Визуализация Серотонинергической волокон в спинном мозге мышей Использование Четкость / КУБИЧЕСКИЙ Техника

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Liang, H., Schofield, E., Paxinos, G. Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique. J. Vis. Exp. (108), e53673, doi:10.3791/53673 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Длинные нисходящих волокон к спинному мозгу необходимы для передвижения, восприятия боли, а также другие виды поведения. Схема заделки оптоволокна в спинном мозге большинства этих волоконных систем не были тщательно исследованы в любых видов. Серотонинергической волокна, которые выступают в спинной мозг, были изучены у крыс и опоссумов на гистологических срезов и их функциональное значение было выведено на основе их рисунка заделки оптоволокна в спинном мозге. С развитием четкостью и КУБИЧЕСКИХ методов, можно исследовать эту систему волокна и его распределение в спинном мозге, который, вероятно, выявить ранее неизвестные особенности серотонинергической супраспинальных путей. Здесь мы приводим подробный протокол для визуализации серотонинергической волокон в спинном мозге мыши с использованием комбинированного ЯСНОСТИ и кубические техники. Способ включает перфузию мыши с раствором гидрогеля и осветления ткани с Комбенвания очистки реагентов. Ткани спинного мозга был очищен в чуть менее двух недель, и последующее окрашивание иммунофлуоресцентного против серотонина было завершено менее чем за десять дней. С многофотонном флуоресцентного микроскопа, ткань была отсканирована и 3D-изображение было реконструировано с помощью программного обеспечения OsiriX.

Protocol

Этика Заявление: Все процедуры, связанные с предметов животного происхождения следуйте рекомендациям по уходу и комитетом по этике животных (ACEC) в Университете Нового Южного Уэльса (утвержденный номер ACEC на 14 / 94А).

1. Приготовление прозрачного спинного мозга мыши

  1. Получение Ice Cold гидрогеля Solution
    1. Приготовление 16% раствора параформальдегида (PFA)
      1. Добавьте 16 г параформальдегида порошка в 70 мл предварительно подогретой дистиллированной воды (50-55 ° С) и перемешивают на магнитной мешалке с подогревом до параформальдегида не растворится. Примечание: Не допускайте раствор нагреть более 55 ° C и знать, что параформальдегид является токсичным.
      2. Переносят раствор параформальдегида в цилиндр и добавляют дистиллированную воду до 100 мл. Охлаждают раствор параформальдегида, используя 4 ° C холодильник.
    2. Растворите 125 мг VA-044 инициатора в 26,25 мл дистиллированной воды и охлаждают раствор в 4° C холодильник.
    3. Прохладный 5 мл раствора акриламида (40%), 1,25 мл раствора бис (2%) (ВНИМАНИЕ: Бис и акриламид растворы являются токсичными, могут вызывать генетические дефекты или рак), 5 мл 10х PBS, 12,5 мл 16% -ного раствора PFA, и тому раствор инициатора ВА-044 на льду.
    4. Смешайте вышеуказанные решения на льду.
      Примечание: общий объем составляет 50 мл.
  2. Кровоснабжение и Коллекция шнура мыши Spinal
    1. Анестезировать мышь с внутрибрюшинного введения кетамина (80 мг / кг) и xyzaline (5 мг / кг), разведенного в 0,9% физиологического раствора. Дозировка для мыши может быть ниже, чем у крыс.
    2. На подходящей пластиковой поверхности в вытяжном шкафу, фиксируют конечности мыши далеко от тела (клейкая лента эффективна), как только мышь не реагирует на крайнем случае к его коже стопы.
    3. Разрежьте кожу мыши на груди, а затем кости грудной клетки, чтобы разоблачить сердце с ножницами.
    4. С помощью перистальтического насоса, с 25 G игла прилагается к йе конец трубки, вставьте иглу в левый желудочек сердца, надрез в правое предсердие, чтобы создать точку выхода для крови, а затем начать промывку с 40 мл 0,9% физиологического раствора со скоростью примерно 10 мл / мин.
    5. После завершения заливать мышь с 35 мл ледяного раствора холодной гидрогеля.
      Примечание: обрызгивать со скоростью 10 мл / мин, чтобы избежать отека нервной ткани.
    6. Надрезать кожу на спину с лезвием, а затем удалить мышцы рядом с позвоночным. После разрезания позвоночные дуги на одной стороне и листать их на другую сторону, возьмите спинной мозг из позвоночного столба с тонкой ножницами.
  3. Очистка шнура мыши Spinal
    1. Поместите спинного мозга в 15 мл гидрогеля раствора в течение ночи при температуре 4 ° С.
    2. Удалить 10 мл раствора гидрогеля и вылить остальную часть раствора с сегментов спинного мозга в 5 мл пробирку. Заполните 5 мл пробирку с раствором гидрогеля, пока не будет полностью заполнен,
    3. Stretch небольшой кусочек парафином над верхней части 5 мл пробирку, а затем обернуть парафильмом вокруг шеи трубки. Примечание: Убедитесь, что парафильмом контактов решение гидрогеля и нет никаких пузырей между раствором гидрогеля и парафином.
    4. Поместите 5 мл трубку в 37   ° C печи в течение ночи. Обратите внимание на решение гидрогеля, пока она не станет гель.
    5. Возьмем 5 мл трубку из печи и удалите гель из трубки с помощью гаечного ключа (например, вливаются 1 мл пипетки). Удалите гель из ткани спинного мозга путем наклеивания грубой ткани в гель, а затем взять грубую ткань прочь (гель будет прилипать к ткани и, следовательно, будут удалены ткани).
    6. После удаления геля из ткани спинного мозга, моют спинного мозга 4 раза с помощью 1x PBS (рН 7,4) в течение 24 часов на шейкере.
    7. Готовят Кубическую клиринговую раствор путем растворения 3,85 г мочевины и 3,85 г N, N, N ', N'-тетракис (2-гидроксипропил) ethylenediamине в 5,38 мл дистиллированной воды.
      Примечание: используется горячий мешалка. Добавить 2,31 г Полиэтиленгликоль моно-п-isooctylphenyl эфир / тритона Х-100 к раствору сразу понятно и остывает до комнатной температуры.
      Примечание: 10 г этих трех химических веществ для одной мыши.
    8. Вырезать спинного мозга мыши коронковой на 2-3 мм длиной сегментов с лезвием бритвы и поместить их в 5 мл указанного выше раствора КУБИЧНОЙ клирингового. Место на шейкере в духовке при температуре 37   ° C в течение 3-х дней.
    9. Через три дня, изменить клиринговую решение свежую. Примечание: Вышеуказанный раствор готовят непосредственно перед использованием.
    10. Два-три дня спустя после того, как освежающий кубическая клиринговую решение, проверить прозрачность ткани против бумаги с шрифтом 8 букв. Если он прозрачен, то буквы можно увидеть через очищенную ткани. Удалите клиринговую раствор и добавляют 4 мл PBST (0,1% Triton-X100), чтобы вымыть ткани 4 раза в день (каждые 6 часов).

  1. Инкубируйте сегментов спинного мозга в растворе первичного антитела (анти-серотонин, поднятый в кролика, разведенной 1: 100 в PBST) в течение 3-х дней на вибраторе в 37 ° C духовке.
  2. Удалите раствор антитела и добавляют 4 мл PBST (0,1% Тритон-Х100) для мойки сегментов спинного мозга 4 раза в день (каждые 6 ч) в 37 ° C духовке.
  3. Удалить решение PBST и добавить вторичное раствор антитела (594 конъюгированный козий анти-кроличий IgG, разведенного 1: 100 в PBST), чтобы инкубировать ткани в течение 3-х дней на вибраторе в 37 ° C духовке.
  4. Удалите раствор вторичного антитела и добавляют 4 мл PBST, чтобы вымыть сегментов спинного мозга 4 раза в день (каждые 6 часов) на шейкере в 37 ° C духовке. На следующий день ткань готова к визуализации.

3. обработки изображений

  1. Удалите раствор PBST и добавляют 4 мл 85% глицерина, чтобы сделать показатель преломления ткани даже.
  2. Положите несколько капель 85% глицерина рядом с ткани спинного мозга и покровное его с покровным стеклом 22 х 50 мм 2.
    Примечание: Ориентация спинного мозга решает, как выглядит изображение.
  3. Поместите предметное стекло на крепежной рамки формирующего многофотонном флуоресцентного микроскопа и перемещения ткани, в световом пути.
  4. Выберите Гелий-неоновый лазер линии 594 нм и регулировать интенсивность лазера до оптимального уровня, проверяя яркость положительного сигнала на изображении.
  5. Выберите область сканирования из ткани спинного мозга с использованием цели 20X (в воде, Н. А. 0,7) и подготовить для создания Z-стека, а глубина каждого шага устанавливается равным 3 мкм.
  6. Сканирование ткань от верхней части к нижней части Z-стека под объективистские 20Хный, а затем цель 63X (в масле, Н. А. 1.4) (размер шага был 1 мкм), соответственно. Реконструировать 3D - видео с использованием 3D программного обеспечения 28.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

В этом разделе показаны результаты окрашивания серотонин антител в прозрачной мыши спинного мозга с использованием комбинации Четкость и кубические протоколов. Показано , что серотонинергические волокна присутствуют во всех пластинках спинного мозга с преобладанием в вентральной части вентральной рога (рис 1, а также смотрите видео 1). Контрольной ткани не имеют положительных волокон (результат не показан). В вентральном роге, плотно упакованные серотонинергические волокна присутствуют в вентрамедиального части вентральном роге , и они проходят в направлении боковой части вентральном роге (рисунок 2, также см Video 2). Некоторые иммунопозитивных волокна также простираются от вентральном роге в сторону дорсального рога или центрального канала. Иммунопозитивные волокна присутствуют во всех прослоек из дорсального рога, но есть небольшой зазор между положительными волокнами в листовых пластинок 2 и 4, особенно в боковомчасть дорсального рога. Большинство серотонинергических волокон в заднем роге , имеют малый диаметр и лишь небольшое число из них имеют большого диаметра (Video 1). В горизонтальном сечении, наблюдались плотно упакованные серотонинергические волокна в вентральном роге перемещаться по продольной оси спинного мозга и образуют большой пучок волокон. Самым интересным является то, что этот большой пучок волокон выпускает ветви регулярно вдоль продольной оси, которые перпендикулярны расслоения. Эти ветви далее вдоль их качестве обеспечения путей к боковой части вентральной рога. По сравнению с этими ветвями, те , простирающиеся по направлению к средней линии нерегулярны и меньше (рисунок 2). В соответствии с целью 63X, наблюдались серотонинергические волокна в заднем роге, чтобы перемещаться по оси спинного мозга и заканчиваются в различных точках вдоль пути кишечного тракта. Толстые волокна спорадически распределены между тонкой F ibers (рис 3, а также смотрите видео 3).

Рисунок 1
Рисунок 1:. Серотонинергической волокна в корональной части поясничного отдела мозга на 200X увеличение левых является вентральный рог, право спинной рог, спинной является медиальная часть спинного мозга, а вентральный боковая часть спинного мозга. Шкалы составляет 100 мкм. Серотонинергической волокна присутствуют во всех пластинках, особенно в вентрамедиального части вентральном роге, где плотность волокон высока. Эти волокна проходят в направлении обоих боковой части вентральном роге и центральным каналом или дорсального рога. Плотность волокон в других прослоек является низким. Большинство серотонинергические волокна тонкие. Только небольшое количество волокон, толстые и они рассматриваются как в заднем роге и вентральном роге (> смотрите также видео 1 (Щелкните правой кнопкой мыши , чтобы загрузить)).

фигура 2
Рис . 2: Серотонинергической волокна в вентральной части вентральном роге при 200X увеличении слева и справа боковые стороны спинного мозга, спинной является ростральной частью спинного мозга, и брюшные является хвостовой частью спинного мозга. Шкалы составляет 100 мкм. Серотонинергической волокна показаны, бегущих вдоль продольной оси спинного мозга и упаковано в медиальном части вентральном роге, где они образуют толстый пучок волокон. Из этого пучка, некоторые ветви вытягиваются через равные промежутки в направлении боковой части вентральном роге, в то время как другие, которые проходят в направлении от средней линии нерегулярные и короче. Эти волокна заканчиваются на многих точках вдоль пути -кишечного тракта ( см также видео 2(Щелкните правой кнопкой мыши , чтобы загрузить)).

Рисунок 3
Рисунок 3: Серотонинергической волокна в заднем роге под при 630X увеличении Левая боковая часть спинного мозга, право медиальная часть спинного мозга, спинного и брюшного относятся к спинной и брюшной части спинного рога, соответственно. , Шкалы составляет 7 мкм. Серотонинергической волокна, бегущих вдоль продольной оси спинного мозга и заканчиваются по пути тракта. Эти волокна в основном малого диаметра с небольшим количеством толстых волокон перемешаны. Эти волокна редко пересекаются друг с другом ( смотрите также видео 3 (Щелкните правой кнопкой мыши , чтобы загрузить) ).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Протокол, описанный показывает, как изображение серотонинергических волокон в спинном мозге мыши с комбинированным четкостью и КУБИЧЕСКИХ техники. Он вводит более быстрый процесс клиринга по сравнению с пассивным протоколом клиринга , разработанного Cheung и др. 14 и Томер и др. 15 и позволяет ткани спинного мозга , чтобы быть хорошо поддерживается гидрогеля в процессе очистки.

Важным шагом в процессе фиксации спинного мозга мыши, как сообщает Cheung и др. 14 и Томер и др. 15, чтобы сохранить все решения охлаждения на льду, что предотвращает полимеризацию химических веществ. Другим важным шагом является заливать мышь медленно с раствором гидрогеля для того, чтобы избежать отека нервной ткани. Для решения гидрогель стать гель, требуется дегазация. В качестве альтернативы этому, мы использовали парафильмом, чтобы покрыть верхнюю часть трубки и оставили пузырьков воздуха между гидрометРешение Rogel и парафильмом. Это работало очень хорошо, и раствор гидрогеля стал гель после нескольких часов. Хотя некоторые пузырьки были обнаружены в геле, что они не мешают следующие эксперименты, о чем свидетельствовало отсутствие пузырьков в ткани спинного мозга. Клиринг является наиболее важным шагом, и требует сочетания реагентов. Клиринг раствор, содержащий аминоспирта, удаляет липидный ткани спинного мозга намного быстрее , чем / клирингового раствора борной кислоты на основе SDS , используемого в первоначальном протоколе CLARITY 16.

Преимущество четкостью и КУБИЧЕСКИЙ по сравнению с традиционными иммуногистохимических методов состоит в том, что блок вся ткань может быть отображена без секционирования ткани, в результате, непрерывность серотонинергических волокон сохраняется, и можно следовать тем же волокно на большое расстояние в Z-стека. С этим преимуществом, применение залоговых можно уверенно отождествить с 3D-образов,е новые выводы, следовательно, могут быть сделаны о природе серотонинергических путей. Протокол, описанный является удобным инструментом для исследования волоконных систем, а также ядер просто мечения ткани со специфическими антителами. Этот метод также является идеальным выбором для допрашивая различных систем в том же головном мозге мышей с помощью двойной или тройной маркировки. В нашей лабораторных условиях, мульти-Фотон флуоресцентный микроскоп был доступен с рабочим расстоянием приблизительно 300 мкм. Это ограничивает наше изображение до максимум 600 мкм, если обе стороны ткани сканируются. Тем не менее, легкий лист флуоресцентный микроскоп, изображение может весь мозг мыши и спинной мозг через всю ширину, длину и глубину. Другим преимуществом этого метода является то, что антитела могут быть элюируют, а затем еще разные антитела или антитела применяются снова к той же ткани. Это уменьшает использование животных значительно, а также затраты, связанные с подготовкой новой ткани головного мозгадля каждого эксперимента. По той же причине, этот метод может быть применен к другим тканям. Там уже были исследования , проведенные на легкие, почки, сердце, кишечник, и опухолевой ткани 26,27.

Существуют также ограничения этого метода, например, ядра шве в мозге мыши содержит множество типов нейронов, в том числе ГАМКергических нейронов. Хотя CLARITY и кубические позволит для изучения распределения различных типов raphespinal волокон в одном мозге мыши и спинного мозга. Эти нейроны, которые не определены специально их нейротрансмиттеров или белковых маркеров, не могут быть идентифицированы в этой установке. В качестве альтернативы можно обозначить конкретные нейроны или оптические системы с помощью зондов нуклеиновых кислот , таких , как в in - situ гибридизации. Это, с другой стороны, ограничено системой маркировки и доступных фильтров для флуоресцентных изображений. Визуализация всех raphespinal волокон поэтому остается проблемой.Если эти методы были объединены с внутричерепной инжекции антероградного трассера (например, фасоль обыкновенная leucoagglutinin - PHA-L), можно было бы увидеть серотонинергические волокна, ГАМКергических волокна и другие.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Photoinitiator VA044 Wako va-044/225-02111 http://www.wako-chem.co.jp/specialty/waterazo/VA-044.htm
40% acrylamide solution Bio Rad 161-0140 http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0140-40-acrylamide-solution
2% Bis Solution Bio Rad 161-0142 http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0142-2-bis-solution?parentCategoryGUID=5e7a4f31-
879c-4d63-ba0b-82556a0ccf1d
paraformaldehyde Sigma 158127 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/158127?lang=en&region=AU
urea Merck Millipore 66612 http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Urea---CAS-57-13-6---Calbiochem,EMD_BIO-66612
N,N,N’,N’-tetrakis (2-hydroxypropyl) ethylenediamine Merck Millipore 821940 http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Ethylenediamine-N,N,N',N'-tetra-2-propanol,MDA_CHEM-821940
Triton-X 100 Merck Millipore 648462 http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/TRITON®-X-100-Detergent---CAS-9002-93-1---Calbiochem,EMD_BIO-648462
sucrose Sigma S0389 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=en&region=AU
serotonin antibody Merck Millipore AB938 http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Anti-Serotonin-Antibody,MM_NF-AB938
goat anti rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor® 594 conjugate Life Technologies  A-11012 https://www.lifetechnologies.com/order/genome-database/antibody/Rabbit-IgG-H-L-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11012
multi-photon microscope Leica Leica TCS SP5 MP STED http://www.leica-microsystems.com/products/confocal-microscopes/details/product/leica-tcs-sp5-mp/

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rivot, J. P., Chaouch, A., Besson, J. M. Nucleus raphe magnus modulation of response of rat dorsal horn neurons to unmyelinated fiber inputs: partial involvement of serotonergic pathways. J Neurophysiol. 44, (6), 1039-1057 (1980).
  2. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Struct Funct. 215, (3-4), 159-186 (2011).
  3. Sorkin, L. S., McAdoo, D. J., Willis, W. D. Raphe magnus stimulation-induced anti-nociception in the cat is associated with release of amino acids as well as serotonin in the lumbar dorsal horn. Brain Res. 618, (1), 95-108 (1993).
  4. Rivot, J. P., Chiang, C. Y., Besson, J. M. Increase of serotonin metabolism within the dorsal horn of the spinal cord during nucleus raphe magnus stimulation, as revealed by in vivo electrochemical detection. Brain Res. 238, (1), 117-126 (1982).
  5. Hentall, I. D., Pinzon, A., Noga, B. R. Spatial and temporal patterns of serotonin release in the rat's lumbar spinal cord following electrical stimulation of the nucleus raphe magnus. Neuroscience. 142, (3), 893-903 (2006).
  6. Bullitt, E., Light, A. R. Intraspinal course of descending serotoninergic pathways innervating the rodent dorsal horn and lamina X. J Comp Neurol. 286, (2), 231-242 (1989).
  7. Jones, S. L., Light, A. R. Termination patterns of serotoninergic medullary raphespinal fibers in the rat lumbar spinal cord: an anterograde immunohistochemical study. J Comp Neurol. 297, (2), 267-282 (1990).
  8. Marlier, L., Sandillon, F., Poulat, P., Rajaofetra, N., Geffard, M., Privat, A. Serotonergic innervation of the dorsal horn of rat spinal cord: light and electron microscopic immunocytochemical study. J Neurocytol. 20, (4), 310-322 (1991).
  9. Morrison, S. F., Gebber, G. L. Axonal branching patterns and funicular trajectories of raphespinal sympathoinhibitory neurons. J Neurophysiol. 53, (3), 759-772 (1985).
  10. Barman, S. M., Gebber, G. L. The axons of raphespinal sympathoinhibitory neurons branch in the cervical spinal cord. Brain Res. 441, (1-2), 371-376 (1988).
  11. Martin, G. F., Cabana, T., Ditirro, F. J., Ho, R. H., Humbertson, A. O. Jr Raphespinal projections in the North American opossum: evidence for connectional heterogeneity. J Comp Neurol. 208, (1), 67-84 (1982).
  12. Bowker, R. M., Westlund, K. N., Coulter, J. D. Origins of serotonergic projections to the lumbar spinal cord in the monkey using a combined retrograde transport and immunocytochemical technique. Brain Res Bull. 9, (1-6), 271-278 (1982).
  13. Watkins, L. R., Griffin, G., Leichnetz, G. R., Mayer, D. J. Identification and somatotopic organization of nuclei projecting via the dorsolateral funiculus in rats: a retrograde tracing study using HRP slow-release gels. Brain Res. 223, (2), 237-255 (1981).
  14. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497, (7449), 332-337 (2013).
  15. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nature Protoc. 9, (7), 1682-1697 (2014).
  16. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157, (3), 726-739 (2014).
  17. Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nature Neurosci. 16, (8), 1154-1161 (2013).
  18. Ertürk, A., et al. Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO. Nature Protoc. 7, (11), 1983-1995 (2012).
  19. Hama, H., et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nature Neurosci. 14, (11), 1481-1488 (2011).
  20. Kuwajima, T., Sitko, A. A., Bhansali, P., Jurgens, C., Guido, W., Mason, C. ClearT: a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue. Development. 140, (6), 1364-1368 (2013).
  21. Ertürk, A., Bradke, F. High-resolution imaging of entire organs by 3-dimensional imaging of solvent cleared organs (3DISCO). Exp Neurol. 242, 57-64 (2013).
  22. Kim, S. Y., Chung, K., Deisseroth, K. Light microscopy mapping of connections in the intact brain. Trends Cogn Sci. 17, (12), 596-599 (2013).
  23. Spence, R. D., et al. Bringing CLARITY to gray matter atrophy. NeuroImage. 101, 625-632 (2014).
  24. Ando, K., et al. Inside Alzheimer brain with CLARITY: senile plaques, neurofibrillary tangles and axons in 3-D. Acta Neuropathol. 128, (3), 457-459 (2014).
  25. Zhang, H., Rinaman, L. Simplified CLARITY for visualizing immunofluorescence labeling in the developing rat brain. Brain Struct Funct. (2015).
  26. Lee, H., Park, J. H., Seo, I., Park, S. H., Kim, S. Improved application of the electrophoretic tissue clearing technology, CLARITY, to intact solid organs including brain, pancreas, liver, kidney, lung, and intestine. BMC Dev Biol. 14, 781 (2015).
  27. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158, (4), 945-958 (2014).
  28. Rosset, A., Spadola, L., Ratib, O. OsiriX: an open-source software for navigating in multidimensional DICOM images. J Digit Imaging. 17, 205-216 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics