En Tissue Displacement-basert Contusive Spinal Cord Injury Model i mus

* These authors contributed equally
Medicine
 

Summary

Vi introduserer en vevforskyvningsbasert motstridende ryggmargsskademodell som kan produsere en konsekvent kontinær ryggmargsskade hos voksne mus.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Wu, X., Zhang, Y. P., Qu, W., Shields, L. B., Shields, C. B., Xu, X. M. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. J. Vis. Exp. (124), e54988, doi:10.3791/54988 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Å produsere en konsekvent og reproducerbar motstridende ryggmargsskade (SCI) er kritisk for å minimere atferdsmessige og histologiske variasjoner mellom eksperimentelle dyr. Flere motstridende SCI-modeller har blitt utviklet for å produsere skader ved hjelp av forskjellige mekanismer. Sværheten til SCI er basert på høyden som en gitt vekt er tapt, skadestyrken eller ryggmargenforskyvningen. I den nåværende studien introduserer vi en ny musekonflikt SCI-enhet, Louisville Injury System Apparatus (LISA), som kan skape et forskyvningsbasert SCI med høy skadehastighet og nøyaktighet. Dette systemet benytter laseravstandssensorer kombinert med avansert programvare for å produsere graderte og svært reproduserbare skader. Vi har utført en motstridende SCI ved det tiende thoracale vertebrale nivået (T10) i mus for å demonstrere trinnvis prosedyre. Modellen kan også brukes på livmorhals- og lumbale spinalnivåer.

Introduction

Den vanligste ryggmargsskade (SCI) som forekommer hos mennesker, er en motstridende SCI 1 . For å undersøke skademekanismer og de ulike terapeutiske strategiene som følger SCI, er det nødvendig med en presis, konsistent og reproduserbar forstyrrende SCI-modell hos gnagere.

Mange skader mot ryggmargsskader med ulike skadefrembringende mekanismer har blitt brukt i eksperimentell SCI-undersøkelse 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Tre motstridende SCI-modeller - spesielt vektdråpebasert New York University (NYU) / Multicenter Animal Spinal Cord Injury Studies (MASCIS) støtfanger 3 , 6 , Ohio State University (OSU) støtfanger / elektromagnetisk SCI-enhet (ESCID) 5 , 7 , anD Infinite Horizon (IH) impactor 4 , 8 - er allment akseptert i SCI-forskningsfeltet. NYU / MASCIS-støtfangeren eller tilsvarende gir skade ved å slippe en fastvekt fra forskjellige høyder til målretten for å skape flere skadefeil 3 , 6 . OSU / ESCID forårsaker skade ved å indusere vevforskyvning 5 , 7 . IH-støtfangeren gir skade ved å påføre forskjellige krefter på ryggmargen 4 , 8 . Hver støtfanger bruker en annen hastighet, noe som er en viktig parameter som påvirker skadeutfallene. NYU / MASCIS-apparatet genererer hastigheter som spenner fra 0,33-0,9 m / s. IH-enheten har en maksimal hastighet på 0,13 m / s 4 . OSU / ESCID-støtfangeren har en fast hastighet på 0,148 m / s 5 . Spesielt hastighetene tilSe modeller er lavere enn det som observeres i kliniske hastigheter, som vanligvis overstiger 1,0 m / s 9 .

Her presenterer vi en ny forskyvningsbasert motstridende SCI-enhet, kalt Louisville Injury System Apparatus (LISA), for å produsere SCI hos mus med høy slaghastighet 10 . Dette systemet inkluderer en vertebral stabilisator som stabiliserer vertebraen på skadestedet, slik at det produseres et konstant, reproducerbart SCI. Lasersensoren til enheten sikrer nøyaktig bestemmelse av vevforskyvning og den resulterende alvorlighetsgrad av SCI. Hastigheten på stemplet ved kontaktpunktet med ryggmargen kan justeres fra 0,5 til 2 m / s. Disse skadeparametrene nøyaktig replikerer traumatisk SCI sett klinisk.

Protocol

Alle kirurgiske og dyrehåndteringsprosedyrer ble utført som godkjent under veiledningen for pleie og bruk av laboratoriedyr (National Research Council) og retningslinjene fra Indiana University School of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Klargjøre dyret og utføre T10-spinalaminektomi

  1. Steriliser kirurgiske instrumenter og metallpinne stabilisator i en autoklav. Rengjør operasjonsbordet. Varm en varmepute til 37 ° C. Plasser varmeputen på operasjonstabellen og dekk den med sterile kirurgiske gardiner. Bruk steril teknikk gjennom hele operasjonen.
  2. Bruk kvinnelige unge voksne C57 / 6J mus ved 10 uker gamle for denne studien. Bedøve hvert dyr med en intraperitoneal (ip) injeksjon av en blanding av ketamin (87,7 mg / kg) og xylazin (12,3 mg / kg). Bekreft fullført anestesi ved å ikke fremkalle noe svar på en paw-nippel-indusert nociceptionsstimulering. ng>
    1. Administrer buprenorfin (0,01-0,05 mg / kg) subkutant, et smertestillende middel og carprofen (5 mg / kg), et ikke-steroid antiinflammatorisk legemiddel.
  3. Barber håret over thoracolumbar ryggraden med en elektrisk klipper. Skrub huden med betadinløsning og 70% alkoholservietter.
  4. Påfør øyenhalssalve på hornhinnen for å beskytte øynene mot tørking under operasjonen.
  5. Med en skalpell skal du lage et 1,5 cm midtlinjeskinn på baksiden av dyret for å avsløre den 9. til 11. thoracale vertebral laminaten. Skyv det subkutane fettvev rostrally. Dissect paraspinal muskler bort fra spinous prosesser og laminae, mot laterale fasetter på hver side.
  6. Plasser musen på stabilisatorens U-formede trough ( Figur 2A Og 2B ). Fest klemmen i rustfritt stål under de eksponerte fasettene til T10-ryggvirvelen (G "> Figur 4A) og stram med tommelskruene festet til armene ( Figur 2A ).
  7. Fjern T10 spinous prosessen og laminat (laminectomy) ved hjelp av en micro-rongeur som utsetter dura mater over ryggen ( figur 4B ).

2. Utførelse av T10-skadevirkningen ved bruk av LISA-effektoren

  1. Vri på trykkregulatoren på nitrogentanken for å sette komprimert nitrogen til 20 PSI eller 138 kPa ( Figur 1A ) for denne studien.
    MERK: Trykket er justerbart fra 10-120 PSI. Et høyere trykk vil resultere i en høyere hastighet. SCI-enheten tips med en diameter på 1,2 mm er designet for mus, og spissen med en diameter på 2,2 mm er designet for rotter. Når du bytter fra mus til rotter, kan spissen med større diameter dannes ved å legge en ring til metallspissen (id 1,2 mm / od 2,2 mm). Vi brukte 1,2 mm spissen i denne musen SCI study. Steriliser SCI-tippet før bruk.
  2. Slå på datamaskinen for å starte programvaren. Trykknapp 1 ( figur 1B ) for å aktivere slagspissen i en helt utstrakt posisjon ( figur 3A -1 ).
    MERK: Funksjonen til knapp 1 er å manuelt aktivere eller deaktivere pneumatisk sylinder.
  3. Plasser den U-formede beholderen med musen på scenen ( figur 2B ). Fest scenen på plass ved å trekke på tommelfingerens skruer ( figur 2B ).
  4. Under "SET NULL LEVEL" -sonen (grønn), still inn nullnivået, med en lasersensor som måler avstanden til den fullt utstrakte stempeltangen, ved å klikke på "START READING" -knappen ( figur 3A ). Avstanden vil bli vist i "Range" -parameteren i denne sonen ( Figur 3A ). Klikk på "SET NUL" -knappen ( f.eks. 8,951 mm, vist på figur 3A ).
  5. Trykknapp 1 ( Figur 1B ) for å trekke ut støpespissen ( Figur 3B -1 , vist med en øvre pil) og låse opp skruen 1 ( Figur 2B ). Trekk skruen til riktig posisjon ( Figur 3B -1 , indikert med en lateral pil) for å flytte spissen vekk fra laserstrålebanen og skru skruen 90 ° med urviseren for å låse skruen.
  6. Flytt scenen ved å justere front- og lateral mikrodrivere ( figur 1C ) for å sikte laserstrålen på midten av den eksponerte dorsale ryggmargen. Etter at skadestedet er målrettet måler du vævavstanden ved å klikke på "START READING" -knappen under "SET SKADE LEVEL "-sonen (blå) ( Figur 3B og 3B-1 ).
  7. Juster avstanden mellom sensoren og ryggraden langsomt via den vertikale mikrodriveren ( figur 1C ) for å nå ønsket forskyvningsparameter ( f.eks. 0,500 mm, vist i parameterskaden "Skade") i "SETT SKADELIVS" -sonen (Blå) ( figur 3B ).
    1. Når den ønskede skadeforskyvningen er nådd, må du registrere vevavstanden ( f.eks. 8.451 mm, vist i parameterboksen "Range") ( Figur 3B ). Definer ønsket forskyvning (Skade) = tipsavstand (null) - vevsavstand (rekkevidde) ( figur 3B ). Når den ønskede skaden ( f.eks. 0,500 mm vevforskyvning) er nådd ( figur 3B ), klikk på "SETT SKADE" -knappen under "SETT SKADENIVÅ" -sonen tilSett skaden.
  8. Vri skruen 1 90 ° mot urviseren for å låse opp skruen, skyv støpespissen tilbake i laserstrålebanen ( Figur 3C -1 , retning vist med en pil) og lås skrue 1 ved å dreie den 90 ° med urviseren.
  9. Klikk Run-knappen under den røde "RUN EXPERIMENT" -sonen ( Figur 3C ) for å utføre virkningen. Parameterboksene under denne sonen vil vise skadetid (er), kraft (mV), hastighet (m / s) og skadeforskyvning (mm) ( figur 3C ).
  10. Når alle skadedata er registrert og lagret, fjern det U-formede troughet med musen fra scenen. Visuelt bekreft ryggmargenskade under et kirurgisk mikroskop ( figur 4C ).
  11. Sutur paravertebrale muskler, overfladisk fascia og hud ved hjelp av kontinuerlig sutur med 3-0 silke (Henry Schein, 776-SK).
  12. Injiser thE dyr med 1 ml 0,9% saltløsning subkutant for hydrering og legg den på en temperaturkontrollert pute til full bevissthet er gjenvunnet. Plasser musen i et bur med tilgjengelig mat og vann.
  13. For postoperativ pleie, trykk blæren manuelt til spontan blære returnerer. For analgesi, injiser buprenorfin (0,05-2,0 mg / kg, SQ) 8-12 timer / dag i 2 dager. Hvis det oppstår urinblæreinfeksjon, injiser Baytril (SQ, 5-10 mg / kg i 0,1 ml, 1 dose daglig) i 7-10 dager. Hvis det forekommer regional / systemisk infeksjon, injiser Gentamycin (SQ, 5-8 mg / kg, fortynnet i 1 ml steril saltløsning hver 8.-12 timer) i 4 dager.
  14. Fjern suturtrådene etter 14 dager etter SCI.
  15. På den 42. dagen etter skade vil musene bli ofret ved perfusjon. Etter passende anestesi som 1,2, vil de perfuseres med 30 ml (0,01 M) fosfatbuffert saltvann (PBS) og 30 ml 4% paraformaldehyd i 0,01 M PBS. En centimeter av ryggmargen inkludert lesjonens episkeEnter vil bli samlet og behandlet for seksjon og histologisk analyse.

Representative Results

Denne enheten består av fem hovedkomponenter: (1) et legeme med en slagstopp ( figur 1C ), 2 en datamaskin med programvare ( figur 1B ), 3 en elektrisk kontrollboks ( figur 1B ), 4 Vertebral stabilisator ( figur 2A ) og (5) trykkluft for pneumatisk kontrollsystem ( figur 1A ). For å indusere presis vevforskyvning, baserer systemet seg på en lasersensor for å måle avstanden mellom den fullt utstrakte stempeltoppen og den målrettede ryggmargens dorsale overflate. Programvaren tar hensyn til 4 mm tykkelse av spissen på grunn av at laserstrålen bare når den reflekterende overflaten av støpselet ( Figur 2B og Figur 3A -1 ). Det er to posisjoner hvor stempelstangen kan plasseres: (1) iN banen til laserstrålen ( figur 3A -1 ) eller (2) i en sidestilling vekk fra laserstrålen ( figur 3B -1 ). Når stemplet befinner seg i laserstrålebanen ( figur 3A -1 ), måler avstanden fra slagspissen og overvåker slagspidsens hastighet under bevegelse mellom forlengelse og tilbaketrekking. Når stempelet befinner seg i sidestilling vekk fra laserstrålebanen ( figur 3B -1 ), måles avstanden mellom laseren og ryggmargen.

Stabiliseringen av T10 vertebra ved hjelp av vår vertebrale stabilisator er en integrert del av prosedyren ( Figur 2A ) 10 , 11 . Pålitelige avstandsmålinger ved hjelp av lasersensoren avhenger av sMålbarhet, som kan forvrides hvis bevegelse er tilstede. For å bestemme nøyaktigheten og konsistensen av dette systemet ble 8 mus utsatt for 0,5 mm forskyvningsskader. Disse dyrene viste en forskyvningsvariabilitet på ± 0,001 mm (± SD), hvilket indikerer at systemet er svært nøyaktig og reproduserbart. Figur 4 demonstrerer de immobiliserte målvertebrae i stabilisatoren ( Figur 4A ) og den eksponerte T10-ryggmargen før ( Figur 4B ) og etter ( figur 4C ) kontusjon under et kirurgisk mikroskop.

Trykket i trykkluften styrer slaghastigheten i øyeblikket av skade. Våre data viser at slaghastigheten er 0,81 ± 0,0345 m / s (gjennomsnittlig ± SD) ved et trykk på 138 kPa. Knappen ( Figur 1B ) på kontrollboksen for elektrisk boksVarighet av tippekontakt (dwell time) etter skaden, og den kan justeres mellom 0 og 5000 ms. Tippeledningstidspunktet i de fleste eksperimenter er satt til 0,32 ± 0,0147 s (gjennomsnittlig ± SD) ( figur 5 ). Ved bruk av denne enheten kan alvorlighetsavhengige skader forårsakes ved hjelp av vevforskyvninger på 0 mm (skamkontroll), 0,2 mm (mild skade), 0,5 mm (moderat skade) og 0,8 mm (alvorlig skade) hos voksne mus ( figur 6 ).

Figur 1
Figur 1: Louisville Injury System Apparatus (LISA). ( A ) Systemet består av en støtfanger, et styresystem og en trykkluftkilde. ( B ) Kontrollsystemet inkluderer en kontrollboks og en bærbar datamaskin. Programvare- og kontrollknappene i kontrollboksen tillater brukeren å angiSkadelige parametere. ( C ) Lasersensoren er nøkkelkomponenten til enheten og måler posisjonen til skademålet, avstanden fra ryggmargen til sensoren og skadehastigheten. Den hurtige ned-og-opp-bevegelsen av slagspissen drives av komprimert luft. Plasseringen av skaden og alvorlighetsgraden av vevforskyvningen justeres av mikrodrivere, som styrer bevegelsen i tre dimensjoner. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 2
Figur 2: Stabilisatoren og musholderen. ( A ) Ryggestabilisatoren består av en U-formet trog og to metallarmer for å holde musen vertebra. ( B ) Stabilisatoren er deretter montert på støtfangeren. TDen røde linjen indikerer laserstrålebanen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 3
Figur 3: Metode for å produsere et kontroversielt SCI. ( A - C ) Programvaren Graphic User Interface (GUI) med tre skadeparametere / soner vises. ( A , A-1 ) Den grønne sonen (SET ZERO LEVEL) kalibrerer avstanden til stempelspissen. Den røde linjen indikerer laserstrålebanen. ( B , B-1 ) Den blå sone brukes til å sette skadenivået (SET SKADE-NIVÅ). Støtfangeren løftes opp og flyttes sideveis til høyre for å tillate laserstrålen å nå ryggen på ryggen for å stille nullnivået. Den røde linjen indikerer laseren b Eam sti. ( C , C-1 ) Før støt, blir spissen flyttet tilbake på laserstrålebanen for å utføre skaden (RUN). Skadesparametrene er under den røde sonen (RUNSEXPERIMENT). Den røde linjen indikerer laserstrålebanen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 4
Figur 4: Eksponering og vurdering av skade. ( A ) Metallarmene i ryggraden stabiliserer T10-vertebraen. ( B ) T10 laminektomi for å avsløre ryggmargen, med dorsale karene tydelig sett. ( C ) Den påvirkningsinducerte kontusjonen (pilen) på ryggmargens dorsale overflate bekrefter skaden. Skalbjelke = 2 mm.G4large.jpg "target =" _ blank "> Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 5
Figur 5: Skadeparametere. Konsekvent skadeparametere inkluderer vevforskyvning (mm), skadehastighet (m / s) og tippdriftstid (er). N = 8, middel ± SD. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figur 6
Figur 6: Histologisk vurdering. Representative tverrsnitt av spinalkabler, farget med Cresyl Violet og Eosin, viser forskyvnings-alvorlighetsavhengige skader etter ( A ) sham (0 mm), ( B ) mild (0,2 mm), ( C D
) alvorlige (0,8 mm) motstridende SCIer ved T10 ved bruk av LISA-enheten. Bilder ble tatt på skadeepisentet. Skalbjelke = 500 μm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Discussion

I 1911 beskrev Allen den første vektdråpemodellen ved å bruke en fast vekt for å indusere skader på de eksponerte spinalkordene til hunder 12 . Lignende vektdråpemodeller er utviklet basert på Allen-modellen, inkludert NYU / MASCIS-støtfangeren 3 , 6 , 13 , 14 . I tillegg til vektdråpemodellen har andre SCI-enheter blitt opprettet. OSU / ESCID 5 , 7- modellen bruker en vevforskyvningsmekanisme for å kontrollere skade alvorlighetsgrad, og IH-modellen 4 , 8 bruker kraft for å skape et gradbart SCI. I disse systemene oppnås vertebral stabilisering ved å klemme de spinøse prosessene rostral og caudal til skadestedet. Disse enhetene benytter lav skadehastighet, spesielt 0,33 - 0,9 m / s (NYU / MASCIS), 0,148 m / s (OSU / ESCID),Og 0,13 m / s (IH). Stabilisering av rostral og caudal spinous prosesser kan forårsake ryggraden fleksibilitet og ryggraden bevegelse under støt, noe som kan påvirke skadenøyaktigheten.

LISA-metoden forsøker å overvinne manglene ved eksisterende modeller, spesielt med hensyn til ryggradssvikt og lav skadehastighet. Denne metoden bruker bilateral fasestabilisering og unngår bevegelsesartefakter forbundet med skadene. Denne enheten benytter en høy slaghastighet som kan settes mellom 0,5-2 m / s 11 , 15 . Lasersensoren er mer avansert enn Ling Vibrator som brukes i ESCID-modellen, og måler nøyaktig avstanden fra overflaten av ryggmargen uten å kreve vevkontakt. Modellen ble opprinnelig utviklet for å produsere en rotte SCI, og den har nå blitt tilpasset for å produsere SCI på mus og på ikke-humane primater 16 , med modifikasjoner.

Spine stAbilisering reduserer variabiliteten i alle eksperimentelle SCI-metoder, særlig i vevforskyvningsmodeller. Laseravstandssensoren bestemmer størrelsen på vevforskyvning i ryggmargen under respiratoriske bevegelser. Det er viktig at punktet i ryggmargen som laser er fokusert på, bør være det samme punktet som rammes av støtfangeren. Dette trinnet oppnås under kalibreringstrinnet ( Figur 3 ), når slagspissen og laserstrålen er justert. En potensiell svakhet i denne modellen er at størrelsen på vevforskyvning måles fra duraloverflaten. Selv om tykkelsen av dura utgjør en ubetydelig forskjell mellom dyr, kan det forekomme signifikant variasjon i det subaraknoide rom fylt med cerebrospinalvæske (CSF). Variabilitet i skadeutfall kan oppstå når det produseres en svært mild kontrasjesskade ved hjelp av en liten vevsforskyvning. Samlet sett er konsekvensen av skaden hovedsakelig avhengigPå nøyaktigheten av vevforskyvning og også på hastigheten og vevkontaktiden til stemplet.

Utvalget av vevforskyvning er bredt (nøyaktighet: 0-10 ± 0,005 mm). Basert på tidligere pilotdata og publisert informasjon hos gnagere og ikke-menneskelige primater, gir en forskyvning på 20% av anteroposterior-diameteren til SC et mildt SCI, en 30-40% forskyvning gir et moderat SCI og en> 50% forskyvning Produserer alvorlig SCI med en hastighet på 1 m / s. Det vil være små forskjeller avhengig av dyreart. Oppholdstiden kan justeres fra 0 til 5 s ved hjelp av et tidsrelé. I studien ble oppholdstiden satt til 300 ms. Dette kan enkelt justeres for å replikere oppholdstidene til andre SCI-enheter, inkludert NYU- og IH-modellene.

I sammendraget har vi utviklet en forskyvningsbasert modell av vedvarende SCI hos voksne mus. Modellen bruker en U-formet stabilisator for å stabilisere de bilaterale spinal fasetter, unngår ledningenBevegelsesartefakter assosiert med den laserstyrte måling av ledningsoverflaten. Denne modellen kan produsere høyhastighets ledningsskader fra 0,5-2 m / s. Lasersensoren er mer nøyaktig enn den konvensjonelle metoden for å bestemme hastigheten og avstanden til støtflaten. Modellen kan forårsake skader på ryggmargen på alle nivåer, fra mild til alvorlig. Når endret, kan denne enheten også forårsake skader på rotter og store dyr som ikke-menneskelige primater.

Disclosures

Christopher B. Shields, MD har eierskap av Louisville Injury System Apparatus (LISA) produsert av Louisville Impactor System, LLC.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet delvis av NIH NS059622, NS073636, DOD CDMRP W81XWH-12-1-0562; Merit Review Award I01 BX002356 fra US Department of Veterans Affairs; Craig H Neilsen Foundation 296749; Indiana Spinal Cord og Brain Injury Research Foundation og Mari Hulman George Endowment Funds (XMX); Norton Healthcare, Louisville, KY (YPZ); Staten Indiana ISDH 13679 (XW); Og NeuroCures Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine (7.2 mg/mL)/Xylazine (0.475 mg/mL)/Acepromazine Patterson Veterinary 07-890-8598/07-869-7632/07-808-1947 Anesthetic agent
Buprenorphine(0.03 mg/mL) Patterson Veterinary 07-891-9756 Pain relief agent
Carprofen Patterson Veterinary 07-844-7425 antibiotic agent
Purdue Products Betadine Surgerical Scrub Fisher Scientific 19-027132 for sterilizing skin
Dukal Gauze Sponges Fisher Scientific 22-415-490 for sterilizing skin
Decon Ethanol 200 Proof Fisher Scientific 04-355-450 for sterilizing skin
1 mL NORM-JECT HENKE SASS WOLF D-78532 for anethesia/pain relief/antibiotic agent injection
10 mL Syringe TERUMO REF SS-10L for saline injection
Artificial Tears Eye Ointment Webster Veterinary 07-870-5261 provent eyes from dry
Antiobiotic Ointment Webster Veterinary 07-877-0876 provent surgery cut from infection
Cotton Tipped Applicators Fisher Scientific 1006015 stop bleeding
Instrument Sterilizer Fine Science Tools 18000-50 for sterilizing surgery tool
Fine Forceps Fine Science Tools 11223-20 grasp tissue
Scalpel Fine Science Tools 10003-12 skin cut
Scalpel Blade #15 Fisher Scientific 10015-00 skin cut
Hemostat Fine Science Tools 13004-14 stop bleeding
Rongeur Fine Science Tools 16021-14 laminectomy
Agricola Retractor Fine Science Tools 17005-04 keep the surgery view open
Fine scissors Fine Science Tools 14040-10 for muscle seperated from spine
Sterile sutures Fine Science Tools 12051-10 skin closure
Mouse Vertebral stabilizer Louisville Impactor System N/A Stabilize and expose the vertebra
LISA Louisville Impactor System N/A Produce an experimental contusion injury of the spinal cord in mice

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Young, W. Spinal cord contusion models. Prog. Brain Res. 137, 231-255 (2002).
  2. Gale, K., Kerasidis, H., Wrathall, J. R. Spinal cord contusion in the rat: behavioral analysis of functional neurologic impairment. Exp. Neurol. 88, (1), 123-134 (1985).
  3. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. J. Neurotrauma. 9, (2), 126-128 (1992).
  4. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Experimental modeling of spinal cord injury: Characterization of a force-defined injury device. J. Neurotrauma. 20, (2), 179-193 (2003).
  5. Stokes, B. T. Experimental spinal cord injury: a dynamic and verifiable injury device. J. Neurotrauma. 9, (2), 129-134 (1992).
  6. Young, W. MASCIS spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 411-422 (2009).
  7. Jakeman, L. B., McTigue, D. M., Walters, P., Stokes, B. T. The Ohio State University ESCID spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 433-448 (2009).
  8. Scheff, S., Roberts, K. N. Infinite Horizon spinal cord contusion model. Animal Models of Acute Neurological Injuries. Chen, J., Xu, X. M., Xu, Z. C., Zhang, J. H. Humana Press. 423-433 (2009).
  9. Sances, A., et al. The biomechanics of spinal injuries. Crit. Rev. Biomed. Eng. 11, (1), 1-76 (1984).
  10. Zhang, Y. P., et al. Spinal cord contusion based on precise vertebral stabilization and tissue displacement measured by combined assessment to discriminate small functional differences. J. Neurotrauma. 25, (10), 1227-1240 (2008).
  11. Walker, M. J., et al. A novel vertebral stabilization method for producing contusive spinal cord injury. J. Vis. Exp. (95), (2015).
  12. Allen, A. R. Surgery of experimental lesion of spinal cord equivalent to crush injury of fracture dislocation of spinal column. A preliminary report. J. A. M. A. 57, 878-880 (1911).
  13. Jakeman, L. B., et al. Traumatic spinal cord injury produced by controlled contusion in mouse. J. Neurotrauma. 17, (4), 299-319 (2000).
  14. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg. Neurol. 10, (1), 38-43 (1978).
  15. Zhang, Y. P., et al. Controlled cervical laceration injury in mice. J. Vis. Exp. (75), (2013).
  16. Ma, Z., et al. A controlled spinal cord contusion for the rhesus macaque monkey. Exp. Neurol. 279, 261-273 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics