Прямая тока Стимуляция и Многоэлектродные массив Запись припадков, как активность мозга у мышей Кусочек Подготовка

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lu, H. C., Chang, W. J., Chang, W. P., Shyu, B. C. Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation. J. Vis. Exp. (112), e53709, doi:10.3791/53709 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Катодная микрополяризация (ТОК) индуцирует подавляющие действие на лекарственно-устойчивых судорог. Для выполнения эффективных действий, параметры стимуляции (например, ориентация, напряженность поля, и длительность стимуляции) должны быть изучены в препаратах срезов головного мозга мышей. Тестирование и упорядочивание ориентацию электрода по отношению к положению среза мыши мозга осуществимы. Данный способ сохраняет thalamocingulate путь для оценки влияния DCS на передней части поясной извилины припадок, как деятельность. Результаты записей массива многоканальных показали, что катодный DCS значительно уменьшил амплитуду стимуляции вызвали ответы и продолжительность 4-аминопиридина и бикукуллин-индуцированных припадков подобной активностью. Это исследование также показало, что катодная приложения DCS в 15 мин вызвала длительная депрессия в thalamocingulate пути. Настоящее исследование посвящено изучению влияния DCS на thalamocingulatе синаптической пластичности и острых приступов, как деятельность. Действующая процедура может проверить оптимальные параметры стимуляции , в том числе ориентации, напряженности поля и продолжительности стимуляции в качестве экстракорпорального модели мыши в. Кроме того, метод может оценить влияние DCS на корковых припадок, как деятельность на обоих клеточном и сетевых уровнях.

Protocol

Процедуры, которые включают предметы животных были одобрены Уходу за животными и Комитетом по утилизации, Академии Синика, Тайбэй, Тайвань.

1. Подготовка экспериментального решения и оборудование для многоэлектродная регистрирующей

  1. Готовят искусственную спинномозговую жидкость (ACSF, 124 мМ NaCl, 4,4 мМ КСl, 1 мМ NaH 2 PO 3, 2 мМ MgSO 4, 2 мМ CaCl 2, 25 мМ NaHCO 3, и 10 мМ глюкозы, продувают 95% O 2 и 5% СО 2).
  2. Используйте два типа MEA зондов: 6 х 10 плоскостную MEA и 8 х 8 МЭС. Первый зонд охватывает область, которая включает в себя кору мозга, полосатое тело и таламус. Последний зонд покрывает только область коры головного мозга.
  3. Используйте усилитель 60-канальный с полосового фильтра, установленного в диапазоне от 0,1 Гц до 3 кГц при 1200 усиления. Приобретать данные с частотой дискретизации 10 кГц.
  4. Поместите два AgCl Покрытые серебряные провода внутри MEA камеры для DCS. Используйте AgCl-покрытие серебряные провода для производства электрических полей, которые создаются с помощью изолированной стимулятора.
  5. Поместите вольфрамовый электрод (диаметр, мкм 127; длина, 7,62 см, 8 ° AC конический наконечник; сопротивление, 5 МОм) для стимуляции таламуса, и поместить электрод сравнения в MEA камере. Deliver токи вольфрамового электрода, используя изолированный стимулятор, который управляется генератором импульсов.

2. Мозг Кусочек Приготовление

  1. Используйте мужские C57BL / 6J мышей, 4-8 недель. Дом животных в кондиционируемом помещении (21-23 ° C, 50% влажности; 12 ч / 12 ч цикл свет / темнота, включение света в 8:00) со свободным доступом к пище и воде.
  2. Возьмите 250 мл аликвоты ACSF, который был подготовлен в шаге 1.1, и поместите его в стакан, который содержит лед. В то же время, бесперебойного газоснабжения , который состоит из 95% O 2 и 5% CO 2.
  3. Хирургия
    1. Обезболить животное с 4% изофлуран в стаканекоробка в течение примерно 3 мин. После того, как животное достигает хирургической глубины анестезии (обозначается отсутствием ответа на носок щепотку), поместите его на мелком лоток, который наполнен дробленым льдом, и снимите головку с помощью ножниц.
    2. Выставляют череп, и обрезать оставшиеся мышцы. Далее, с помощью кусачек, отслаиваться дорсальную поверхность черепа от головного мозга. Срежьте боковые части черепа с помощью кусачек. Стерилизовать все хирургических инструментов с 75% -ным раствором этанола.
    3. С помощью шпателя, обрежьте обонятельные луковицы и нервные соединения вдоль вентральной поверхности мозга, и удалить мозг. После декапитации, быстро перевести мозг в химический стакан, наполненный охлажденным льдом насыщенной кислородом ACSF.
  4. Получение медиального таламуса (MT) -ACC мозга Кусочек
    Примечание: Подготовьте кусочки , которые содержат путь от МТ к ACC 13.
    1. Вырезаются вручную блок мозга с двумя сагиттальной порезов 2,0 мм сбоку от средней линии в каждом полушариидля отображения подкорковых анатомии. Затем сделайте две угловые пропилы. Сделайте первый перекрестное параллельно видимой волоконного тракта в стриатуме.
    2. Сделайте второй поперечный разрез от связи между мозжечком и зрительной коры к средней точке между передней спайки и зрительного тракта, которые являются вентральной и параллельно thalamocingulate пути.
    3. Прикрепите блок мозга к угловой пластине (~ 120 °) с цианакриловым клеем, и сделать разрез чуть выше точки поворота пути. Откиньте пластину, распрямите ее и приклеить ее на сцену камере vibratome.
    4. Сделать медиальной таламуса-ACC срезах мозга (500 мкм), а затем погружают их в ледяном кислородсодержащих aCSF.Transfer ломтики в записи камеры, и держать при температуре 32 ° С при непрерывной перфузии (12 мл / мин) с окисленной ACSF для 1 ч.

3. Подготовка перфузии камеры для многоэлектродная регистрирующей

  1. подготовкаперфузионной палаты
    1. Поместите MEA зонд на систему многоканальной, и использовать два отдельных полиэтиленовых труб для подключения зонда к перистальтического насоса. Используйте одну трубку для направления ACSF в MEA камеру и с другой трубкой, чтобы направлять ACSF из камеры. И, наконец, постоянно заливать препарат с теплой (29-30 ° С), насыщенной кислородом ACSF (8 мл / мин).
  2. Передача срез мозга в СМЭ. Удерживая срез мозга на СМЭ, используя влажную ватным тампоном. Тщательно перемещайте кусочек мозга, чтобы обеспечить АКК ориентирован над электродами.
  3. Используйте срез якорные наборы и прижимы нажать на срез мозга. Этот шаг обеспечивает хорошее электрическое соединение между электродами и срезе.

4. Генерация электрических полей с помощью DCS

Примечание: Определение ориентации электрического поля основывалась на направлении axodendritic оси в АСС. Ориентации дендритов и сомы отсеков былиподтверждено с помощью Гольджи окрашивания 12.

  1. Поместите электрод AgCl (определенный как анод) проксимальнее АКК, и поместить другой электрод (определенный в качестве катода) дистального к АСС. Запишите напряженность поля, которое создается двумя ориентациях поля (параллельно и перпендикулярно к axodendritic волокон АКК) по МЭС, и доставить токи электрических полей с использованием стимулятора.
  2. Закрепить расстояние электродов AgCl (около 1,5-2 см), а также настроить силу тока стимулятора, чтобы сделать DCS от 0,5 до 2 мА.

5. Электрически наведенные Ответы Кортикальная Synaptic

Примечание: индуцируют синаптические реакции в АКК электрической стимуляцией в МТ, в котором программируемый электрический генератор стимул производит прямоугольные двухфазные импульсы тока.

  1. Повторите раздел 3 выше.
  2. Поместите вольфрамовым электродом в МП, и выдавать импульсы от стимулятора к ТалеAMIC область срезов через биполярные вольфрамовые электроды.
  3. Используйте различные силы тока для определения порога, которое вызывает ответ ACC. При этом используют интенсивность ± 150 мкА и длительность 200 мкс, который стимулировали максимальный ответ 80% в АКК в большинстве срезов.
  4. Перемещение вольфрамового электрода вдоль thalamocingulate пути (от МТ к мозолистого тела) в срезе MT-ACC, чтобы получить оптимальные профили отклика.
  5. Сделайте 10-20 зачисток ответов АКК, и использовать программное обеспечение для автоматического усреднения всех АЦТ вызванной MT стимуляции. В результате ISS синаптических ответов в АКК, индуцированных с МТ стимуляции МТ-ACC пути.

6. Электрические индуцированный припадков, как активность

Примечание: припадков, как активность, индуцированный применением 4-аминопиридина (4-AP, 250 мкМ) и бикукуллин (5 мкМ). Предыдущие исследования времени контроля показали, что максимальные и стабильные ответы появились2-3 ч после применения препарата 14.

  1. Повторите Раздел 5 выше.
  2. Добавить наркотики в перфузионный раствор. С помощью 4-AP (250 мкМ) и бикукуллин (5 мкМ). Смешайте препараты равномерно, и продолжают перфузии в течение 2-3 ч.
  3. Для того, чтобы облегчить судорожный-подобную активность, поддерживать перфузионного насоса при относительно высокой скоростью перфузии (8 мл / мин), что также может помочь предотвратить нарастание градиента рН.
  4. Поместите вольфрамовым электродом в МП, и поставлять электрическую стимуляцию (150 мкА, 200 мкс длительность), чтобы получить профили отклика ACC.
  5. Сделайте 10-20 тралов и усреднить ответов.
  6. Заменить перфузионного раствора со свежим ACSF промывать наркотики. Повторите шаг 6.5.

7. Тестирование Влияние DCS на Вызванные корковых Ответы

  1. Повторите разделы 3 и 4. Убедитесь, что однородные электрические поля генерируются путем пропускания тока между двумя параллельными AgCl покрытыми серебряными проводами, которые расположены внутри МEA камеры. Если нет проблем, то DCS остается от 0,5 до 2 мА.
  2. Выключите DCS, и поместите вольфрамовый электрод для стимуляции таламуса (± 150 мкА, 200 мкс длительность). Для получения максимальных синаптические реакции в АКК, сделайте 10-20 тралов и усреднить ответов.
  3. Одновременно включите DCS (2 мВ / мм прочность DCS) и таламуса стимуляции (350 мкА, 200 мкс длительность). Оценить изменения амплитуды таламуса стимуляции-вызванной реакции ACC во время DCS.
  4. Выключите DCS, и добавить 4-AP (250 мкМ) и бикукуллин (5 мкМ) в перфузионный раствор. Затем подождите 2-3 ч. Когда наркотики влияют на срез мозга, срез производит корковых ответов припадков.
  5. Сделайте 10-20 зачисток АКК ответов, а затем измерить амплитуду и длительность электрических вызванных корковых ответов об изъятиях.
  6. После шага 7.5, одновременно включите DCS (2 мВ / мм DCS прочности) и таламуса стимуляции (150 мкА, 200 duratiна мксек). Оценка изменения амплитуды и длительности вызванных корковых реакций приступов во время применения DCS.
  7. Заменить перфузионного раствора со свежим ACSF промывать наркотики, и повторите шаги 7.2 и 7.3.
  8. Соберите все записи данных, и сгруппировать данные в различных экспериментальных условиях. Оценить амплитуду и длительность корковых ответов приступов при различных экспериментальных условиях.

Анализ 8. Данные

  1. С помощью программного обеспечения (например, MC Rack программное обеспечение) для автоматического усреднения записанных ответов, а также экспортировать исходные данные в электронную таблицу. Проанализировать амплитуду и длительность исходных данных и генерировать цветные рисунки.
  2. Для обнаружения колебательные судорожные события, используют программное обеспечение для измерения исходного значения и стандартные отклонения (SD). 3 Набор SD уровня шума в качестве порогового значения. Амплитуды пиков во время события колебаний, превосходящие этот порог автоматически обнаруживатьредактор
  3. Провести статистический анализ с использованием трет -TEST Стьюдента.
  4. Экспресс измерения и один из способов анализа дисперсии (ANOVA) результатов в тексте как среднее ± SE, с п указанием количества срезов изучили 12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Подготовка установки Thalamocingulate Slice и MEA системы записи

MT-ACC ломтика от мышей является специальной подготовки срез , который позволяет изучение электрофизиологических свойств thalamocingulate пути. Рисунок 1А показывает, каким образом был подготовлен срез MT-ACC. Мозг мыши быстро удаляют и хранят в прохладном окисленной ACSF (Фигура 1А, а, б). Для выявления подкорковой анатомии, мозг разрезали 2,0 мм латерально от средней линии в каждом полушарии , чтобы приобрести сагиттальный блоки головного мозга (Фиг.1А, в, г). Два прямоугольных брюшные порезы были сделаны в блоках мозга, чтобы сохранить thalamocingulate путь. Первый поперечный разрез был выполнен в передней части блока мозга параллельно видимой волоконного тракта в полосатом теле. Второй поперечный разрез был сделан на задней стороне блока мозга от ставки подключенияWEEN мозжечка и зрительной коры к средней точке между передней спайки и зрительного тракта. После того, как были сделаны разрезы, блок мозга был приклеен на угловой пластиковой пластины (120 ° угол), и разрез был сделан на спинной стороне непосредственно через кору (рис 1А, например). Блок мозга пластина приклеена к vibratome и погружают в прохладном окисленной ACSF. И, наконец, несколько ломтиков (толщиной 500 мкм) были взяты из блока мозга и инкубировали в насыщенной кислородом ACSF (Фигура 1А, Н, I).

На фиг.1В показана установка системы записи MEA. Принципиальная схема показывает системы перфузии и МЭС, подключенных к компьютеру записи. Пустой МЕА зонд был помещен внутри усилителя, и перфузию начал со скоростью потока 8 мл / мин. Срез мозга МТ-АСС был помещен на MEA зонда, обеспечивая при этом область записи была как можно ближе к центру. Стимулятор было использованиеd, чтобы стимулировать срез мозга и генерировать электрическое поле. После того, как все шаги были завершены, система записаны электрофизиологические свойства thalamocingulate пути.

На фиг.1С показана схема области записи и способ , в котором срез мозга MT-ACC был помещен на MEA зонда. Рисунок 1С-а показывает внешний вид MEA зонда. Черная линия (красная стрелка) на зонд помог пользователю определить правильное направление зонда внутри усилителя. Рисунок 1С-б показывает основную схему МЭС зонда. Рисунок 1C-C показывает электрический массив , который был наложенного на ткань коры головного мозга.

Тестирование Вызванные Ответы

Для того, чтобы подтвердить сохранение thalamocingulate пути в подготовке срезов, это исследование стимулировалиталамуса и записал на АКК в электрофизиологических экспериментах. Только ломтики с постсинаптического потенциала в ACC, обеспечивая при этом небольшое количество тока в МП были использованы в эксперименте. На рис 2А показаны положения стимуляции и регистрирующих электродов и типичных таламуса стимуляции вызвали ответы в АКК. Для того, чтобы вызвать припадок, как активность, 4-AP (250 мкМ) и бикукуллин (5 мкМ) для индукции эпилептиформной активности. Типичный 4-AP с бикукуллин-индуцированных спонтанного припадков подобной активности состояла из иктальной начала, за которым следует тонической фазы и большой продолжительностью. Следы были выбраны для увеличения на рисунке 2B. Это исследование также пытались поставить стимуляцию в МТ после индукции припадков медикаментозный. 4-аминопиридин / бикукуллин-вызывала эпилептиформная активность была вызвана после электрической стимуляции (рис 2С).

тестированиеОриентация DCS и нарезка

Предыдущие клинические исследования показали , что ориентация электрического поля катодная DCS влияет зрительного бугра стимуляцией вызванную активность. На фиг.3А показаны различные ориентации электрического поля, которое , расположенных параллельно или перпендикулярно к ориентации дендритов и сомы отсеков в АСС. Когда электрическое поле было организовано параллельно нейрональных клеток, катодная стимуляция подавляется таламуса стимуляция вызвали ответы в медиальной части АКК (рис 3B, верхняя панель). Когда электрическое поле было организовано перпендикулярно к нейрональных клеток, не наблюдалось никаких существенных эффектов на таламуса стимуляции вызвали ответы (рис 3B, нижняя панель). Параллельный катодная DCS также подавляются 4-ЩФ и бикукуллин-индуцированных припадков подобной активности в медиальной части АКК (рис 3C, верхняя панель).Это сократило продолжительность приступов, как деятельность, и никакого существенного влияния перпендикулярна катодная DCS не наблюдалось (рис 3C, нижняя панель). Эти результаты подтвердили, что ориентация электрического поля играет важную роль в регуляции синаптической передачи в thalamocingulate пути.

Влияние DCS на судорожную активность

Клиническое применение транскраниальной магнитной стимуляции, ТОК и DCS обеспечивает неинвазивный подход для лечения резистентных припадков. Предыдущие исследования показали, что стимуляция поле модулируется синаптическую пластичность и под влиянием эпилептиформной активности в различных областях головного мозга. Представленные результаты показали, что катодный ТОК депрессии thalamocingulate синаптической передачи. Амплитуда стимуляции вызвали ответы и продолжительность приступов-подобной активности были подавлены (9 из 11 ломтиков, 81,82%; рисЮр 4A, левая панель). Рисунок 4A (правая панель) показывает , что 15 мин катодная DCS эффективно индуцируется долгосрочной депрессии (LTD) в пути МТ-АКК и депрессии вызвали ответы (N = 11, р <0,05). Рисунок 4В (левая панель) показывает , что таламическая стимуляция вызывала надежный захват-подобной активности в поясной коре. Тридцать минут через 15 мин катодная применения DCS, длительность таламуса стимуляции-вызванных припадков подобной активности был сокращен. Результаты также показали , что длительность захват значительно снизилась после 15 мин катодная DCS по сравнению с отсутствием применения DCS (N = 9, р <0,05; фигура 4В, правая панель).

Рисунок 1
Рисунок 1:. Подготовка установки Thalamocingulate Slice и MEA системы записи (A) MT-ACC ломтика Proцедуру (а) Удалите мозг и (б) передачи для охлаждения насыщенной кислородом ACSF. (С) Сделать два парасагиттальной порезы от средней линии. (D) вид сбоку медиальной части блока мозга. (Е) Сделайте два угловых вентральных распилы блока мозга. (Е) Приклейте блок мозга на угловой пластиковой пластины. (Г) Сделать спинной вырезать и развернуть блок мозга. (Ч) Клей блок мозга в vibratome. (Я) собирать кусочки из блока мозга. Настройка системы (B) записи MEA. (C) MEA область записи. (А) MEA зонд. (Б) MEA цепи. (С) АСС среза мозга была ориентирована над электродных зондов. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

е = "1"> фигура 2
Рисунок 2: Различные Вызванные Ответы на таламуса стимуляции и лекарственно-индуцированной стимуляции (A) таламуса стимуляции вызвали ответы в АКК.. (В) 4-Aminopyridine- и бикукуллин-индуцированных припадков , как активность. (C) таламуса stimulation- и медикаментозный приступов , как деятельность. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рис . 3: Влияние различных ориентациях DCS (А) Различные ориентации электрического поля. (B) таламуса стимуляции вызвали ответы с DCS. (C) Влияние катодная DCS на судорожной-подобной активностью.: //www.jove.com/files/ftp_upload/53709/53709fig3large.jpg "Целевых =" _blank "> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4: Влияние катодный ТОК на судорожной активности (А) Пятнадцати мин катодная DCS-индуцированной LTD и депрессии вызванной активности.. (Б) Возникновение приступов , как снижение активности во время катодная стимуляция. Подавление судорожной-подобной активности на 15 мин катодная DCS терпел , даже когда было прекращено применение DCS. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В настоящем исследовании, были протестированы эффекты продолжительности и ориентации DCS на АСС припадков типа деятельности. Для получения стабильных данных в срезах мозга мышей, как сохранить целостность пути МТ-ACC и во избежание повреждений он является ключевым, особенно шаги, в которых сделаны две расположенные под углом брюшные порезы и спинной разрез коры. Кроме того, время, чтобы подготовить срез мозга также может влиять на активность мозга среза, которая должна быть самое короткое время можно держать мозг свежим и сильным. Предыдущее исследование показало , что электрохимическая повреждение ткани - мишени может произойти в препарате в естественных условиях 15. Мозга препарат срез в пробирке может быть использован , чтобы избежать этой проблемы. В препарате в пробирке, ткань не напрямую связаться с электрода, тем самым сводя к минимуму электрохимические эффекты 16. Эффекты DCS сравнивались с электродами, которые были ориентированы в разных направлениях. Когда электродэс были ориентированы под углом 90 ° и 270 °, DCS не влияет на вызванную активность (рисунок 3). Таким образом, этот эксперимент под контролем исключает возможность каких-либо побочных эффектов электрохимических реакций на DCS, что поврежденные ткани в нашем исследовании. Защитный метод восстановления срезов мозга является еще одним ключом; формула ACSF в данном исследовании, является альтернативой защитным методом резки и является весьма эффективным для сохранения нейронов в срезах мозга от 4 до 8-недельных животных. Этот метод не предназначен для использования с животными всех возрастов; использование Трис ACSF представляется эффективным у молодых мышей, как это использование защитного метода восстановления NMDG у мышей в возрасте 6 недель и старше. Таким образом, пользователи должны иметь в виду относительный возраст эквивалентности разных видов, чтобы выбрать наилучший метод для эксперимента.

Использование MEA для записи срезов мозга является обычной техникой, но объединение электрического поля с записью MEA SYSТЕМ как правило, не делается. Затрагивая поле постоянного тока в проводящем растворе системы записи MEA интересный подход, особенно в периоды многих секунд до нескольких минут. Предыдущее исследование показало , что применение DCS не изменяло рН в растворе ACSF, что указывает , что рН электропроводный раствор был стабилен в этой экспериментальной установке 12. Относительно быстрая скорость перфузии (8 мл / мин) поддерживали, чтобы облегчить захват, как деятельность, а также любые продукты химического изменения в MEA зонда были вымываются перфузией, что позволяет избежать накопления градиента рН. Технология записи массива многоэлектродная часто ограничена типом среза головного мозга и диапазон записи электрода. Тип среза мозга определяет, какая схема путь записывается, а диапазон записи электрода определяет, записаны ли один или несколько ядер головного мозга. Эти условия должны быть подтверждены до начала эксперимента.

до дущих исследования показали , что долгосрочные эффекты DCS происходят через модуляции синаптической передачи 17. В настоящем исследовании, катодная DCS вызвано ООО в пути МТ-ACC. LTD или depotentiation судорожной связанных с потенцирования было предложено, чтобы быть частью основного механизма подавления приступов, предполагая, что усиление результата лечения ТОК может оказаться невозможным. Тем не менее, не опубликованное исследование не было сосредоточено на напряженности поля в поясной коре. Глубокое расположение поясной извилины в медиальной части коры трудно проверить. Например, это неизбежно, что электрический ток может влиять на ткани и сосуды, которые ближе к поверхности. Трудность ориентации глубоко в ткани путем ТОК может ограничить применение ТОК для исследования в естественных условиях. Поэтому, чтобы понять, как DCS влияет на деятельность нейронов, препарат срез мозга следует использовать, в качестве неспецифических сосудистых эффектов должны быть исключены.

jove_content "> Для создания экспериментальной модели, описанный захват индуцируется в здоровом мозге. Припадок подобные мероприятия были дополнительно индуцируется электрический импульс. Момент возникновения судорог может быть точно контролировать, когда DCS была применена . результаты могут предоставить дополнительную информацию для лечения ТОК. Другим важным открытием было длительным изменениям в региональной корковой возбудимости, которые были вызваны ТОК. В будущем, если основной механизм ТОК может быть выяснена, то сочетание DCS и фармакологическая терапия для повышения LTD при лечении эпилепсии может быть очень интересным событием.

В заключение была представлена ​​методика изучения влияния DCS на thalamocingulate и транскаллозальной синаптической пластичности и острых приступов. Отдаленные последствия DCS о выемке-подобной активности в нашей подготовке срезов мозга произошло через LTD-подобный механизм.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anesthetic:
Isoflurane Halocarbon Products Corporation  NDC 12164-002-25 4%
Name Company Catalog Number Comments
aCSF (total:1 L):
D(+)-Glucose MERCK 1.08337.1000 10 mM
Sodium hydrogen carbonate MERCK 1.06329.0500 25 mM
Sodium chloride MERCK 1.06404.1000 124 mM
(+)-Sodium L-ascorbate, >=98% SIGMA A4034-100G 0.15 g/2 c.c
Magnesium sulfate, anhydrous, ReagentPlus SIGMA M7506-500G 2 mM
Calcium chloride dihydrate MERCK 1.02382.1000 2 mM
Sodium dihydrogen phosphate monohydrate MERCK 1.06346.1000 1 mM
Potassium chloride May & Baker LTD Dagenham England MS 7616 4.4 mM
Name Company Catalog Number Comments
Drugs:
(+)-Bicuculline TOCRIS 0130 5 µM in aCSF
4-Aminopyridine TOCRIS 0940 250 µM in aCSF
Name Company Catalog Number Comments
Brain slice Preparation:
Vibratome Vibratome Series 1000 Block slicing into 500 µm thick slices
Name Company Catalog Number Comments
MEA system:
Multielectrode array (MEA) probes: 6 x 10 planar MEA Multi Channel Systems 60MEA500/30iR-Ti-pr MEAS 6x10 electrode diameter, 30 µm; electrode spacing, 500 µm; impedance, 50 kΩ at 200 Hz
Multielectrode array (MEA) probes: 8 x 8 MEA  Ayanda Biosystems 60MEA200/10iR-Ti-pr MEAS 8x8 pyramidal-shaped electrode; diameter, 40 µm; tip height, 50 µm; electrode spacing, 200 µm; impedance, 1,000 kΩ at 200 Hz
A 60-channel amplifier was used with a band-pass filter set between 0.1 Hz and 3 KHz at 1,200X amplification Multi-Channel Systems MEA-1060-BC
MC Rack software at a 10 KHz sampling rate Multi-Channel Systems Software for data collect and recordings
control of a pulse generator Multi-Channel Systems STG 1002
slice anchor kits and hold-downs Warner Instruments SHD-26H/10; WI64-0250
Peristaltic Pump-minipuls3 Gilsom MINIPULS3 perfusion rate : 8 ml/min
Name Company Catalog Number Comments
Stimulation system:
Isolated stimulator A-M Systems Model 2100 intensity of ±350 μA , duration of 200 μsec
Tungsten electrode A-M Systems 575300 placed in thalamus

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schiller, Y., Najjar, Y. Quantifying the response to antiepileptic drugs: effect of past treatment history. Neurology. 70, (1), 54-65 (2008).
  2. Fregni, F., et al. A controlled clinical trial of cathodal DC polarization in patients with refractory epilepsy. Epilepsia. 47, (2), 335-342 (2006).
  3. Auvichayapat, N., et al. Transcranial direct current stimulation for treatment of refractory childhood focal epilepsy. Brain Stimul. 6, (4), 696-700 (2013).
  4. Chung, M. G., Lo, W. D. Noninvasive brain stimulation: the potential for use in the rehabilitation of pediatric acquired brain injury. Arch Phys Med Rehabil. 96, (4 Suppl), S129-S137 (2015).
  5. Del Felice, A., Magalini, A., Masiero, S. Slow-oscillatory Transcranial Direct Current Stimulation Modulates Memory in Temporal Lobe Epilepsy by Altering Sleep Spindle Generators: A Possible Rehabilitation Tool. Brain Stimul. 8, (3), 567-573 (2015).
  6. Garnett, E. O., Malyutina, S., Datta, A., den Ouden, D. B. On the Use of the Terms Anodal and Cathodal in High-Definition Transcranial Direct Current Stimulation: A Technical Note. Neuromodulation. (2015).
  7. Biraben, A., et al. Fear as the main feature of epileptic seizures. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 70, (2), 186-191 (2001).
  8. Zaatreh, M. M., et al. Frontal lobe tumoral epilepsy: clinical, neurophysiologic features and predictors of surgical outcome. Epilepsia. 43, (7), 727-733 (2002).
  9. Karim, A. A., et al. The truth about lying: inhibition of the anterior prefrontal cortex improves deceptive behavior. Cereb. Cortex. 20, (1), 205-213 (2010).
  10. Keeser, D., et al. Prefrontal transcranial direct current stimulation changes connectivity of resting-state networks during fMRI. J. Neurosci. 31, (43), 15284-15293 (2011).
  11. Nelson, J. T., McKinley, R. A., Golob, E. J., Warm, J. S., Parasuraman, R. Enhancing vigilance in operators with prefrontal cortex transcranial direct current stimulation (tDCS). Neuroimage. 85, (Pt 3), 909-917 (2014).
  12. Chang, W. P., Lu, H. C., Shyu, B. C. Treatment with direct-current stimulation against cingulate seizure-like activity induced by 4-aminopyridine and bicuculline in an in vitro mouse model. Exp. Neurol. 265, 180-192 (2015).
  13. Lee, C. M., Chang, W. C., Chang, K. B., Shyu, B. C. Synaptic organization and input-specific short-term plasticity in anterior cingulate cortical neurons with intact thalamic inputs. Eur. J. Neurosci. 25, (9), 2847-2861 (2007).
  14. Chang, W. P., Shyu, B. C. Involvement of the thalamocingulate pathway in the regulation of cortical seizure activity. Recent Research Developments in Neuroscience. Pandalai, S. G. 4, Research Signpost. Kerala. 1-27 (2013).
  15. Brummer, S. B., Turner, M. J. Electrochemical considerations for safe electrical stimulation of the nervous system with platinum electrodes. IEEE Trans. Biomed. Eng. 24, (1), 59-63 (1977).
  16. Durand, D. M., Bikson, M. Suppression and control of epileptiform activity by electrical stimulation: a review. Proc. IEEE. 89, (7), 1065-1082 (2001).
  17. Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66, (2), 198-204 (2010).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics