Het testen van Predatory Feeding gedrag in * These authors contributed equally

Environment
 

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Lightfoot, J. W., Wilecki, M., Okumura, M., Sommer, R. J. Assaying Predatory Feeding Behaviors in Pristionchus and Other Nematodes. J. Vis. Exp. (115), e54404, doi:10.3791/54404 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

Nematoden met hun kleine maar complexe zenuwstelsels zijn krachtige instrumenten gebleken voor het begrijpen van vele aspecten van neurobiologie, waaronder gedrag. Veel van dit onderzoek is gericht op het modelorganisme Caenorhabditis elegans waar een groot verschillende gedragingen met succes zijn ontleed en geanalyseerd. Deze omvatten mechanosensorische 3, chemotactische 4, thermotactic 5,6 en magnetotactic 7 beïnvloeden paring 8,9, het leren van 10 en voeden gedragingen 11. Echter, andere, meer ver verwant aaltjessoorten tonen gedragingen die niet zijn waargenomen in de rhabditid C. elegans of als alternatief tonen een hogere mate van complexiteit, waarvan pertinente vragen met betrekking tot hun evolutie en regelgeving verhoogt. Een zo'n voorbeeld hiervan kan worden waargenomen in de verte verwant diplogastrid nematode Pristionchus pacificus, die veel complexer voeding zijn weergegevenhaviors en ritmes dan worden waargenomen in C. elegans 1. Dit ondanks de twee soorten homologe pharyngeal neuronen 12 delen. Gelijktijdig met deze extra voeding gedrag, P. pacificus toont ook een uitgezette voeding bereik mocht zijn enthousiaste roofdieren, kunnen vullen hun dieet door bacteriële ook voeden met de larven van andere nematoden. Gelukkig, P. pacificus is ontwikkeld als een model voor vergelijkende en integratieve evolutionaire biologie en dus vele moleculaire en genetische tools zijn nu beschikbaar. Deze omvatten een volledig gesequenced en geannoteerde genoom 13, moleculaire en genetische gereedschappen zoals transgenen 14 en CRISPR / Cas9 15,16 en gedetailleerde en geannoteerde fylogenie 17 met meer dan 25 nauw verwante soorten, waaronder de nieuw ontdekte zuster species. Bovendien, de ecologie van vele soorten, waaronder P. Pristionchus pacificus is dat well gedefinieerd met vele soorten die nu beschreven delen van een necromenic associatie met mestkevers, een gastheer ze vaak delen met andere nematoden 18. P. pacificus voorziet daarom een uitstekend model systeem waarmee de evolutie van nieuwe gedragingen en hun ecologische betekenis te ontleden.

Om roofzuchtige voederen gedrag bij nematode soorten zoals P. analyseren pacificus ontwikkelden we een aantal nieuwe gedrags-assays voor gemakkelijke observatie en kwantificering van roofzuchtige acties. Zoals P. pacificus toont een dimorphic mond structuur, die roofzuchtig gedrag sterk beïnvloedt, de identificatie van de juiste morfotype essentieel is 1,2. De smalle mond stenostomatous morph bevat één botte dorsale tand en is niet betrokken bij eventueel roofzuchtig voeden. Als alternatief kan de wijdmonds eurystomatous morph is voorzien van een veel grotere klauw vormige dorsale tand en een extra tegengesteldesub-ventrale tand, die samen de cuticula van hun prooi efficiënt openen. De verhouding van de roofzuchtige eurystomatous aan de niet-roofzuchtige stenostomatous vorm varieert tussen Pristionchus soorten en ook binnen P. pacificus echter het percentage eurystomatous mond morph in P. pacificus wild type stam (PS312) is meestal 70-90% 2. Bovendien kan de mond vorm verhoudingen fluctueren met verschillende omgevingsinvloeden (beide bekend, waaronder honger en enkele kleine moleculen signalering als onbekenden), waardoor correcte identificatie en isolatie van de roofmijt eurystomatous mond vorm is essentieel voor een succesvolle predatory assays.

Naast de beschrijving van de roofzuchtige mond vorm hebben we een "bite test" voor directe observatie en kwantificering van roofzuchtige gedrag zoals bijten, doden en eten evenementen ontwikkeld. Hier prooi nematoden zijn geïsoleerd door het filtering van nieuw uitgehongerd culturen en blootgesteld aan roofzuchtige volwassen P. pacificus, die samen over een korte tijdspanne in acht worden genomen. Daarnaast hebben we ook ontwikkelde een high throughput "lijk test" voor een snelle screening van roofzuchtig marktgedrag te vergemakkelijken door middel van indirecte observatie van roofzuchtige evenementen. Dit maakt gebruik van de aanwezigheid van larven lijken als hulpmiddel om te screenen op predatie. Beide tests zorgen voor een gemakkelijke en zeer herhaalbare methoden voor het waarnemen en meten van roofzuchtig gedrag in nematode soorten zoals P. pacificus.

Protocol

1. Mouth vorm Phenotyping

  1. Mond Vorm Identification op Agarose Pads
    Let op: Met het oog op de nematode mond morphs visualiseren, immobiliseren de wormen met een milde verdoving behandeling op agarose pads en observeren als volgt.
    1. Groeien en te onderhouden nematode culturen zoals P. pacificus op 6 cm standaard nematode groei media (NGM) platen en voeden zich met een bacteriële grasveld van E. coli OP50 19.
    2. Maak agarose pads door eerst 0,06 g agarose tot 3 ml H 2 O in een buis van 15 ml tot 3 ml 2% agarose oplossing te maken. Dit kan worden bewaard tot een jaar bij 4 ° C
    3. Mix en smelt de agarose grondig in een magnetron of als alternatief gebruik maken van een warmte-blok ingesteld op> 88 ° C.
    4. Eenmaal volledig gesmolten is, voeg 10 ul van een 10% natrium- azide oplossing voor de agarose en meng. LET OP: Dry natriumazide reactief en alle vormen zijn giftig.
    5. Met behulp van een 1 mlmicropipet, een druppel van niet minder dan 300 pl van de vloeibare agarose mix azide op het midden van een standaard microscoopglaasje.
    6. Voor de agar afkoelt, wordt snel een tweede microscoopglaasje bovenop de drop om de agarose die een pad vormt bij afkoeling plat. Herhaal dit voor zoveel pads als nodig is.
    7. Vlak voor gebruik, schil elkaar het glas microscoopglaasjes door te schuiven ze uit elkaar. Let op: Als agarose pads te ver worden voorbereid op voorhand kunnen ze erg droog zijn en kan de aaltjes beschadigen.
    8. Wormen overdragen aan de narcose agarose pads, een druppel van M9 buffer (2-3 ui) op ​​het midden van het pad. Pick 2-3 jonge P. pacificus volwassenen in de daling van de M9 voor het plaatsen van een cover slip voorzichtig over het pad. De P. pacificus aaltjes worden geïmmobiliseerd in de agarose en klaar om te visualiseren.
    9. Breng de microscoop dia met de verdoofde worm aan een geschikte microscoop eennd observeren onder 63x Nomarski optiek. Categoriseren morph identiteiten op basis van de volgende kenmerken: de aanwezigheid van een extra sub-ventrale tand, vergroot dorsale tand en brede mond opening is indicatief voor een eurystomatous mond morph dier, terwijl de aanwezigheid van een enkele dorsale tand en smaller mondopening duidt op een stenostomatous dier (Figuur 1).
      Opmerking: Om de gezondheid van het dier te handhaven, moet wormen worden gehandhaafd overeenkomstig agarkussen niet langer dan 5 minuten.
    10. Na mond morph identificatie, herstellen ofwel eurystomatous of stenostomatous nematoden, zoals vereist door het verwijderen van het deksel slip door zachtjes te schuiven van de agarose pad. Pick zorgvuldig geselecteerde dieren uit de agarose pad (E. coli OP50 kan worden gebruikt op de pick te helpen maken stickier) op verse NGM platen. Laat het herstel van de narcose tot normaal beweeglijk gedrag heeft hervat, waarop de dieren zijn klaar voor verdere roofzuchtige assays.
  2. <li> Rapid Mouth Phenotyping
    Opmerking: Als alternatief meer ervaring mond vormtype kunnen worden getest zonder de noodzaak van verdoving behandeling via een stereomicroscoop met sterke vergroting (150X).
    1. Plaats nematoden op standaard NGM platen met een bacteriële grasveld van E. coli OP50 op de microscoop weergavegebied.
    2. Detecteren verschillen in de mond grootte en breedte. Let op: Op dit vergroting geen tand achtige structuren waarneembaar zijn daarom mond morph identificatie is uitsluitend gebaseerd op brede monden versus smalle mond.

2. Bite Assay

Opmerking: Het bijten assays toestaan ​​dat een gedetailleerde roofzuchtige gedragsanalyse.

  1. Groeien en onderhouden nematode culturen op standaard NGM platen (6 cm) en voeden zich met een bacteriële grasveld van E. coli OP50 19.
  2. Voeg testplaten door kweken van een grote hoeveelheid geselecteerde prooien larven van nematoden zoals C. elegans of aldere kant een passende ecologisch relevante prooi. Opmerking: Adult C. elegans zijn te groot om geschikt prooi dus is het belangrijk om het larvale stadium gebruikt.
    1. Handhaaf C. elegans of andere potentiële prooi soorten op standaard NGM platen en voeden zich met een bacteriële grasveld van E. coli OP50 totdat de bevolking vers uitgehongerd, resulterend in een overvloed van jonge L1 larven.
      Opmerking: Tijd voor verhongering is afhankelijk van talrijke milieu en experimentele factoren, waaronder het aantal nematoden gebruikt om de kweek te starten, de hoeveelheid E. coli OP50 toegevoegd en de omgevingstemperatuur.
  3. Was vier of meer vers uitgehongerd prooi platen met M9 en laat de worm oplossing door middel van twee 20 urn filters om alle grote dieren en de resterende eieren voordat collectie te verwijderen in een 15 ml buis. Slechts kleine larven moeten in de oplossing blijven.
  4. Het vormen van een larvale pellet gecentrifugeerd gefiltreerd prooi bij 377 xg gedurende 1 min.
  5. E. coli OP50 aanwezig en wacht minstens 30 min voor larven uit voldoende verspreiden naar een testplaat te genereren.
    Opmerking: 3 pl pure worm pellet op de standaard assay platen bevatten> 3.000 prooi larven. Dit is voldoende om veelvuldig contact tussen roofdieren en prooien te genereren.
  6. Screen roofnematoden voor de gewenste mond morph (protocol 1).
  7. Met behulp van standaard worm plukken technieken en een lichte stereomicroscoop 19, transfer correct geclassificeerde roofdieren op de assay plaat. Zorg ervoor dat slechts OP50 bacteriën mogelijk toe aan de testplaat bij het overbrengen roofdieren om bacteriële besmetting te minimaliseren. Wacht 15 minuten om de worm te herstellen van de stress van wordt overgebracht en controleer op wild-type beweeglijke gedrag om ervoor te zorgen wormen niet zijn beschadigd door de overdracht.
    Opmerking: Er hoeft P. verhongeren pacificus, zoals ze zijn zeer efficiënte roofdieren van andere larven van nematoden zelfs terwijl goed gevoed op bacteriën.
  8. Na herstel, observeert de roofdier met behulp van een lichte stereomicroscoop gedurende 10 min. Met deze apparatuur, observeren en karakteriseren verschillende voeden evenementen, zoals bijten, gekenmerkt door het roofdier het beperken van de beweging van de prooi, doden, waarbij door een opening van de prooi cuticula wordt gedetecteerd; en voeding, gecategoriseerd door een waarneembare consumptie van de prooi ingewanden (Figuur 2A, B en Movie 1).
  9. Herhaal de test van screening en observeren van minimaal 10 individuele roofnematoden nauwkeurigheid te verzekeren.

3. Corpse Assay

Opmerking: Corpse assays een snellere kwantificering van roofzuchtig marktgedrag te vergemakkelijken.

  1. Groeien en onderhouden nematode culturen op standaard NGM platen en voeden zich met een bacteriële lAWN van E. coli OP50 19. Genereer drie exemplaren van de genoemde assay platen (protocol 2,1-2,5).
  2. Screen roofnematoden voor de benodigde mond morph zoals beschreven in protocol 1. Met behulp van standaard worm plukken technieken en een lichte stereomicroscoop overdracht 5 roofnematoden met de vereiste mond morph aan elke assay plaat. Laat de roofdieren samen met de prooi voor 2 uur.
  3. Na 2 uur scherm de testplaat op de aanwezigheid van geleegd lijken (Figuur 2B en C). Identificeren van lichamen door de afwezigheid van beweeglijkheid, samen met duidelijke morfologische gebreken, waaronder lekken ingewanden of ontbrekende worm fragmenten.

4. Analyse van Pharyngeal en tandverplaatsing

  1. Groeien en onderhouden nematode culturen op standaard NGM platen en voeden zich met een bacteriële grasveld van E. coli OP50 19. Genereren testplaten zoals eerder (protocol 2,1-2,5) genoemd. Als standaard 6 cmNGM platen niet passen tussen het doel en de microscoop podium, gebruik maken van de deksel van de kleine 35 mm petrischaaltjes met 2 ml NGM als een geschikt alternatief.
  2. Screen roofnematoden voor de benodigde mond morph zoals beschreven in protocol 1. Met behulp van standaard worm plukken technieken en een lichte stereomicroscoop, overdragen één correct ingedeeld roofdier op de assay plaat. Wacht 15 minuten zodat de worm te herstellen van de stress worden overgedragen.
  3. Observeer roofzuchtige dieren op een microscoop bij 40 - 63x Normaski, met een high-speed camera (films 2 en 3). Record keelholte pompen en tand beweging over 15 sec, bij 50 Hz bij ten minste 20 dieren om nauwkeurige kwantificering te verzekeren. Replay opgenomen films op de gewenste snelheid om de individuele pompen en tand evenementen tellen.
    Noot: Pompen waargenomen in het corpus, gelegen in het midden van de keelholte, terwijl tandverplaatsing detecteerbaar in de mondopening en slechts obgeserveerd vanaf de dorsale tand.

Representative Results

Na succesvolle identificatie van de geschikte mond morph in P. pacificus duidelijke verschillen tussen eurystomatous en stenostomatous dieren kunnen worden gedetecteerd (figuur 3) met slechts de eurystomatous dieren betrokken zijn bij het ​​doden gedrag. In stenostomatous dieren lijkt dit gedrag volledig worden onderdrukt. Bovendien verschillen in de tand activiteit en keelholte pompen van eurystomatous dieren op bacteriën en prooi (figuur 4 en films 2 en 3) zijn ook duidelijk. Terwijl roof voeden, wordt de pompsnelheid daaronder waargenomen tijdens bacteriële voeding en tandverplaatsing wordt gedetecteerd in een 12:59 verhouding van de keelholte pompen verminderd. Dit is potentieel een indicatie van belangrijke regulerende mechanismen moduleren van de behavioral respons op verschillende dieet.

s / ftp_upload / 54404 / 54404fig1.jpg "/>
Figuur 1. P. pacificus heeft een Mouth dimorfisme die invloeden eetgedrag. (A) De eurystomatous mond vorm is in staat om predatie en heeft een brede mond opening met een grote klauw vormige dorsale tand (vals-rood gekleurd) en (B) een grote tegenstander haakvormige sub-ventrale tand (vals-blauw gekleurde). (C) De stenostomatous mond vorm alleen kan voeden met bacteriën en heeft een beperktere mondopening met een vuursteen gevormde dorsale tand (kunstmatig rood gekleurd) en (D) geen sub-ventrale tand (*). Normaski beelden zijn 63x en schaal balk vertegenwoordigt 10 micrometer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2
Predation Testen. (A) P. pacificus bijt en doodt de larven van andere nematoden zoals C. elegans. (B) voor het bijten assays, kan het aantal bitesby roofdieren (*) in acht worden genomen met behulp van een lichte stereomicroscoop en succesvolle doden en voeden van evenementen ook geregistreerd. Corpses zijn ook duidelijk zichtbaar (cirkels). (C) Voor lijk assays, larvale karkassen (pijlen) kan worden makkelijk te herkennen in vergelijking met levende larven. Schaal bar vertegenwoordigt 1 mm in B en 150 micrometer in C. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 3
Figuur 3. Resultaten van Bite en Corpse Testen op C. elegans Prey. (A) bijtgedrag is pas duidelijk in de eurystomatous mond vorm met dit gedrag niet weergegeven in stenostomatous dieren. Error bar vertegenwoordigt standaarddeviatie van 10 herhalingen. (B) Gelijktijdig met geen bijtgedrag blijkt uit stenostomatous dieren, lijk assays onthullen ook kadavers alleen assay platen van eurystomatous dieren. Error bar vertegenwoordigt standaarddeviatie van 5 herhalingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figuur 4
Figuur 4. Eurystomatous pompsnelheid en Tooth Beweging tijdens Predatory Feeding. Tooth beweging wordt alleen waargenomen terwijl eurystomatous dieren zijn betrokken bij roofzuchtige voeding. Dit valt samen met een reductie van pharynx pompen. Error bar vertegenwoordigt standaarddeviatie van 10 herhalingen. href = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/54404/54404fig4large.jpg" target = "_ blank"> Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken.

film 1
Film 1. Waarneming van Killing Behavior voor Bite Assay met behulp van een Light Stereomicroscope. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden).

Movie 2
Movie 2. High-speed camera Filmpje van P. pacificus doden C. elegans Larven. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden).

ad / 54404 / 54404movie3.jpg "/>
Movie 3. Ingezoomd High-speed camera van tandverplaatsing Tijdens Predation. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden).

Discussion

Nematoden vormen een krachtig systeem voor het begrijpen van de neurobiologie en gedrag met C. elegans tot nu toe zijn de belangrijkste instrument. Echter, een groot aantal aaltjes soorten, waaronder P. pacificus scherm gedragingen, die afwezig zijn of variëren in complexiteit van het modelorganisme C. elegans en daarom verhogen fascinerende vragen over de evolutie en de regulering van deze gedragingen. Een dergelijke extra gedrag te vinden in vele andere nematode soorten, waaronder P. pacificus is het vermogen om de bacteriële dieet aan te vullen door zich tegen afbraak voeding 1, 20. We hebben daarom beschreven en een gedetailleerd protocol voor eenvoudige en snelle karakterisering van de eerder geanalyseerde predatory gedrag bij nematoden.

Ten eerste hebben we werkwijzen verschaft voor het screenen op variaties in de toevoerinrichting in de nematode mond. De identificatie van de juiste mondtype is een essentiële eerste sTep voor een succesvolle predatie testen zoals, in ieder geval binnen de Pristionchus genus enige eurystomatous dieren staat roofzuchtige geeft. Het beste is om te identificeren mond morphs met de "snelle mond fenotypering" protocol in protocol 1.2 beschreven als deze methode is veel minder invasief en daarom is het minder waarschijnlijk dat roofzuchtige gedrag kan worden verstoord. Echter, is het raadzaam om eerst vertrouwd met de verschillende mond structuren door identificatie met verdoofde dieren op agar pads (protocol 1.1) geworden.

Na identificatie van de gewenste mond morph, hebben we beschreven twee assays voor het kwantificeren van roofzuchtige voeding. Dit zijn een snelle, hoge verwerkingscapaciteit "lijk assay" (protocol 3) en een tijdrovend maar meer diepgaande gedragsanalyse via de "beet assay" (protocol 2). Beide protocollen zijn zeer flexibel waardoor verscheidene wijzigingen om de testen, afhankelijk van de Experimen optimaliserenTal eisen. Voor beet assays met behulp van P. pacificus roofdieren op C. elegans prooi, opmerkingen afbraakprijzen gedragsmatige interacties voor een tijdsinterval van 10 minuten was voldoende om een aanzienlijke hoeveelheid beten kwantificeren en andere gebeurtenissen voeding. Voor 'lijk assays "opnieuw gebruik te maken van P. pacificus roofdieren op C. elegans prooi, 5 roofdieren gedurende 2 uur geproduceerd eenvoudig te kwantificeren en consistente lijk nummers waardoor een snelle gedragsanalyse. Er moet echter worden opgemerkt verschillende jagende nematode bewegen met verschillende snelheden, eten bij verschillende snelheden en in het algemeen vertonen een grote diversiteit in andere gedragingen 1. Daarnaast kunnen verschillende prooidieren ook worden gegeten bij verschillende tarieven voor soortgelijke redenen. Het wordt daarom aanbevolen om de testen op basis van de nematode geteste soorten zowel als roofdieren en prooi te optimaliseren, en ook voor eventuele verschillen in omstandigheden. Tijdens beide "bite" en "corpse "assays is het essentieel dat zowel prooien en predatoren gezond, zoals benadrukt of gewond roofdieren niet efficiënt doden. Bovendien verse testplaten zijn essentieel als oudere platen kunnen gedroogd wat een negatieve invloed op de gezondheid van de nematoden die tot onjuiste geworden assays. Men hoopt dat toekomstige herhalingen van deze roofzuchtige assays kunnen maken van recente ontwikkelingen in de technologie om veel van de analyse te automatiseren zijn zoals tot stand gebracht voor het onderzoeken vele gedrag waargenomen in C. elegans 21, 22. Momenteel problemen kunnen ontstaan ​​in nematoden zoals P. pacificus als ze veel gevoeliger voor contact verschijnen, waardoor isolatie en immobilisatie in microfluïdische kamers waarschijnlijk roofzuchtige voeding af te schaffen. het overwinnen van deze evenwel geen sinecure, maar zou individuele nematoden te vergemakkelijken worden gescreend op subtielere roofzuchtige gedrag.

Tot slot hebben we ook voorzien methoden for onderzoek van de nematode voeden apparaat zelf faciliteren van vergelijkingen tussen roofzuchtige en bacteriële voeding modes door het kwantificeren van de tand en keelholte pompen kinetiek met behulp van een high-speed camera (protocol 4). De kwantificering van de keelholte pompen tarieven in C. elegans is gebruikt om te controleren toevoeren jaren 23, echter, C. elegans mist elke vorm van mond denticle en mist ook roofzuchtige gedrag. Door het combineren van de kwantificatie van faryngeale pompen met die van de tand activiteit kan elke innervatie van de specifieke predatie tanden ook worden waargenomen. Door de vergroting nodig is om de tandverplaatsing dieren vaak gaan van het brandvlak waarnemen, dus is meestal alleen mogelijk de tand voor korte tijdvensters observeren. Bovendien, in tegenstelling tot C. elegans, de keelholte P. pacificus niet continu pompen, in plaats bezighoudt met spreuken van pompen en voeding. Daarom is voor accurate pharyngeal pumping tarieven tijdens het voeden te bepalen, is het belangrijk om 15 sec continue toevoer opnemen.

Deze werkwijzen gepresenteerde verschaffen derhalve het eerste raamwerk voor het onderzoeken predatory gedrag bij nematode systemen. Bovendien kunnen zij ook worden aangepast voor gebruik in het onderzoek naar andere interacties binnen de nematode ecosysteem met inbegrip van de invloed van aanvullend ecologisch relevante organismen predatie waaronder micro-organismen, schimmels en mijten . Zo bieden ze een middel te ontleden hoe deze roofzuchtige gedrag worden geregeld, hoe zij mogen zijn geëvolueerd en ook hun ecologische betekenis.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Nylon net filters (20 µm) Merck Millipore Ltd NY2004700 Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.
PP Funnel for filter (54 mm) Duran 292215003 Used to filter worms just leaving larvae for use as prey.
Small petri dish (35/10 mm) Greiner Bio-One  627102 For imaging on High speed camera
Zeiss SteREO Discovery V12 For mouth form identificaton
Axio-Imager A1 For mouth form identificaton
Glass Slides Roth H869
Cover Slips Roth 657
Motion Scope M3 Highspeed camera IDT High speed camera
Video zoom 44 ENG 1/2" 0.5X to 2.4X Zeis 452984-0000-000 High speed camera zoom
Nematode Growth Medium (NGM) ingredients:
Agar Roth 5210.2 CAS-Nr. 9002-18-0
Sodium chloride (NaCl) Roth 3957 CAS-Nr. 7647-14-5
Bacto Tryptone BD 211699 Lot 4316614
Calcium chloride dihydrate (CaCl2) Sigma-Aldrich C3306 CAS-Nr. 10035-04-8
Cholesterol from lanolin Sigma-Aldrich F 26732 00050 CAS-Nr. 57-88-5
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4) Merck 1,058,861,000 CAS-Nr. 10034-99-8
Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4) ACROS organics 271080025 CAS-Nr. 7778-77-0
6 cm petri dish Greiner Bio-One 628102
3.5 cm petri dish Greiner Bio-One 627102
M9 ingredients:
Potassium dihydrogen phosphate (KH2PO4) ACROS organics 271080025 CAS-Nr. 7778-77-0
Sodium hydrogen phosphate heptahydrate (NaHPO4) Sigma-Aldrich S9390-500G-D CAS-Nr. 7782-85-6
Sodium chloride (NaCl) Roth 3957 CAS-Nr. 7647-14-5

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wilecki, M., Lightfoot, J. W., Susoy, V., Sommer, R. J. Predatory feeding behaviour in Pristionchus nematodes is dependent on phenotypic plasticity and induced by serotonin. J Exp Biol. 218, (Pt 9), 1306-1313 (2015).
  2. Ragsdale, E. J., Muller, M. R., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. A Developmental Switch Coupled to the Evolution of Plasticity Acts through a Sulfatase. Cell. 155, (4), 922-933 (2013).
  3. Goodman, M. B. Mechanosensation. WormBook. 1-14 (2006).
  4. Rankin, C. H. Nematode behavior: the taste of success, the smell of danger! Curr Biol. 16, (3), R89-R91 (2006).
  5. Beverly, M., Anbil, S., Sengupta, P. Degeneracy and neuromodulation among thermosensory neurons contribute to robust thermosensory behaviors in Caenorhabditis elegans. J Neurosci. 31, (32), 11718-11727 (2011).
  6. Kimata, T., Sasakura, H., Ohnishi, N., Nishio, N., Mori, I. Thermotaxis of C. elegans as a model for temperature perception, neural information processing and neural plasticity. Worm. 1, (1), 31-41 (2012).
  7. Vidal-Gadea, A., et al. Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans. Elife. 4, (2015).
  8. Chute, C. D., Srinivasan, J. Chemical mating cues in C. elegans. Semin Cell Dev Biol. 33, 18-24 (2014).
  9. Sherlekar, A. L., Lints, R. Nematode Tango Milonguero - the C. elegans male's search for the hermaphrodite vulva. Semin Cell Dev Biol. 33, 34-41 (2014).
  10. Sasakura, H., Mori, I. Behavioral plasticity, learning, and memory in C. elegans. Curr Opin Neurobiol. 23, (1), 92-99 (2013).
  11. Avery, L., You, Y. J. C. elegans feeding. WormBook. 1-23 (2012).
  12. Bumbarger, D. J., Riebesell, M., Rodelsperger, C., Sommer, R. J. System-wide Rewiring Underlies Behavioral Differences in Predatory and Bacterial-Feeding Nematodes. Cell. 152, (1-2), 109-119 (2013).
  13. Dieterich, C., et al. The Pristionchus pacificus genome provides a unique perspective on nematode lifestyle and parasitism. Nature Genetics. 40, (10), 1193-1198 (2008).
  14. Schlager, B., Wang, X. Y., Braach, G., Sommer, R. J. Molecular Cloning of a Dominant Roller Mutant and Establishment of DNA-Mediated Transformation in the Nematode Pristionchus pacificus. Genesis. 47, (5), 300-304 (2009).
  15. Witte, H., et al. Gene inactivation using the CRISPR/Cas9 system in the nematode Pristionchus pacificus. Dev Genes Evol. 225, (1), 55-62 (2015).
  16. Lo, T. W., et al. Precise and Heritable Genome Editing in Evolutionarily Diverse Nematodes Using TALENs and CRISPR/Cas9 to Engineer Insertions and Deletions. Genetics. 195, (2), 331-348 (2013).
  17. Sommer, R. J., McGaughran, A. The nematode Pristionchus pacificus as a model system for integrative studies in evolutionary biology. Molecular Ecology. 22, (9), 2380-2393 (2013).
  18. Herrmann, M., et al. The nematode Pristionchus pacificus (Nematoda : Diplogastridae) is associated with the oriental beetle Exomala orientalis (Coleoptera:Scarabaeidae) in Japan. Zoological Science. 24, (9), 883-889 (2007).
  19. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An Introduction to Worm Lab: from Culturing Worms to Mutagenesis. J Vis Exp. (47), e2293 (2011).
  20. Serobyan, V., Ragsdale, E. J., Sommer, R. J. Adaptive value of a predatory mouth-form in a dimorphic nematode. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 281, 20141334 (2014).
  21. Albrecht, D. R., Bargmann, C. I. High-content behavioral analysis of Caenorhabditis elegans in precise spatiotemporal chemical environments. Nat Methods. 8, (7), 599-605 (2011).
  22. Yeminin, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes. Nat Methods. 9, (10), 877-879 (2013).
  23. Raizen, D. M., Lee, R. Y. N., Avery, L. Interacting Genes Required for Pharyngeal Excitation by Motor Neuron MC in Caenorhabditis elegans. Genetics. 141, (4), 1365-1382 (1995).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics