Langdurige incubatie van Acute neuronaal weefsel voor elektrofysiologie en calcium-imaging

Published 2/15/2017
0 Comments
  CITE THIS  SHARE 
Neuroscience

You must be subscribed to JoVE to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial:

Welcome!

Enter your email below to get your free 10 minute trial to JoVE!





By clicking "Submit," you agree to our policies.

 

Summary

Na verwijdering uit het lichaam, is neuronaal weefsel sterk beïnvloed door omgevingsfactoren, waardoor eventuele degradatie van het weefsel na 6-8 uur. Met behulp van een unieke incubatie werkwijze, die nauw bewaakt en regelt de extracellulaire omgeving van het weefsel, kan levensvatbaarheid van het weefsel aanzienlijk worden verlengd> 24 uur.

Cite this Article

Copy Citation

Cameron, M. A., Kekesi, O., Morley, J. W., Bellot-Saez, A., Kueh, S., Breen, P., et al. Prolonged Incubation of Acute Neuronal Tissue for Electrophysiology and Calcium-imaging. J. Vis. Exp. (120), e55396, doi:10.3791/55396 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Acute voorbereidingen zenuwweefsel, de hersenen plakjes en netvlies wholemount, kan meestal alleen worden gehandhaafd voor 6-8 uur na dissectie. Dit beperkt de experimentele tijd en verhoogt het aantal dieren die worden gebruikt per studie. Deze beperking specifiek effect protocollen zoals calcium imaging dat langdurige voorincubatie met bad toegepaste kleurstoffen vereisen. Exponentiële bacteriegroei binnen 3-4 uur na het snijden stevig gecorreleerd met een afname van de gezondheid weefsel. Deze studie beschrijft een werkwijze voor het beperken van de verspreiding van bacteriën in acute preparaten levensvatbare neuronale weefsels gedurende lange perioden (> 24 uur) zonder de noodzaak voor antibiotica, steriele procedures of weefselcultuur medium dat groeifactoren handhaven. Op door het extracellulaire fluïdum door UV-bestraling en het houden van het weefsel in een aangepaste houdkamer bij 15-16 ° C, het weefsel vertoont geen verschil in elektrofysiologische eigenschappen of calcium signaling door middel van intracellulaire calcium kleurstoffen bij> 24 uur postdissection. Deze methoden zullen niet alleen experimentele tijd te verlengen voor de gebruikers van acute neuronaal weefsel, maar het aantal benodigde dieren experimentele doelen beslag neemt, en een gouden standaard voor acute neuronaal weefsel incubatie stellen.

Introduction

Elektrofysiologie en functionele beeldvorming (calcium, voltage gevoelige kleurstoffen) zijn twee van de meest gebruikte experimentele technieken in de neurowetenschappen. Brain slice voorbereidingen en netvlies wholemount, die hier zal worden behandeld, een middel van het onderzoeken van elektrofysiologische eigenschappen en synaptische connectiviteit zonder besmetting door verdoving of spierverslappers. Brain plakjes en retinale wholemount behouden hun structurele integriteit, in tegenstelling tot culturen of celhomogenaten, waardoor de studie van specifieke circuits en de hersenen netwerken 1. Opnames van geïsoleerde weefsel voordelen ten opzichte van in vivo opnames bewegingen in verband met de hartslag en de ademhaling worden geëlimineerd. Bovendien maakt directe visualisatie specifieke klassen van cellen worden gericht en lokale behandeling met farmacologische gereedschappen 2, 3.

Patch-clamp opnamen en calcium dye-loading in retinale wholemount wordt bemoeilijkt door het bestaan ​​van de Inner beperken Membrane (ILM), die de retinale ganglioncellen (RGC) laag bedekt en voorkomt dat directe toegang tot de cellen. Typisch wordt dit membraan weggeschraapt met een glazen pipet om rechtstreekse toepassing van een patch pipet en de vorming van een gigaohm zegel op een enkele cel toe. Daarnaast hebben bad toegepast calcium kleurstoffen niet ILM overschrijden en moeten ofwel geïnjecteerd onder dit membraan 4, retrograad transport na injectie in de oogzenuw 5 geëlektroporeerde of door het weefsel 6. Bovendien, als het gebruik van een knaagdier model van retinitis pigmentosa, de rd / rd muis, het ILM is dikker en ondoordringbaar. Hier maken we gebruik van een techniek om de ILM te verwijderen met enzymatische afbraak 7, zowel alomtegenwoordige calcium dye-loading, en directe toegang tot retinale ganglion cellen voor patch-clamp recordi toestaanngs 8.

Succesvolle opname van ofwel hersencoupes of retinale wholemount afhankelijk dissectie en incubatie van levensvatbare neuronaal weefsel. Kenmerkend wordt weefsel geëxtraheerd op de ochtend van het experiment en geïncubeerd in kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) totdat het wordt gebruikt voor opnamen. Gewoonlijk weefsel blijft nog gedurende 6-8 uur, met significante afbraak na deze tijdskader. Zowel hersencoupes en wholemount retina preparaten meestal bij meer dan weefsel kan worden opgenomen binnen deze korte periode. Daarom wordt vaak weefsel die aan het einde van de dag en de dissectie opnieuw voltooid op opeenvolgende dagen. Dit betekent dat een ander dier wordt benut en ~ 2 uur over de instellingen en dissectie / kleuring herhaald. Het volgende protocol beschrijft een werkwijze voor het verlengen van de levensduur van neuronaal weefsel voor meer dan 24 uur, wat betekent dat minder dieren worden gebruikt, en meer experimentele tijd beschikbaar. Levensvatbaarheid van het weefsel wzoals beoordeeld door middel van het opnemen van elektrofysiologische eigenschappen en calcium dynamiek, en deze eigenschappen waren niet te onderscheiden tussen <4 uur en> 24 uur postdissection.

Deze resultaten geven aan dat niet alleen eencellige eigenschappen intact en functioneel na verlengde incubatie, maar netwerkactiviteit, zoals beoordeeld door calcium-imaging en elektrofysiologische opnames, onveranderd> 24 uur postdissection. Bovendien tonen wij dat calcium kleurstoffen in cellen blijven gedurende langere tijd zonder enige nadelige effecten. De toepassing van dit protocol toont aan dat de functionele activiteit van neuronen in acute neuronaal weefsel kan worden gehandhaafd gedurende lange perioden, zodra de externe omgeving sterk gereguleerd. Zoals levensvatbaarheid van het weefsel varieert sterk tussen laboratoria door incubatie verschillende protocollen, deze methode wordt een gouden standaard voor het ideale parameters die moeten worden toegepast op de variabiliteit te verminderen in de gezondheid van acute neuRonal weefsel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

De onderstaande protocol beschrijft de bereiding van C57BL / 6 en C3H / He (retinally ontaarden) muis neuronaal weefsel, maar soortgelijke technieken kunnen worden toegepast op andere soorten. Alle dieren waren gezond en behandeld met standaard condities van temperatuur, vochtigheid, 12 uur licht / donker-cyclus, vrije toegang tot voedsel en water, en zonder enige bedoeling van stress stimuli. Alle experimenten werden goedgekeurd en uitgevoerd in overeenstemming met Western Sydney University Dierverzorging en ethische commissie en op basis van het gebruik van dieren en richtlijnen zorg (Animal Research Authority # A9452, # A10396 en # A8967).

1. Brain Slice Voorbereiding

  1. Verdoven het dier door inhalatie van isofluraan (5%) en onthoofden met een knaagdier guillotine. Verwijder de hersenen snel, zoals eerder beschreven 9 en plaats deze in ijskoude fysiologische oplossing (aCSF) bevattende (in mM): 125 NaCl, 2,5 KCI, 1 MgCl2, 1,25 NaH 2PO 4, 2 CaCl2, 25NaHCO3, 25 dextrose, en verzadigd met carbogeen (95% O2 / 5% CO 2 mengsel, 310 mOsm, pH 7,4).
  2. Snijd de hersenen plakjes, in de regio van belang, 300 micrometer dik met een trillende microtoom.
  3. Transfer plakken naar een custom-built incubatiesysteem die nauw bewaakt en controleert pH-waarden (pH 7,2-7,4), carbogen flow, en de temperatuur zoals eerder beschreven 10, 11.
  4. Stel aanvankelijke kamertemperatuur tot 35 ° C gedurende 15-30 min en vervolgens langzaam verlagen tot 15-16 ° C zoals getoond in figuur 1C. incubeer daarna segmenten in het incubatiesysteem totdat het nodig is, hetzij voor elektrofysiologie en beeldvorming.
    LET OP: Als plakjes worden om te worden gebruikt voor het calcium-imaging, volgt u onderstaande stappen voor het koelen van het weefsel onder de RT

2. retinale Wholemount Voorbereiding en Inner grensmembraan Removal

  1. Bereid retinale wholemounts onder zowel normalelaboratorium lichtomstandigheden of donker rood / infrarood licht.
  2. Euthanaseren van dieren door cervicale dislocatie en meteen ophelderen ogen. Maak een kleine snede langs de ora serrata, en plaats in een van beide Ames media, of aCSF bevatten (mm): 125 NaCl, 25 NaHCO3, 3 KCl, 2 CaCl2, 1 MgCl2, 10 glucose, 0,5 L-glutamine, en verzadigen met carbogeen (95% O2 / 5% CO 2 mengsel; ~ 300 mOsm; pH 7,4) bij kamertemperatuur.
  3. Onmiddellijk verwijderen van het hoornvlies, de lens en het glasvocht door te snijden langs de ora serrata met een kleine schaar en het verwijderen van de lens en het glasvocht met een pincet. Plaats weefsel in het incubatiesysteem bij KT.
    OPMERKING: Retinale weefsel kan worden gehandhaafd in de oogschelp na langzame temperatuurverlaging tot 15-16 ° C, gedurende> 24 uur bij het incubatiesysteem totdat het nodig is.
  4. Om het ILM te verwijderen, de overdracht van de eye-cup met het netvlies van een kleine glazen pot met 30 U / ml papaïne, 1 mM L-cystine, 0,5 mM EDTA en 0,005% DNase in Earl's-Balanced Salt Solution (BSS) bij 37 ° C gedurende 20 min. Toepassen 95% O2 / 5% CO 2 aan de oplossing door het deksel maar niet bubble. Bij gebruik van weefsel van jonge dieren (<6 weken), vul de oplossing van halve sterkte.
    1. Stop enzymatische digestie, door het plaatsen van het weefsel in een ovomucoïde (10 mg / ml) en BSA (10 mg / ml) gedurende 10 min in Earl's BSS. Wassen weefsel grondig met aCSF vóór de overdracht naar het incubatiesysteem en vermindering temperatuur 15-16 ° C.
  5. Handhaving van retinale weefsel in de eye-cup totdat het nodig is. Voor overdracht naar de microscoop, isoleren het netvlies van de oogschelp en in 4 stukken gesneden met een scheermesje. Als de gehele retina wordt vereist, maakt vier kleine sneden in de periferie van het netvlies om deze te plat.
    LET OP: Voor grafische experimenten, lading met calcium-kleurstoffen vóór de overdracht naar de incubatie-systeem, zie hieronder.

3. Handhaving van weefsel in de Incubator

    (Figuur 1A, B).
  1. Circuleren aCSF via een tweede kamer (UVC kamer, gebouwd zoals eerder beschreven 12) gescheiden van de hoofdkamer en blootgesteld aan 1,1 W UVC-licht (254 nm, 5W / 2P sterilisator UV lamp) om bacteriën zwevend in de oplossing uitstralen (fig 1A). Controle UVC licht timing via een programmeerbare timer met behulp van een willekeurige functie die ON draait soms variërend tussen 15 en 26 min elke 15-30 min om oververhitting van de aCSF voorkomen.
  2. Stel het debiet in het UVC kamer naar 12 ml / min zoals eerder beschreven 12. Bedek de UVC kamer met aluminiumfolie om UVC verlichting buiten de kamer, die neuronaal weefsel kunnen beschadigen te voorkomen.
    NB: Voor donker aangepaste netvlies weefsel, breng dan een op maat gemaakt deksel op de belangrijkste kamer aan het licht uit te sluiten.
  3. Gebruik een peristaltische pomp Circulate de oplossing (aCSF) door de twee kamers en een Peltier thermo koude platenkoeler ofwel koelen of verhitten hoofdkamer de gewenste temperaturen in het traject van 0-50 ° C. Voor een optimale weefsel incubatie, gebruik 15-16 ° C op levensvatbaarheid op lange termijn.

4. Calcium Dye Loading

  1. Selecteer calcium kleurstoffen op basis van de voorkeur van de individuele onderzoeker. Hier gebruiken we Fura-02:00, Fluo-08:00 of Fluo-04:00. Echter kan deze methode worden toegepast op andere kleurstoffen ook: los calcium kleurstoffen in DMSO om een 1 mM oplossing en 1% blokcopolymeren (bijvoorbeeld pluronzuur-127) tot een eindvolume van 50 ul en ultrasone trillingen gedurende 10 min.
  2. oplossing aCSF voegen tot een eindconcentratie van 10 uM, 0,01% blokcopolymeren voor hersencoupes en 20 uM (retina), 0,02% blokcopolymeren het netvlies. In retina (papaïne behandelde) en hersenschijfjes van jonge dieren, belasting op het bad gedurende 45 minuten bij 37 ° C (Fura-2 AM) of bij kamertemperatuur (Fluo-04:00; Fluo-08:00).
    1. Voor volwassen dieren (> 12 weken) pipetteer de kleurstoffen (50 ui) direct op de hersencoupes en houdt het 75 min betere penetratie van de kleurstof toe in de diepe lagen.
    2. Om voldoende zuurstofvoorziening van de ondergedompelde plak tijdens kleurstof incubatie te verzekeren, bereiden een glas laadruimte met een gesloten deksel (ronde pot met een diameter van 2,5 cm, 3,5 cm hoog) met calcium kleurstoffen verdund in 2,5 ml aCSF. Zuurstof continu met 95% O2 / 5% CO2. Doe niet bubble.
  3. Na dye laden, wassen van het weefsel met aCSF en transfer naar het incubatiesysteem langzaam de temperatuur verlagen tot 15-16 ° C tot experimenteel gebruik.

5. Elektrofysiologische Recordings en Imaging

  1. Plaats weefsel in een ondergedompelde opname kamer onder een microscoop, en perfuseren zuurstofrijk aCSF met een stroomsnelheid van 4-5 ml / min of bij kamertemperatuur (~ 22 ° C) of fysiologische temperatuur (~ 35 ° C). Hold het weefsel op zijn plaats met een custom made '' harp '', gemaakt van nylon of gouddraad uitgerekt en gelijmd in een U-vormig stuk goud of platina draad.
  2. Voor elektrofysiologie:
    1. Bereid opname pipetten van 1,5 mm (1,19 mm ID) borosilicaatglas met behulp van een micropipet trekker tot een uiteindelijke weerstand van 5-6 MQ bereiken.
    2. Vul de pipet met 3-4 pi van interne oplossing zoals eerder beschreven 13 en visualiseren cellen onder infrarood Differentieel Interferentie Contrast (DIC-IR) met een CCD camera. De intracellulaire oplossing moet zorgvuldig worden aangepast aan elk experiment experimentele resultaten te bereiken.
    3. Positie pipet, met behoud positieve druk aangebracht via een afzuigopening op de pipet houder, op het membraan van een cel met een micromanipulator. Aangezien de ILM heeft van het netvlies is verwijderd, is geen voorafgaande membraan afschrapen vereist. Zodra de pipet op de cel, zachtjes negatiefdruk om de pipet een gigaohm afdichting te bereiken. scheuren dan de celmembraan met een korte hoeveelheid negatieve druk.
    4. Helen cel stroom- of spanning-clamp middels standaardtechnieken zoals passend.
  3. Calcium-beeldvorming:
    1. Voor ratiometrische beeldvorming van Fura-2, maken gebruik van een ultra-high speed golflengte switcher om excitatie golflengten van 340 nm en 380 nm te bieden. Pass uitgestraalde licht van afzonderlijke cellen door middel van een emissie filter van 510 ± 20 nm, en vast te leggen met een hoge gevoeligheid, high-speed digitale camera.
    2. Voor een enkele golflengte excitatie van Fluo-4, filter excitatie licht door een 460-490 nm band pass filter en het uitgezonden licht door een 515-550 nm banddoorlaatfilter. Voor de snelste en meest gevoelige opname gebruik maken van een high speed digitale camera zodanig. Acquire afbeeldingen.
    3. Meet veranderingen in fluorescentie als functie van de tijd, hetzij op een enkele golflengte (Fluo-4) of met de golflengte verhoudingWerkwijze (Fura-2), zoals eerder beschreven 8, 14.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Strakke regulatie van de bacteriële verontreiniging en de temperatuur van de aCSF tijdens incubatie essentieel om neuronaal weefsel haalbaarheid ervan. Dit kan worden geoptimaliseerd door bestraling met UVC-licht en de temperatuur van de aCSF op 15-16 ° C (figuur 1). Bovendien is de aCSF parameters stempel (APS Figuur 1C) verschaft de experimentator een verslag van de omgevingsomstandigheden (pH en temp.) Biedt dus een gouden standaard voor parameters als incuberen neuronaal weefsel, dat, indien gevolgd, zal variabiliteit tussen verminderen experimenten.

Figuur 1
Figuur 1. Een Incubation systeem waarmee Tight verordening van Tissue Milieu. A Schematisch diagram van de incubatie systeem bestaande uit een koeling Peltier plaat, hoofdkamer, peristaltische pomp en UVC kamer. B,Zijaanzicht van de hoofdkamer met de inlaat en uitlaat punten van de aCSF, evenals de carbogen inlaat temperatuur en pH-sondes. Weefsel wordt op het gaas aangegeven. Alle meettasters zijn bevestigd aan de deksel om structurele stabiliteit toe. C, aCSF Parameters stempel waarin de temperatuur en pH van de aCSF tijdens incubatie. D, Bovenaanzicht van de hoofdkamer met de bevestigingsgaten voor de meetsondes. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Levensvatbaarheid van het weefsel kan worden gemeten met behulp van netwerkactiviteit (figuur 2), alsmede verschillende beeldvormende werkwijzen, waaronder calcium responsen (Figuur 2B, C). De netwerkactiviteit controleren, pasten wij aCSF met een hoge concentratie van kaliumchloride (KCl, 30 mM) plaatselijk,die tot depolarisatie van neuronen en glia in de nabijheid van de toegepaste K +. Deze depolarisatie kan worden waargenomen door de toename van calcium transiënten (Figuur 2B, C) en additie activiteit (figuur 2D), die ook als een fysiologische indicator voor cellevensvatbaarheid. Onze resultaten tonen aan dat spiking activiteit in schijven die werden geïncubeerd gedurende> 24 uur bij het incubatiesysteem was vergelijkbaar met "verse" plakjes geïncubeerd gedurende kortere perioden (> 4 uur, Figuur 2D). Verder individuele neuron levensvatbaarheid, dat door intracellulaire elektrofysiologische opnames van passieve en actieve membraan eigenschappen, waaronder de rustende membraanpotentiaal, ingangsweerstand, tijdconstante werd gevolgd en actiepotentiaal was vergelijkbaar met parameters in de literatuur 15 (figuur 2E, F ).


Figuur 2. Elektrofysiologische en Calcium Eigenschappen van Brain Slices na langdurige incubatie. Een, Afbeelding van een brein slice genomen 28 uur na het snijden met twee extracellulaire elektroden gebruikt voor het meten van de netwerkactiviteit. Een derde elektrode (aangegeven met asterisk) wordt gebruikt voor bladerdeeg 30 mM KCl. B, Time lapse beelden van plakjes geladen met Fluo-04:00 gedurende> 24 uur, voorstellende een toename in de intracellulaire calcium transiënten na bad toepassing van KCl. C, Intracellulaire calcium transiënten volgende korte toepassing van KCl (30 mM; 1 s). Rood - gemiddelde signaal, Grey - calcium sporen in enkele cellen zoals getoond in B. D, extracellulaire fysiologische registratie van de netwerkactiviteit voor en na het aanbrengen van KCl (rode pijlen) grotendeels onveranderd tussen "verse" plakjes (<4 h postdissection) En die werden gedurende> 24 uur in de incubator. Let op de toename van het direct stekelige activiteit na KCl toepassing aangeeft levensvatbare neuronen die reageren op verhoging van de [K +] met depolarisatie. E & F, passieve (E) en actieve (F) membraaneigenschappen piramidale neuronen na 2 h (blauw sporen) of 26 h (zwarte sporen) van incubatie in incubatiesysteem. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Directe toegang tot de cellen van de ganglion cellaag van het netvlies van wholemount retinally gedegenereerde rd / rd muizen verschaffen, werd de ILM verteerd door het enzym papaïne 7, 8. Na de vertering, RGC en ontheemden amacrine cellen kunnen worden duidelijk und gevisualiseerder DIC verlichting (figuur 3A), en cellen kunnen worden gericht voor patch-clamp zonder voorafgaande afschrapen van de ILM. Representatieve huidige-clamp opnamen van een RGC worden weergegeven in Figuur 3B. Depolarisatie van de cel via de patch pipet veroorzaakt dosisafhankelijke actiepotentiaal genereren, waarin de levensvatbaarheid van de cellen na behandeling papaïne.

Verwijdering van de ILM ook toegestaan alomtegenwoordige kleuring van de ganglion cellaag (GCL) met Fura-02:00 (Figuur 3D) en cellen reageerden op 30 mM KCl toepassing met een grote toename van 340/380 nm verhouding ten opzichte van F 0, betekent een grote verhoging van de intracellulaire calciumconcentratie (figuur 3E). Calcium niveaus terug naar na stimulatie baseline en cellen kunnen vervolgens worden gestimuleerd om een ​​soortgelijke amplitude respons. Bovendien zijn deze reacties waren niet te onderscheiden tussen retinae opgenomen op <4 uur en> 24 uur postdissection (figuur 3F, G).

figuur 3
Figuur 3: Elektrofysiologische en Calcium Recordings in het netvlies Wholemount. A, interferentie contrast beeld Differential van een patch-clamp-opname van een retinale ganglion cel in de GCL na papaïne spijsvertering. B cellen behouden dosisafhankelijk spiking responsen bij respectievelijk gedepolariseerd met 50, 100 en 150 pA. C & D, Verwijdering van het binnenste beperkende membraan vóór bad toepassing van Fura-02:00 maakt alomtegenwoordige laden van retinale ganglion cellen, foto genomen met een 380 nm excitatie. E, bij 30 mM KCl ASCF wordt toegepast, 85% van de gekleurde cellen reageerden met een toename 340/380 ratio. F & G, De stijging van de 340/380 verhouding keert terug naar de uitgangswaarde na 30 mM KCl applicatie (rode balken) En cellen reageren op latere stimulering zowel <4 uur en> 24 uur na dissectie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dit artikel beschrijft een incubatie methode om de levensvatbaarheid van zenuwweefsel acute verlengen beeldvorming en elektrofysiologische experimenten, waarbij het aantal dieren nodig experimentele doelen voltooien verminderen. Twee belangrijke processen regelen de verslechtering van neuronaal weefsel in de tijd: i) verhoogde bacteriën niveaus, en de daarmee gepaard gaande toename van bacterieel endotoxine vrijgegeven, en ii) excitotoxiciteit die de traumatische snijden procedure 10 volgt. Als acute zenuwweefsel is milieuvriendelijk weerloos, strakke regulering van het weefsel milieu door middel van nauwkeurige controle van de pH, temperatuur en bacteriën niveaus is essentieel voor het behoud van de cellulaire activiteit en integriteit van het netwerk. Dissection, en de behandeling weefsel (papaïnedigestie, calcium kleurstof lading) kan meer dan 2 uur in beslag nemen, waardoor een vermindering van de experimentele tijd. Aangezien het weefsel in de incubatiesysteem kan worden gehouden voor> 24 uur zonder een meetbaar verlies in levensvatbaarheid 7, 8, deze voorbereiding dient slechts eenmaal te worden voltooid om het verkrijgen van> 24 uur van de resultaten. Als onderdeel van de 3 V's strategie (Vervanging, Vermindering, Verfijning) gericht op het verstrekken leidraad voor ethisch gebruik van dieren 16, deze methode zal een grote impact hebben op het verminderen van het aantal dieren dat in dit soort experimenten.

Vertering van het ILM van retinale wholemount weefsel maakt een eenvoudige targeting van cellen in de GCL voor patch-clamp opnamen en alomtegenwoordige calcium kleurstof belasting door bad applicatie. Deze technieken zijn vooral nuttig voor gedegenereerde retina's waar de ILM veel dikker en moeilijker te doorbreken door schrapen met een glazen pipet. Verder is de bereiding papaïne biedt een manier om gepaarde cel opnamen met twee elektroden op te nemen van gap-junction gekoppelde cellen in de GCL voeren, iets wat niet eerder mogelijk was. EchterPapaïne digestie waarschijnlijk heeft een aantal effecten op de normale fysiologie retinale K + receptor expressie aangetoond worden gewijzigd fotoreceptoren na dissociatie met papaïne 6. Het is ook mogelijk dat retinale architectuur wordt beïnvloed. Velte en Masland gebleken dat sommige RGC SOMA en dendrieten werden beschadigd door papaïne behandeling om de ILM verwijderen, kunnen zij met succes opnemen RGC dendrieten distaal van de soma meeste neuronen, wijzen op de structurele integriteit van de cellen en processen 5. Belangrijk, waardoor het netvlies aan de retinale pigmentepitheel (RPE) en sclera, zoals hierboven beschreven, isoleert de buitenste retina van papaïne diffusie en kunnen wanneer dit protocol wordt toegepast WT retina nadelige effecten op fotoreceptor buitensegmenten verminderen. In beide gevallen, papaïne behandeling of schrapen van de ILM sommige celbeschadiging optreedt, de onderzoeker moet geschikte methode te kiezen de experimental vraag.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sodium Chloride Sigma Aldrich VETEC V800372
Potassium chloride Sigma Aldrich P9333
N-Methyl-D-glucamine Sigma Aldrich M2004 
D-glucose Sigma Aldrich G5767
Sodium bicarbonate Sigma Aldrich S6014
Sodium phosphate monobasic Sigma Aldrich S2554
Magnesium chloride Sigma Aldrich M9272 
Calcium chloride  Sigma Aldrich 223506
Papain Dissociation System Worthington  LK003150
Dimethyl sulfoxide anhydrous Sigma Aldrich 276855
Pluronic F-127 Low UV absorbance* Life technologies P-6867 20% solution in DMSO 
Fura-2 AM   Anaspec 84017
Fluo-4 AM   Life Technologies F23917
Fluo-8 AM Abcam Ab142773
Vibrating blade microtome  Leica Biosystem VT1200 S Equiped with Leica’s Vibrocheck™ measurement device 
Antivibration table Kinetic Systems Vibraplane  Vibraplane 9100/9200 
Fixed Stage Upright Microscope Olympus BX51WI 
Microscope Objective Olympus XLUMPlanFLN 20x/1.00w 20X 
Microscope Objective Olympus LUMPlanFLN 60x/1.00w 60X
CCD Camera Andor Ixon +
High speed wavelength switcher Sutter instrument Lambda DG-4 
Patch clamp amplifier Molecular Devices MultiClamp 700B
Data acquisition system Molecular Devices Digidata 1440A Axon Digidata® System
Borosilicate glass capillaries Sutter Instrument Co BF150-86-10
Microelectrode puller Sutter Instrument Co P-97 Flaming/Brown type micropipette puller
Recording/perfusion chamber Warner Instruments RC-40LP Low Profile Open Bath Chambers
Software Molecular Devices pClamp 10.2
Andor iQ Live Cell Imaging Software Andor Andor iQ3
Braincubator Payo Scientific BR26021976 www.braincubator.com.au
Peltier-Thermoelectric Cold Plate Cooler TE Technology CP-121
Temperature Controller TE Technology TC-36-25 RS232

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Colbert, C. M. Preparation of cortical brain slices for electrophysiological recording. Meth mol biol. 337, Clifton, N.J. 117-125 (2006).
  2. Gibb, A., Edwards, F. Patch clamp recording from cells in sliced tissues. Microelect Techniq. 255-274 (1994).
  3. Kantevari, S., Buskila, Y., Ellis-Davies, G. C. R. Synthesis and characterization of cell-permeant 6-nitrodibenzofuranyl-caged IP3. Photochem photobiol sci. 11, (3), 508-513 (2012).
  4. Blankenship, A. G., et al. Synaptic and Extrasynaptic Factors Governing Glutamatergic Retinal Waves. Neuron. 62, (2), 230-241 (2009).
  5. Sargoy, A., Barnes, S., Brecha, N. C., Perez De Sevilla Muller, L. Immunohistochemical and Calcium Imaging Methods in Wholemount Rat Retina. J Vis Exp. (92), e51396 (2014).
  6. Kulkarni, M., et al. Imaging Ca2+ dynamics in cone photoreceptor axon terminals of the mouse retina. J Vis Exp. (99), e52588 (2015).
  7. Velte, T. J., Masland, R. H. Action potentials in the dendrites of retinal ganglion cells. J neurophysiol. 81, (3), 1412-1417 (1999).
  8. Cameron, M., et al. Calcium imaging of AM dyes following prolonged incubation in acute neuronal tissue. PLoS ONE. 11, (5), (2016).
  9. Buskila, Y., Morley, J. W., Tapson, J., van Schaik, A. The adaptation of spike backpropagation delays in cortical neurons. Front Cell Neurosci. 7, (2013).
  10. Breen, P. P., Buskila, Y. Braincubator: An incubation system to extend brain slice lifespan for use in neurophysiology. Eng Med Biol Soc. 4864-4867 (2014).
  11. Buskila, Y., Breen, P., Wright, J. Device for storing a tissue sample. WIPO Patent. WO2015021513A1 (2015).
  12. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Sci Rep. 4, 4-10 (2014).
  13. Buskila, Y., Farkash, S., Hershfinkel, M., Amitai, Y. Rapid and reactive nitric oxide production by astrocytes in mouse neocortical slices. Glia. 52, (3), 169-176 (2005).
  14. Barreto-Chang, O. L., Dolmetsch, R. E. Calcium imaging of cortical neurons using Fura-2 AM. J Vis Exp. (23), e3-e5 (2009).
  15. Buskila, Y., et al. Enhanced Astrocytic Nitric Oxide Production and Neuronal Modifications in the Neocortex of a NOS2 Mutant Mouse. PLoS ONE. 2, (9), 9 (2007).
  16. Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. Methuen. London, UK. (1959).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Video Stats