Развитие прямого Pulp-укупорки модель для оценки пульпозного ранозаживляющим и Репаративная дентина Формирование у мышей

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Мы опишем метод шаг за шагом выполнения прямых пульпы на мышах зубов для оценки пульпарного заживления раны и формирования репаративного дентина в естественных условиях.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Song, M., Kim, S., Kim, T., Park, S., Shin, K. H., Kang, M., Park, N. H., Kim, R. Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice. J. Vis. Exp. (119), e54973, doi:10.3791/54973 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Мыши были приобретены у Jackson Laboratory и хранятся в патогена вивария в UCLA Отдел лабораторных животных медицины (DLAM). Эксперименты проводились в соответствии с утвержденными институциональными руководствами Исследовательского комитета канцлера животных (ARC # 2016-037).

1. Мышь обезболиванием

  1. Используйте восемь-недельных самок мышей C57 / НД6 (п = 3).
  2. Обезболить мышей с использованием растворов (5 мг / кг веса мыши) кетамином (80-120 мг / кг веса мыши) / ксилазина и управлять внутрибрюшинно (IP) в дозе 10 мл / кг.
  3. Приготовьте кетамином (80 - 120 мг / кг) / ксилазином (5 мг / кг) растворы и вводить их внутрибрюшинно (IP) в дозе 10 мл / кг.
  4. Убедитесь, что мыши полностью под наркозом, выполняя носок щепотку.

2. Целлюлозно-укупорки Процедура

  1. Поместите держатель рот в рот мыши.
  2. Закрепите держатель рта на стол таким образом, чтобы онОбъявление обращена вверх.
  3. Поместите микроскоп (10x) в верхней части рта, так что первый верхнечелюстной молярной полностью виден.
  4. Используя ¼ круглый бур в высокоскоростном наконечнике при 200000 оборотов в минуту, удалите эмаль часть зуба в середине, пока мякоть не видна через прозрачный дентин. Не подвергать мякоть с бором.
  5. Использование # 15 эндодонтического K-файл (диаметр 150 мкм), перфорировать через дентина и подвергать мякоть.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Особое внимание следует соблюдать осторожность, чтобы дентин мусор не получает проталкивается в пульпе. Этого можно избежать путем поворота K-файл ежеквартально, а затем потянув K-файл из.
  6. Смешайте MTA стерильной H 2 O в соответствии с инструкциями изготовителя. Доставка и поместите АПС на открытую пульпу с наконечником исследователя. Используйте обратную сторону точки бумаги (штраф), чтобы упаковать АПС в обнаженную пульпу Осторожным нарезании резьбы. Чем толще сторона точки бумаги является плоской, и, следовательно, позволяетдля надлежащего конденсации МТА в обнаженную пульпу.
  7. Протравите зуб за 15 сек путем размещения 35% травильного фосфорной кислоты, где она просто покрывает зуб. Соблюдайте особую осторожность, чтобы ограничить размещение травителя, так как это может вызвать раздражение тканей десны.
    Примечание: травителя приходит в шприц и используется для придания шероховатости поверхности зубов таким образом, что зубные клеи могут протекать в посредничать микромеханическую склеивание на зуб. Поскольку они являются вязкими, он может быть самодостаточным путем применения небольших количеств непосредственно на зуб.
  8. Используйте отрицательное-давление всасывания для удаления травителя. Используйте ватный шарик , который слегка смоченную H 2 O , чтобы удалить остатки травителя. Повторите этот шаг до тех пор, пока травитель полностью удаляется из зуба.
  9. Использование воздуха тряпку сжатый, осторожно высушить зуб.
  10. Примените стоматологические клеи, используя тыльную точки бумаги.
  11. Сделать клеевой слой тонкий с помощью сжатого воздуха в течение 3 сек.
  12. СЮр стоматологические клеи для 20 с помощью отверждения света блок.
  13. Поместите текучий композит в небольших количествах на зуб, который был ограничен с МТА. Используйте кончик исследователя течь композита в пазы зуба.
  14. Отверждение композита в течение 30 с с использованием свето- полимеризационное полимеризоваться его. Убедитесь, что композит полностью вылечить и трудно с помощью проводника.

3. Послеоперационное уход

  1. Администрирование карпрофен (5 мг / кг) подкожно (подкожно) сразу после процедуры целлюлозно-укупорки.
  2. Поместите мышей на грелку при низкой мощности, чтобы держать животных теплой, прежде чем они просыпаются.
  3. Вернуть мышей в виварии для жилищного строительства.

4. Тканевая закупок

  1. Через 5 - 6 недель, усыпить мышей путем смещения шейных позвонков при полном анестетика состоянии с изофлуран.
  2. Осторожно снимите верхнюю челюсть из основания черепа и поместить его в пробирку 50 мл. Закрепить entirе максилла, что содержит как целлюлозный вершины зуба и контралатеральной кэппированную зуб в 4% параформальдегид в PBS, рН 7,4, при 4 ° С в течение ночи, а затем хранить его в 70% -ном растворе этанола.
    Примечание: параформальдегид является токсичным и канцерогенным. Правильное использование параформальдегид следует контролировать, как описано в стандартных операционных процедур (СОП).
  3. Сканирование Максиллы мыши с помощью сканирования μCT. Для обеспечения Максиллы во время сканирования, завернуть образцы с марлей, смоченной 70% -ным этанолом и помещают их в культуре клеток трубки 15 мл.

5. μCT Сканирование

  1. Подготовка образцов для сканирования μCT. Если коротко, то завернуть образцы с марлей, смоченной 70% -ным этанолом и закрепить их в родовом 15-мл клеточной культуры коническую трубку. Установите трубки на этапе сканирования μCT, как указано в инструкции изготовителя.
  2. Установите источник рентгеновского излучения с током 145 мкА, напряжение 55 кВп, и временем экспозиции 200 мс.
  3. Выполните получение изображений с помощью сканера μCT с разрешением 20 мкм и с Al фильтром 0,5 мм.
  4. Реконструировать изображения и визуализировать его 11.
  5. После того, как μCT сканирование завершено, начинают декальцификацию с 5% ЭДТА и 4% сахарозы в PBS (рН 7,4) в течение 2-х недель.

6. обработка ткани и Окрашивание

  1. Встраивать декальцинированной ткани в парафин. Перед тем как вложение, обрезать верхнюю челюсть, сделав сагиттальный разрез непосредственно впереди первого моляра. В то время как вложение, расположить эту поверхность вниз, таким образом, что продольное сечение первого моляра является режущая поверхность.
  2. Используя микротом, подготовить 5 мкм толщиной слайды. Пульпа-укупорочные районы, как правило, совпадает с distopalatal (DP), корень, который может быть использован в качестве ориентира. Определить точную сферу интересов путем изучения гистологии под световым микроскопом и сравнивая изображения μCT.
  3. Для H & E окрашивания, deparaffinize и регидратации слайды с ксилолом (2 раза) и серийно разведенной этанолом (100% этанола в 2 раза, 95% этанола 2x и 70% этанола 1x).
  4. Промыть слайды с проточной водопроводной водой.
  5. Пятно с раствором гематоксилин в течение 2,5 мин и сполоснуть водой.
  6. Dip слайдов в 95% этаноле в течение 1 мин.
  7. Пятно раствором эозина в течение 1 мин и сполоснуть водой.
  8. Высушить с серийно разведенной этанолом (70% этанола 1x, 95% этанола 2x, и 100% этанола 3x) и ксилол (3x).
  9. Установите слайды с монтажным решением.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Здесь мы показали процедуры шаг за шагом выполнить покрытие пульпы на мышах зубов. Одним из ключевых аспектов пульпы у мышей должна иметь соответствующее устройство. В связи с этим, имея микроскопа с 10 - кратным увеличением мощности является существенным (Фиг.1А). Чтобы создать класс-I-подобный препарат в зуб, мы использовали ¼ круглый заусенцев в электрической высокой скорости наконечник при 200000 оборотов в минуту (рис 1В). В качестве альтернативы, любые другие двигатели, в том числе те, которые используют сжатый воздух, может быть использован для подготовки зуба.

На рисунке 2А-2Е, репрезентативные шаги для выполнения пульпы показаны. Класса I-как подготовка была выполнена (рис 2В). Поскольку водная струя может утонуть мышей во время процедуры, ее использование не рекомендуется. По этой причине очень важно, чтобы подготовить зуб с нежным и intermittent ударов, чтобы предотвратить перегрев. Использование сжатого воздуха также рекомендуется обеспечить эффект охлаждения. Разоблачая целлюлозы с эндодонтического файла, будьте осторожны , чтобы не нажать дентина мусор в пульпу, так как это может помешать интерпретации данных в формировании репаративной дентина (рис 2C). Этого можно избежать с помощью сжатого воздуха. Аналогичным образом, MTA должен быть помещен на открытую пульпу, не выдвигая слишком далеко в пульпу. Размещение MTA может быть достигнуто путем использования тыльную точки бумаги с нежными выстукивая движений (рис 2D). После размещения MTA, зуб должен быть очищен с помощью H 2 O-смоченные ватные шарики , чтобы удалить оставшиеся MTA в канавках, которые могут препятствовать связыванию композита на зуб. Обычные методы композитной реставрации используются, в том числе травления поверхности зубов, грунтования и склеивание с клеями, а также размещение и отверждения текучего композитов (Рисунок 2E).

Через шесть недель после того, как перекрытия пульпы мышей собирали, а вид сверху сфотографировали , чтобы подтвердить , что композиция была еще цела (Фиг.3А). Сканирование μCT показали значительный спад пульпарного пространства в целлюлозно-группы ограничен (рис 3B), предполагая , что репаративный дентин был сформирован в пульпе. В декальцированной ткани образцы были подвергнуты H & E окрашивания для дальнейшего изучения гистологически образование репаративного дентина в естественных условиях. В контрольной группе, odontoblastic слои (ОВ) были заметно очевидны по краям дентина (рис 4A - 4C). В отличие от этого , целлюлозно-укупорочные группа имела значительное количество репаративного дентина (RD) , образованное в пульпозного пространстве (рис 4D - 4F). Интересно, что при ближайшем рассмотрении выяснилось , что репаративный дентин (RD) демонстрировали типичную характеристику дентина (например, с triated линии , представляющие дентинные канальцы, красная стрелка), а также , что кости (например, остеоциты , представляющие запертые остеобласты, черные стрелки). Когда мы окрашивали на дентин белковый матрикс 1 (DMP1), маркера одонтогенного дифференцировки 12, мы обнаружили значительное увеличение экспрессии DMP1 в мякоти пульпы шапками зуба по сравнению с что из раскрытый зуба (рис 5А и 5В) , указывая, что репаративный дентин был сформирован в пульпе.

Рисунок 1
Рисунок 1: Установка оборудования для целлюлозно-укупорки процедуры. (А) Микроскоп (10X) для визуализации зуб мыши. (B) Высокоскоростной наконечник и двигатель двигатель электрический для получения препарата класса I разоблачить пульпы.= "_blank"> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2: Типичные этапы процедуры укупорки. (A) Неподготовленных зуб на верхней челюсти первого коренного зуба у мыши. (Б) Начальное удаление эмали с использованием четверть круглый бур. (C) обнажением пульпы с использованием эндодонтического файла. (D) МТА размещение в облученной целлюлозы. (Е) Композитный размещение на восстановление зуба. Столбик представляет 500 мкм. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3
Рисунок 3: Клинические проявления и μCT сканировг Целлюлозно-закрывали крышкой и колпачков зубов у мышей. (A) Occlusal вид максилл мыши на пульпу зуба ограничен (слева) и раскрытый зуб (справа). (Б) Поперечные μCT образы челюстей. Столбик представляет 500 мкм. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 4
Рисунок 4: гистологические признаки Репаративная дентина формирования в естественных условиях. (AC) H & E окрашивание раскрытый верхнечелюстной первого моляра в мыши на 100X, 200X и 400X. (DE) H & E окрашивание пульпы с концевыми верхнечелюстной первого моляра в мыши на 100X, 200X и 400X. Столбик представляет 100 мкм (OB = одонтобласт слоев; RD = репаративный дентин, черный = наконечники стрелостеоцитами; красная стрелка = дентинные канальцы). Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 5
Рисунок 5: Иммуногистохимическое Окрашивание DMP1. (A) DMP1 окрашивание раскрытый верхнечелюстной первого моляра в мыши на 400X. (B) DMP1 окрашивание пульпы с концевыми верхнечелюстной первого моляра в мыши на 400X. Столбик представляет 100 мкм. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В настоящее время существует несколько различных экспериментальных моделей , доступных для проверки эффектов в естественных условиях стоматологических материалов, строительных лесов, или факторов роста на одонтогенного дифференциации зубных стволовых клеток пульпы (DPSCs) 13. Эти модели включают в себя внематочной аутологичной трансплантации DPSCs в орган, такой как капсулу почки или подкожное трансплантацию DPSCs в иммунодефицитом мышей с подмостей 14,15. Тем не менее, эти методы ограничены в том, что их действие на одонтогенного DPSCs не выполняется в среде ортотопической пульпы. С другой стороны, ортотопической трансплантации в процедуры целлюлозы или целлюлозно-укупорки на зуб используются в более крупных животных 16,17. Хотя эти модели играют важную роль в оценке потенциала одонтогенная в ортотопической среде, использование этих моделей во многом наблюдательное по своей природе, обеспечивая ограниченные механистической идеи о заживлении раны пульпы и формирования репаративного дентина. В этой статье мы представляем подробный метод для выполнения пульпы укупорки у мышей. Этот шаг за шагом процедура включает в себя обезболиванием мышей, подготовки класса-I-как полость, помещая целлюлозно-укупорочные материалы, уборки Максиллы, анализируя с μCT сканирования, а также оценка образцов тканей для формирования репаративного дентина. Наша целлюлозно-укупорки модель мыши будет играть важную роль в изучении фундаментальных молекулярных механизмов пульпарного заживления ран в естественных условиях в контексте репаративной дентина, обеспечивая возможность использования трансгенных или нокаутных мышей, которые широко доступны в научном сообществе.

Недавние исследования показали несколько мышиных моделей , в которых формирование дентин наблюдалась 18,19. Сайто и др. создал класс-I-подобный препарат без обнажением пульпы, стимулирующий реакционный, не репаративной, образование дентина. Оба реакционным дентин и репаративный дентин классифицируются как третичный дентин, Который образует следующее внешнее раздражение к зубу. Тем не менее, в отличие от реакционного дентина, который формируется с помощью существующих одонтобластами, репаративный дентин образуется одонтобласт-подобные клетки, такие как DPSCs, когда пульпа обнажается и odontoblastic слои пробиваются 20. Таким образом, он не представляет фактическую процедуру целлюлозный-укупорки в клинике. В другом исследовании, Стеклоиономерные использовали в довершение обнажением пульпы 19. Тем не менее, клинические исследования показали , что Стеклоиономерные индуцированный хроническое воспаление, но не репаративный дентин 21. В связи с этим, наша целлюлозно-укупорочные мышиная модель лучше отражает реальную процедуру целлюлозный-укупорочные у пациентов.

Следует отметить , что , когда мы собирали мышей после более чем 6 недель, формирование репаративный дентин происходило по всей камере пульпы и корневых каналов (рисунок 4). Такое наблюдение является довольно неожиданным, так как мы ожидали образование репаративного дентина в Цзюньфикция между целлюлозно-укупорочные материала и целлюлозы. Тем не менее, мощный минерализация целлюлозы наблюдается также в клинических условиях, особенно в относительно молодых пациентов 22. Поскольку 8-недельных мышей , использованные в данном исследовании рассматриваются как "молодые люди" 23, существует вероятность того, в результате чего эти мыши до сих пор питают значительную одонтогенная потенциал. Поэтому, было бы целесообразно рассмотреть эффекты старения формирования репаративного дентина у мышей.

Наши гистологические исследования показали, что, несмотря на то репаративный дентин четко сформирован в целлюлозной шапками зуба, были характеристики дентином и костной формации, о чем свидетельствует наличие дентинных канальцах (красная стрелка) и остеоцитов (черный стрелки) в репаративный дентин (рисунок 5). Такие наблюдения позволяют предположить, что образование репаративного дентина может быть вызвана проживающему одонтобласт-как стоматологические стволовые клетки пульпы, а также infiltratinг мезенхимальные стволовые клетки из окружающей кости.

По сравнению с дентина клеток, образующих, мы не обнаружили дентинные резорбции клеток в пульпе, как определено фосфатазы тартрат-кислотостойкие (TRAP) окрашивания (данные не показаны). Действительно, пульпарной или периапикальной воспаление индуцирует образование остеокластов на поверхности кости вокруг зуба, но не на дентина поверхностях из - за пока еще неизвестны механизмы 24. Следует отметить, что существует четкое разграничение между существующим дентина и вновь образованной репаративной дентина (рисунок 4). Предыдущее исследование показало аналогичное явление; когда зуб извлекается в присутствии бисфосфонатов или анти-RANKL антителом, оба из которых ингибирует функции остеокластов, существовали четкие разграничения между существующими пластинчатой кости и вновь образованной костной ткани тканого 25. Это понятие еще раз подтверждает отсутствие дентина резорбции клеток в пульпе. Все вместе, наша установленная модель мыши будет рrovide уникальные возможности для изучения механизмов заживления ран пульпы и формирования репаративного дентина в естественных условиях.

Существует ограничение на целлюлозно-укупорки модели мыши. Генетические между людьми Макияж и мышей явно отличаются. Полный геном был секвенирован в организме человека и мышей, и есть около 85% сходства в белок-кодирующих областей между мыши и человека 26,27. В соответствии с этим понятием, было высказано предположение о том , что выводы , связанные с пульпы у животных , не обязательно отражают те , у человека 28. Тем не менее, модели на животных широко используются в научно - исследовательском сообществе резюмировать заболеваний человека в естественных условиях, таких как коллаген-индуцированного артрита ревматоидного артрита 29, ovariactomy-индуцированной потери костной массы при остеопорозе 30, липополисахарида администрации (LPS) для системного шока 31 и лигатуры размещение для периодонтита 32. Таким образом, целлюлозно-укупорки МОВSE модель будет иметь важное значение для изучения молекулярных механизмов заживления ран пульпы и формирования репаративного дентина в естественных условиях. Тем не менее, так же как и другие модели животных, интерпретации и проверки достоверности выводов из мякоти-укупорки модели мыши должны быть тщательно оценены.

Таким образом, настоящее исследование демонстрирует успешное покрытие пульпы у мышей. В отличие от других известных моделей, эта целлюлозно-укупорки мышиная модель обеспечит неоценимый инструмент исследования в области регенерации пульпы и формирования репаративного дентина, так как он обеспечивает: 1) возможность использовать широко доступные генетически измененные штаммы мыши, чтобы пролить свет на глубинные механизмы на молекулярном уровне и 2) экономически эффективным способом для получения статистически значимых результатов за счет увеличения размеров выборки. Дальнейшие исследования ожидают, в том числе объективной количественной оценки формирования репаративного дентина в естественных условиях, зависящих от возраста эффекты образования репаративной дентина, оценние клинически доступных целлюлозно-укупорки материалов, а также проверка молекулярных детерминант, которые необходимы для правильного пульпарного заживления ран и репаративной регенерации дентина.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Это исследование было поддержано R01DE023348 (RHK) из NIDCR / NIH и Научно-исследовательского гранта факультета (RHK) из Совета по научным исследованиям ученого Сената Лос-Анджелеса отделения Калифорнийского университета.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
BM-LED stereo microscope MEIJI Techno Microscope 
Optima MCX-LED  Bien Air Dental 1700588-001 Electic motor engine
isoflurane Henry schein animal health NDC 11695-0500-2
1/4 round bur Brasseler 001092T0
Endodontic K-file Roydent 98947
ProRoot MTA Dentsply PROROOT5W MTA
Paper point Henry schein 100-3941
Ultra-Etch Ultradent product Inc. Phosphoric acid etchant
OptiBond SoloPlus Kerr 29669 Adhesives
Coltolux LED Coltene/whaledent Inc. C7970100115 Curing light unit
Characterization tint Bisco T-14012 Flowable composite
Skyscan Breuker 1275 uCT scanner
Microm Thermo HM355S Microtome
Hematoxyline-1 Thermo Scientific 7221
Eosin-Y Thermo Scientific 7111
Cytoseal 60 Thermo Scientific 8310-16 Mounting solution

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dye, B., Thornton-Evans, G., Li, X., Iafolla, T. Dental caries and tooth loss in adults in the United States, 2011-2012. NCHS Data Brief. (197), 197 (2015).
  2. Bagramian, R. A., Garcia-Godoy, F., Volpe, A. R. The global increase in dental caries. A pending public health crisis. Am J Dent. 22, (1), 3-8 (2009).
  3. Koliniotou-Koumpia, E., Tziafas, D. Pulpal responses following direct pulp capping of healthy dog teeth with dentine adhesive systems. J Dent. 33, (8), 639-647 (2005).
  4. Tarim, B., Hafez, A. A., Cox, C. F. Pulpal response to a resin-modified glass-ionomer material on nonexposed and exposed monkey pulps. Quintessence Int. 29, (8), 535-542 (1998).
  5. Tziafa, C., Koliniotou-Koumpia, E., Papadimitriou, S., Tziafas, D. Dentinogenic responses after direct pulp capping of miniature swine teeth with Biodentine. J Endod. 40, (12), 1967-1971 (2014).
  6. Dammaschke, T., Stratmann, U., Fischer, R. J., Sagheri, D., Schafer, E. A histologic investigation of direct pulp capping in rodents with dentin adhesives and calcium hydroxide. Quintessence Int. 41, (4), 62-71 (2010).
  7. Jegat, N., Septier, D., Veis, A., Poliard, A., Goldberg, M. Short-term effects of amelogenin gene splice products A+4 and A-4 implanted in the exposed rat molar pulp. Head Face Med. 3, 40 (2007).
  8. Paterson, R. C., Radford, J. R., Watts, A. The response of the rat molar pulp of two proprietary calcium hydroxide preparations. Br Dent J. 151, (6), 184-186 (1981).
  9. Sela, J., Ulmansky, M. Reaction of normal and inflamed dental pulp to Calxyl and zinc oxide and eugenol in rats. Oral Surg Oral Med Oral Pathol. 30, (3), 425-430 (1970).
  10. Maurice, C. G., Schour, I. Experimental cavity preparations in the molar of the rat. J Dent Res. 34, (3), 429-434 (1955).
  11. Skyscan, N. V. NRecon user manual. Available from: http://bruker-microct.com/next/NReconUserGuide.pdf (2011).
  12. Sohn, S., et al. The Role of ORAI1 in the Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells. J Dent Res. 94, (11), 1560-1567 (2015).
  13. Kim, S., Shin, S. J., Song, Y., Kim, E. In Vivo Experiments with Dental Pulp Stem Cells for Pulp-Dentin Complex Regeneration. Mediators Inflamm. 2015, 409347 (2015).
  14. Gronthos, S., Mankani, M., Brahim, J., Robey, P. G., Shi, S. Postnatal human dental pulp stem cells (DPSCs) in vitro and in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, (25), 13625-13630 (2000).
  15. Yu, J., et al. Odontogenic capability: bone marrow stromal stem cells versus dental pulp stem cells. Biol Cell. 99, (8), 465-474 (2007).
  16. Zhu, X., et al. Transplantation of dental pulp stem cells and platelet-rich plasma for pulp regeneration. J Endod. 38, (12), 1604-1609 (2012).
  17. Iohara, K., et al. Dentin regeneration by dental pulp stem cell therapy with recombinant human bone morphogenetic protein 2. J Dent Res. 83, (8), 590-595 (2004).
  18. Saito, K., Nakatomi, M., Ida-Yonemochi, H., Ohshima, H. Osteopontin Is Essential for Type I Collagen Secretion in Reparative Dentin. J Dent Res. (2016).
  19. Hunter, D. J., et al. Wnt Acts as a Pro-Survival Signal to Enhance Dentin Regeneration. J Bone Miner Res. (2015).
  20. Goldberg, M., Kulkarni, A. B., Young, M., Boskey, A. Dentin: structure, composition and mineralization. Front Biosci (Elite Ed). 3, 711-735 (2011).
  21. Nascimento, A. B., Fontana, U. F., Teixeira, H. M., Costa, C. A. Biocompatibility of a resin-modified glass-ionomer cement applied as pulp capping in human teeth). Am J Dent. 13, (1), 28-34 (2000).
  22. Bogen, G., Kim, J. S., Bakland, L. K. Direct pulp capping with mineral trioxide aggregate: an observational study. J Am Dent Assoc. 139, (3), 305-315 (2008).
  23. Miller, R. A., Nadon, N. L. Principles of animal use for gerontological research. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 55, (3), 117-123 (2000).
  24. Shah, A., Song, M., Cao, Y., Kang, M. K., Kim, R. H. Osteoclasts are absent in pulpal and periapical inflammatory lesions. J Dent Res. 95, 1503 (2016).
  25. Williams, D. W., et al. Impaired bone resorption and woven bone formation are associated with development of osteonecrosis of the jaw-like lesions by bisphosphonate and anti-receptor activator of NF-kappaB ligand antibody in mice). Am J Pathol. 184, (11), 3084-3093 (2014).
  26. McPherson, J. D., et al. A physical map of the human genome. Nature. 409, (6822), 934-941 (2001).
  27. Gregory, S. G., et al. A physical map of the mouse genome. Nature. 418, (6899), 743-750 (2002).
  28. Hilton, T. J. Keys to clinical success with pulp capping: a review of the literature. Oper Dent. 34, (5), 615-625 (2009).
  29. Holmdahl, R., Bockermann, R., Backlund, J., Yamada, H. The molecular pathogenesis of collagen-induced arthritis in mice--a model for rheumatoid arthritis. Ageing Res Rev. 1, (1), 135-147 (2002).
  30. Kalu, D. N., Chen, C. Ovariectomized murine model of postmenopausal calcium malabsorption. J Bone Miner Res. 14, (4), 593-601 (1999).
  31. Yokochi, T. A new experimental murine model for lipopolysaccharide-mediated lethal shock with lung injury. Innate Immun. 18, (2), 364-370 (2012).
  32. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. J Immunol Methods. 394, (1-2), 49-54 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics