Bir Küçük Hayvan Modelinde Arteriovenöz (AV) Döngü Anjiogenez ve Vaskülarize Doku Mühendisliği Eğitim için

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Bu izole edilmiş ve iyi karakterize edilmiş bir ortamda in vivo damarlanmayı analiz etmek için bir model olarak bir arteriovenöz (AV) döngü üretilmesi için bir mikro yaklaşımı açıklar. Bu model yalnızca anjiyojenezde araştırılması için yararlıdır, ama aynı zamanda en iyi şekilde mühendislik eksenel vaskülarize ve transplante dokuların için uygundur.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Weigand, A., Beier, J. P., Arkudas, A., Al-Abboodi, M., Polykandriotis, E., Horch, R. E., Boos, A. M. The Arteriovenous (AV) Loop in a Small Animal Model to Study Angiogenesis and Vascularized Tissue Engineering. J. Vis. Exp. (117), e54676, doi:10.3791/54676 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Introduction

İnsan vücudunda en doku ve organları, besin malzemeleri gazlar alışverişinde ve atık ürünleri ortadan kaldıran fonksiyonel bir kan damarı ağına bağlıdır. lokal ya da sistemik vasküler problemleri nedeniyle, bu sistem arızası ciddi hastalıklara çok sayıda yol açabilir. Ayrıca, bu tür doku mühendisliği veya rejeneratif tıp olarak araştırma alanlarında, yapay olarak oluşturulan doku veya nakledilen organlar içinde işlevsel bir kan damarı ağı başarılı klinik uygulama için vazgeçilmezdir.

On yıllardır araştırmacılar yeni tedavi müdahaleleri bulmak ve vasküler bozuklukların daha iyi korunma sağlamak amacıyla patolojik durumların içine derin fikir edinmek için büyüyen damar sisteminde yer alan tam mekanizmaları araştırılmaktadır. İlk adımda, bu hücre-hücre etkileşimleri ve damar sistemi hücreleri üzerinde moleküllerin etkisi, temel işlemleri genellikle in vitro olarak 2D veya 3D incelenmiştirdeneyler. Geleneksel 2D modelleri iyi kurulmuş, gerçekleştirmek kolay ve bu süreçlerin daha iyi anlaşılmasına büyük katkıda bulunmuştur. 1980 yılında ilk kez, Folkman ve ark. jelatin kaplı plakalar 1 kılcal endotel hücrelerin in vitro anjiyojenez tohumlama bildirilmiştir. Bu, hemen ileri 2B anjiyogenez endotel hücre tüp oluşumu deneyi 2, göç tahlil 3 ve farklı hücre tipleri 4 eş-kültürleme üzerinde yapılan deneylerde, yanı sıra diğer çok sayıda yayınlanmasına yol verdi. Bu tahliller bugün hala kullanılan ve in vitro yöntemler standart olarak kabul edilmektedir.

En hücre tipleri, ilgili fizyolojik doku yapıları 5 oluşturmak üzere bir 3D ortamı gerektirir çünkü Ancak, bu deney düzeneği her zaman in vivo hücre davranış çalışma için uygun değildir. 3D matris mimarisi kılcal morphogenesi için belirleyici olduğunu göstermiştir olabilirs 6 ve hücre-hücre dışı matriks (ECM) etkileşimleri ve 3D kültür koşulları, tümör anjiyogenez 7 katılan önemli faktörler düzenler. 3D matris efektör proteinleri bağlamak ve doku ölçekli çözünen konsantrasyon değişimlerini kurabilir, karmaşık mekanik girişler sağlar. Ayrıca, karmaşık bir doku 5 in vivo morfojenetik ve yenileme adımları taklit etmek için gerekli olduğu düşünülmektedir. Bu sistemlerde, anjiogenez ve vaskülogenez, hem incelenebilir. Anjiyojenez kan damarları 8 zemininden kapiller filizlenmesini tarif ederken, vaskülogenez endotel hücreleri veya bunların progenitörleri 9,10 ile kan damarlarının de novo oluşumu anlamına gelir. Gemilerin Olgunlaşma düz kas hücrelerinin 11 işe yoluyla 'arteriyojenezin' olarak adlandırılan bir süreç tarif edilmektedir. In vitro model Tipik anjiyojenik, mevcut tek tabaka endotel hücrelerinin filizlenme olanS jel içinde gömülü küreciklerin yüzeyine jel yüzeyler üzerinde tek-katman olarak ya da endoteliyal hücre sferoidler 12 oluşturarak tohumlanır. vaskülojenik modellerinde tek endotel hücreleri 3D jel içinde sıkışıp kalan edilir. Onlar destekleyici hücreler 12 ile tipik bir arada, vasküler yapıları ve ağları de novo oluşturmak için komşu endotel hücreleri ile etkileşim.

Ancak, in vivo ayarları taklit edemez in vitro modellerinde bile karmaşık 3D tamamen hücre-hücre çokluk verilen ve hücre-ECM 13 etkileşimleri. Yüksek in vitro aktiviteye sahip maddeler bunun tersi de 14, aynı in vivo etki ve göstermezler. Vaskülarizasyon kapsamlı bir analizi için daha iyi bir vücut durumu simüle vivo modellerde geliştirmeye acil bir ihtiyaç vardır işler. In vivo anjiyogenez deneylerinin geniş bir ürün yelpazesi de dahil olmak üzere, literatürde açıklanmaktadırCivciv koriyoallantoik membran ölçümünün (CAM), Zebra balığı modeli, korneal anjiyogenez tahlil, dorsal hava kesesi modeli, dorsal deri kıvrım odası, deri altı tümör modelleri 14. Bununla birlikte, bu deneyler, genellikle, hızlı morfolojik değişiklikler, CAM assay veya kornea anjiyojenez tahlilinde 15 sınırlı bir alanda mevcut olanların ayırt yeni kılcal sorunlar olarak sınırlamalar ile ilişkilidir. Bundan başka, memeli olmayan sistemler kullanılabilir (örn., Zebra balığı Model 16) ksenonaklinden 17 sorunlara yol açmaktadır. yakın doku ölçüde vaskülarizasyon sürecine katkıda yana, deri altı tümör modelinde tümör kendisinden sadece köken anjiyojenez analiz edilemez. Ayrıca, çevredeki doku tümör mikro 18 şekillenmesinde belirleyici bir role sahip olabilir.

Sadece anjiyojenezi veya vaskülojenezi çalışmak için güçlü bir KD oradaEd için standart bir ve in vivo modelde, aynı zamanda, doku mühendisliği ve rejeneratif tıpta farklı vaskülarizasyon stratejileri çalışmak için iyi karakterize edilir. Günümüzde, kompleks yapay organların veya dokuların üretilmesi, in vitro ve in vivo olarak mümkündür. 3D bioprinting karmaşık 3D fonksiyonel yaşam dokuları 19 üretmek için bir on-demand fabrikasyon tekniği sağlar. Ayrıca, biyoreaktörler dokular 20 ya da, kendi gövdesini oluşturmak için kullanılabilir biyoreaktör 21 olarak kullanılabilir. Ancak, yapay olarak oluşturulan dokuların başarılı bir uygulama ana engel mühendislik yapıları içinde damarlanma eksikliğidir. Transplantasyon sonrası konağın damar derhal bağlantı özellikle büyük ölçekli yapay doku veya organların durumunda, hayatta kalmak için önemli bir ön koşuldur.

In vitro ya da in vivo prevascularization stratejilerinde farklı Devel edildilanan nakilden önce 22 yapılarda bir fonksiyonel mikrovaskuleterini kurmak. Farelerin dorsal cilde in vitro önceden tasarlanmış kılcal damarlar ile bir iskele implantasyonu bir gün 23 içinde fareler damarsal hızlı anastomoz yol açtı. Bunun aksine, üç boyutlu bir ağ prevasküler içine monte insan mezenkimal kök hücreleri ve insan göbek damarı endotelial hücrelerde oluşan bir küremsi ko-kültür, in vivo implantasyonu sonrası daha da geliştirilmiştir. Ancak, ev sahibi damarsal ile anastomoz 24 sınırlıydı. Her şeyden önce, bu tür nekrotik veya ışınlanmış alanları gibi kötü vaskülarize kusurları, içinde, bu sözde dışsal vaskülarizasyon - iskele içine çevreden gelen gemilerin büyümesi - başarısız sık sık. İçsel vaskülarizasyon, diğer yandan, yapı iskelesi 25 filizlenmeyi, yeni kılcal bir kaynağı olarak vasküler eksen dayanır. eksenel vaskülarizasyon yaklaşımı kullanarak, Mühendislik doku vasküler ekseni ile nakledilen ve alıcı yerinde yerel gemilere bağlanabilir. Hemen transplantasyon sonrasında, doku yeterince iyi entegrasyon için doğru koşulları yaratır oksijen ve besin, tarafından desteklenmektedir.

Nedeniyle in vivo anjiyogenez araştırmak için ve eksenel vaskülarize doku üretme artan önemi tanınmasında modelleri sınırlı sayıda, biz hayvan modelinde 26 bir arteriovenöz (AV) döngü oluşturmak için daha fazla Erol ve Spira mikrocerrahi yaklaşım geliştirdi. Tamamen kapalı bir implantasyon bölmenin kullanımı bu yöntem çok iyi de in vivo koşullarında, özelliği, "kontrol" (Şekil 1) altında kan damarı oluşumunu çalışmak için uygun hale getirir. Bu model değildir anjiyojenez araştırılması için kullanışlıdır, ancak, aynı zamanda en iyi şekilde, doku motorlar için iskeleler eksenel vaskülarizasyonu için uygundureering amaçları.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Erlangen-Nürnberg Friedrich-Alexander Üniversitesi Hayvan Bakım Komitesi (FAU) ve Orta Franken Hükümeti, Almanya, tüm deneyler onayladı. deneyler için, 300 bir vücut ağırlığına sahip erkek Lewis sıçanları - 350 g kullanılmıştır.

1. Rat Arteriovenöz Döngü Modeli

  1. İmplantasyon Prosedürü (Şekil 2)
    1. Anestezi için bir kapakla izofluran buharlaştırıcı tüp ile bağlı ve kapalı özel bir plastik kutu kullanın. besleme gazı açın ve 0.8 arasında debimetre - 1.5 litre / dakika.
    2. indüksiyon plastik kutu sıçan yerleştirin ve üst mühür. % 5 izofluran buharlaştırıcı açın.
    3. Dikkatle anestezi indüksiyonu sırasında sıçan gözlemlemek. Sonra 3 - 4 dakika, sıçan anestezi edilecektir.
    4. Uygun anestezi onaylayın: doğrulma refleksi, palpebral refleks kaybı, geri çekilme refleksi pozitif kornea refleksi kaybı.
    5. kutusundan sıçan çıkarın ve kontrol onunilaç hesaplanması için ağırlık. anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için göz merhemi sürün.
    6. Ağrı ve antibiyotik uygulayın (örn., 7.5 mg / kg deri altından enrofloksasin (sc), 12.5 mg / kg tramadol ve / kg metamizol 100 mg, hem damar içine (iv)). Çalışma sırasında ağırlık adapte kristaloid yönetme (örn., 30 ml / kg sc).
    7. Maske ile uygulanan% 2 izofluran inhalasyonu - 1 ile anestezi altında 37 ° C'de bir ısınma plaka üzerinde sırtında sıçan yerleştirin.
    8. Düzgün anestezi Monitör ve anestezi seviyesi çok düşükse (sıçan hareketini, ağrı yanıtı, çene sesi, refleksler kaybı (1.1.4 bkz.), kalp hızı artan) izofluran artırmak. izofluran (kornea refleksleri, yüksek kalp hızı, oksijen doygunluğu azalma kaybı) doz aşımı için dikkatli olun. (-% 100 95) ve kalp atım hızı - sıçan (250 450 / dk), oksijen doygunluğu kontrol etmek için küçük hayvanlar için özel bir pulse oksimetre kullanın. Operati sırasındaSıçan monitör sıcaklığı - Gerekirse ve (36 40 ° C) sıcak tutma levhasının sıcaklığını ayarlamak.
    9. Bir elektrikli tıraş makinesi ile arka bacaklarda iç tarafını Tıraş ve antiseptikler alanı dezenfekte edin. arka bacaklarda yaymak ve yapışkan bant ile bunları düzeltmek.
    10. Cerrahi mikroskop altında sıçan yatırın ve steril draping ile sıçan kapsamaktadır. tüm operasyon prosedürü steril koşullar altında yapılır emin olun.
    11. Bir neşter (No. 10) ile kasık üst diz boyuna bir kesi ile sol uyluk ortasında cildi açın.
    12. Femoral damar demet diz femoral arter çatallanma kasık pelvik arterden maruz kadar kesme makasları ve microforceps kullanarak uzunluğu yaklaşık 3 cm katmanlar halinde deri altı dokusu ve fasya kesin.
    13. gemileri ayırın ve adventisya makas ve microforceps kullanarak adventisya kaldırın.
    14. Yan b koagüleElektrik pıhtılaşmasını kullanarak çiftliklerde. nemli bir kompres ile işbirliği alanı kapsayacak.
    15. 1.1.14 - sol tarafı için 1.1.11 açıklandığı gibi sağ tarafında cilt açın.
    16. 1.5 cm - venöz greft hasat için 1 bir mesafede proksimal ve distal uçlarında elektrik koagülasyon ile sağ femoral ven Arter.
    17. mikroforcepslerle venöz greft çıkarın ve sulama kanül kullanılarak bir heparin çözeltisi ile (% 0,9 sodyum klorid çözeltisi içinde 50 IU / ml) ile venöz greft yıkayın ve sol uyluk aktarın. nemli bir kompres ile sağ tarafta çalışma alanını kapsamaktadır.
    18. proksimale bir mikrovasküler klemp ile kasık bölgesinde sol tarafta femoral ven Arter. yaklaşık 2 cm'lik bir mesafeden, dallanma önce üst diz, elektrik koagülasyon ile distal femoral ven coagulate.
    19. anastomoz için bir 11-0 sütür ile uç-uca anastomoz venin proksimal ucu ile venöz greftin proksimal ucunue. yaklaşık 8 kesintiye dikişlerle kullanın. 12:00 ve 06:00 pozisyonunda ilk iki sütür yerleştirerek başlayın. Ardından, ön tarafta bu noktalar arasında 3 daha dikişlerle, 2 koymak ve daha sonra arka tarafına 3 daha dikişlerle için 2 koydu.
    20. Femoral ven için tarif edilen aynı yolla, femoral arter bağlanır (1.1.18.). döngü damarları bükülmüş olmadığından emin olun. Femoral ven için tarif edildiği gibi arterin yakın ucu ile venöz greft uzak ucunu anastomoz (1.1.19 adım)..
    21. intravenöz 25 IU heparin yönetme. Döngü damarları bükülmüş değil yine emin olun kelepçeleri çıkartın ve yaklaşık 5 dakika boyunca sızıntı ve döngü açıklığının kontrol edin.
    22. Gemiler damla papaverin (örneğin, 4 mg / ml) damar spazmı bilmek. açıklığı varsa, döngü genişler ve arter darbe gözlenebilir.
    23. (Matrisin ilk yarısında (yaklaşık 500 ul) ile implantasyon odasını önceden doldur örneğin </ Em>, bir hidrojel veya hücreleri ile veya olmadan bir kemik matriks). implantasyon odasına döngü gömün.
    24. 1000 ul toplam hacmine matris ikinci yarısı ile implantasyon bölmesini doldurmak. bölme kapağı Odanın mühür.
    25. olmayan bir emilebilir 6-0 dikiş ile uyluk üzerinde implantasyon odasını düzeltmek. olmayan bir emilebilir 6-0 sütür ile oda kapağını sabitleyin. elektrikli koagülasyon ile olası kanamayı durdurun.
    26. emilebilir 4-0 sütür ile cilt kapatın. Alüminyum spreyi ile yarayı örtün.
    27. Antibiyotik ve analjezik yönetme (örneğin, 7.5 mg / kg enrofloxacin sc, içme suyu yoluyla os (po başına tramadol 12.5 mg / kg) () 3 - sıçan davranışına bağlı olarak 5 gün ve sonrasında).
    28. kapalı buharlaştırıcı açın ve uyandırmak başlayana kadar sıçan besleme gazını solumak için izin verir.
    29. termal desteği ile bir kutu içinde sıçan yerleştirin ve tamamen iyileşene kadar dikkatlice gözlemleyin.
    30. Sıçan un bırakmayınsternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar katıldı.
    31. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete sıçan iade etmeyin.
  2. eksplantasyonu Prosedürü
    1. kısa bir süre veya uzun süre implantasyon sonrası eksplantasyonu gerçekleştirin (çalışma tasarımına göre, örnekler için başvurular 27-32 bakınız). adımları 1.1.1.-1.1.9 göre olan sıçan anestezisi.
    2. bir neşter (No. 10) ile karın cildi açın ve bir kompres ile kenara bağırsak hareket ettirin. abdominal aorta ve vena kava caudalis kullanarak pamuklu çubuklarla Açığa.
    3. Abdominal aorta (örn., 24 ayar plastik kanül) cannulate ve diseksiyon makas ile vena kava caudalis kesti.
    4. Sızan sıvının netleşene kadar 100 IU / ml heparin içeren% 0.9 sodyum klorür solüsyonu ile abdominal aorta yıkayın. (30 ml perfüzyon solüsyonu ile aorta serpmek, örneğin., Ajan ya da Hindistan kontrastk).
    5. Derin anestezi - (0.2 ml / kg 0.1) embutramide, embutramid, tetrakain hidroklorür, enjekte edilebilir bir çözelti letal dozun enjeksiyonu ile sıçan öldürülür.
    6. olmayan bir emilebilir 4-0 sütür ile vena kava caudalis abdominal aorta bağlanır ve.
    7. 2 kelepçeler - 1 ile açık yara alanı kapatın. 4 ° C'de (perfüzyon çözeltisi sertleştirme) 24 saat süre ile sıçan saklayın.
    8. Sırtında sıçan yerleştirin. arka bacaklarda yaymak ve yapışkan bant ile bunları düzeltmek.
    9. bir neşter (No. 10) ile uzunlamasına bir kesi ile odasının üstünde cildi açın.
    10. odasından bağ dokusu ve kesme makasları ve microforceps kullanarak döngü pedikülü çıkarın. kesme makasları ile oda açıklığından 1 cm bir mesafede halka pedikül kesin ve bölmeyi çıkarın.
    11. Odanın kapağını açın ve dikkatlice forseps ile odasından yapı kaldırmak ve oda 24 saat süreyle% 4 tamponlu formalin çözeltisi içinde bunu düzeltmeksıcaklık. Daha sonra 3D mikro-bilgisayarlı tomografi ya da parafin gömülü histolojik analiz 30 için yapı kullanabilirsiniz.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Doku mühendisliği
Kemik doku mühendisliği amacıyla, farklı kemik yerine kullanılan bir dizi küçük hayvan sıçan AV döngü modeli 27,28,33,34 implante edildi. Damarlanma mükemmel 3D mikro-bilgisayarlı tomografi (mikro-CT) (Şekil 3A) tarafından ortaya olabilir. işlenmiş sığır süngerimsi kemik (PBCB) matris vaskülarizasyon vaskülarizasyonu olmadan grubuna göre döngü grubunda anlamlı olarak yüksek bulunmuştur. Bir sürekli büyüyen ve olgunlaşmaya kan damarı ağı 8 hafta boyunca implantasyon odasının içinde gelişmiştir. Bir artış olmayan bir vaskülarize Grup 33 tespit edilmiştir, oysa 4 ve 8 hafta arasında, konstruktların merkezine doğru vaskülarize dokuların sürekli bir büyüme gözlendi. AV köprüsü modelinde 6 hafta PBCB matrisinin Prevascularization kontrol osteoblast göre enjekte osteoblastların üstün sağkalım sağlamıştır. Kontrol grubu tersine, kemik spesifik genlerin sentezlenmesi implante osteoblastlar 28 AV köprüsü grubu saptandı. Bir başka matris olarak birlikte fibrin jel sinterlenmiş biyoaktif cam sıçan AV halkalar yerleştirildi. 3 hafta sonra, yeni oluşan damarların yoğun bir ağ mikro-BT ve histoloji 27 gösterdiği geliştirmiştir.

implantasyon odası iskele vaskülarizasyon hızlandırılması amacıyla modifiye edildi. delikli titanyum odasını kullanarak, içsel vaskülarizasyon çevreleyen dokudan dış gemiler tarafından desteklenmiştir. Bir β-tricalciumphosphate hidroksiapatit (β-TCP / HA) / fibrin matriks implantasyon sonrası sadece 2 hafta, gemilerin% 83 zamanla sürekli artış ile AV döngü bağlı ve 8 hafta 34 sonra% 97 bağlantısını ulaşılmıştır. 5 x 10 6 kemik iliğinden elde edilen mezenkimal kök hücrelerin implantasyonu ile (MSC) ve kemik morfojenik protein, 2 (BMP-2), indüklenebilir olabilir BMP-2 veya MSC başına gruplara göre kemik oluşumunda önemli bir artış. 6 ve 12 haftalıkken fibrin matrisi tamamen bozulmuş ve tüm gruplarda oldukça vaskülarize bağ doku (Şekil 3B 6 haftalık implantasyon) ile değiştirilmiştir. 6 ve 12 hafta arasında ve diğer gruplarda 12 hafta sonra BMP-2 / MSC grubunda damar sayısında önemli bir azalma oldu. Bu durum damar ağının olgunlaşma ya da sınırlı bir damar ağı oluşumu 32 yol açan kemik yapılarının kompakt düzenleme muhtemelen oldu.

kemik Bunun yanı sıra, örneğin kas, karaciğer ve diğer dokularda AV köprüsü modelinde tasarlanabilir.

Mühendislik eksenel vaskülarize kas dokusu, bir AV köprüsü, fibrin matrisi birincil iskelet hücreleri ile yapılan deneyler gerçekleştirilmiştir. Bir prevascul sonra2, 4, ve 8 hafta boyunca 2 hafta arization süresi, 1 x 10 6 miyoblastlar AV köprüsü odasına nakledildi. Nakledilen miyoblastlar carboxyfluorescein diasetat süksinimidil ester (CFDA) etiketleme kullanarak sonra bile 8 hafta redetected olabilir. Hücreler MEF-2 ve desmin 4 hafta sonra pozitif kas-spesifik belirteçler fibrin matriks ve ifade içinde kendi Miyojenik fenotip tuttu. Ancak, Miyojenik işaretleyici gen ifadesi nedeniyle miyojenik uyaranlara ve fibrin matrisinin 35 hızlı emilim yokluğu muhtemelen 8 hafta sonra negatif oldu. Miyojenik stimülasyon artırmak için, sıçan AV döngü, yeni bir değişiklik izolasyon odasının daha yakın konumlandırma elde etmek için yerine safen ven epigastrik ven kullanılarak geliştirilmiştir. Bu nedenle, obturator motor sinirin ek katılması geometrik kolaylaştırıldı. EPI döngü olarak adlandırılır bu AV döngü modifikasyonu, kullanarak, miyojenik d gösterebilirimCO-implante miyoblastların ve MSC 36 arasında ifferentiation.

Karaciğer doku mühendisliği için 4 x 10 6 PKH-26 etiketli fetal karaciğer hücreleri 2 hafta sıçan AV döngü modelinde bir fibrin matriks içinde transplante edildi. Kontrol grubunda, bir AV döngü ve hücresiz matris olmayan matrisler implante edildi. Fonksiyonel kılcal damarlar AV döngü damarları ortaya çıkan ve CD31 boyanma ve çini mürekkebi etiketleme gösterildiği gibi çok kanlanan neo-doku, implantasyon 14 gün sonra odasının içinde gözlenmiştir. hücre içermeyen ve hepatosit AV döngü grubu arasında fark yoktu. AV döngü yoğun fibrin matrisi vaskülarize ve canlı fetal hücreler esas büyük damar eksenin yakınında pozitif PKH-26 boyanma ve karaciğer hücre spesifik sitokeratin 18 (CK-18) immünohistoloji tarafından açıklama yapıldı tespit edilebilir. CK-18 mRNA seviyeleri AV döngü hücre grubunda yüksek bulundu. Bunun aksine, herhangi bir CK-18 expression, bir ilmek ya da hücreler 37 olmayan yapılarda tespit edilebilir.

Anjiyogenez Çalışmaları
Ven, arter greft ve interpozisyonel venöz greft (IVG) segmenti (Şekil 1): AV döngü üç bölümden oluşmaktadır. vasküler sistemin üç boyutlu bir değerlendirme yeni oluşan damarlar venöz ve arteriyel kısmından hem de venöz interponate hem geldiğini göstermiştir. Yeni oluşan damarların çok sayıda IVG 33 gözlendi. In vivo MRA, korozyon atmalarını ve bağışıklık histoloji taramalı elektron mikroskobu ile, bir fibrin matriks içinde anjiyogenez başlangıcı Her şeyden önce günde 10 ile 14 arasında gözlendi, venöz ve IVG segmentleri birçok kılcal damarların ve daha büyük gemilerin doğurdu. nedeniyle endovasküler basınç ve kayma gerilmesi wa artış IVG ve damarlanma bir işareti olarak luminal kalibreli bir kademeli azalma38 günde 7 algılanır s. Daha sonraki çalışmalarda, vasküler çimlenme ağırlıklı olmayan arteriyel greft 39 yer aldığını teyit edilebilir.

anjiyojenez süreçlerini ve uyarılması ve kan damarı oluşumunun engellenmesi tam analizi AV köprüsü implantasyon odasında gözlemlenebildi. Büyüme faktörleri vaskular endotelial büyüme faktörü (VEGFA) ve temel fibroblast büyüme faktörü (bFGF), daha yüksek bir mutlak ve göreli vasküler yoğunluk ve büyüme faktörü içermeyen kontrol grubuna 31 göre, fibrin matrisi daha hızlı emilmesini arttırmaktadır. Bundan başka, yeniden modelleme olgular ve izolasyon odacığı içinde damar ağının olgunlaşması 8 haftalık bir süre boyunca implantasyon görselleştirilmiştir. AV döngü odaları intercapillary arabağlantı ve intussusceptive anjiyogenez süreçleri yanı sıra olası lenfatik büyüme Define parametreleri olarak immunohistologically tespit edildiovascular olgunlaşma 39. PHD (prolil hidroksilaz alan), sistemik sıçanlarda önleyicisi DMOG (dimethyloxallyl glisin) uygulayarak, hipoksiyayla tetiklenebilen faktör alfa (HIF-α) konsantrasyonu, AV döngü artan vaskülarizasyon ile ilişkilidir ve olduğu gösterilebilir damar akıbet 40 uyarıcı.

Şekil 1
Şekil 1:. Ven (V), arteriyel (A) greft ve interpozisyonel venöz greft (IVG) segmentinde: Sıçan Modelinde AV Loop Şema AV döngü üç bölümden oluşmaktadır. AV döngü içsel damarlanma indüksiyon için kapalı implantasyon odasının (C) içine gömülü olabilir. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

ge = "1"> şekil 2
Şekil 2: Sıçan AV Döngü Operasyonu (A):.. Sıçanın arka bacaklarda iç tarafında femur paket lokalizasyonu (B / C): sağ ve sol kasıkta femoral damar demetinin hazırlanması sıçan. Gemiler interpozisyonel ven greft sağ tarafında (E) hasat ve AV döngüye femoral ven (F) ve sol tarafında femoral arter ile anastomoz edilir, (D) ayrılır (G, ok anastomoz gösterir). Döngü kaplar bir matris (H) ile doldurulmuş implantasyon haznesine ve kapak kapalıyken komple dolgu (I) 'in (J) sonra aktarılır. A = femoral arter, V = femoral ven, N = femoral sinir, IVG = interpozisyonel venöz greft. Ölçek çubuğu 5 mm (DJ).tp_upload / 54676 / 54676fig2large.jpg "target =" _ blank "> bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Şekil 3,
Şekil 3: Fare AV döngü Modelinde vaskülarizasyon Görselleştirme (A). Mikro-CT kontrast madde (sarı damarları perfüze) ile perfüzyon sonrasında (B). Hematoksilen-eozin ile β-TCP / ha kemik ikamesi boyama MSC 6 hafta boyunca AV döngü modeli sıçan implante. AV döngü gemiler Hindistan mürekkep (siyah renkli) ile perfüze edilir. Ölçek çubuğu 1 mm. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

On yıldan fazla bir başarıyla küçük hayvan modelinde in vivo arteriovenöz (AV) doku mühendisliği amaçlı döngü ve eğitim anjiyogenez kullandık. Bu mikro modeli farklı dokular mühendislik ve aynı zamanda anjiyojenez veya antianjiyogenez çalışmaları için kullanılabilir çok uygun olduğunu göstermek olabilir.

Mevcut / Alternatif Yöntemler Göre Tekniği Önemi
Engineered doku veya organlar defekt bölgesine 41 içine naklinden sonra onların hayatta kalma ve başarılı bir entegrasyon için gerekli besinleri ve oksijeni sağlamak için fonksiyonel bir kan damarı ağı gerektirir. Farklı prevascularization stratejilerinin bir dizi in vitro vs in vivo ve dışsal vs iç yaklaşımlara göre ayırt edilebilir geçmiş yıllarda üzerinde geliştirilmiştir.

Iskeleleri fabrica olabilirTed boru şeklindeki yapılar ve in vitro 42 endotel hücreleri veya projenitör hücreleri gibi vasküler hücre ile ekildi. Öte yandan, in vivo prevascularization için, iskele, deri altına veya kas dokusu 21 gibi oldukça yüksek oranda damarlanmış bir alanda yerleştirilir. Daha sonra, bu dışsal vaskülarize yapılar defekt bölgesine naklediliyor edilebilir. Ancak, bu yaklaşımların dezavantajı naklinden sonra alıcının gemiler ile mikrocerrahi bağlantı olmaması. Özellikle büyük ölçekli yapıları durumunda, ana damar hemen bağlantı mühendislik doku 43 hemen temini için gereklidir. Bu sorun için bilinen ve en umut verici bir çözüm AV halka modeli olarak vasküler ekseni ile bir içsel vaskülarize doku veya organ üretilmesinde yatmaktadır.

Yukarıda tarif edildiği gibi, eksenel vaskülarizasyon ark AV köprüsü yöntemiyle yanısırabu nedenle, epigastrik arter 45 Bunun yerine 44 veya sadece bir kap için AV demetleri ile uyarılabilir. Bununla birlikte, çeşitli yayınlarda AV köprüsü modeli damarlanma derecesi de novo doku oluşumu miktarı açısından üstün olduğu ortaya çıktı. Tanaka ve ark. Metodolojik yaklaşımları ve gözlenen anlamlı derecede yüksek doku oluşumu ve paket grubuna 46 ile karşılaştırıldığında döngü içinde gelişen kılcal damarların daha yüksek derecede hem karşılaştırıldı. Dong ve ark. Ayrıca AV döngü kullanarak bir çalışma yürüttük ya da AV paket aynı şekilde paket grubuna 47 ile karşılaştırıldığında döngüde önemli ölçüde daha yüksek damar yoğunluğu gösterdi tavşan modelinde, kemik doku mühendisliği için yaklaşır. Biz AV döngü modeli anjiyogenez 48 için daha yüksek bir kapasiteye sahip olduğunu bir önceki çalışmada bu sonuçları yanı sıra göstermek onaylamak başardık.

Bizim bildiğimiz kadarıyla, analiz için karşılaştırılabilir bir model yokturbir izole edilmiş ve iyi karakterize edilmiş bir ortamda in vivo vaskularizasyon. Bu nedenle, AV döngü modeli hücre tipleri veya büyüme faktörleri gibi hücreler veya büyüme faktörleri işgalci olarak çevredeki yapıların gelen bozuklukları olmadan farklı dokularda damar ağı oluşumu veya damarlanma süreçlerine katkı ne kadar farklı değerlendirmek için güçlü bir araç temsil eder.

Tekniğin Sınırlamalar
Ancak, önerilen modelin bir önemli zorluk cerrahi yüksek karmaşıklığı. Biri için, AV döngü modelini kullanarak kusurların tedavisi iki aşamalı prosedür gerektirir - kusur siteye iskele ve nakli prevascularization. Bu hasta, iki ameliyat geçmesi anlamına gelir. Buna ek olarak, mikrocerrahi becerileri başarılı anastamozlar milimetre altı gemiler 49 için gerekli önkoşuldur. Bu nedenle, AV paket bazen i beri klinik uygulama için daha yararlı kabul ediliranjiyojenez ve doku üretimi için daha az potansiyel AV döngü 46 ile karşılaştırıldığında, ancak T Ayrıca araştırma sunmaktadır. Ancak, bu işlem AV döngü işlemi yapmadan önce daha sonra başlangıçta eğitim ve ölü hayvanların (örneğin, tavuk bacaklar) damarları küçük kalibreli silikon tüpleri kullanarak, adım-adım bile olmayan cerrahlar tarafından öğrenilebilir canlı hayvan. Buna karşılık, en çok uygulanan mikro cerrahlar eğitim sadece kısa bir süre ile bu işlemi gerçekleştirebilirsiniz.

Protokol çerçevesinde kritik adımlar
Genel olarak, bağlı damar küçük kalibreli ilmek damar trombus oluşumu ve kapağın riski vardır. Ancak, ortalama döngü sıçan modelinde% 80 -100% patent antikoagülan sonrası cerrahi 28,30,31,34,38,39 heparin sadece kısa süre kullanıyordu.

cerrahi yüksek karmaşıklığı o birkaç saat sürer nedeniyle Dahası, (t bağlıo cerrahın uzmanlık). Bütün işlem sırasında hayvanların uygun bir anestezi kontrol etmek için ve yeterli bir yeterli kan basıncını sağlamak için infüzyon kaynağı gereklidir. Ameliyat sonrası dönemde bu analjezikler / antibiyotik yönetmek için ve operasyon yara kontrol etmek için, hayvan birkaç kez sağlığını kontrol etmek için yüksek önem taşımaktadır. Bir çok durumda, izole edilmiş bir bölmenin implantasyon gerçekleştirildiğinden, odacığın iç enfeksiyon fark olmadan gerçekleşir mümkündür. - 5 gün nedenle, antibiyotiklerin tüm çalışma ve yönetim dikkatle 3 bir süre boyunca yapılmalıdır sterilitenin korunması için çok önemlidir.

Protokol Değişiklikler
odası ayrı kusurun büyüklüğü ve şekli ayarlanabilir. Bundan başka, aynı zamanda membran Manasseri ve ark., 50 tarafından gerçekleştirilen olarak AV döngü kapatılması için de kullanılabilir. Buna ek olarak, skafold, Supplemented hücreleri ve büyüme faktörleri farklı doku türlerine göre seçilebilir. Son zamanlarda, Miomas ve ark., AV döngü modeli ile başarılı bir şekilde kombine gen tedavi yaklaşımları ve VEGF165 51 ile transdüksiyon yoluyla damar büyüme artışı tetikleyebilir. Son zamanlarda, kas doku mühendisliği amaçlı sıçan AV döngü modeli ayarlanabilir. Yerine femoral damarların, epigastrik ven ve safen arter motorik inervasyon ( "EPI döngü modeli") 36 için eksenel vaskülarize iskele obturator sinirin implantasyonu etkin olan, kullanılmıştır. Bir motorik sinir implantasyon yanı sıra, kemik dokusunun nörotizasyonu duyusal sinirler yapıları gelişmiş osteogenesizinde ve kemik defektleri 52 daha iyi onarım için yararlı olduğu bildirilmiştir tasarlanmış. AV döngü en az donör saha morbidite neden olur ve vücudun 52 çeşitli sitelerde oluşturulabilir. Diğer sitelerde yüzeysel damarları kullanmak mümkün olacakAV döngü ya da üretimi için vücut gibi tavşan veya fare modeli olarak diğer hayvanları kullanmak için.

Bu Tekniği Mastering sonra gelecek Uygulamalar veya Tarifi
Bu proliferasyon, yayılma ve benzeri gibi endotel hücre fonksiyonunun bir göstergesi ve hücre içi inhibitörü - en son çalışma grubumuz proteini-1 (GBP-1) bağlanma guanilat ifade iyi karakterize murin embriyonal endotelyal progenitör hücre (EPC), çizgi (T17b) implante işgali - sıçan AV döngü modelinde. ayırt GBP-1-EPC antianjiyojenik kapasitesi AV köprüsü yapılarında kan damar yoğunluğu önemli bir azalma ile gösterilebilir. Klinik uygulama ile ilgili olarak, proinflamatuar antianjiyojenik GTPaz GBP-1 antianjiyojenik tedavilerin yeni yollar, örneğin., Kanser veya diğer hastalıkların 53 için açabilir. Bu çalışmaya göre, AV köprüsü modeli patolojik oluşturulması için kullanılabilir akla yatkındırdaha fazla analiz ve olası modülasyon için vaskülarizasyonda ağı. Örneğin, bu model, tümör anjiyojenezi, bunu etkileyen faktörler ve EPC, tümör hücreleri gibi tümör damar ağı oluşumunda rol oynayan farklı hücre tesisinin rolünü daha iyi anlamak ve hücreler, 54 kök optimal bir fırsat sağlar. In vivo kanser modelleri genellikle işlemleri ve çeşitli insan kanser türlerinin büyüme özelliklerini taklit etmek için genetik olarak modifiye edilmiş farelerde gerçekleştirilir ve ilaç geliştirme ve klinik öncesi çalışmalarda 55 mükemmel olduğu kanıtlanmıştır. Ayrıca, bu tür immün sistemi baskılanmış farelerde 56 olarak deney hayvanlarında içine tümörleri nakli için ksenograft modelleri vardır. Daha Klinik ilgili yaklaşım "kişiselleştirilmiş fare modelleri" ya da "hasta kaynaklı tümör ksenogrefleri modelleri" 57 olarak bilinen hastanın tümörü, gelen nakli gerektirir. Bununla birlikte, bu modeller iltihaplanmayı incelemek için pratik değildirçevre dokudan etkiler olmaksızın tek bir hücre kaynağı ya da büyüme faktörü uence.

AV döngü modeli mümkün tümör biyolojisi okumak için doku mühendisliği yöntemleri kullanmayı kolaylaştırır. Bu ghajar ve ark "tümör mühendisliği" olarak tanımlanır. ve 58 "çoklu ölçeklerde tümör gelişimi, ilerlemesi ve tedavinin dinamiklerini incelemek için in vivo tümör mikro yönlerini özetlemek karmaşık kültür modelleri yapımı" içerir. Bir tümör ortamı hücre-hücre etkileşimleri, anjiyojenez, modülasyon, geliştirme ve bir inhibisyon hassas analiz sağlar izole katkılama odası içinde yapılabilir. Ayrıca, AV döngü modeli geliştirilmesi veya Neoanjiogenez kesilmesini ya da tümör büyümesinin engellenmesini ilgili tedaviler doğrulamak için yararlı olabilir.

vaskülarizasyon indüklemek için, bu yaklaşımı kullanarak, bileşik teknikler mümkündürklinik olarak anlamlı bir boyutta R dokular. Daha sonraki çalışmalarda, 12 hafta 59,60 nispeten kısa bir süre içinde yaklaşık 15 cc'nin önemli bir hacimde nakli için eksenel vaskülarize kemik dokusu üretmek mümkün. Klinik pratikte bu bulguları çevirmek amacıyla, kaval kemiği hata modeli kullanılarak prensibi bir çalışma kanıtlar, önceden insanlarda uygulama için yakın zamanda gerçekleştirilir. İlk adım olarak, başarılı uzun vadeli istikrar 61 ile klinik senaryoda büyük hacimli defekti in situ kemik doku mühendisliğinde ortaya koyamamıştır. açıklanan AV döngü modelini uygulamak bireysel hastanın ihtiyaçlarına göre uyarlanmış bir tedavi sağlamak mümkün kılan. Bizim sonuçlara dayanarak kendisini yaşayan bir biyoreaktör olarak hizmet veren, insan vücudunun fikri hala gelecek için büyük umut vaat ediyor.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgements

Biz AV döngü araştırmaları destekleyen aşağıdaki kurumlara teşekkür etmek istiyorum: Staedtler Stiftung, Dr. Fritz Erler Fonds, Else Kröner Fesenius Stiftung, Baxter Healthcare GmbH şirketi, DFG, Toplumsal Cinsiyet IZKF / ELAN / EFI / Office ve Çeşitlilik, Forschungsstiftung MEDIZIN Erlangen-Nürnberg (FAU), AO Vakfı Manfred Roth Stiftung, Xue Hong, Hans Georg Geis Vakfı, Deutscher Akademischer Austauschdienst (DAAD), Almanya ve Yüksek Eğitim Bakanlığı ve Bilimsel Araştırma, Irak Friedrich-Alexander Üniversitesi. Biz onların mükemmel teknik destek için Stefan Fleischer, Marina MILDE Katrin Kohn ve Ilse Arnold-Herberth teşekkür etmek istiyorum.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sodium chloride Berlin-Chemie AG 34592508
11-0 Ethilon / polyamide 6/6 Ethicon EH7438G
4-0 Vicryl / polygalactin 910 Ethicon V392H
6-0 Prolene / polypropylene Ethicon 8695H
aluminium spray Pharma Partner Vertriebs-GmbH 1020
antiseptics  BODE Chemie GmbH 
Catheter  B Braun Meslungen AG 4251612-02
contrast agent Flowtech  MV-122
embutramide, mebezonium iodide, tetracaine hydrochloride injectable solution  Intervet International GmbH
encre de chine intense Indian ink Lefranc & Bourgeois
Enrofloxacin Bayer AG
eye ointment Bayer AG
Formalin 4% Carl Roth GmbH & Co. KG P087.4
Heparin Ratiopharm GmbH
isoflurane  Abbott Laboratories 6055482
Lewis rat, male Charles River Laboratories
Metamizol-Natrium  Ratiopharm GmbH
papaverine / Paveron N Linden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH
tramadol / Tramal Grünenthal GmbH

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288, (5791), 551-556 (1980).
  2. DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312 (2014).
  3. Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
  4. Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114, (3), 650-657 (2013).
  5. Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7, (3), 211-224 (2006).
  6. Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51, (3), 347-364 (1996).
  7. Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106, (2), 399-404 (2009).
  8. Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18, (8), 1491-1508 (2014).
  9. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15, (2), 159-169 (2009).
  10. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386, (6626), 671-674 (1997).
  11. Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6, (4), 389-395 (2000).
  12. Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319, (16), 2409-2417 (2013).
  13. Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31, (4), 654-663 (2007).
  14. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90, (3), 195-221 (2009).
  15. Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15, (6), 1110-1126 (2012).
  16. Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19, (1), 227-238 (2015).
  17. Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14, (3), 487-493 (2015).
  18. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22, (1), 18-27 (2014).
  19. Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3, (8), 1236-1244 (2015).
  20. Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3, (12), 1535-1543 (2014).
  21. Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31, (1), 232-239 (2016).
  22. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. (2015).
  23. Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8, (1), 015004 (2016).
  24. Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12, (9), 2685-2693 (2006).
  25. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14, (1), 87-103 (2008).
  26. Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
  27. Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19, (6), 479-486 (2013).
  28. Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13, (7), 1549-1560 (2007).
  29. Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23, (5), 419-427 (2012).
  30. Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15, (9), 2501-2511 (2009).
  31. Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13, (9-10), 480-487 (2007).
  32. Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21, (1-2), 96-105 (2015).
  33. Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12, (7), 1721-1731 (2006).
  34. Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129, (1), 55e-65e (2012).
  35. Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10, (3), 716-726 (2006).
  36. Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046 (2013).
  37. Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14, (1-2), 267-274 (2010).
  38. Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75, (1), 25-33 (2008).
  39. Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13, (10), 4166-4175 (2009).
  40. Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112 (2014).
  41. Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10, (2), 211-224 (2015).
  42. Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
  43. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63, (4-5), 300-311 (2011).
  44. Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86, (3), 254-258 (2015).
  45. Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47, (6), 378-383 (2015).
  46. Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation? Plast Reconstr Surg. 112, (6), 1636-1644 (2003).
  47. Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32, (6), 1536-1541 (2012).
  48. Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38, (4), 217-223 (2006).
  49. Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis? Handchir Mikrochir Plast Chir. 46, (2), 105-107 (2014).
  50. Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27, (7), 623-629 (2007).
  51. Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
  52. Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872 (2014).
  53. Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94 (2012).
  54. Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering--is there a rationale? J Cell Mol Med. 17, (10), 1197-1206 (2013).
  55. Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22, (4), 267-274 (2014).
  56. Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25, (4), 273-280 (2015).
  57. Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9, (Suppl 2), 57-70 (2015).
  58. Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16, (7), 2153-2156 (2010).
  59. Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7, (8), 654-664 (2013).
  60. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21, (9-10), 1680-1694 (2015).
  61. Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18, (7), 1478-1485 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics