FRET de alta precisão em nível de molécula única para determinação de estrutura de biomoléculas

Biochemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Biochemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Um protocolo para experiências FRET de alta precisão no nível de molécula única é apresentado aqui. Adicionalmente, esta metodologia pode ser utilizada para identificar três estados conformacionais no domínio de ligação ao ligando do receptor N-metil-D-aspartato (NMDA). Determinar distâncias precisas é o primeiro passo para construir modelos estruturais baseados em experimentos FRET.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Ma, J., Yanez-Orozco, I. S., Rezaei Adariani, S., Dolino, D., Jayaraman, V., Sanabria, H. High Precision FRET at Single-molecule Level for Biomolecule Structure Determination. J. Vis. Exp. (123), e55623, doi:10.3791/55623 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Apresenta-se aqui um protocolo sobre como realizar medições de distância de interdise de alta precisão usando a transferência de energia de ressonância de Förster (FRET) no nível de molécula única no modo de detecção de fluorescência multiparâmetro (MFD). O MFD maximiza o uso de todas as "dimensões" da fluorescência para reduzir os artefatos fotofísicos e experimentais e permite a medição da distância interdye com uma precisão de até 1 Å em biomoléculas rígidas. Este m�odo foi utilizado para identificar tr� estados conformacionais do dom�io de liga�o ao ligando do receptor N-metil-D-aspartato (NMDA) para explicar a activa�o do receptor ap� liga�o ao ligando. Ao comparar as estruturas cristalográficas conhecidas com medidas experimentais, concordaram em menos de 3 Å para biomoléculas mais dinâmicas. Recolher um conjunto de restrições de distância que cobre toda a dimensionalidade das biomoléculas tornaria possível fornecer um modelo estrutural de biomolécula dinâmicaEs.

Introduction

Um objetivo fundamental dos estudos de biologia estrutural é desvendar a relação entre a estrutura ea função das máquinas biomoleculares. A primeira impressão visual de biomoléculas ( por exemplo, proteínas e ácidos nucleicos) ocorreu na década de 1950 através do desenvolvimento de cristalografia de raios X 1 , 2 . A cristalografia de raios-X fornece informações estruturais estáticas de alta resolução restritas pela embalagem de cristal. Portanto, a imobilidade inerente dos modelos estruturais de raios X evita a natureza dinâmica das biomoléculas, um fator que afeta a maioria das funções biológicas 3 , 4 , 5 . A ressonância magnética nuclear (RMN) 6 , 7 , 8 proporcionou uma solução alternativa ao problema resolvendo modelos estruturais em soluções aquosas. Uma grande vantagemDe RMN é a sua capacidade de recuperar a natureza dinâmica intrínseca de biomoléculas e conjuntos conformacionais, o que ajuda a esclarecer as relações intrínsecas entre estrutura, dinâmica e função 3 , 4 , 5 . No entanto, a RMN, limitada pelo tamanho da amostra e grandes quantidades de amostra, requer estratégias de rotulagem complexas para sistemas maiores. Portanto, há uma necessidade premente de desenvolver métodos alternativos na biologia estrutural.

Historicamente, a transferência de energia de ressonância de Förster (FRET) 9 não assumiu um papel importante na biologia estrutural devido ao equívoco de que o FRET fornece medições de distância de baixa precisão. O objetivo deste protocolo é revisar a capacidade do FRET de determinar distâncias na escala nanométrica, de tal forma que essas distâncias possam ser utilizadas na construção de modelos estruturais de biomoléculas. O primeiro verificador experimentalA dependência da dependência de R - 6 com a eficiência de FRET foi feita por Stryer em 196710, medindo poliprolinas de vários comprimentos como uma "régua espectroscópica". Um experimento semelhante foi realizado no nível de molécula única em 2005 11 . As moléculas de poliprolina revelaram-se não ideais e, assim, as moléculas de DNA de cadeia dupla foram utilizadas mais tarde 12 . Isto abriu a janela para medidas de distância precisas ea idéia de usar FRET para identificar propriedades estruturais de biomoléculas.

FRET é óptima quando a distância interdyte varia de ~ 0,6-1,3 R 0 , onde R 0 é a distância de Förster. Para os fluoróforos típicos utilizados em experiências FRET de molécula única, R0 é ~ 50 Å. Tipicamente, FRET oferece muitas vantagens sobre outros métodos na sua capacidade de resolver e diferenciar as estruturas e dinâmicas emHeterogêneos: (i) Devido à sensibilidade final da fluorescência, as experiências FRET de uma única molécula 13 , 14 , 15 , 16 podem resolver conjuntos heterogêneos contando diretamente e caracterizando simultaneamente as estruturas de seus membros individuais. (Ii) Vias de reação complexas podem ser decifradas diretamente em estudos FRET de molécula única, porque não é necessária sincronização de um conjunto. (Iii) FRET pode acessar uma ampla gama de domínios temporais que abrangem mais de 10 décadas no tempo, cobrindo uma ampla variedade de dinâmicas biologicamente relevantes. (Iv) Experiências de FRET podem ser realizadas em quaisquer condições de solução, in vitro e in vivo . A combinação de FRET com microscopia de fluorescência permite o estudo de estruturas moleculares e interações diretamente em células vivas 15 , 16 , Sup> 17 , 18 , 19 , mesmo com alta precisão 20 . (V) FRET pode ser aplicado a sistemas de praticamente qualquer tamanho ( por exemplo, oligómeros de poliprolina 21 , 22 , 23 , 24 , Hsp90 25 , transcriptase reversa de HIV 26 e ribossomas 27 ). (Vi) Finalmente, uma rede de distâncias que contém toda a dimensionalidade de biomoléculas poderia ser usada para derivar modelos estruturais de moléculas estáticas ou dinâmicas 18 , 28 , 29 , 30 , 31 , 32 , 33 , 34 ,Ref "> 35 , 36 , 37 .

Portanto, a espectroscopia FRET de molécula única pode ser usada para derivar distâncias que são precisas o suficiente para serem usadas para modelagem estrutural restrita à distância 26 . Isto é possível tirando proveito da detecção de fluorescência multiparâmetro 28 , 38 , 39 , 40 , 41 , 42 , que utiliza oito dimensões de informação de fluorescência ( isto é, espectro de excitação, espectro de fluorescência, anisotropia, tempo de vida de fluorescência, rendimento quântico de fluorescência, O tempo macroscópico, as intensidades de fluorescência e a distância entre fluoróforos) para proporcionar precisão e precisão de restrições de distância. Adicionalmente, a excitação intercalada pulsada (PIE) é combinada com MFD(PIE-MFD) 42 para monitorizar a fluorescência do receptor de excitação directo e para seleccionar eventos de molécula única resultantes de amostras contendo uma estequiometria de um dador para um aceitador de 1: 1. Uma configuração PIE-MFD típica usa laser de excitação intercalado de dois impulsos conectado a um corpo de microscópio confocal, onde a detecção de fótons é dividida em quatro canais diferentes em diferentes janelas espectrales e características de polarização. Mais detalhes podem ser encontrados na Figura 1 .

É importante notar que o FRET deve ser combinado com métodos computacionais para obter modelos estruturais de tipo atomístico que sejam consistentes com os resultados do FRET 26 , 30 . Não é o objetivo do presente protocolo examinar a metodologia associada para construir modelos estruturais com distâncias derivadas de FRET. No entanto, estas abordagens foram aplicadas em combinação com outras técnicas ( por exemplo, dispersão de raios-X de ângulo pequenoOu ressonância paramagnética eletrônica), dando origem ao campo da biologia estrutural integrativa 43 , 44 , 45 , 46 . O objetivo atual é abrir caminho para a FRET como ferramenta quantitativa na biologia estrutural. Como exemplo, esta metodologia foi utilizada para identificar três estados conformacionais no domínio de ligação ao ligando (LBD) do receptor N-metil-D-aspartato (NMDA). O objetivo final é superar as limitações acima mencionadas e trazer FRET entre os métodos integradores utilizados para a determinação estrutural de biomoléculas, proporcionando distâncias medidas com alta precisão.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Preparação de tampão de PBS e tratamento de câmara

NOTA: Use um revestimento de laboratório e luvas descartáveis ​​ao realizar experimentos químicos úmidos. Use proteção para os olhos quando alinhar o laser.

  1. Preparação tampão PBS
    1. Dissolver 4,5 g de Na2HPO4, 0,44 g de NaH2PO4 e 3,5 g de NaCl em 400 mL de água destilada. Assegurar um pH de 7,5 e esterilizar a solução por autoclave num ciclo de líquido durante 1 h (dependendo do sistema de autoclave).
    2. Tomar 15 mL da solução de PBS e misturá-la com 0,1 g de carvão. Filtrar a mistura usando um filtro de seringa normal de 20 mL com um tamanho de poro de 0,2 μm . Selar e armazenar o tampão PBS à temperatura ambiente.
  2. Microscópio câmara de tratamento de cobertura de vidro
    1. Adicionar 500 μL de água destilada e 5 μL de surfactante não-iónico polissorbato 20 (ver Lista de Materiais)Para um sistema de vidro de cobertura em câmara (consulte a lista de materiais) e misture bem. Deixe molho durante 30 min. Remover a solução de polissorbato 20 e lavar a câmara com água destilada duas vezes. Deixe secar.
      NOTA: A câmara está agora pronta a ser utilizada.

2. Preparação da amostra de ADN

OBSERVAÇÃO: Use as fitas de DNA rotuladas projetadas (veja a Lista de Materiais) para a criação de amostras padrão de ADN de cadeia dupla (dsDNA). Oligos projetados não devem ter corantes na extremidade de um polímero, a fim de evitar artefatos que podem comprometer a distância determinada. A sequência de DNA deve ser escolhida para se comportar como um corpo rígido.

  1. Adicionar 1,5 μL de uma cadeia de ADN marcada com dador e 4,5 μL de uma cadeia de ADN complementar (aceitável ou não marcada) num tubo de microcentrífuga e misturá-los com 24 μL de água livre de nuclease.
    NOTA: Dependendo da mistura dos oligonucleótidos seleccionados, serão geradas as seguintes amostras: não-FRET, loW-FRET, ou dsDNAs de alta FRET.
  2. Hibridizar o ADN utilizando um misturador térmico e o seguinte processo: 95 ° C durante 10 min, 90 ° C durante 10 min, 80 ° C durante 10 min, 70 ° C durante 10 min, 60 ° C durante 10 min, 50 ° C Durante 10 min, 40 ° C durante 10 min, 30 ° C durante 10 min, 20 ° C durante 10 min, 10 ° C durante 10 min e mantendo-se a 5 ° C.
    NOTA: Os padrões de dsDNA gerados podem ser mantidos em um freezer de -20 ° C para armazenamento de longo prazo ou podem ser usados ​​imediatamente.

3. Preparação de amostras de proteínas

Nota: Começando com ADN recombinante para a expressão da proteína de interesse em sistemas bacterianos, é possível mutar os resíduos a partir dos quais as distâncias devem ser medidas em cisteínas. Para isso, use técnicas padrão de mutagênese dirigida ao local 47 . Para facilitar a purificação da proteína, clonar o ADN recombinante e mutado num vector contendo um marcador de purificação ( por exemplo,Uma His-tag). Utilizou-se o domínio de ligação ao ligando da subunidade 1 de glutamato (LBD) do receptor ionotrópico de glutamato NMDA (GluN1) LBD ( isto é, NMDA GluN1 LBD clonado no vector pET-22b (+)).

  1. Expressão proteica
    1. Transforme o plasm�eo de ADN de constru�o no sistema de express� de escolha 48 .
      NOTA: Os passos seguintes pressupõem que a expressão de uma proteína solúvel é transformada em Escherichia coli . É também possível a purificação de, por exemplo, células de mamífero transfectadas 49 ou células de insecto transduzidas 50 , e podem ser encontradas pormenorizadas etapas em outros locais. Assegurar que a estirpe de E. coli seleccionada é apropriada para a proteína de interesse. Por exemplo, a expressão de proteínas que contêm pontes dissulfureto requer uma estirpe de células competentes com um compartimento intracelular menos redutor (ver a Lista de Materiais).
    2. Inocular um iniciador <Em> E. Coli utilizando uma ponta de pipeta estéril para recolher uma única colónia transformada 48 . Colocar em 100 mL de meio LB selectivo (ver lista de materiais) e deixar crescer a cultura durante a noite a 37 ° C.
    3. Prepare o caldo LB (veja a Lista de Materiais). Autoclave para esterilizar.
    4. Inocular culturas em grande escala de E. coli transformada adicionando a cultura durante a noite a 2 L de meio LB selectivo numa proporção de 1: 500.
    5. Durante as próximas horas, avalie o crescimento da cultura monitorizando as leituras de absorvância (Abs) da cultura a 600 nm, às vezes referida como a densidade óptica a 600 nm (OD 600 ), ou usando um medidor de densidade celular. Note que as leituras aumentam ao longo do tempo.
    6. Induzir a expressão da proteína com uma concentração final de 0,5 mM de isopropil-p-d-1-tiogalactopiranósido (IPTG) quando a cultura atinge uma DO600 de 0,7. Agitou-se E. coli induzida a 20 ° C durante 20-24 h.
    7. Após a indução da proteína, sedimentar a E. coli por centrifugação durante 20 min a 3000 xg e 4 ° C. Descartar o sobrenadante e armazenar o sedimento de E. coli contendo a proteína intracelular a -80 ° C até à sua utilização.
  2. Purificação de proteínas
    1. Lyse E. coli utilizando um método de lise de escolha ( por exemplo, sonicação, prensa francesa, cavitação com azoto, etc. ) 51 .
    2. Girar a membrana e detritos celulares por centrifugação do lisado durante 1 h a 185.000 xg e 4 ° C.
    3. Para uma proteína marcada com His, carregue o sobrenadante numa coluna de cromatografia de afinidade de metal imobilizada (IMAC), equilibrada, carregada com níquel, utilizando um sistema de cromatografia líquida de proteína rápida (FPLC) (ver Tabela de Materiais ) 52 .
      NOTA: tampão de equilíbrio para o NMDA GluN1 LBD: NaCl 200 mM, Tris 20 mM e Glicina 1 mM, pH 8. Tampão de eluição para NMDA GluN1 LBD: NaCl 200 mM, Tris 20 mM, Glicina 1 mM e Imidazole 400 mM, pH 8.
      1. Lavar a coluna IMAC com tampão contendo uma pequena quantidade (~ 12 mM) de imidazole.
      2. Eluir a proteína da coluna IMAC utilizando um gradiente linear de imidazole de 12 mM a 400 mM.
    4. Dializar a proteína durante a noite em tampão de equilíbrio sem imidazol 53 colocando o eluído do passo 3.2.3.2 no tubo de diálise e submergindo-o no tampão de equilíbrio sob agitação contínua durante 2-3 horas. Repita pelo menos mais uma vez.
      NOTA: Os passos 3.2.3-3.2.6 assumem a purificação de uma proteína marcada com His. Se purificar através de algum outro método, ajustar o protocolo em conformidade.
    5. Quantificar a quantidade de proteína tomando a absorvância a 280 nm da proteína dialisada e usando a Lei de Beer ( unidade de Absorção = ε L c , onde ε É o coeficiente de extinção (M -1 cm -1), Que pode ser obtido aqui 54 ; L é o comprimento do caminho da luz (cm); E c é a concentração de proteína (M)).
      NOTA: Est� dispon�eis v�ios ensaios de quantifica�o de prote�as, incluindo o ensaio de Bradford e o ensaio com �ido bicinchon�ico. Ambos fornecem resultados precisos.
  3. Rotulagem de proteínas
    1. Adicionam-se fluoróforos doadores (corante verde ciano maleimida) e aceitáveis ​​(corante vermelhos reactivos de maleimida) à proteína purificada a uma razão molar proteína: dador: aceitador 1: 1: 8.
    2. Incubar a proteína e a mistura de fluoróforo em gelo durante 30 min. São possíveis tempos de incubação mais longos.
    3. Embalar uma coluna de 0,5 mL de Ni-Nitrilotriacético (Ni-NTA) agarose (ver Lista de Materiais) e equilibrá-la utilizando o mesmo tampão de equilíbrio que no passo 3.2.3 enquanto a proteína está a incubar.
      NOTA: Manter a quantidade de proteína carregada de acordo com a capacidade de ligação da resina.
    4. Após os 30 minCuba�o, carregar a mistura de prote�a / fluor�oro na coluna preparada no passo 3.3.3 e purificar por fluxo de gravidade.
    5. Lavar o excesso de fluoróforo com 5 mL de tampão de equilíbrio.
    6. Eluir a proteína marcada por gravidade a partir da coluna quatro vezes com 0,5 mL de tampão de eluição. Uma vez que a proteína já foi purificada a partir de outras proteínas, não é necessário gradiente.
    7. Verificar cada eluato com um espectrómetro UV-Vis para identificar qual fracção contém a proteína marcada. Digitalizar a absorvância de 230-700 nm para poder assegurar que os picos de absorvância da proteína (280 nm) e cada fluoróforo (493 nm para o fluoróforo ciano-verde e 651 nm para o fluoróforo vermelho distante) são visíveis na Eluente.
      NOTA: Tipicamente, a proteína será eluída na fracção 2.
    8. Equilibrar uma coluna de dessalinização (ver Tabela de Materiais ) com PBS tratado com carvão (passo 1.1).
    9. Coloque a proteína marcada na coluna de dessalinização por fluxo de gravidade.
      NOTA: Manter a quantidade de proteína carregada de acordo com a capacidade da coluna de dessalinização seleccionada 55 .
    10. Eluir utilizando 3,5 mL de PBS tratado com carvão por fluxo de gravidade e recolher 0,5 mL de fracções do eluído.
    11. Utilizar um espectrómetro UV-Vis para varrer a absorvância de cada eluído de 230-700 nm para identificar qual fracção contém a proteína marcada.
      NOTA: Os passos 3.3.8-3.3.11 servem basicamente como um passo de troca de buffer. Outros protocolos que servem para este fim também são possíveis ( eg, diálise extensa). Alternativamente, pode-se ir direto para o passo 3.3.8 da etapa 3.3.2.

4. Medições Necessárias em Ensemble Condições (em Cuvete)

  1. Determinação da constante de Förster
    1. Scan f D , a emissão de fluorescência do fluoróforo (cps), num fluorímetro, excitando o doador a 15 nm para o seu comprimento de onda máximo de absorvência para obter o em completoEspectro de emissão. Monitorizar a emissão começando 5 nm após o comprimento de onda de excitação e terminando 150 nm mais tarde. Use as condições de ângulo mágico ajustando o polarizador de emissão para 54,7 ° E os polarizadores de excitação para 0 ° 56 .
      NOTA: Para o fluoróforo dador utilizado aqui, o Abs máximo ocorre a 490 nm; 475 nm é utilizado como o comprimento de onda de excitação, e a emissão de 480-650 nm é monitorizada. Para o aceitador, o Abs máximo ocorre a 645 nm; 630 nm é utilizado para o comprimento de onda de excitação, e a emissão de 635-735 nm é monitorizada.
    2. Use o fluorímetro para realizar uma varredura de excitação do fluoróforo aceitador (Abs A ) variando de 400-700 nm e usar condições de ângulo mágico ajustando o polarizador de emissão para 54,7 ° E os polarizadores de excitação para 0 ° 56 . Definir o monocromador de emissão para 15 nm após o comprimento de onda de emissão máxima. Normalize para o máximo de excitaçãoTação.
    3. Em tabelas publicadas, localize o coeficiente de extinção do aceitador, ε A (M -1 cm -1 ) 56 , ou valores de uso fornecidos pelo fabricante.
      NOTA: O valor publicado para o fluoróforo aceitador usado neste manuscrito é ε A647 = 270.000 cm -1 M -1 56 .
    4. Calcule a sobreposição espectral usando J = Σf D · (Abs A · ε A ) · λ 4 , onde f D , Abs A e ε A foram definidos acima de λ e é o comprimento de onda (nm). Use uma planilha para listar em colunas todos os valores dependentes do comprimento de onda obtidos nos passos 4.1.1-4.1.3. Alinhe-os de acordo com o comprimento de onda. Realizar a soma a partir do comprimento de onda mínimo da emissão do dador (λ min ) até ao comprimento de onda máximo da absorção do aceitadorE (Xmax).
    5. Calcula-se a constante de Förster (R o ) utilizando a seguinte fórmula R o 6 = 8,79 x 10 -5 · J · κ 2 · Φ F, D · n -4 , em que J é a sobreposição espectral previamente calculada no passo 4.1.4, K 2 É o fator de orientação, ΦF , D É o rendimento quântico de fluorescência do fluoróforo dador, e n é o índice de refracção do meio no qual o fluoróforo está situado.
      NOTA: Utilizar n = 1,33 (se for utilizado tampão aquoso) e κ 2 = 2/3.
    6. Localize o valor de rendimento quântico do fluoróforo dador (ΦF , D , Dependente do ambiente) em tabelas publicadas (ver Referência 57) e utilizar o valor da sobreposição espectral obtida no passo 4.1.4 para calcular o valor final da constante de Förster utilizando a equaçãoDo passo 4.1.5.
      NOTA: Se o rendimento quântico não estiver disponível, siga o passo 4.2, abaixo, para o calcular. Neste caso, use ΦF , D = 0,8, o que corresponde a uma vida útil do doador τD , r = 4,0 ns.
  2. Determinação do rendimento quântico de fluorescência
    Observação: O procedimento a seguir assume apenas quenching dinâmico. Para considerar a extinção estática, consulte a Referência 56. No entanto, os experimentos PIE-MFD também são úteis na determinação do rendimento quântico, mesmo no caso de extinção estática (ver os Resultados).
    1. Seleccione um fluoróforo de referência com perfis de absorção e de emissão semelhantes para os fluoróforos aceitadores e doadores para os quais o rendimento quântico (Φ r ) foi determinado.
      NOTA: Para o doador, Φ r = 0.8 e τ r = 4 ns, enquanto que para o aceitador, Φ r = 0.32 e τ r = 1.17 ns, WQue correspondem ao Φ r e τ r para o fluoróforo verde-ciano e oligonucleótidos rotulados com fluoróforo vermelho, respectivamente 57 .
    2. Medir a decomposição de fluorescência resolvida no tempo (f (t)) utilizando o método de contagem de um único fotão (TCSPC) correlacionado no tempo em condições de ângulo mágico.
    3. Ajustar o decaimento da fluorescência com uma função de decaimento mono- ou multi-exponencial na forma de f (t) = Σ i x i e -t / τ i , onde x i É a fração da população e τ i É a vida da fluorescência da população.
    4. Calcular as vidas médias da espécie, <τ> x = Σx i τ i , Onde x i É a fração da população e τ i É a vida da fluorescência da população.
    5. UseE fórmula Φ F, D = <τ D > x * Φ r / τ r Para calcular o rendimento quântico de fluorescência do fluoróforo dador, ligando o tempo de vida de fluorescência e o rendimento quântico da referência, bem como a vida de fluorescência do fluoróforo dador.
      Observação: Este método assume dinâmico quenching. Para outras determinações ΦF, D , siga Lakowicz 56 .

5. Alinhamento da Experiência para Detecção de Molécula Única de PIE-MFD (SMD)

NOTA: É melhor desligar as luzes ao fazer medições.

  1. Ajuste do equipamento (Figura 1)
    NOTA: Para esta experiência é utilizada uma configuração MFD construída em casa ilustrada na Figura 1 , com dois lasers pulsados ​​e 4 canais de detecção num corpo de microscópio invertido. Existem sistemas comerciais semelhantes.
    1. Ligue os lasers 485-nm e 640-nm e todos os detectores da configuração MFD. Abra o software que controla a aquisição TCSPC e lasers. Certifique-se de que a taxa de repetição do laser é de 40 MHz.
    2. Definir a potência do laser pulsado de 485 nm a 60 μW num plano de imagem do objectivo de imersão em água de 60X1,2 NA e a potência do laser pulsado de 640 nm a 23 μW no modo de excitação intercalada por impulsos (PIE-MFD) 42 .
      NOTA: Para definir PIE-MFD, os dois pulsos de laser estão atrasados ​​no software do controlador de laser. Para a excitação do laser de 485 nm, os canais TCSPC de detecção (canais TAC) são 1-12.499 (canal "prompt"). Para a excitação do laser de 640 nm, os canais TCSPC de detecção (canais TAC) são 12.499-50.000 (canal de "atraso").
    3. Adicionar líquido de imersão objetiva (uma gota de água duplamente destilada) entre a lente objetiva do microscópio e uma lâmina de vidro de cobertura. Para garantir que o plano de imagem está dentro da solução e longe do vidro surfaGire o botão de ajuste uma vez e meia depois de encontrar o segundo ponto focal brilhante devido à reflexão dos lasers na interface vidro-líquido.
    4. Adicionar 1 μL de Rhodamine 100 nM 110 a 50 μL de água destilada para o centro do vidro de cobertura. Certifique-se de que a solução também está no centro do objetivo do microscópio.
    5. Ajuste as posições pinhole (tamanho: 70 μm) (direção x e y uma de cada vez) enquanto monitoriza a taxa de contagem de fótons no software de aquisição para maximizar o número de fótons detectados.
  2. Medição padrão SMD (trabalho em um quarto escuro)
    1. Use o exemplo da etapa 5.1.4 e registre 120 s da taxa de contagem clicando no botão "Iniciar" no painel de controle resolvido com tempo etiquetado (TTTR) no formato "* .ht3" 58 no software de aquisição.
    2. Calcular a espectroscopia de correlação de fluorescência offline (FCS) 59 , </ Sup> 60 , 61 ( ie, medição FCS) para determinar o tempo característico de difusão, o número de moléculas no volume confocal, a cinética do estado triplete eo brilho molecular 62 .
      1. Abra o software para FCS (Kristine, MFD suite). Selecione as configurações experimentais clicando em "Opções" -> "Selecionar Configurar". Selecione um arquivo com configurações experimentais semelhantes e clique em "get parameters from file" para ler as informações de cabeçalho no arquivo.
      2. Selecione "Operate" -> "Correlate" para executar FCS.
        NOTA: Certifique-se de que os números de canal estão devidamente especificados e de que o "TAC Gate" (canais TCSPC) é verificado para seleccionar em conformidade os canais de aviso ou atraso.
      3. Selecione "Operar" -> "Ajuste Global de Curvas de Correlação" para abrir a rotina de ajuste. Use a "equação # 24" noE e clique em "iniciar".
        NOTA: A equação # 24 no software descreve a função de autocorrelação ( G c ) de moléculas fluorescentes de difusão livre sobre um perfil de iluminação gaussiano tridimensional, tal como 61 :
        Equação 36
        Onde N é o número médio de moléculas no volume de detecção, x T é a fração de moléculas que exercem a cinética de triplete com o tempo característico t T , t c , é o tempo de correlação, t diff é o tempo de difusão relacionado à geometria Parâmetro ω , e ω descreve o perfil de iluminação gaussiano. Após o ajuste, tome nota do tempo de difusão e do número de moléculas no volume confocal.
    3. Adicionar 10 μL de Rhodamine 101 100 nM a 50 μL de solução destiladaÁgua e misture bem. Coloque esta mistura sobre a tampa do vidro e certifique-se de que a gota está no centro da lente de objetivo. Clique no botão "Iniciar" no painel de controle TTTR para gravar 120 s de dados no formato TTTR.
    4. Adicionar 1 μL de 100 nM de fluoróforo far-vermelho em 50 μL de água destilada e misturar bem. Coloque esta mistura no centro da lente objetiva. Clique no botão "Iniciar" e gravar 120 s de dados em formato TTTR.
    5. Coloque 50 μL de água destilada no centro da lente objetiva. Clique no botão "Iniciar" e gravar 300 s de dados em formato TTTR.
    6. Colocar 50 μL de tampão PBS no centro da lente objetiva. Clique no botão "Iniciar" e gravar 300 s de dados em formato TTTR.
    7. Tomar 1 μL da mistura do passo 5.1.4 e misturar com 50 μL de água destilada. Coloque esta mistura sobre a tampa de vidro. Primeiro, clique no botão "Iniciar" e coletar 10 s de dados no modo TTTR. Em seguida, analise o TTTR usando o software de análise de vida de fluorescência de integração (BIFL) Burst (Paris, suite MFD), conforme descrito no passo 5.3.
      NOTA: Verifique o número de rajadas por segundo a partir do software de seleção e análise de rajadas 26 , 61 . Se o nível de rebentamento estiver em torno de 35 a cada 10 s, é apropriado para a medição de uma única molécula.
    8. Continue a registrar a taxa de contagem em formato TTTR por 1,5 h ( ou seja, TCSPC na SMD) para tratar como um padrão de medição de uma única molécula.
      Observação: devido ao tamanho de arquivo grande, dividir arquivos "* .ht3" raw em arquivos de menor tamanho para carregar e processar usando BIFL.
  3. Análise de amostras padrão utilizando BIFL
    1. Abra o software BIFL (Paris).
    2. Selecione a configuração para PIE na janela pop-up automática "Confirmar configuração" e leia o cabeçalho selecionando o arquivo com configurações experimentais semelhantes. Clique em "get parameters fromM ". Clique em" OK ". Note que a janela pop-up fecha e está integrada no front-end de Paris. Clique em" OK "em" Next ".
    3. Escolha os arquivos a analisar clicando em "Selecionar" em "Matriz de caminho de dados" para selecionar a medida a ser analisada.
      1. Clique em "Green scatter" (para uma medição de água), "Green BG" (para uma medição de tampão), "Green thick" (para uma medição de Rhodamine 110 2nM), "Red scatter" (para uma medição de água) Red BG "(para uma medição de tampão ou água)," Red thick "(para uma medição de Rhodamine 101 de 20 nM)," Yellow scatter "(para uma medição de água)," Yellow BG "(para uma medição de tampão) e "Amarelo Grosso" (para uma medida de fluoróforo far-vermelho de 2 nM).
      2. Clique em "OK" em "Avançar".
        NOTA: O canal "Verde" corresponde ao sinal dos detectores verdes nos canais TCSPC "prompt". o4 "Vermelho" corresponde ao sinal dos detectores vermelhos nos canais TCSCP "prompt" O canal "Amarelo" corresponde ao sinal dos detectores vermelhos nos canais TCSPC de atraso.
    4. Clique em "Ajustar" ao lado de "Corte de dados Burstwise" para ajustar os parâmetros de seleção de uma única molécula. Na nova janela pop-up, selecione eventos de molécula única com dois desvios padrão do tempo médio de chegada de interphoton ("dt"), alterando o tempo de chegada de interphoton sob "Threshold" e o número mínimo de fótons por evento de molécula única em "min -benzóico. Clique em "Voltar" para fechar a janela pop-up. Clique em "OK" em "Avançar".
      NOTA: O limite, em unidades ms, depende da taxa de contagem de segundo plano. O número mínimo típico de fótons utilizado é 60.
    5. Ajustar o tempo de vida da fluorescência inicial "Parâmetros de ajuste de cor" ( por exemplo , de, para e convolução) para a geraçãoD parâmetros de decaimento da fluorescência nas cores "Verde", "Vermelho" e "Amarelo". Na mesma janela, ajuste os valores "de" e "para" para "Prompt" e "Delay". Clique em "Voltar" para fechar a janela pop-up. Clique em "OK" em "Avançar".
      NOTA: Certifique-se de que a caixa de seleção de excitação de duas cores esteja selecionada. "De" e "para" correspondem às caixas inicial e final no histograma de decaimento de fluorescência (número de canal TAC). Se os parâmetros de ajuste inicial forem selecionados corretamente, uma função de ajuste é adicionada aos decaimentos de fluorescência em cada canal.
    6. Selecione o local no disco rígido para o qual salvar todos os arquivos ASCII processados ​​em uma pasta pai.
      NOTA: Paris processa todos os bursts selecionados e cria vários arquivos de saída ascii do que pode ser usado por outros programas para visualização ( por exemplo, Margarita MFD suite).

6. Padrões dsDNA e Sample MeasReforços

  1. Adicionar 500 μL de tampão PBS a um vidro de cobertura em câmara e colocar uma gota de água destilada entre a câmara ea objectiva. Clique no botão "Iniciar" no pedal de controle e coletar 5 min de dados no modo TTTR para usar para análise.
  2. Tome uma pequena quantidade (geralmente cerca de 0,1 μL, concentração de cerca de 1 μM) de padrão de dsDNA, adicione-o ao tampão PBS e misture bem. Primeiro, colete 10 s de dados clicando em "Iniciar". Em seguida, verifique a explosão para obter 35 rajadas por 10 s (como nos passos 5.2.7 e 5.3). Finalmente, colete> 2 h de dados em formato TTTR, conforme descrito acima.
  3. Analisar os dados recolhidos para as amostras de dsDNA, como no passo 5.3.3.
  4. Visualize os histogramas de ruptura usando o conjunto MFD (Margarita) e exiba a eficiência de FRET versus <τ D (A) > f ou o F D / F A versus <τ D (A) > f .
    1. AbertoEle Margarita software e selecione "Arquivo" -> "Importar todos *. 4 e *. MTI arquivos." Selecione a pasta pai contendo várias subpastas.
    2. Selecione os parâmetros a visualizar clicando ao lado de "X" (abscissa) de um dos parâmetros derivados de Paris ( por exemplo, tau verde ou <τ D (A) > f ); Similarmente, repita isto para a ordenada "Y" para selecionar o parâmetro desejado para visualizar ( eg, eficiência de FRET, F D / F A ou S PIE PIE).
      NOTA: Nesse caso, FRET eficiência, F D / F A ou S PIE corrigir taxa de contagem de fundo adequada nos canais verde, vermelho e amarelo; Para rendimentos quânticos do dador e aceitador; Para o rácio de eficiência de detecção (g G / g R ); E para crosstalk (α). Aqui, g G / g R = 3,7 e α = 0,017, dependendo apenas do instrumento. Taxas de contagem de antecedentesDependem do tampão usado, e os valores de rendimento quântico são previamente determinados.
    3. Adicione uma linha FRET abrindo a janela "Overlay Equation" clicando em "Display" -> "Overlay Equation". Selecione a linha FRET estática no menu pop-up. Selecione os tempos de vida do doador e os parâmetros de rendimento quântico adequados para gerar a linha FRET adequada.
      NOTA: As linhas FRET para correlação de vários indicadores FRET podem ser geradas.
  5. Determine o fator de correção para a excitação do aceitador pela fonte de excitação do doador (β) usando o parâmetro de estequiometria exibindo a eficiência de FRET versus estequiometria (S PIE ) em Margarita (Equação 1, abaixo).
    NOTA: P é escolhido de tal modo que a amostra do dador tenha um pico em S PIE = 1,0 na escala de estequiometria; A amostra apenas aceitadora deve ter uma estequiometria de S PIE = 0,0, e o dsDNA com ambos os rótulos deve ter uma estequiometria de S PIE ~ 0,5 <Br /> NOTA: O instrumento está agora pronto, e é possível medir amostras marcadas com FRET.
  6. Medir e analisar as amostras marcadas com FRET preparadas na secção 3 seguindo os passos 6.3-6.4.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Em experiências típicas de smFRET utilizando uma configuração MFD (linhas de laser: 485 nm a 60 μW e 640 nm a 23 μW, secção 5.1), a amostra de fluorescência é diluída para uma concentração de baixo-picomolar (10-12M = 1 pM) e colocada Em um microscópio confocal, onde um pulso de laser de sub-nanossegundo excita moléculas marcadas que se difundem livremente através de um volume de excitação. Um volume confocal típico é <4 femtolitros (fL). Em concentrações tão baixas, apenas moléculas únicas são detectadas uma de cada vez. A fluorescência emitida a partir das moléculas marcadas é recolhida através do objectivo e é filtrada espacialmente utilizando um pinhole. Esta etapa define um volume de detecção confocal eficaz. Em seguida, o sinal é dividido em componentes paralelos e perpendiculares em duas (ou mais) janelas espectrais diferentes ( por exemplo, "verde" e "vermelho"). Cada canal de detector de fótons é então acoplado à contagem de fóton único correlacionada no tempo (TCSPC) Eletrônica para registro de dados ( Figura 1 ).

Depois de seguir a calibração da configuração MFD, pode ser iniciado um procedimento resumido na Tabela 1 (passos 5-6), medição dos padrões dsDNA. Em seguida, o PIE-MFD é utilizado para analisar múltiplos parâmetros, tais como macro-tempo médio, tempo de vida da fluorescência, anisotropia integrada ao estouro, relação do sinal em verde sobre o sinal em vermelho, D ), duração da ruptura no canal retardado (T R | A ), e outros 65 , 66 ( Figura 2 ). Importante nesta análise é o parâmetro de estequiometria ( S PIE ), definido como:

Equação 45

Onde F G | D = F D , F R | D = F A , e F R | UMA São intensidades de fluorescência corrigidas de fundo 63 . Por exemplo, F G | D = I G | D - < B G >, Onde I G | D É a intensidade detectada no canal verde do doador e < B G > É a taxa de contagem média de fundo no canal verde. Correcções semelhantes são feitas para a fluorescência do aceitador pela excitação direta do aceitador ( F R | A ) e pela emissão sensibilizada do aceitador ( F R | D ). Na Equação 1, α é o fator de correção para doador-fluoRessonância no canal aceitador; Β é o factor de correcção para a excitação do aceitador pela fonte de excitação do dador; E γ , onde

Equação 56

É uma função dos rendimentos quânticos do dador e do aceitador, ΦF , D E F, A , Respectivamente, e das eficiências de detecção nos detectores verde e vermelho, g G e g R. Usando S PIE , é possível calibrar os fatores instrumentais apropriados, tais como α, β e γ , para satisfazer S PIE = 1 para a amostra marcada somente para doador, S PIE = 0 para a amostra apenas aceitadora e S PIE = 0,5 para a amostra FRET. Em alternativa,É possível usar:

Equação 59

Para derivar o rendimento quântico de uma segunda amostra, dado que o rendimento quântico de uma amostra ( Equação 60 ) É conhecida e que a Equação 61 e Equação 62 São determinados a partir da experiência PIE-MFD. Neste caso, assume-se que o rendimento quântico do dsDNA de alta FRET é de 0,32 e é determinado o rendimento quântico do dsDNA de baixa FRET. A razão para fazer este procedimento é porque foi observado que o S PIE é diferente tanto para baixa FRET e FRET alta amostras, embora ambos têm um doador no mesmo local e apenas um aceitador, mas a diffEm locais diferentes. Após a determinação do rendimento quântico adequado das amostras padrão, conforme descrito na Equação (3), a eficiência FRET ( E ) versus < τ D ( A ) > f E F D / F A versus < τ D ( A ) > f representações são usadas para avaliação posterior. A relação paramétrica entre a eficiência de FRET ( E estática ), F D / F A e < τ D ( A ) > f É descrita pelo seguinte conjunto de equações (Equação 4):

Equação 63

Equação 64

Aqui, F D | D é a fluorescência do dador detectada no canal dador ou verde; F A | D É a emissão sensibilizada pelo aceitador; Equação 67 É a vida de fluorescência do dador na ausência do aceitador; E < τ D ( A ) > x É a vida média da espécie, que está relacionada com a vida média de fluorescência por um polinómio empírico Equação 69 56 , 57 . Estas equações são conhecidas como as linhas FRET estáticas 57 , 67 porque as linhas devem cruzar ambas as populações igualmente bem, na ausência deF dinâmica ( Figura 3 ).

A última é a análise dos histogramas de eficiência de FRET ( Figura 4 ) usando análise de distribuição de probabilidade (PDA) para as duas amostras dsDNA 68 , 69 . PDA tem sido usado para modelar os histogramas smFRET com alta precisão 57 . As informações de espécies únicas ou multi-estáticas podem ser obtidas a partir de um único histograma. Depois de ajustar a forma da distribuição esperada aos dados experimentais obtidos, a distância entre o doador e o aceitador pode ser revelada. Em resumo, a eficiência de FRET, ou distribuições de F D / F A , é calculada primeiro obtendo-se a probabilidade de observar uma certa combinação de fótons coletados nos canais de detecção "verde" ( G ) e "vermelho" ( R ) Dado um certo tempo-vento Ow; Use a Equação 5:

Equação 71

Aqui, a distribuição de intensidade de fluorescência P ( F ) é obtida a partir da distribuição de intensidade de sinal total P ( S ), assumindo que os sinais de fundo B G e B R são distribuídos de acordo com as distribuições de Poisson, P ( B G ) e P ( B R ), com intensidades de contagem média de fundo conhecidas, < B G > e < B R >. A probabilidade condicional P ( F G , F R | F ) é a probabilidade de observar uma combinação particular de fótons de fluorescência verdes e vermelhos, F G e F R , para um determinado estado FRET.

Análise de PDA mostra que a distância interdye para o dsDNA de alta FRET é < R DA > E (HFRET) = 45,7 Å, enquanto que para o dsDNA de baixo FRET, A distância < R DA > E (LFRET) = 59,7 Å Quando comparada com as distâncias esperadas utilizando o sistema de posicionamento e rastreio de FRET (FPS) 26 , espera-se uma distância de interdito <RDA> E , AV (HFRET) = 44,7 Å Encontrado como derivado usando FPS para o dsDNA de alta FRET e < R DA > E , AV (LFRET) = 59,1 Å para o dsDNA de baixo FRET. AV significa o cálculo de volume acessível incorporado no kit de ferramentas FPS. Simulação de Monte Carlo, onde os fluoróforos representam três modelos de esfera rígida de raios conectados a um ponto deCom um ligador de ligação flexível 26 , 57 . É necessária uma correcção para o rendimento quântico para o dsDNA de baixa FRET, com base na S PIE medida. Com estas condições, é possível obter um acordo de ~ 1 Å entre o valor experimental eo valor esperado das simulações AV.

Em seguida, mede-se o NMDA GluN1 LBD. O receptor NMDA (NMDAR) é um canal catiónico heteromérico, não selectivo que requer a ligação de glicina e glutamato para gating 70 . Sabe-se que o LBD, que tem uma estrutura parecida a uma concha, adopta uma configuração de concha aberta e uma configuração fechada de tipo concha quando ligada ao ligando com base nas informações cristalográficas 71 , 72 . Para experiências de MFD, o NMDA GluN1 LBD foi mutado em Ser507 e Thr701 (sequência de comprimento completo) em lados opostos deA fenda, tal como anteriormente descrito. Foi então marcado utilizando o par FRET de um fluoróforo verde ciano e um fluoróforo far-vermelho (ver a Lista de Materiais), com um R 0 de 52 Å. Esta construção foi utilizada para estudar o movimento do domínio de ligação ao ligando, sem a complexidade associada ao trabalho com um receptor solubilizado. Utilizando esta construção, foram encontradas pelo menos três configurações do LBD. Foi sugerido que um mecanismo de seleção conformacional preenchia seletivamente uma das populações identificadas após a ligação do ligando 73 . Na forma inactivada ou na presença do ácido antagonista 5,7-dicloroquinurénico (DCKA), exploram-se estados de FRET de médio a baixo, com um tempo de vida de fluorescência de dador mais longo e uma razão de fluorescência de dador para aceitador maior que atinge o pico A F D / F A = 3,3 ( Figura 5A ). Isto é consistente com a estabilização de uma conformação de fenda aberta.As análises de PDA e de janela de tempo foram usadas para identificar três configurações que o LBD pode adotar (o alto FRET (HF) (< R DA > E = 33,9 Å), médio FRET (MF) (< R DA > E = 45,8 Å ) E estados de baixa FRET (LF) (< R DA > E = 55,8 Å)). No entanto, principalmente o médio-FRET e o baixo-FRET foram preenchidos. Isto sugere que o alto FRET é o estado que leva à activação do NMDAR. Vale ressaltar que as distâncias derivadas experimentalmente e aquelas derivadas pelo FPS usando marcação in silico e utilizando a informação cristalográfica (PDBID): 1PB7 e 1PBQ) foram comparadas. Verificou-se que a distância interded para as populações de FRET média e baixa FRET foi < R DA > E , AV = 48,7 Å e 54,2 Å para ambas as estruturas, respectivamente ( Figura 5B). O maior desvio de 2,9 Å foi encontrado no estado FRET médio. Ao considerar a incerteza da distribuição, a partir da suposição de κ 2 = 2/3, existe um erro máximo de 2,5% na distância medida. Em suma, pode-se concluir que é possível alcançar a precisão de Angstrom em distâncias determinadas experimentalmente.

figura 1
Figura 1: Configuração experimental e registro de dados para PIE-MFD. ( A ) É mostrada uma configuração de detecção de fluorescência multiparâmetro típica e consiste em quatro detectores que cobrem duas janelas espectrais diferentes. Os detectores são conectados à electrónica de contagem de um único fotão (TCSPC) correlacionada no tempo. ( B ) No TCSPC, cada fóton é identificado por três parâmetros: (i) micro-tempo, ou tempo após o pulso de excitação; (Ii) macro-tempo, ou o númeroDe pulsos de excitação desde o início da experiência; E (iii) número do canal. Esses três parâmetros são necessários para a análise off-line. ( C ) As moléculas individuais difundem-se livremente através do volume confocal, e os fótons são emitidos, deixando uma explosão de fótons em função do tempo. ( D ) Cada rajada selecionada é ajustada adequadamente e usada para exibir histogramas multidimensionais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2: Análise de Burst utilizando vários parâmetros de fluorescência. ( A ) eficiência de FRET versus macro-tempo, ( B ) eficiência de FRET versus T (G + R) | D - T R | A , e ( C ) eficiência de FRET versus S PIE para oBaixo-FRET ou 15 bp dsDNA. T (G + R) | D é a duração de rajada no canal de aviso, e T R | A é a duração de rajada no canal de atraso (T R | A ) Clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Figura 3
Figura 3: F D / F A e tempo de vida do dador versus eficiência de FRET. Histogramas bidimensionais para representar a eficiência de FRET ( A ); A razão de fluorescência do dador sobre o aceitador, F D / F A , ( B ); E anisotropia de doador r D ( C ) versus a vida média de fluorescência do dador na presença de aceitador < τ D ( A ) > f . As determinaçõesEm factores são: < B G > = 0,64, < B R > = 0,37, p = 0,08 (a fracção da excitação directa do aceitador com o laser de excitação do dador), a = 0,017 e g G / g R = 3,7 Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4: Comparações PDA de dsDNA de alta FRET e FRET baixa. Análise de PDA de janela de tempo a 2 ms, com uma meia largura de 6% da distância média de eficiência de FRET. Cada distância é Gaussiana distribuída com 6% da < R DA > E como a largura (hw DA ). ( A ) Para a amostra HFRET, a distância interdye é < R DA > E (HFRET) = 45,7 Å. ( B ) Para a amostra LFRET, a distância é < R DA > E (LFRET) = 59,7 Å. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5: PIE-MFD do domínio de ligação ao ligando do receptor NMDA na presença do antagonista, DCKA. ( A ) Histograma bidimensional de F D / F A versus o tempo de vida do doador na presença do aceitador < τ D ( A ) > f ea anisotropia do doador versus < τ D ( A ) > f Para o LBD com DCKA. Uma dimensãoAl para F D / F A e também são mostrados. A linha FRET estática é mostrada em vermelho. A fluorescência de doador puro e aceitador ( F D e F A ) é corrigida quanto ao fundo (< B G > = 0,940 kHz e < B R > = 0,522 kHz), cross-talk espectral (α = 1,7%) e eficiência de detecção ( G G / g R = 3,7). Na anisotropia versus < τ D ( A ) > f histogramas, a equação de Perrin tem uma correlação rotacional de ρ = 2,5 ns. ( B ) PDA numa janela de tempo de 10 ms Δt. Um único estado é necessário. O modelo se encaixa todas as janelas de tempo bem. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Açao Objetivo
Feixe laser central.
Alinhar pinhole. FCS (secção 5).
Alinhe os detectores. Maximize o CPM.
Ajuste o anel de correção do objetivo. Minimize t diff e maximize CPM.
Determine a função de resposta do instrumento (IRF). TCSPC @ SMD no modo TTTR. Medir o padrão de decaimento do espalhamento.
Determine o fator G para cada janela espectral. TCSPC @ SMD no modo TTTR. Compare as intensidades formam caudas de decadência que se encaixam para polarizações.
Determinar o rácio de eficiência de detecção nas janelas espectrais (g R / g G ). (I) Medições de intensidade de um corante com largo espectro de emissão (concentração de nM). (Ii) Medir as réguas FRET de referência (pM concentrAção). No MFD a subpopulação deve cair na linha FRET estática.
Executar verificação final (tempo de vida e anisotropia). Tempo de vida ajustado de controlo e anisotropia a partir da medição de uma única molécula de corante de difusão livre com uma única decomposição exponencial ( por exemplo, Rhodamine 110).
Determinar a proporção de aceitador sobre o rendimento quântico do doador. (I) Esquema de estequiometria (S PIE ) Eq. 1. e 4.2.
Determinar a taxa de contagem de antecedentes. Medidas de intensidade do "buffer" seleccionado.
Determine cross-talk (α). Medidas de intensidade do corante dador em conta o espectro de emissão de fluorescência e eficiências de detecção.

Tabela 1: Passos de calibra�o para experi�cias de FRET em experi�cias de mol�ula �ica.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Neste trabalho, apresenta-se o protocolo para alinhar, calibrar e medir distâncias de interdise com alta precisão usando experimentos FRET de molécula única PIE-MFD. Ao calibrar cuidadosamente todos os parâmetros instrumentais, pode-se aumentar a precisão das distâncias medidas e alcançar a precisão de Angstrom. Para isso, são utilizados vários histogramas multidimensionais para analisar e identificar populações para posterior caracterização. Utilizando o tempo macro médio para verificar a estabilidade das amostras medidas, é possível corrigir o foto-branqueamento doador e aceitador e seleccionar populações de FRET com base no parâmetro de estequiometria. No entanto, as propriedades fotofísicas do aceitador podem mudar dependendo da localização do marcador. Assim, pode-se usar uma distribuição S PIE para corretamente corrigir o rendimento quântico aceitador. A caracterização fotofísica adequada é necessária para determinar o fator gama (ƴ), que, juntamente com outro fato de correçãoOrs ( por exemplo, α para crosstalk e β para excitação do aceitador com o laser doador), pode ser usado para aumentar a precisão da distância interdye medida. Esta abordagem foi corroborada utilizando duas amostras padrão de dsDNA concebidas, e foi determinada uma precisão de ~ 1 Å quando comparada com os valores esperados.

Diferentes selecções de corante requerem a adaptação dos elementos ópticos do microscópio, tais como os filtros dicróico e passa-banda, para acomodar a janela espectral adequada dos corantes seleccionados. Consequentemente, os lasers pulsados ​​necessitam de ser seleccionados. Mais importante ainda, a selecção de corantes é crucial devido a vários artefactos fotofísicos possíveis, tais como o branqueamento de aceitadores e doadores, parpadeio triplo ou corante ou tintura aderente às superfícies das proteínas. Esses artefatos poderiam comprometer a interpretação de dados experimentais. O MFD é ideal neste cenário porque, ao inspecionar múltiplos parâmetros, é possível identificar as fontes desses artefatos, corrigirPara eles, ou pelo menos estar ciente de sua existência. O parâmetro de orientação do dipolo, a maior parte do tempo assumido como κ 2 = 2/3, pode causar maiores desvios da distância determinada se o corante se fixa preferencialmente à superfície das biomoléculas. A anisotropia da amostra do doador, da amostra aceitadora e do aceitador do doador pode ajudar a resolver se esta suposição é válida ou não. Nesta experiência, verificou-se que existe um erro máximo de ~ 2,5% na distância medida, em comparação com não fazer a correção adequada e obter um erro de 10-20%. O rendimento quântico do aceitador pode criar uma fonte maior de erro. Assim, S PIE é importante para abordar esta questão importante.

É possível aplicar uma estratégia semelhante para compreender a paisagem conformacional do domínio de ligação ao ligando do receptor NMDA para compreender o mecanismo de agonismo no NMDAR. Verificou-se que o LBD em tA presença de um antagonista evita a acessibilidade de um estado de alta FRET, postulado para ser responsável pela abertura do canal 73 . Ao comparar distâncias derivadas experimentalmente e os valores esperados com base na informação cristalográfica, foi alcançado um acordo dentro de 3 Å. Mais importante ainda, os novos estados de baixa população podem ser identificados com precisão semelhante.

Em resumo, as experiências de FRET de molécula única no modo MFD 42 permitem que se considerem adequadamente artefactos experimentais e derivem a distância de interdye na gama de ~ 30-70 Â. Se, em vez de uma única distância medida, uma rede de distâncias é derivada, é possível usá-los como restrições na modelagem estrutural, particularmente para estados que são difíceis de caracterizar com métodos mais padrão de biologia estrutural.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Todos os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes com o conteúdo deste artigo.

Acknowledgments

VJ e HS reconhecem apoio de NIH R01 GM094246 a VJ. HS reconhece fundos de arranque do Clemson University Creative Inquérito Programa e do Centro de Materiais Ópticos Ciência e Engenharia de Tecnologias Clemson University. Este projeto foi também apoiado por uma bolsa de treinamento do Centro Keck para Treinamento Interdisciplinar de Biociências dos Consórcios da Costa do Golfo (NIGMS Grant No. 1 T32GM089657-05) e da Fundação Schissler para Estudos Translacionais de Doenças Humanas Comuns a DD. O conteúdo é exclusivamente da responsabilidade dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
charcoal Merck KGaA K42964486 320
syringe filter Fisherbrand 09-719C size: 0.20 µm
chambered coverglass Fisher Scientific 155409 1.5 borosilicate glass, 8 wells
microscope cover glass Fisher Scientific 063014-9 size: 24 x 60-1.5
Nuclease free water Fisher Scientific 148859 nuclease free
tween-20 Thermo Scientific 28320 10% solution of Polysorbate 20
acceptor DNA strand (High FRET) Integrated DNA Technologies 178124895 5´-d(CGG CCT ATT TCG GAG TTG TAA ACA GAG AT(Cy5)C GCC TTA AAC GTT CGC CTA GAC TAG TCC AAG TAT TGC)
acceptor DNA strand (Low FRET) Integrated DNA Technologies 177956424 5´-d(CGG CCT ATT TCG GAG TTG TAA ACA GAG ATC GCC TT(Cy5)A AAC GTT CGC CTA GAC TAG TCC AAG TAT TGC)
donor DNA strand Integrated DNA Technologies 177951437 5´ -d(GCA ATA CTT GGA CTA GTC TAG GCG AAC GTT TAA GGC GAT CTC TGT TT(Alexa488)A CAA CTC CGA AAT AGG CCG)
DNA strand (No FRET) Integrated DNA Technologies 5´ -d(CGG CCT ATT TCG GAG TTG TAA ACA GAG ATC GCC TTA AAC GTT CGC CTA GAC TAG TCC AAG TAT TGC)
thermal cycler Eppendorf E6331000025 nexus gradient
Alexa Fluor 488 C5 Maleimide Thermo Scientific A10254 termed cyan-green fluorophore in the manuscript
Alexa Fluor 647 C2 Maleimide Thermo Scientific A20347 termed far-red fluorophore in the manuscript
Rhodamine 110 Sigma-Aldrich 83695-250MG
Rhodamine 101 Sigma-Aldrich 83694-500MG
LB Broth, Miller Fisher Scientific BP1426 For culture of E. coli
Ampicillin Sigma-Aldrich A0166 Used at 100 µg/mL final concentration in selective LB medium to maintain plasmid selection
Tetracyline  Calbiochem 58346 Used at 12.5 µg/mL final concentration in selective LB medium to maintain gor (flutathione reductase) mutation in Origami B(DE3) strains to facilitate disulfide bond oxidation
Kanamycin Fisher Scientific BP906-5 Used at 15 µg/mL final concentration in selective LB medium to maintain trxB (rhioredoxin reductase) mutation in B(DE3) stains to facilitate disulfide bond oxidation
Origami B(DE3) Competent Cells Millipore 70837-3 Competent E. coli cells for expression of protein with disulfide bridges
Isopropyl-β-D-thiogalactopyranoside (IPTG) Fisher Scientific BP1755 For induction of E. coli protein expression
HiTrap Chelating HP GE Life Sciences 17-0409-01 For Large-scale FPLC Purification of His-tagged protein
Imidazole Sigma-Aldrich 56749
Ni-NTA Agarose  Qiagen 30210
PD-10 Desalting Column GE Life Sciences 17-0851-01
AktaPurifier GE Life Sciences 28406264 FPLC Instrument
Dialysis tubing Spectrum labs 132562 15 kD MWCO 24 mm Flath width, 10 meters/roll
Dichroics Semrock FF500/646-Di01-25x36 500/646 BrightLight
50/50 Beam splitter polarizer Qioptiq Linos  G33 5743 000 10 x 10 film polarizer
Green pass filer Chroma ET525/50m ET525/50m 25 mm diameter mount
Red pass filter Chroma ET720/150m ET720/150m 25 mm diameter mount
Power Meter ThorLabd PM200
UV-Vis spectrophotometer Varian Cary300Bio
Fluorolog 3 fluorometer Horiba FL3-22-R3
Fluorohub TCSPC controller Horiba Fluorohub-B TCSPC electronics for ensemble measurements
NanoLed 485L Horiba 485L Blue diode laser
NanoLed 635L Horiba 635L Red diode laser
Olympus IX73 Microscope Olympus IX73P2F Microscope frame
PMA 40 Hybrid Detector PicoQuant GmbH 932200, PMA 40 Optimized for green detection
PMA 50 Hybrid Detector PicoQuant GmbH 932201, PMA 50 Optimized for ed shifter sensitivity
485 nm laser PicoQuant GmbH LDH-D-C-485
640 nm laser PicoQuant GmbH LDH-D-C-640
Hydraharp 400 and TTTR acqusition software PicoQuant 930021 Picosecond event timer and Time Correlated Single Photon Coutning Unit, includes TTTR acqusition software
SEPIA II SLM 828 and SEPIA software PicoQuant 910028 Laser driver for picosecond pulses , includes SEPIA software controller.
computer Dell optiplex 7010 cpu: i7-3770 ram:16GB
FRET Positioning and Screening (FPS) software Heinrich Heine Unviersity It include the Accesibel Volume clacualtor available at http://www.mpc.hhu.de/software/fps.html
MFD suite Heinrich Heine Unviersity It includes the BIFL software package Paris; Margarita for visualization of the multiparameter hisotrams, and Probability Distribution Analysis software availabel at http://www.mpc.hhu.de/software/software-package.html

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kendrew, J. C. Architecture of a protein molecule. Nature. 182, (4638), 764-767 (1958).
  2. Kendrew, J. C., et al. A three-dimensional model of the myoglobin molecule obtained by x-ray analysis. Nature. 181, (4610), 662-666 (1958).
  3. Henzler-Wildman, K., Kern, D. Dynamic personalities of proteins. Nature. 450, (7172), 964-972 (2007).
  4. Henzler-Wildman, K. A., et al. A hierarchy of timescales in protein dynamics is linked to enzyme catalysis. Nature. 450, (7171), 913-927 (2007).
  5. Henzler-Wildman, K. A., et al. Intrinsic motions along an enzymatic reaction trajectory. Nature. 450, (7171), 838 (2007).
  6. Kline, A. D., Wuthrich, K. Secondary structure of the alpha-amylase polypeptide inhibitor tendamistat from Streptomyces tendae determined in solution by 1H nuclear magnetic resonance. J. Mol. Biol. 183, (3), 503-507 (1985).
  7. Williamson, M. P., Havel, T. F., Wuthrich, K. Solution conformation of proteinase inhibitor IIA from bull seminal plasma by 1H nuclear magnetic resonance and distance geometry. J. Mol. Biol. 182, (2), 295-315 (1985).
  8. Havel, T. F., Wuthrich, K. An evaluation of the combined use of nuclear magnetic resonance and distance geometry for the determination of protein conformations in solution. J. Mol. Biol. 182, (2), 281-294 (1985).
  9. Förster, T. Zwischenmolekulare Energiewanderung und Fluoreszenz. Ann.Phys. 437, (1), 55-75 (1948).
  10. Stryer, L., Haugland, R. P. Energy transfer: a spectroscopic ruler. Proc Natl Acad Sci U S A. 58, (2), 719-726 (1967).
  11. Schuler, B., Lipman, E. A., Steinbach, P. J., Kumke, M., Eaton, W. A. Polyproline and the "spectroscopic ruler" revisited with single-molecule fluorescence. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, (8), 2754-2759 (2005).
  12. Wozniak, A. K., Schroder, G. F., Grubmuller, H., Seidel, C. A., Oesterhelt, F. Single-molecule FRET measures bends and kinks in DNA. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, (47), 18337-18342 (2008).
  13. Orrit, M., Bernard, J. Single Pentacene Molecules Detected by Fluorescence Excitation in a p-Terphenyl Crystal. Phys. Rev. Lett. 65, (21), 2716-2719 (1990).
  14. Weiss, S. Fluorescence spectroscopy of single biomolecules. Science. 283, (5408), 1676-1683 (1999).
  15. Ha, T., et al. Probing the interaction between two single molecules: Fluorescence resonance energy transfer between a single donor and a single acceptor. Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 93, 6264-6268 (1996).
  16. Michalet, X., Weiss, S., Jager, M. Single-molecule fluorescence studies of protein folding and conformational dynamics. Chem. Rev. 106, (5), 1785-1813 (2006).
  17. Jares-Erijman, E. A., Jovin, T. M. FRET imaging. Nat. Biotechnol. 21, (11), 1387-1395 (2003).
  18. Sakon, J. J., Weninger, K. R. Detecting the conformation of individual proteins in live cells. Nat Methods. 7, (3), 203-205 (2010).
  19. Stahl, Y., et al. Moderation of Arabidopsis root stemness by CLAVATA1 and ARABIDOPSIS CRINKLY4 receptor kinase complexes. Curr. Biol. 23, (5), 362-371 (2013).
  20. Fessl, T., et al. Towards characterization of DNA structure under physiological conditions in vivo at the single-molecule level using single-pair FRET. Nucleic Acids Res. 40, (16), e121 (2012).
  21. Stryer, L. Fluorescence energy transfer as a spectroscopic ruler. Annu. Rev. Biochem. 47, 819-846 (1978).
  22. Schuler, B., Lipman, E. A., Steinbach, P. J., Kumke, M., Eaton, W. A. Polyproline and the "spectroscopic ruler" revisited with single-molecule fluorescence. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 102, (8), 2754-2759 (2005).
  23. Best, R. B., et al. Effect of flexibility and cis residues in single-molecule FRET studies of polyproline. Proc Natl Acad Sci USA. 104, (48), 18964-18969 (2007).
  24. Hoefling, M., et al. Structural heterogeneity and quantitative FRET efficiency distributions of polyprolines through a hybrid atomistic simulation and Monte Carlo approach. PLoS One. 6, (5), e19791 (2011).
  25. Hellenkamp, B., Wortmann, P., Kandzia, F., Zacharias, M., Hugel, T. Multidomain structure and correlated dynamics determined by self-consistent FRET networks. Nat Methods. (2016).
  26. Kalinin, S., et al. A toolkit and benchmark study for FRET-restrained high-precision structural modeling. Nat. Meth. 9, (12), 1218-1225 (2012).
  27. Hickerson, R., Majumdar, Z. K., Baucom, A., Clegg, R. M., Noller, H. F. Measurement of internal movements within the 30 S ribosomal subunit using Forster resonance energy transfer. J. Mol. Biol. 354, (2), 459-472 (2005).
  28. Margittai, M., et al. Single-molecule fluorescence resonance energy transfer reveals a dynamic equilibrium between closed and open conformations of syntaxin 1. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100, (26), 15516-15521 (2003).
  29. Weninger, K., Bowen, M. E., Chu, S., Brunger, A. T. Single-molecule studies of SNARE complex assembly reveal parallel and antiparallel configurations. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100, (25), 14800-14805 (2003).
  30. Brunger, A. T., Strop, P., Vrljic, M., Chu, S., Weninger, K. R. Three-dimensional molecular modeling with single molecule FRET. J. Struct. Biol. 173, (3), 497-505 (2011).
  31. Choi, U. B., et al. Single-molecule FRET-derived model of the synaptotagmin 1-SNARE fusion complex. Nat. Struct. Mol. Biol. 17, (3), 318-324 (2010).
  32. DeRocco, V., Anderson, T., Piehler, J., Erie, D. A., Weninger, K. Four-color single-molecule fluorescence with noncovalent dye labeling to monitor dynamic multimolecular complexes. BioTechniques. 49, (5), 807-816 (2010).
  33. McCann, J. J., Zheng, L., Chiantia, S., Bowen, M. E. Domain orientation in the N-Terminal PDZ tandem from PSD-95 is maintained in the full-length protein. Structure. 19, (6), 810-820 (2011).
  34. McCann, J. J., et al. Supertertiary structure of the synaptic MAGuK scaffold proteins is conserved. Proc Natl Acad Sci USA. 109, (39), 15775-15780 (2012).
  35. Andrecka, J., et al. Nano positioning system reveals the course of upstream and nontemplate DNA within the RNA polymerase II elongation complex. Nucleic Acids Res. 37, (17), 5803-5809 (2009).
  36. Muschielok, A., et al. A nano-positioning system for macromolecular structural analysis. Nat Methods. 5, (11), 965-971 (2008).
  37. Muschielok, A., Michaelis, J. Application of the Nano-Positioning System to the Analysis of Fluorescence Resonance Energy Transfer Networks. J. Phys. Chem. B. 115, (41), 11927-11937 (2011).
  38. Renner, A., et al. High Precision FRET Reveals Dynamic Structures in the Drosophila Scaffold Protein Complex Stardust-DPATJ-DLin-7 Mediated by L27 Domains. Biophys. J. 106, (2), 256 (2014).
  39. Antonik, M., Felekyan, S., Gaiduk, A., Seidel, C. A. Separating structural heterogeneities from stochastic variations in fluorescence resonance energy transfer distributions via photon distribution analysis. The Journal of Physical Chemistry B. 110, (13), 6970-6978 (2006).
  40. Gaiduk, A., Kühnemuth, R., Antonik, M., Seidel, C. A. Optical Characteristics of Atomic Force Microscopy Tips for Single-Molecule Fluorescence Applications. ChemPhysChem. 6, (5), 976-983 (2005).
  41. Eggeling, C., Fries, J., Brand, L., Günther, R., Seidel, C. Monitoring conformational dynamics of a single molecule by selective fluorescence spectroscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences. 95, (4), 1556-1561 (1998).
  42. Kudryavtsev, V., et al. Combining MFD and PIE for Accurate Single-Pair Förster Resonance Energy Transfer Measurements. ChemPhysChem. 13, (4), 1060-1078 (2012).
  43. Steven, A. C., Baumeister, W. The future is hybrid. J. Struct. Biol. 163, (3), 186-195 (2008).
  44. Cowieson, N. P., Kobe, B., Martin, J. L. United we stand: combining structural methods. Curr. Opin. Struct. Biol. 18, (5), 617-622 (2008).
  45. Boura, E., et al. Solution structure of the ESCRT-I complex by small-angle X-ray scattering, EPR, and FRET spectroscopy. Proc Natl Acad Sci USA. 108, (23), 9437-9442 (2011).
  46. Dominguez, C., Boelens, R., Bonvin, A. M. HADDOCK: a protein-protein docking approach based on biochemical or biophysical information. J. Am. Chem. Soc. 125, (7), 1731-1737 (2003).
  47. Laible, M., Boonrod, K. Homemade site directed mutagenesis of whole plasmids. J Vis Exp. (27), (2009).
  48. Barker, K. At the Bench: A Laboratory Navigator. Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2005).
  49. Coleman, J. A., Green, E. M., Gouaux, E. Thermostabilization, Expression, Purification, and Crystallization of the Human Serotonin Transporter Bound to S-citalopram. J Vis Exp. (117), e54792 (2016).
  50. Yates, L. A., Gilbert, R. J. C. Efficient Production and Purification of Recombinant Murine Kindlin-3 from Insect Cells for Biophysical Studies. J Vis Exp. (85), e51206 (2014).
  51. Protein Sample Preparation, Handbook. GE Healthcare. Available from: http://www.gelifesciences.com/file_source/GELS/Service%20and%20Support/Documents%20and%20Downloads/Handbooks/Protein_sample_preparation_handbook.pdf (2016).
  52. Li, Q., Richard, C. -A., Moudjou, M., Vidic, J. Purification and Refolding to Amyloid Fibrils of (His)6-tagged Recombinant Shadoo Protein Expressed as Inclusion Bodies in E. coli. J Vis Exp. (106), e53432 (2015).
  53. Scopes, R. K. Protein Purification: Principles and Practice. Springer. New York. (1993).
  54. Protein Extiction Coefficient Calculator. Available from: http://www.biomol.net/en/tools/proteinextinction.htm (2016).
  55. Desalting Column Product booklet. GE. Available from: https://www.gelifesciences.com/gehcls_images/GELS/Related%20Content/Files/1478781880316/litdoc52130800_20161110134421.pdf (2016).
  56. Lakowicz, J. R. Principles of Fluorescence Spectroscopy. Springer. (2007).
  57. Sindbert, S., et al. Accurate distance determination of nucleic acids via Forster resonance energy transfer: implications of dye linker length and rigidity. J. Am. Chem. Soc. 133, (8), 2463-2480 (2011).
  58. Wahl, M. Technical Note. Time Tagged Time-Resolved Fluorescence Data Collection in Life Sciences. PicoQuant. Available from: https://www.picoquant.com/images/uploads/page/files/14528/technote_tttr.pdf (2010).
  59. Elson, E. L., Magde, D. Fluorescence correlation spectroscopy. I. Conceptual basis and theory. Biopolymers. 13, (1), 1-27 (1974).
  60. Magde, D., Elson, E. L., Webb, W. W. Fluorescence correlation spectroscopy. II. An experimental realization. Biopolymers. 13, (1), 29-61 (1974).
  61. Felekyan, S., et al. Full correlation from picoseconds to seconds by time-resolved and time-correlated single photon detection. Rev. Sci. Instrum. 76, (8), 083104 (2005).
  62. Iyer, V., Rossow, M. J., Waxham, M. N. Peak two-photon molecular brightness of fluorophores is a robust measure of quantum efficiency and photostability. JOSA B. 23, (7), 1420-1433 (2006).
  63. Böhmer, M., Wahl, M., Rahn, H. -J., Erdmann, R., Enderlein, J. Time-resolved fluorescence correlation spectroscopy. Chem. Phys. Lett. 353, (5), 439-445 (2002).
  64. Fries, J. R., Brand, L., Eggeling, C., Köllner, M., Seidel, C. A. M. Quantitative identification of different single molecules by selective time-resolved confocal fluorescence spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry A. 102, (33), 6601-6613 (1998).
  65. Kühnemuth, R., Seidel, C. A. M. Principles of Single Molecule Multiparameter Fluorescence Spectroscopy. Single Mol. 2, (4), 251-254 (2001).
  66. Widengren, J., et al. Single-molecule detection and identification of multiple species by multiparameter fluorescence detection. Anal. Chem. 78, (6), 2039-2050 (2006).
  67. Sisamakis, E., Valeri, A., Kalinin, S., Rothwell, P. J., Seidel, C. A. Accurate single-molecule FRET studies using multiparameter fluorescence detection. Methods Enzymol. 475, 455-514 (2010).
  68. Kalinin, S., Felekyan, S., Antonik, M., Seidel, C. A. Probability distribution analysis of single-molecule fluorescence anisotropy and resonance energy transfer. The Journal of Physical Chemistry B. 111, (34), 10253-10262 (2007).
  69. Kask, P., et al. Two-dimensional fluorescence intensity distribution analysis: theory and applications. Biophys. J. 78, (4), 1703-1713 (2000).
  70. Traynelis, S. F., et al. Glutamate Receptor Ion Channels: Structure, Regulation, and Function. Pharmacol. Rev. 62, (3), 405-496 (2010).
  71. Furukawa, H., Gouaux, E. Mechanisms of activation, inhibition and specificity: crystal structures of the NMDA receptor NR1 ligand-binding core. EMBO J. 22, (12), 2873-2885 (2003).
  72. Furukawa, H., Singh, S. K., Mancusso, R., Gouaux, E. Subunit arrangement and function in NMDA receptors. Nature. 438, (7065), 185-192 (2005).
  73. Dolino, D. M., Rezaei Adariani,, Shaikh, S., A, S., Jayaraman, V., Sanabria, H. Conformational Selection and Submillisecond Dynamics of the Ligand-binding Domain of the N-Methyl-d-aspartate Receptor. J. Biol. Chem. 291, (31), 16175-16185 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics