在直肠癌原位小鼠模型中循环肿瘤细胞的分离

Cancer Research

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Summary

我们描述了通过将肿瘤细胞或有机体注入小鼠盲肠并随后从该模型中分离循环肿瘤细胞(CTC)来建立原位结肠直肠肿瘤。

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Kochall, S., Thepkaysone, M. L., García, S. A., Betzler, A. M., Weitz, J., Reissfelder, C., Schölch, S. Isolation of Circulating Tumor Cells in an Orthotopic Mouse Model of Colorectal Cancer. J. Vis. Exp. (125), e55357, doi:10.3791/55357 (2017).

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Abstract

尽管皮下小鼠模型具有易于适用性和成本效益的优点,但其严重限制并不能准确模拟肿瘤生物学和肿瘤细胞传播。引入原位小鼠模型来克服这些局限性;然而,这种模型在技术上是苛刻的,特别是在诸如大肠的中空器官中。为了产生可靠地生长和转移的均匀的肿瘤,肿瘤细胞制备和注射的标准化技术至关重要。

我们已经开发了一种大肠癌(CRC)的原位小鼠模型,其发展高度均匀的肿瘤,并且可以用于肿瘤生物学研究以及治疗试验。将来自原发性肿瘤,二维(2D)细胞系或3维(3D)有机体的肿瘤细胞注射到盲肠中,并且根据注射的肿瘤细胞的转移潜能形成高度转移性肿瘤。此外,定期发现反恐委员会。我们这里描述来自2D细胞系和3D组织以及原发性肿瘤组织的肿瘤细胞制备技术,手术和注射技术以及来自荷瘤小鼠的CTC的分离以及目前的故障提示。

Introduction

结肠直肠癌(CRC)是西方国家癌症死亡的最常见原因之一。 1原发性肿瘤经常可以切除,远处转移的发生显着恶化预后,并常常导致死亡。 2,3转移的生物学相关成分被循环肿瘤细胞(CTC),其从肿瘤分离,生存中循环,附着在上皮在靶器官,侵入器官,并最终长大到新的病灶。 4虽然CTC的已知是预后相关,5,6,7,8,9其生物学仅部分地理解为在CRC其极端罕见的结果。 10

鼠标模型是一个强大的tool研究癌症生物学的各个方面。通过将肿瘤细胞皮下注射到受体小鼠中产生经典的皮下肿瘤模型,其可以是免疫活性的(如果使用同基因鼠肿瘤细胞)或免疫缺陷。皮下肿瘤模型价格低廉,数据量快;它们的终点肿瘤生长可以容易地和非侵入性地测量。然而,在这些模型中已经证明抗肿瘤活性的新化合物中有88%在临床试验中失败。 11这部分是由于人和小鼠之间间差异;然而,这种失败的很大一部分是由于皮下小鼠模型的预测值低。

因此,肿瘤细胞注射入原发器官并因此在其原始微环境中生长的原位小鼠模型因此越来越多地用于癌症研究。 11,12, 13,14款原位不只是模拟局部肿瘤的生长条件;作为肿瘤生长的解剖学上正确的位点的结果,原位小鼠模型也允许转移的逼真的模拟,因此用于研究生物学CTC 8,15,16或它们的在CRC不同处理的响应。 13,17

原位小鼠模型的主要缺点是其技术复杂性。取决于注射细胞的器官,直到实验者能够诱导可再现肿瘤的学习曲线相当长。这尤其适用于结肠直肠癌模型,因为肿瘤细胞需要注射到肠壁中,这通常导致穿孔,肿瘤细胞渗漏或腔内肿瘤细胞损失。这是本文旨在描述从原代组织样品,2D细胞系和3D有机体培养物中注射细胞至小鼠盲肠的细胞制备方法。这里描述的技术导致高度均匀的肿瘤,并且取决于用于注射的细胞系的肿瘤生物学,在受体小鼠中可重复形成远处转移和CTC。 15

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Protocol

这里提出的动物实验由机构和政府动物护理和使用委员会进行独立审查和许可,并根据实验动物科学协会联合会 (FELASA)指导进行。采取一切可能的措施,尽量减少包括麻醉和镇痛在内的痛苦,或必要时提早安乐死。

1.细胞和组织的制备

注意:对于每次注射,使用20μL的体积,100,000个细胞。使用基底膜基质(BMM),以防止泄漏并确保标准化注射。为了确保可重复的结果,定期进行细胞系鉴定测定( 例如 通过 STR分析)。

  1. 从新鲜组织制备原代细胞悬浮液
    注意:始终在无菌条件下工作。立即转让新鲜需要从手术室将手术室切除到实验室,以确保细胞的高活力。
    患者的幸福和最佳治疗必须始终是首要任务。因此,用于研究的组织样本必须以不影响随后的切除肿瘤的病理后处理和分期的方式获得。在大多数情况下,由经过培训的病理学家获得的研究样本是合理的,以确保不干扰病理诊断。
    1. 从被切除的标本(理想情况下〜1cm 3 )无菌除去后,立即将组织样品置于预先填充有20-30mL磷酸盐缓冲盐水(PBS)的50mL管内。将管存放在冰上,并立即转移到实验室。
    2. 将组织放在培养皿中,用大量PBS洗两次,以清除剩余的血液。
    3. 用sca将组织切成小块(〜2-4mm)lpel( 例如 ,#20或#36刀片)。
    4. 根据制造商的说明使用解离器,以进一步将肿瘤组织解离成单细胞悬浮液。或者,使用酶肿瘤消化的其他方案。
    5. 计算所得单细胞悬浮液的细胞( 例如 ,在库尔特计数器或血细胞计数器中)。
    6. 离心(1,500×g 5分钟),用PBS洗涤细胞悬浮液两次。
    7. 以5×10 6个细胞/ mL的浓度将细胞重悬于BMM中,并将其保持在冰上。
  2. 注射细胞系的制备
    1. 在标准培养条件(37℃,5%CO 2 )下生长所有结肠直肠癌细胞系,并在手术当天进行准备。
    2. 根据标准细胞培养方案收获细胞,计数细胞( 例如 ,在库尔特计数器或血细胞计数器中)并计算需要量所有注射用量都取决于要注射的动物数量。
    3. 准备3-5倍的实际需要的体积来解释注射器的移液损失和死体积。
    4. 离心(1,500g 5分钟),用PBS洗涤细胞悬浮液两次。
    5. 以5×10 6个细胞/ mL的浓度将细胞重悬于BMM中,并将其保持在冰上。
  3. 有机体制剂
    注意:所有3D有机体培养物在标准培养条件(37℃,5%CO 2 )下生长。有机体培养的详细方案已经公布。 18,19,20,以常规的细胞系类似的,我们建议20μLBMM的每注射100,000个细胞的体积。有机体在手术当天如下:
    1. 准备以下介质(以下简称)作为DMEM / F12 +++):高级Dulbecco's改良的Eagle's Medium(DMEM)/ F12 + 1%HEPES(1M)+ 1%谷氨酰胺(200mM)+ 1%青霉素/链霉素。
    2. 预先加入1 mL DMEM / F12 +++的15 mL管。
    3. 仔细吸取培养板表面的有机物,将3至5孔的内容物转移到15 mL管中。
    4. 通过用扩大的玻璃移液管将它们上下移动,小心地将有机体分解成更小的碎片。
    5. 向管中加入5 mL DMEM / F12 +++,然后以1,000 xg离心5 min。
    6. 离心后,取出上清液,将沉淀物重新悬浮在600μL酶解离缓冲液中,并将悬浮液转移到6孔板的一个孔中。
    7. 在37°C孵育1-5分钟,然后小心地将悬浮液上下移动以溶解有机物。
      注意:通过显微镜检查消化;当所有细胞簇已经解离时,它是完整的d到单细胞。
    8. 消化完成后,加入1.4mL的DMEM / F12 +++以停止消化。然后将消化的有机体的所有孔转移到50mL管中。
    9. 计算细胞并计算所有注射所需的量。
    10. 准备实际需要的体积的3 - 5倍来解释注射器的移液损失和死体积
    11. 离心(1,500×g 5分钟),用PBS洗涤细胞悬浮液两次。
    12. 将细胞重悬于BMM至5×10 6个细胞/ mL的浓度并保持在冰上。

原位鼠标模型

  1. 接受手术的准备
    注:使用6-8周龄NOD.Cg-SCID PRKDC的II2rg tm1Wjl / SZJ(NOD SCID伽马,NSG)小鼠作为收件人。 21 NSG是免疫受损最小的小鼠之一,缺乏成熟的B,T和NK细胞以及多种其他免疫原fects。 21它们可靠地生长,即使低的细胞数注射的肿瘤和非常容易发生远处转移。 NSG小鼠是优良的育种者,可以保存在常规的无特定病原体(SPF)单位中。
    1. 在第一次切口之前,皮下注射0.05 mg / kg的丁丙诺啡。
    2. 使用3-3.5体积%的七氟醚进行全身麻醉。脚趾反射的丧失表示足够的麻醉。
    3. 用眼科软膏覆盖麻醉小鼠的眼睛,以避免角膜干燥。
    4. 将小鼠在仰卧位上放在小桌子上。
    5. 用电动剃须刀剃除腹部(脱毛膏可以替代使用),并用至少3次氯仿/己酸/碘和70%酒精消毒。
    6. 用无菌盖子覆盖手术区域。
      注意:围手术期抗生素的使用是可选的,并遵守机构准则。
  2. 中线剖腹术和盲肠暴露
    1. 使用剪刀(可以替代使用手术刀),使下腹部的皮肤小中线切口(3-5毫米)。用镊子拿起腹壁肌肉组织,用剪刀小心切开,打开腹腔。
    2. 用无创伤镊子识别和仔细地将盲肠外观化。将盲肠的盲端袋定位在腹部指向头部。
    3. 一旦外观,始终保持盲肠湿润温暖的盐水拭子。
  3. 原位注射,腹部闭合和术后恢复
    1. 对于脑内注射,使用标准的1 mL注射器和30 G插管。将该注射器安装在显微注射泵上,显微注射泵依次安装在显微操纵器上。
    2. 用无创伤镊子仔细抓住盲肠的尖端,轻轻抚摸它,d用第二组镊子用温盐水润湿。
    3. 将插管直接放置在盲肠上方。
    4. 使用双目手术显微镜在视觉控制下执行以下步骤。
    5. 在盲肠外观部分的两端用两个无创伤镊子小心地抓住盲肠,稍微拉伸,然后缓慢地将其拉过插管,并平行并直接位于上方。至关重要的是不要穿孔整个肠壁(从而将细胞注射到内腔中),也不要穿透超出初始渗透点的浆膜,因为这将导致渗漏和腹膜传播。
      1. 将肠朝向插管移动,而不是将肠向肠排出。握住并拉伸两镊子之间的肠。外科医生的手必须在表面上休息,以减少震颤。
    6. 注射细胞之间的浆膜(看起来非常薄,半透明的衬里上面e内壁血管)和肌层。因此,套管必须在视觉上放置在血管上方和薄薄的半透膜下方。
    7. 使用脚踏开关来开始注射,以便在插管位于肠壁内时减少震颤。
    8. 一旦套管就位,开始注射。使用20秒的持续时间,在泵的控制单元上进行1μL/ s的设置。
      注意:注入或损伤血管附近导致直接血管内传播和远处转移,因此应避免。
    9. 注射完成后,将其向后拉,仔细取出插管。
    10. 将干拭子放在盲肠下方,然后用蒸馏水彻底冲洗盲肠,以便裂解泄漏的细胞,从而防止人造腹膜传播。
  4. 腹部闭合和术后恢复
    1. 之后将盲肠轻轻地倒入腹腔。
    2. 用6-0快速吸收的运行缝合线关闭腹壁。
    3. 用手术伤口夹闭合皮肤。
    4. 将鼠标放置在38°C的加热图上,直到从麻醉完全恢复。
    5. 在48小时内仔细观察小鼠的术后状况。在遇险的情况下,每12小时用0.05mg / kg丁丙诺啡治疗。
    6. 每天至少一次监测小鼠,因肿瘤生长而引起的痛苦征兆。

3.从全血样品中分离循环肿瘤细胞

注意:经麻醉小鼠经皮心脏穿刺获得血液,然后进行安乐死。理想情况下,将1000μL血液吸入预先装有100μL抗凝血剂(乙二胺四乙酸(EDTA)或肝素)的注射器)。使用抗人EpCAM(上皮细胞粘附分子)抗体以鉴定CTC。如果在小鼠模型中使用人上皮细胞系,则这很好。对于其他器具,可能需要不同的抗体。

  1. 四氯化碳浓缩:
    1. 用5 mL密度​​梯度培养基预灌装15 mL管,并小心将血液转移到15 mL管中。
    2. 离心机(300 ug,30分钟,无刹车),小心取出上清液。
    3. 将其余部分倒入新的15 mL管中并离心(15 min,300 xg,带制动器)。
    4. 恢复含有单核细胞的间期(丢弃其余部分),并用PBS洗涤细胞两次。
    5. 将沉淀重悬于200μLPBS / 1%EDTA中,加入4μLEpCAM抗体。在黑暗中在冰上孵育20分钟。
  2. 筛选和拣选
    1. 准备以下缓冲液(以下简称拣选缓冲液):PBS + 10%胎牛血清(FCS)+ 1%青霉素/ S雷霉霉素(1%)+ 0.8%EDTA。
    2. 使用PAP笔在6厘米无菌培养皿中绘制〜1厘米圆(防止流体分散在培养皿中),并将700μL采摘缓冲液吸入此圆圈。
    3. 在圆圈内的700μL采摘缓冲液中加入50μL细胞悬浮液。用显微镜检查细胞的密度。如果样品过于密集,将样品分成不同的菜肴。
    4. 等待细胞沉降(约5分钟)。
    5. 筛选染色(= EpCAM阳性)细胞的细胞悬浮液滴。
    6. 一旦发现细胞,根据预期的下游分析( 例如 ,RNA提取缓冲液或培养基),用显微操纵器挑取细胞并将其置于50μL缓冲液中。
    7. 根据预期的下游分析,将EpCAM阴性细胞和/或培养基分离为阴性对照。
    8. 进行下游分析( 细胞培养,PCR)。

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Representative Results

在该模型中成功和可重复地产生结肠直肠肿瘤严重依赖于细胞的精确注射而没有溢出或渗漏。如果这样做,这种模式是非常可靠的,很少造成人造腹膜传播。肿瘤的生长动力学及其传播模式取决于所用组织和细胞的生物学特性。 15在本模型中,HCT116细胞可靠地转移到肝脏,SW620细胞形成原位肿瘤,但不转移。 15

在该模型中使用HCT116细胞在注射肿瘤细胞的35天内可靠地导致濒死小鼠。原发性肿瘤尺寸约为10mm( 图1A图2A ),肝转移( 图1B) ong>和图2B ),肺转移( 图1C图2C )和循环肿瘤细胞( 图3 )几乎总是存在的。在携带HCT116肿瘤的小鼠中,肿瘤细胞注射后35天,CTC以高频和数量存在,并且可以容易地分离用于下游分析( 图3 )。

图1
图1: 解剖后的宏观照片35天后将HCT116人类CRC细胞原位注射到NSG小鼠中。A )盲肠中的原发性肿瘤(虚线)。 ( B )肝转移多发。 ( C )肺转移(箭头)。1large.jpg“target =”_ blank“>请点击此处查看此图的较大版本。

图2
图2: 组织学图像如图1所示。A )原发性肿瘤(H&E)。 ( B )肝转移(H&E)。 ( C )肺转移(抗EpCAM免疫组织化学)。 请点击此处查看此图的较大版本。

图3
图3: 循环肿瘤细胞(NSG小鼠中HCT116细胞,肿瘤细胞注射后35天)。明场( A B ))图像在外周血单核细胞(PBMC)级分中。 请点击此处查看此图的较大版本。

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Discussion

尽管它们在皮下小鼠模型中具有临床前证实的活性,但大多数新型化合物在临床试验中失败,从未到达诊所。 11这明显皮下小鼠模型的功能不全,以精确地模拟肿瘤的生物学和生长模式导致基于喷射的肿瘤细胞直接导入原始器官原位小鼠模型的发展。

原位小鼠模型能够比皮下模型更准确地模拟实体瘤的生物学和传播。 15然而,主要的缺点是重复性差尤其是技术要求高的器官,如中空器官以及肿瘤生长的技术要求很高的监控。在我们的模型中,我们因此在预定义的时间点上集中于肿瘤大小,而不是重复的成像过程,这限制了技术的数量精心制作和动物的紧张考试。在此描述的模型可以被用于各种应用,例如肿瘤细胞系的表征,肿瘤生物学和传播,以及治疗试验的15调查。 17明显的终点是原发性肿瘤的大小和远处转移的数量,但也可以使用诸如CTC号17或成像方式的更复杂的终点。

我们的方案最关键的一步是肿瘤细胞注射。它需要练习,必须在直观的视觉控制下随时进行。如果存款是其他地方,但是在浆膜下方但粘膜上方,则根本不会有肿瘤生长或不可预测的生长和传播,使结果无法比拟。缺乏肿瘤发展的其他可能原因包括非活细胞( 例如,由于细胞的收获和注射之间的长时间跨度)或不完全同基因小鼠。如果使用C57Bl / 6小鼠,这是可能的因为存在C57B1 / 6的多个亚基( 例如 ,C57B1 / 6J和C57B1 / 6N),其显示出不同的遗传和表型差异22 ,这也反映在肿瘤采集率中。 23

这里描述的高度控制的注射技术导致高度可重复的肿瘤生长和传播,并将该模型与先前描述的原位模型区分开。 24此外,肿瘤细胞注射后用蒸馏水冲洗盲肠会大大降低人造腹膜传播的速度;因此,如果在我们的模型中发生腹膜癌,最有可能是细胞系的生物学结果而不是医源性肿瘤细胞渗漏。

这个m的限制odel是如果使用人细胞系必须是免疫缺陷的受体小鼠。这严重限制了模型在免疫学研究中的应用。然而,这种限制可以通过使用同基因鼠细胞系或组织细胞来克服(未发表的数据)。另一个限制是使用细胞系本身。肿瘤细胞系通常是高度无变性的,它们对原始肿瘤生物学的代表性留下了疑问。遗传工程小鼠模型(GEMM)中不存在这种限制,通过引入组织特异性致癌突变,开发新的肿瘤。 12个此类GEMMS通常基于条件的种系突变( 例如一个两侧装接loxP APC基因)和Cre介导的突变的活化,或者通过局部感染腺CRE 25,27,28或组织特异性启动子驱动CRE表达。 29,30,31。然而,这样的模型通常需要广泛交叉,并具有高度可变的生物学。如果在本模型中使用原代细胞系,则可以克服低代表性的限制,而不会损失我们的模型的其他优点,如重现性和相对成本效益。

这里提出的技术的另一个限制是对EpCAM作为表面标记的依赖。众所周知,EpCAM可以在EMT期间丢失,并且有一部分CTC是EpCAM阴性的。 10,15因此,根据实验的目的和用于注射的细胞系( 例如 ,在注射前将细胞的GFP标记)可用于识别其它装置。

总之,这里提出的模型c构建了一种灵活的工具,用于在肿瘤的原始微环境中研究肿瘤的发展和传播。如果使用转移细胞系,它忠实地模拟所有相关部位的肿瘤细胞传播,包括血流中的CTC。因此,它是研究肿瘤生长和传播期间的表型变化的有用工具,并允许在CRC中重复分离和表征CTC。 15

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Disclosures

作者没有什么可以披露的。

Acknowledgments

这项工作得到了德国研究基金会(WE 3548 / 4-1)和Gandundheitswesen(1/14)的Roland-Ernst-Stiftung的支持。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cell culture Media and Components
Advanced DMEM F12 Invitrogen 12634010 DMEM/ F12 +++ medium
HEPES (1 M) Life Technologies GmbH 15630056 DMEM/ F12 +++ medium
Glutamax-I Supplement (200 mM) Life Technologies GmbH 35050038 DMEM/ F12 +++ medium
Penicillin/Streptomycin (PenStrep) Life Technologies GmbH 15140122 DMEM/ F12 +++ medium
DMEM Life Technologies GmbH 61965026 basic medium of 2D cell lines (DMEM/10% FCS)
Fetal Calf Serum (FCS) BIOCHROM AG S 0115 basic medium of 2D cell lines (DMEM/10% FCS)
TrypLE Express enzymatic dissociation buffer Life Technologies GmbH 12604021
Matrigel basement membrane matrix (BMM, phenol red free) CORNING B.V. Life Sciences 356231
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Life Technologies GmbH 14190169
Trypsin-EDTA (0.25%, Phenol-Red) Life Technologies GmbH 25200072
6-/48-well plates with lid CORNING 3516/3548
cell culture flask 75 cm², 250 mL VWR International GmbH 734-2066
cell culture flask 150 cm², 600 mL Corning B.V. Life Sciences 355001
Eppendorf tubes 1,5 mL / 2 mL Sarstedt AG & Co. 72.706.400/ 72.695.400
15 mL, 50 mL centrifuge tubes Greiner-Bio-One GmbH 188271/227270
TC10 Counting Slides (for TC20 Counting Machine) Bio-Rad Laboratories GmbH 1450016
Pasteur pipettes (glass, 150 mm) Fisher Scientific GmbH 11546963/ FB50251 thinly pulled by using a bunsen burner
gentleMACS Dissociator Miltenyi Biotec 130-093-235 for primary tumor tissue preparation
MACSmix Tube Rotator Miltenyi Biotec 130-090-753 for primary tumor tissue preparation
gentleMACS C Tubes Miltenyi Biotec 130-093-237 for primary tumor tissue preparation
Human Tumor Dissociation Kit Miltenyi Biotec 130-095-929 for primary tumor tissue preparation
Falcon 70 µm Cell Strainer Corning B.V. Life Sciences 352350 for primary tumor tissue preparation
Name Company Catalog Number Comments
Surgical Equipment
Sevoflurane AbbVie Germany GmbH & Co. KG -
Medical oxygen Air Liquide Medical GmbH -
Buprenorphine Temgesic -
Bepanthen - opthalmic ointment Bayer Vital GmbH 10047757
Normal saline 0.9% (E154) Serumwerk Bernburg AG 10013
Aqua ad injectabilia Braun 235144
1 mL Syringe (without dead volume) - Injekt-F SOLO Braun/neoLab 194291661
30G injection needle BECTON DICKINSON 304000
cellulose swabs Lohmann & Rauscher Deutschland 13356
Micro-Adson Forceps FST - Fine Science Tools 11018-12
Iris Scissor - ToughCut FST - Fine Science Tools 14058-11
Olsen-Hegar Needle Holder FST - Fine Science Tools 12002-12
AutoClip Kit FST - Fine Science Tools 12020-00
PDS Z1012H 6/0 C1 (surgical suture) Johnson & Johnson Medical GmbH Z1012H
Table Top Research Anesthesia Machine w/O2 Flush and a Sevoflurane Vaporizer Parkland Scientific V3000PS/PK
UltraMicro Pump with Micro4 Controller World Precision Instruments UMP3-4 equipment for highly controlled orthotopic injection
Footswitch for SYS-Micro4 Controller World Precision Instruments 15867 equipment for highly controlled orthotopic injection
Three-axis Manual Micromanipulator World Precision Instruments M325 equipment for highly controlled orthotopic injection
Magnetic Stand for Micromanipulator World Precision Instruments M10 equipment for highly controlled orthotopic injection
Steel Base Plate for M10 Magnetic Stand World Precision Instruments 5479 equipment for highly controlled orthotopic injection
Hot Plate 062 Labotect 13854
Isis - Hair shaver AESCULAP - Braun -
Binocular Surgical Microscope Parkland Scientific VS-2Z
Name Company Catalog Number Comments
CTC isolation
EDTA Roth 8040.1
Density gradient medium – Ficoll StemCell - Lymphoprep 7801
Alexa Fluor 488 anti-human CD326 (EpCAM) Antibody clone 9C4 BioLegend 324210
Alexa Fluor 488 anti-mouse CD326 (EpCAM) Antibody clone G8.8 BioLegend 118210
Petri Dish, ø 60 x 15 mm, 21 cm², Vent Greiner bio-one 628102
Fluorescence Cell Culture Microscope Leica
Transferman 4r Micromanipulator Eppendorf
CellTram Air Eppendorf aspiration pump connected to the micromanipulator
Dmz Universal Microelectrode Puller Dagan Corporation required for the manufacturing of micro capillaries for single cell aspiration
Prism Glass Capillaries Dagan Corporation
PAP pen Abcam ab2601
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Life Technologies GmbH 14190169 picking buffer
Fetal Calf Serum (FCS) BIOCHROM AG S 0115 picking buffer
Penicillin/Streptomycin (PenStrep) Life Technologies GmbH 15140122 picking buffer
EDTA Roth 8040.1 picking buffer
Name Company Catalog Number Comments
Immunohistochemistry
Purified anti-human CD326 (EpCAM) antibody clone 9C4 BioLegend 324201 EpCAM immunohistochemistry (cf, fig 2C)
HRP rabbit anti-mouse IgG Abcam ab97046 EpCAM immunohistochemistry (cf, fig 2C)

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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