Prækliniske ortotopisk Murine Model of Human Prostata Cancer

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Shahryari, V., Nip, H., Saini, S., Dar, A. A., Yamamura, S., Mitsui, Y., Colden, M., Bucay, N., Tabatabai, L. Z., Greene, K., Deng, G., Tanaka, Y., Dahiya, R., Majid, S. Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer. J. Vis. Exp. (114), e54125, doi:10.3791/54125 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Prostatacancer er den anden mest udbredte årsag til kræftdødsfald (9%) blandt mænd i USA, ud for lungekræft og bronchus (28%) 1. Ifølge de seneste data, anslås det, at 220, 800 nydiagnosticerede prostatakræft tilfælde og 27, 540 dødsfald vil forekomme i 2015 en. De fem års relativ overlevelse på tidlig fase prostatakræft er> 99%, mens den for fremskreden metastatisk sygdom er kun 28% 1. En stor udfordring for behandling af fremskreden metastatisk sygdom er den manglende forståelse af molekylære mekanismer bag den tilbøjelighed af denne sygdom til at metastasere til andre organer, navnlig til knoglen, som er en hyppig site for prostatakræft. Derfor er der et klart behov for at undersøge den molekylære sammensætning af disse prostatatumorer for at udvikle effektive terapeutiske regimer mod progression til fremskreden metastatisk sygdom 2,3.

Prostata tumorer udviser HIGh biologiske heterogenitet uden en veldefineret pathway til progression. Metastaser forekommer ofte uden forudgående angivelse af tumorindtrængen 4. Denne kliniske heterogenitet tilskrives den molekylære mangfoldighed af prostatacancer. Forståelse af molekylære sammensætning af disse dødelige tumorer er nøglen til at designe bedre diagnostiske og terapeutiske strategier for denne sygdom. Derfor er prostatakræft forskning i øjeblikket fokus på forståelse og forebyggelse af metastaser.

Prækliniske in vivo musemodeller tilbyde en vifte af muligheder for at forstå de molekylære mekanismer i prostatakræft progression til fremskreden metastatisk sygdom. Desuden er disse modeller er vigtige for prækliniske evalueringer af nye terapeutiske strategier mod denne sygdom. De mest almindeligt anvendte dyremodeller indbefatter transgene musemodeller, hale-vene injektion, intrakardielle implantation og menneskelige ortotopisk musemodeller. Transgene undersøgelser er tid consuming og korrelation af prostata kræft udvikling i mus med den af mennesker har vist variabilitet 11. I spontane metastatiske musemodeller cellerne injiceres direkte ind i kredsløbet og selvom de har hurtig ekspeditionstid, kan de ikke anvendes til at undersøge den primære tumor eller de indledende trin i den metastatiske kaskade 5. Ortotopisk xenograftmodeller har begrænsningen af ​​at udvikle knogle metastatiske læsioner, den fælles hjemmeside for prostatakræft metastaser. Ikke desto mindre, den humane ortotopisk prostatacancer xenotransplantat musemodel er velkarakteriseret og bredt anvendt til at undersøge de molekylære begivenheder af primær tumor udvikling, krydstale mellem tumor og organ mikromiljø, indledende fase af metastatisk sygdom og brug af eksperimentelle lægemidler for terapeutisk intervention 6 , 7,8-11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Protokoller for alle procedurer, der involverer dyr skal gennemgås og godkendes af en Institutional Animal Care og brug Udvalg (IACUC). Følg officielt godkendte procedurer for pasning og anvendelse af forsøgsdyr. Intra-prostata injektion kræver åben abdominal kirurgi og dyr skal holdes i en patogen-frit miljø med en udpeget kirurgi rum, hvor der anvendes korrekte kirurgiske aseptisk teknik under hele proceduren.

1. Fremstilling af celler til implantation

BEMÆRK: Baseret på forskning behov, kan enhver prostatacancer-cellelinie anvendes. Cellelinjer dyrkes i henhold til leverandørens instruktioner.

  1. For PC3M-Luc-C6-cellelinje, som stabilt udtrykker ildflue-luciferasegenet, kultur celler i Minimum Essential Medium (MEM) suppleret med 10% kalvefosterserum (FBS), 1x ikke-væsentlige aminosyrer, 1x Phleomycin D1 og 1 mM natriumpyruvat . Bevar celler i en inkubator wed en fugtig atmosfære af 95% luft og 5% CO2 ved 37 ° C. PC3M-Luc-C6-celler blev indkøbt fra UCSF core facilitet.
  2. Harvest celler ved trypsinisering. Vask dyrkningsplader en gang med phosphatbufret saltvand (PBS). Tilsæt 2 ml 0,05% trypsin til en 10 cm skål og inkuberes i 3-5 min i en inkubator med en fugtig atmosfære af 95% luft og 5% CO2 ved 37 ° C, indtil cellerne er fritliggende.
    1. For at undgå sammenklumpning, ikke agitere cellerne ved at ramme eller ryste fadet, mens man venter for celler til at løsne. Saml cellerne i 5 ml komplette medier og spin ned i 5 minutter ved 200 x g. Vask cellepelleten med PBS for at fjerne trypsin.
  3. Opregne levende celler ved trypan blå-udelukkelse assay. Bland 10 pi af cellesuspensionen i PBS med 10 pi 0,4% (vægt / volumen) trypan blå opløsning. Læg blandingen i et hæmocytometer eller tællekammer dias og tælle celler straks under et mikroskop eller læse kammeret dias i en celle counter.
    1. Der fremstilles en cellesuspension indeholdende 2,5 x 10 5 celler i 10 pi medier. Bland cellesuspensionen med 10 pi basalmembran-lignende ekstracellulære matrix ekstrakt og placere cellerne på is. Tilføj luciferin til cellesuspensionen (1: 200 pi; lager 30 mg / ml koncentration) inden injektion i mus.
      BEMÆRK: Dette giver mulighed for øjeblikkelig bio-imaging af dyr for at kontrollere sammenhængen i celle injektioner mellem forskellige forsøgsgrupper. Sprøjt celler så hurtigt som muligt, helst inden for 30 min efter trypsinisering siden cellelevedygtighed falder hurtigt efter løsrivelse.

2. Fremstilling af det kirurgiske område

  1. Udfør kirurgi i et ryddeligt, desinficeret område, der fremmer aseptik.
  2. Rens disken / lab bænk med blegemiddel løsning før operation.
    BEMÆRK: Brug af alkohol frarådes på grund af lang kontakt tid, der kræves til at træde i kraft (15 min).
  3. Brug sterile forhæng,rense absorberbare puder eller håndklæder, og erstatte disse materialer efter hver kirurgisk session. Sterilisere alle instrumenter før anvendelse. Foretrukne metoder er en dampautoklave, glaskugle sterilisator, ethylenoxidgas eller hydrogenperoxid damp sterilisering.
  4. Brug en aseptisk rengjort dissekere mikroskop for at udføre den kirurgiske procedure eller erfarne forskere kan udføre det uden et mikroskop.

3. Implantation af tumorceller

  1. Brug mandlige 6-8 uger gamle immunforsvar Balb / c eller NOD / SCID-mus.
    BEMÆRK: Det er vanskeligere at operere på mindre dyr og større dyr tendens til at have langsommere kinetik tumorvækst og metastase.
  2. Injicere præoperativ smerte medicin ifølge dyrets facility anvisninger. For eksempel kan intraperitoneal Buprenorphin i en dosis på 0,1 mg / kg legemsvægt blive anvendt.
  3. Bedøver dyr ved at placere dem i en isofluran kammer med 1-3% isofluran i oxygen og wadet indtil dyrene er fuldt bedøvet. Sørg for, at der ikke er nogen tå refleks af muskeltonus på dette punkt. Brug korrekt veterinær oftalmologiske salve smøremiddel for at forhindre blindhed på grund af xerophthalmia under generel anæstesi.
    BEMÆRK: bedøve dyrene af undersøgeren foretrukne metode fx til natriumpentobarbital, er 0,05 mg per gram kropsvægt administreret intra-peritoneal eller Ketamin / Xylazin-opløsning (koncentration: 17,16 mg / ml) i en dosis på 65 mg / kg legemsvægt anvendes subkutant. Isofluran inhalation er en foretrukken fremgangsmåde til bedøvelse. Øjet salve skal forsigtigt anvendes uden at gnide mod hornhinden.
  4. Fjern dyret fra isofluran kammer og anbringes i en næsekegle apparat med kontinuerlig strøm af 1-2% isofluran i oxygen for at sikre, at dyret er i fuld bedøvelse, før der fortsættes.
    1. Fjern hår fra mus ved barbering eller bruge et hår fjerner creme, før du begynder proceduren.
      BEMÆRK: Det ville være at foretrække at placere musen på en steril varmepude under operationen.
  5. Placer musen i rygleje. Rengør underlivet med 10% vægt / vægt povidon-iod-opløsning efterfulgt af 70% ethanol podninger.
  6. Med et par fine tænger, løft et hudområde 2 mm over forhudskirtlen, ca. 1-2 cm over penis hylster og ca. 2-3 cm under bunden af ​​brystkassen.
  7. Lav en midtlinie incision 1cm i længden, først gennem huden med en skalpel og derefter gennem musklen lag med en saks (figur 1).
  8. Find blæren i legemshulen. Det er et gult-lysebrunt sfærisk organ, placeret direkte under indskæring (figur 1).
  9. Med et par fine tænger greb blæren og løft opad derefter nedad ud af kroppen hulrum mod penis hylster. Dette vil udsætte de to sædblærer, som er et par hvide saclike organer og klart adskilt.
  10. Med envatpind i hver hånd, externalize sædblærerne, én efter én, og trække dem ud af kropshulrummet og lægge dem med forsiden nedad på den ydre overflade af maven med blæren i midten (figur 2).
  11. Brug af vatpinde, forsigtigt vippe tilbage sædblærerne ved punktet for indsætning nær blærehalsen, mod penis hylster, således at de to dorsale prostata lapper er klart synlige. Brug våde vatpinde for at undgå vævsskader (figur 3).
  12. Ryst cellesuspensionen med en mikropipette, inden du lægger i sprøjten.
  13. Mens placere sædblærerne i position med en vatpind, indsætte sprøjtens nål ind i dorsale prostata lap under mikroskop (figur 4). Langsomt injicere 20 ul cellesuspension indtil en bulla formation er identificeret. En svulmende bulla angiver, at injektionen er korrekt.
  14. Mens nålen, trykke trække let på injektionsstedet meden vatpind og hold i et par sekunder for at forhindre lækage.
  15. Løft forsigtigt sædblærerne med vatpinde og indsætte dem tilbage ind til kroppen hulrum én efter én efterfulgt af blæren. Undgå 'Twirling' de indre organer, mens de udfører denne procedure.
  16. Efter placering organerne tilbage i kropskaviteten, sutur musklen laget først i et afbrudt mønster med absorberbare 4-0 krom catgut suturer efterfulgt af huden lukning med ikke-absorberbar 4-0 nylon kirurgisk sutur. Huden kan også trækkes sammen og lukket med kirurgiske klemmer til at lukke snittet helt.
    BEMÆRK: Mus har en vane skrabe og bidende på deres sår, hvilket kan føre til genåbning af såret, og derfor anvendelse af vævslim anbefales også sammen med suturer. Billedfiler dyr straks at sikre at der er lige bioluminescerende intensitet blandt alle forsøgsgrupper.
  17. Retur dyrene at rense bure og holde dem under en opvarmning lampe eller varmeing pad. Overvåg dyrene hele tiden, indtil de helt tilbagesøge anæstesi og vedligeholde brystleje.

4. Overvågning af dyr

  1. Overvåg dyrene regelmæssigt indtil slutningen af ​​eksperimentet, ifølge institutionelle protokoller. Hvis du bruger kirurgiske metalclips, fjernes efter en til to uger. Varigheden af ​​forsøget afhænger af den specifikke forskning behov.
    BEMÆRK: Dette forsøg blev udført i 21 dage for at undersøge den vellykkede etablering af de implanterede cancerceller i musen prostata.
  2. Administrere smertestillende medicin baseret på dyret facility anvisninger. For eksempel kan intraperitoneal Buprenorphin i en dosis på 0,1 mg / kg legemsvægt blive anvendt på tidspunktet for proceduren med en anden dosis efter 6 timer og yderligere doser hver 8-12 timer efter behov.
  3. Overvåg dyret vægt, fødeindtag, hudfarve og tekstur, aktivitet og hyppigheden af ​​vandladning og afføring. Afliv dyr immediately hvis der er et betydeligt tab af kropsvægt på mere end 15%.
    1. For eutanasi, levere CO2 fra en tryktank ind i en un-overfyldte bur med en strømningshastighed til at fortrænge 10-30% af kammeret eller bur volumen / minut, så CO 2 for at komme i kammeret langsomt, således at bevidstløshed og fuldstændig narcotization forekomme før døden.
    2. Opretholde CO2 flow i mindst et minut efter åndedrætsstop og efterlade dyr i kammeret i en tilstrækkelig tid, således at døden indtræffer før udførelse en fysisk metode.
    3. Udfør halshugning, cervikal dislokation eller enhver anden IACUC godkendt fysisk metode efter euthanizing dyrene kemisk.
      BEMÆRK: Markant reduceret kropsvægt ofte indikerer en sløv tilstand. Tumorbærende dyr bør være ved godt helbred bortset fra tilstedeværelsen af ​​tumorer indtil slutningen af ​​eksperimentet. Eutanasi bør være i overensstemmelse med AVMA retningslinjer for eutanasi og skal være listd i det godkendte IACUC protokollen.

5. Ikke-invasiv Bio-imaging of Animals

  1. Overvåg dyrene ugentligt med en ikke-invasiv billeddannelse teknik til at spore kolonisering af cancerceller, tumorvækst og enhver fjern metastase.
    BEMÆRK: Imaging modaliteter såsom GFP-imaging, Luciferase billedbehandling, røntgenstråler eller 3D mikro-computertomografi (UCT) etc. kan anvendes baseret på den specifikke forskning har brug for 12-15.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Efter orthotopisk implantation af PC3M-Luc-C6-celler i den bageste prostata lap blev mus ugentligt afbildet ved anvendelse af en levende dyr bioluminescens imaging system til overvågning af kolonisering af celler og tumorvækst i løbet af forsøget (figur 5A - B). Kvantificering af det bioluminescerende signal indikerede, at PC3M-Luc-C6-celler succesfuldt koloniseret prostata lapper. Øget bioluminescens indikerer forøget primær tumorvækst i løbet af forsøget (figur 5B). Baseret på forskning mål, kan mus overvåges ugentlig non-invasivt ved radiografi, fluorescens eller luminescens billeddannelse at overvåge tumorvækst og eventuelle fjerne metastatiske læsioner. Andre parametre, der kan opnås med denne model er: ændringer i kropsvægt og fødeindtagelse i løbet af eksperimentet; virkning af lægemiddelbehandling på tumorstørrelse og vægt; kvantificeringaf tumorstørrelsen og vægten ved afslutningen af ​​forsøget; ekstraktion af DNA / RNA / protein til at bestemme molekylære forandringer inde den primære tumor efter afslutning af forsøget.

figur 1
Figur 1:. Abdominal midterlinjen snit til intra-prostata-implantation af tumorceller Abdominal midtlinjeincision er cirka 1-2 cm lang. Urinblæren er direkte under snittet. Skånsom presning på begge sider af snittet er med til at rage urinblæren. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 2
Figur 2: Placering af sædblærer itra-prostata-implantation af tumorceller. sædblærer er hvide sac-lignende organer og er placeret direkte op til blæren. Sædblærer er blotlagt med vatpinde og arrangeret til venstre og højre med blæren i midten. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3
Figur 3:. Dorsum af prostata På indsætningspunktet, forsigtigt vippe tilbage sædblærerne mod penis hylster, således at de to dorsale prostata lapper er klart synlige. Brug våde vatpinde for at undgå vævsskader. Klik her for at se en større version af dette tal.

"Figur Figur 4:.. Intra-prostata-implantation af tumorceller Tumor celler injiceres i dorsale lap af prostata Klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 5
Figur 5:. In vivo bioluminescens billeddannelse af model intra-prostata implantation (A) In vivo bioluminescens billeder af mus over eksperimentelle tidsforløb efter luciferase mærket PC3M-Luc-C6-celler blev implanteret i den dorsale prostata lap af nøgne mus. (B) Kvantificering af bioluminescens signal viser, at PC3M-Luc-C6-celler succesfuldt koloniseret prostata med i stigendeed ortotopisk tumorvækst i løbet af forsøget. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dette håndskrift beskriver en detaljeret procedure for oprettelse af et menneske ortotopisk prostatakræft xenograft musemodel. Denne model blev etableret ved direkte implantation af human prostatacancer-cellelinie PC3M-Luc-C6 i den dorsale prostata kamre af immunkompromitterede mus. Tumorer fik lov til at udvikle sig i løbet af forsøget. Tumorvækst blev monitoreret ugentligt af en ikke-invasiv bioluminescens imaging system under eksperimentet.

Den vigtigste faktor i etableringen xenograft tumormodeller er at opnå sammenhæng i hele implantation af tumorceller. At opnå statistisk signifikante resultater, bør hver forsøgsgruppe indeholde 5-10 mus og tumorstørrelse variation bør ikke overstige mere end 10% af gennemsnittet tumorstørrelse. For at nå dette mål, nogle kritiske skridt i protokollen er vigtige, såsom: i) udførelse kirurgi i området, der fremmer aseptik under kirurgi; ii) celler bør være transplanted snarest muligt efter adskillelse fra kultur; iii) injektion volumen bør være i overensstemmelse; iv) omhyggelig ophævelse af indre organer ind og ud af kropshulrummet under implantation af celler; v) alle dyr skal injiceres med den samme teknik og med en efterforsker; vi) dyr bør randomiseret i forsøgsgrupper efter tumorcelleimplantation.

Nogle problemer, der kan opstå, er: i) tumor ikke udvikle sig på alle eller tumor knuder udvikle sig i mesenterium eller krop hulrum; observeres ii) ujævn tumorstørrelse blandt de samme eksperimentelle gruppe; iii) kan der være stor kirurgi dødelighed. Disse problemer kan overvindes ved at tage enkle foranstaltninger såsom: i) test af cellekulturen for enhver forurening med mycoplasma osv; ii) forhindrer lækage af tumoren cellesuspensionen i mesenteriet og bughulen under injektion; iii) omrøre cellesuspensionen før hver sprøjte loading; iv) korrekt anæstesi dosis bør være folfulgt og varmepuder bør anvendes til at opretholde kroppens temperatur under proceduren.

En lang række data kan indsamles ved anvendelse af denne model afhængigt af en særlig forskning mål, herunder mus vægt og fødeindtag tumorstørrelse og vægt, genetiske og molekylære ændringer i tumorceller, der bidrager til tumorvækst samt regional lymfeknudemetastase 10 , 16. Hoffman og hans gruppe udviklet en teknik, kirurgisk ortotopisk implantation (SOI) og har flittigt brugt denne teknik til at transplantere histologisk-intakte fragmenter af større typer af humane kræftformer, herunder prostata, blære og nyre kræft i gnavere 17. Disse ortotopisk modeller har fordel over de transgene eller subkutane musemodeller, som de præcist repræsenterer den kliniske kræft 18,19. Disse modeller blev også brugt til at omplante tumorer taget direkte fra patienterne til det tilsvarende organ i den immundefekte rodeNTS. Ortotopisk modeller er også velegnede til at undersøge effekten af lægemiddelbehandlingen på tumorvækst og lymfeknude metastaser 10. De er også nyttige til undersøgelse af virkningerne af ændret genekspression ex vivo, og bestemmelse af dens virkning på tumorincidensen samt intra-prostata vækst og metastase 20. , En begrænsning af ortotopisk prostatacancer model er imidlertid, at sådanne modeller er blevet rapporteret at føre til spontan metastase til knoglen, som er den hyppigste site for prostatacancer metastaser 12.

Manglende opnåelse knoglemetastaser kan skyldes mus dør af urinobstruktion før knoglebrud metastatiske læsioner kan udvikle, eller fordi mikromiljø musen undlader at rekapitulere den humane mikromiljø, hvilket således ikke udvikler knoglemetastaser 12. Ikke desto mindre, denne model gør rekapitulere de tidlige begivenheder i den metastatiske kaskade før emboli og indtrængen af ​​tumorcelleri kredsløbet, og derfor er et værdifuldt redskab til at studere den primære tumor, tidlig proces af metastatisk transformation og for prækliniske evalueringer af nye terapeutiske strategier 10,12.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer, at de ikke har nogen konkurrerende finansielle interesser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
PC3 prostate cancer cell line  ATCC CRL-1435
Minimum Essential Medium (MEM)  GIBCO,Life Technology 11095-080
PBS GIBCO,Life Technology 10010-023
FBS GIBCO,Life Technology 10437-028
Zeocin Invitrogen,Life Technology R250-01
Trypsin  GIBCO,Life Technology 25300-54
IVIS  Xenogen-Caliper
Insulin Syringes (300 µl, 28.5 g) Becton Dickinson 309300
Mice Charles River Laboratories, Inc
Alcohol Swabs MEDEquip Depot 326895 BD
PVP Iodine Prep Pad MEDEquip Depot C12400PDI
Surgical CatGut Chromic Suture Demetech CC224017F0P
Matrigel Corning 354248

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2015. CA Cancer J Clin. 65, (1), 5-29 (2015).
  2. Andrieu, C., et al. Heat shock protein 27 confers resistance to androgen ablation and chemotherapy in prostate cancer cells through eIF4E. Oncogene. 29, (13), 1883-1896 (2010).
  3. Fusi, A., et al. Treatment options in hormone-refractory metastatic prostate carcinoma. Tumori. 90, (6), 535-546 (2004).
  4. Hughes, C., Murphy, A., Martin, C., Sheils, O., O'Leary, J. Molecular pathology of prostate cancer. J Clin Pathol. 58, (7), 673-684 (2005).
  5. Pavese, J., Ogden, I. M., Bergan, R. C. An orthotopic murine model of human prostate cancer metastasis. J Vis Exp. (79), e50873 (2013).
  6. Pettaway, C. A., et al. Selection of highly metastatic variants of different human prostatic carcinomas using orthotopic implantation in nude mice. Clin Cancer Res. 2, (9), 1627-1636 (1996).
  7. Rembrink, K., Romijn, J. C., van der Kwast, T. H., Rubben, H., Schroder, F. H. Orthotopic implantation of human prostate cancer cell lines: a clinically relevant animal model for metastatic prostate cancer. Prostate. 31, (3), 168-174 (1997).
  8. Kim, S. J., et al. Blockade of epidermal growth factor receptor signaling in tumor cells and tumor-associated endothelial cells for therapy of androgen-independent human prostate cancer growing in the bone of nude mice. Clin Cancer Res. 9, (3), 1200-1210 (2003).
  9. Kim, S. J., et al. Targeting platelet-derived growth factor receptor on endothelial cells of multidrug-resistant prostate cancer. J Natl Cancer Inst. 98, (11), 783-793 (2006).
  10. Park, S. I., et al. Targeting SRC family kinases inhibits growth and lymph node metastases of prostate cancer in an orthotopic nude mouse model. Cancer Res. 68, (9), 3323-3333 (2008).
  11. Zhang, J., et al. AFAP-110 is overexpressed in prostate cancer and contributes to tumorigenic growth by regulating focal contacts. J Clin Invest. 117, (10), 2962-2973 (2007).
  12. Park, S. I., Kim, S. J., McCauley, L. K., Gallick, G. E. Pre-clinical mouse models of human prostate cancer and their utility in drug discovery. Curr Protoc Pharmacol. Chapter 14, Unit 14.15 (2010).
  13. Johnson, L. C., et al. Longitudinal live animal micro-CT allows for quantitative analysis of tumor-induced bone destruction. Bone. 48, (1), 141-151 (2011).
  14. Steinbauer, M., et al. GFP-transfected tumor cells are useful in examining early metastasis in vivo, but immune reaction precludes long-term tumor development studies in immunocompetent mice. Clin Exp Metastasis. 20, (2), 135-141 (2003).
  15. Yang, M., et al. A fluorescent orthotopic bone metastasis model of human prostate cancer. Cancer Res. 59, (4), 781-786 (1999).
  16. Stephenson, R. A., et al. Metastatic model for human prostate cancer using orthotopic implantation in nude mice. J Natl Cancer Inst. 84, (12), 951-957 (1992).
  17. Hoffman, R. M. Orthotopic metastatic mouse models for anticancer drug discovery and evaluation: a bridge to the clinic. Invest New Drugs. 17, (4), 343-359 (1999).
  18. Wang, X., An, Z., Geller, J., Hoffman, R. M. High-malignancy orthotopic nude mouse model of human prostate cancer LNCaP. Prostate. 39, (3), 182-186 (1999).
  19. An, Z., Wang, X., Geller, J., Moossa, A. R., Hoffman, R. M. Surgical orthotopic implantation allows high lung and lymph node metastatic expression of human prostate carcinoma cell line PC-3 in nude mice. Prostate. 34, (3), 169-174 (1998).
  20. Kim, S. J., et al. Reduced c-Met expression by an adenovirus expressing a c-Met ribozyme inhibits tumorigenic growth and lymph node metastases of PC3-LN4 prostate tumor cells in an orthotopic nude mouse model. Clin Cancer Res. 9, (14), 5161-5170 (2003).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics