml) = 6,2 x 1,01 M (M = masse animale, kg); la fréquence respiratoire (RR, min -1) = 53,5 x M -0.26 (figure 6A).
    3. Étaler 70% d'alcool sur la fourrure pour réduire la propagation de la fourrure sur le champ opératoire.
    4. Faire une incision sous le processus xiphoïde et bilatéralement disséquer la peau avec des ciseaux vers le flanc.
    5. Couper à travers la paroi abdominale et ouvrir la cavité abdominale par dissection bilatérale le long de la membrane.
    6. Ouvrez le diaphragme pour exposer la pointe du cœur et bilatéralement couper la cage thoracique (figure 6A). Empêcher l'évaporation et le séchage du tissu en pulvérisant une solution saline dans les cavités thoraciques et péritonéaux à l'aide d'une seringue.
      Note: Nous utilisons habituellement une paire de ciseaux de dissection pour ouvrir la cavité et la cage thoracique abdominale. Le saignement est généralement pas significative, mais s'il y a un saignement, électrocoagulation peut être utilisé.
    7. e isolat soigneusemente veine cave inférieure (VCI) à partir du tissu conjonctif environnant.
    8. Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de l'IVC, puis attacher un noeud lâche (ou enfiler la suture à travers un G Teflon tube 16) (figure 6B).
    9. Piquer la paroi libre de RV apicale avec une aiguille de calibre 27-30 parallèle à la paroi libre de RV et retirer l'aiguille. Veillez à ne pas pousser l'aiguille dans plus de 4 mm.
      Remarque: En variante, un petit morceau de tube PE-60 peut être utilisé pour guider la ponction du cathéter de la conductance dans le sommet du VR.
    10. Insérer la pointe conductance du cathéter à travers le couteau enroulé sur la paroi libre de RV apical jusqu'à ce que toutes les électrodes sont à l' intérieur du ventricule (Figure 6C).
    11. Surveiller la boucle de volume de pression dans le logiciel, puis ajuster la position du cathéter pour obtenir des boucles en forme cohérente qui ne démontrent pas de variation respiratoire significative (Figure 7B, C).
    12. Recordbase PV boucles (données à bascule d'enregistrement à côté du bouton Démarrer) pendant au moins 10 secondes pour obtenir un certain nombre de PV boucles.
    13. Tirer le fil de suture placé autour de l'IVC pour modifier les précontraintes et enregistrer les boucles PV. Analyser les données hors ligne et d'en tirer divers paramètres de la fonction RV systolique (Figure 7D). Cette analyse a été décrite précédemment 8.
      Remarque: IVC peut aussi être obturée par une pince. Surveiller la trace de pression RV pour confirmer la réduction de la précharge.
    14. Réaliser une solution saline et cuvettes calibrages comme décrit précédemment pour permettre une conversion d'unités de conductance à des unités de volume 6.
    15. Après l'enregistrement des données, tirez doucement le cathéter et placez la pointe du cathéter immédiatement dans un bain d'eau avec une solution saline. Après avoir terminé, nettoyer le cathéter selon les instructions du fabricant.

4. Prélèvement des échantillons cardiaques et pulmonaires

Remarque: Comme les procédures ici unre décrit comme terminal, l'animal doit être euthanasié après soit fermées ou à thorax ouvert cardiaque droite cathétérisme.

  1. Euthanasier la souris en ouvrant le thorax (thoracotomie bilatérale) si une approche à thorax fermé a été utilisé, exsanguination, ou en éteignant le ventilateur après un surdosage anesthésique.
    Remarque: La dislocation cervicale est pas recommandée.
  2. Pour effectuer l' inflation perfusion du poumon, raccorder le tuyau d'inflation sur un ringstand mis à gonfler les poumons avec une pression de 20 cmH 2 O (mais ne pas ouvrir encore la valve pour gonfler les poumons).
  3. Carrément disséquer la trachée du muscle et du tissu conjonctif environnant.
  4. Placez un morceau de suture de soie (4-0 pour les rats; 6-0 pour les souris) autour de la trachée, puis faites un noeud lâche.
  5. Étirez délicatement la trachée en appuyant sur la tête et faire une coupe (70% de la circonférence) près de la mandibule.
  6. Gardez le léger étirement et insérez la canule trachéale (20 G pour les souris ou 16 G pour les rats).Fixer la canule à l'aide du fil de suture. Branchez la canule sur le tube de gonflage et attacher la suture autour de la canule pour empêcher le reflux de fixateurs.
  7. Rincer les poumons avec du PBS en utilisant une seringue de 10 ml de poignarder la paroi libre de RV et injecter vers l'artère pulmonaire. Nick l'oreillette gauche une fois que les poumons commencent à blanchir.
  8. Récolter le cœur en coupant à la racine de l'aorte.
  9. Fixer le lobe inférieur droit du poumon en utilisant un hémostatique de moustiques et de réduire le lobe inférieur droit. Placez les morceaux dans des tubes à centrifuger et enclenchez gel dans de l'azote liquide.
  10. Gonfler les poumons avec 10% de formol tamponnée neutre pendant 5 minutes, et retirer la canule de la trachée suivie d'une ligature de la trachée.
  11. Disséquer le poumon sur le thorax et le fixer avec 10% de formol tamponné neutre.
    Remarque: Vous pouvez également gonfler les poumons avec les médias de coupe optimale (OCT, dilué 1: 1 avec du PBS) et geler en octobre non dilué pour la préparation ultérieure des coupes congelées.
  12. Avec attentionséparer les oreillettes des ventricules et d'isoler la paroi du ventricule droit sans en disséquant le long du septum interventriculaire.
  13. Peser le RV et LV + septum (LV + S) pour calculer un indice Fulton (RV / LV + S) 9, qui quantifie le degré de RV hypertrophie.
    Note: Indice TheFulton varie selon les modèles de PH. Rat 10: contrôle, 0,28 ± 0,01; induite par l'hypoxie, 0,57 ± 0,02; TCM-traitée, 0,51 ± 0,03. C57BL6 / J souris 11: contrôle, 0,26 ± 0,01; SuHx (14 jours), 0,40 ± 0,02; SuHx (21 jours), 0,43 ± 0,01; SuHx (28 jours), 0,44 ± 0,03.
  14. Snap geler la RV et LV + S dans de l'azote liquide ou fixer à 10% de formol tamponné neutre.

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Representative Results

Comme cathétérisme cardiaque droit chez les rongeurs est typiquement une procédure terminale qui ne sont pas applicables à un suivi longitudinal, l' échocardiographie est une excellente alternative non invasive pour le dépistage et le suivi 12. Alors que la pression systolique de l'artère pulmonaire dans l'HTAP humaine sur échocardiographie est généralement dérivé de régurgitation tricuspide qui est généralement simple à obtenir dans la vue apicale, un tel point de vue ne soit pas fiable obtenue chez les rongeurs, ce qui empêche l'estimation de la tension pulmonaire systolique de l'artère par Doppler. Cependant, une vue de PSAX au niveau de l' aorte peut être facilement visualisées chez les rongeurs, ce qui permet d'enregistrer et de mesurer la pulmonaire artérielle tracé Doppler, dont la forme a été associée avec le degré d'hypertension pulmonaire 12. Les résultats représentatifs des études échocardiographiques sont démontrées dans la figure 3. Dans ce protocole, les échographistes ont été aveuglés aux traitements ou procédures que les animaux rREÇUS. Les résultats ont été analysés hors ligne.

Cathétérisme cardiaque droit et la mesure de RVSP, qui sert une estimation de la précision de la pression artérielle pulmonaire systolique en l'absence de sténose pulmonaire, est l'étalon-or pour la quantification des HAP dans les modèles de rongeurs 13,14. Dans ce protocole, à la fois l'approche thorax fermé pour la mesure de la pression RV (Figure 5) et l' approche à cœur ouvert pour l' analyse de la boucle RV PV (Figure 6, 7) sont présentés 15,16. Avantages de l'approche à thorax fermé est moins invasive que l'approche à cœur ouvert et les animaux sont plus stables pour une période plus longue 6. En outre, la ventilation à pression positive est pas nécessaire avec cette approche ni le thorax ouvert, en préservant les pressions de remplissage du côté droit normaux associés à la respiration et la pression intrathoracique négative. L'approche à thorax ouvert permet l'utilisation de cathéters de conductance et la détermination des PV boucles, dequels paramètres importants de la fonction RV peuvent être calculées. Ainsi, ces approches sont complémentaires car ils ont des forces et des faiblesses.

Dans les données indiquées à thorax fermé d'un modèle de souris Hx, la RVSP est élevée à 45 mm de Hg, en conformité avec l' hypertension pulmonaire significative (figure 5). Dans les données présentées à thorax ouvert à partir d' un rat normal, l'RVSP est nettement plus faible, à 27 mmHg (figure 7). Les unités de volume relatives (ERF) de l'axe X peuvent être convertis en unités de volume après le calibrage de la cuvette, suivi d'étalonnage de la solution saline pour éliminer le composant de la conductivité due à la paroi du coeur 6,8. Ceci permet alors un calcul des paramètres importants de la fonction cardiaque, comme la contractilité (généralement évalué par l'élastance télésystolique, E s), la fonction diastolique ( à partir de la relation pression - volume en fin de diastole), élastance artérielle (E a) , et précharger-recrutable travail de course, calculations dont sont discutés ailleurs 6,8.

Figure 1
Figure 1:. Préparation des rongeurs pour la procédure rats ont été anesthésiés et la poitrine et le cou ont été rasés. La ligne pointillée rouge indique l'incision qui sera utilisée pour exposer la veine jugulaire externe. Les lignes noires représentent les clavicules et le sternum. Le cercle bleu indique la position de la sonde pour échocardiographie.

Figure 2
Figure 2:. Echo vues des différentes structures anatomiques Ces images représentatives sont d'une souris normale. (A) parasternale long axe (PLAX) vue. LA: oreillette gauche; LV: le passage du ventricule gauche; IVS: septum interventriculaire; RV: La lumière du droit ventricle; AO: Ascendant aorte (AO). (NOTE: orientation différente de l' imagerie sur PLAX peut résulter de différentes conventions d'imagerie.) (B) M-mode de la LV avec LV systolique (EFV) et diastolique (LVD) diamètres, et antérieure (AWT) et de l' épaisseur de la paroi postérieure (PWT) c'est noté. le raccourcissement fractionnel est calculé comme (LVD-LVs) / LVD. (C) Doppler de l'aorte montrant un signal de sortie aortique. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 3
Figure 3:. Parasternale petit axe (PSAX) et RVOT vues Ces images représentatives sont d'un rat avec MCT PAH. (A) vue PSAX au niveau du ventricule droit mi-pap. (B) vue PSAX au niveau de l' aorte. RVOT: ventriculaire droite sortie tracte. PA: artère pulmonaire. Ao: aorte. (C) mode Doppler PW. Le volume d'échantillon (ligne jaune) est placé dans le centre du ventricule droit proximal sortie des voies au niveau de la valve pulmonaire. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Figure 4
Figure 4:. L' exposition de la veine jugulaire externe pour la cathétérisation d'un rat (A) Une incision de la mâchoire inférieure du sternum a été faite et une paire d'écarteurs est placé sur chaque côté de l'incision pour exposer la zone cervicale. La salive est la glande (SG) est recouvrant la veine jugulaire externe (EJ). (B) disséquer Carrément pour séparer les glandes salivaires et entourant le tissu conjonctif de mobiliser pleinement la veine jugulaire externe droite. (C) Placez distale et proximale suture 4-0 de soie autour de la veine jugulaire externe droite. Tube (D) un PE-50 utilisé comme sonde de pression est inséré dans la bonne EJ. SG: glandes salivaires; EJ: veine jugulaire externe; DS: suture Distal; PS: suture proximale; Cath: Catheter.

Figure 5
Figure 5: Waveforms dans différentes chambres pendant un cathétérisme cardiaque droit traces d'échantillons représentatifs de variations de pression au cours de cathétérisme cardiaque droit d'une souris avec l' HTAP induite par l'hypoxie.. Panneau de gauche, au milieu et à droite change show de pression (mmHg) au fil du temps (sec) dans la veine cave supérieure (veineuse), l'oreillette droite (RA), le ventricule droit (RV).

Figure 6
Figure 6: approche ouverte poitrine pour le placement RV du cathéter. (A) Vue après intubation de la trachée, coupant à travers la paroi abdominale, l' ouverture du diaphragme pour exposer la pointe du cœur et bilatéralement couper la cage thoracique. (B) L' isolement et la mise en place d'un morceau de fil de suture autour de la veine cave inférieure .; et (C) Après l' insertion du cathéter de la conductance à travers la paroi libre apicale RV.

Figure 7
Figure 7: Droit analyse ventriculaire boucle pression-volume (A) Canaux dans le logiciel démontrant conductance (de ERF - des unités de volume par rapport), la pression RV (mmHg) et la fréquence cardiaque (BPM).. Lissage des 7-11 beats est nécessaire pour obtenir un bon signal de. (B) Placement du cathéter de conductance dans une région qui est sujette à des changements dans les résultats de la respiration dans les boucles PV qui sont variables. (C) des boucles PV stables avec plac bonement du cathéter de la conductance. (D) de la famille représentant des PV boucles après relâchement de la pression sur la veine cave inférieure. Cette famille de courbes permet un calcul de fin de systole élastance (E es - une mesure de la contractilité cardiaque) et l' élastance vasculaire (E a - une mesure de élastance vasculaire pulmonaire). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Vevo 2100 Imaging System (120V)  VisualSonics, inc.  VS-11945
Vevo 2100 Imaging Station  VisualSonics, inc. 
High-frequency Mechanical Transducers VisualSonics, inc.  MS250, MS550D, MS400
Ultrasound Gel Parker  Laboratories Inc.  01-08
PowerLab 4/35 ADInstruments ML765
Labchart 8 ADInstruments
BP transducer with stopcock and cable ADInstruments MLT1199
BP transducer calibration kit ADInstruments MLA1052
Mikro-Tip Pressure Catheter for mouse Millar SPR-1000 Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Mikro-Tip Pressure Catheter for rat Millar SPR-513 Alternative catheter available from Scisense FT111B (mouse) and FT211B (rat)
Millar Mikro-Tip ultra-miniature PV loop catheter for mice Millar PVR-1035 Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar Mikro-Tip ultra miniature PV loop catheter for rats Millar SPR-869 Alternative catheter available from Scisense FT112 (mouse)
Millar PV system MPVS-300  Millar MPVS-300
4-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool Roboz Surgical SUT-15-2
6-0 Silk Black Braid 100 Yard Spool Roboz Surgical SUT-14-1
Iris Scissors, Delicate, Integra Miltex VWR 21909-248
VWR Dissecting Scissors, Sharp/Blunt Tip VWR 82027-588
VWR Delicate Scissors, 4 1/2" VWR 82027-582
Two star Hemostats, Excelta VWR 63042-090
Neutral-buffered formalin VWR 89370-094
Crotaline Sigma C2401
SU5416 Tocris Biosciences 3037
3.5X-45X Boom Stand Trinocular Zoom Stereo Microscope  AmScope SM-3BX
PE (Polyethylene Tubing)-10 Braintree Scientific Inc PE10 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-50 Braintree Scientific Inc PE50 36 FT
PE (Polyethylene Tubing)-60 Braintree Scientific Inc PE60 36 FT
Tabletop Isoflurane Anesthesia Unit Kent Scientific ACV-1205S
Surgisuite multi-functional surgical platform Kent Scientific Surgisuite
Retractor set Kent Scientific SURGI-5002
Anesthesia induction chamber VetEquip 941443
Anesthesia Gas filter canister Kent Scientific ACV-2001
Rodent nose cone VetEquip 921431

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References

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