Tubal-Zytologie der Eileiter als vielversprechendes Werkzeug für Eierstockkrebs Früherkennung

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Summary

Wir erforschten eine Tubal-Zytologie-Methode durch die Probenahme der Eileiter direkt post-chirurgischen Exzision als ein Werkzeug der Eierstockkrebs Früherkennung. Hier stellen wir ein Protokoll vor, um Eileiterzellen aus frisch erhaltenen chirurgischen Proben zu sammeln.

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Chen, H., Klein, R., Arnold, S., Wang, Y., Chambers, S., Zheng, W. Tubal Cytology of the Fallopian Tube as a Promising Tool for Ovarian Cancer Early Detection. J. Vis. Exp. (125), e55887, doi:10.3791/55887 (2017).

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Abstract

Derzeit ist es weithin akzeptiert, dass die überwiegende Mehrheit der Ovarien hochgradigen serösen Karzinom (HGSC) aus der Eileiter stammen. Allerdings ist aufgrund der fehlenden Marker oder Werkzeuge für die Eierstockkrebs Identifikation, die Früherkennung von HGSC bleibt herausfordernd. Die direkte Probenahme der Eileiter kann die Empfindlichkeit für den Nachweis von neoplastischen Zellen erhöhen, wenn der Tumor nicht grob sichtbar ist. Wir haben ein Verfahren entwickelt, um Eileiter-Zellen direkt aus frisch erhaltenen chirurgischen Proben zu sammeln, was eine ausgezeichnete Korrelation mit histologischen Befunden gezeigt hat. Dieser Ansatz legt eine Grundlage für den zukünftigen Nutzen des minimal-invasiven laparoskopischen Screenings in Patienten mit hohem Risiko dar.

Introduction

Eierstock-hochwertiges seröses Karzinom (HGSC) ist die häufigste und tödlichste Art von Eierstockkrebs und bleibt eine große Bedrohung für die öffentliche Gesundheit. In den vergangenen zehn Jahren haben Forscher vorgeschlagen, dass die überwiegende Mehrheit der HGSC-Fälle aus dem Eileiter statt der Eierstöcke selbst 1 , 2 , 3 , 4 , 5 , 6 entstehen . Seral tubal intraepitheliales Karzinom (STIC) wird weithin als Vorläufer von HGSC 1 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 akzeptiert. Bisher ist die frühzeitige Erkennung von Eierstockkrebs schwierig. Das aktuelle Screening-Protokoll mit kombiniertem Krebs-Antigen 125 (CA-125) und transvaginalem Ultraschall hat gezeigtWenig Einfluss auf die Patientensterblichkeit 12 , 13 . Die endometriale Probenahme für die Eierstockkrebserkennung zeigte eine extrem niedrige Empfindlichkeit 14 . Zwei Pionierstudien 15 , 16 erforschten die Verwendung der laparoskopischen direkten Probenahme von gutartigen Eileitern und charakterisierten die zytologischen Merkmale des gutartigen Tubalepithels. Wir glauben, dass die direkte Probenahme aus dem Eileiter auch eine praktische und unkomplizierte Möglichkeit ist, STIC oder HGSC frühzeitig zu erkennen, wenn der Tumor nicht durch Bildgebung sichtbar gemacht wird.

Obwohl das ultimative Ziel der Nutzen des minimal-invasiven laparoskopischen Screenings bei Patienten mit hohem Risikofaktor ist, sind die unmittelbaren Ziele der aktuellen Studie: 1) die grundlegenden zytologischen Merkmale von gutartigen tubalen Epithelien zu etablieren; Und 2) Die Empfindlichkeit und Spezifität der Tubalzytologie bei der Erkennung von Eierstockkrebs zu testenUnd Krebsvorläufer. Wir haben daher die folgende Baseline-Tubal-Zytologie-Methode entwickelt, um die Wirksamkeit dieses Protokolls beim Nachweis von HGSC und dessen Vorläufer STIC 17 zu testen. In dieser Studie nutzten wir das große Volumen der regelmäßig erhaltenen chirurgischen Exemplare und führten eine direkte Probenahme des chirurgisch herausgeschnittenen Eileiters zusätzlich zu den Routine-Einstufungsverfahren durch.

Unsere jüngste Studie 17 zeigte, dass die zytologische Diagnostik von bösartigen oder Verdachtsfällen gegen Malignität mit der histologischen Diagnose von HGSC (100%) stark korreliert ist. Darüber hinaus identifizierte die tubale zytologische Untersuchung intratubale Neoplasien in den nur zwei histologisch bestätigten STIC-Fällen, die an dieser Studie beteiligt waren. Wir glauben, dass die tubale Zytologie ein großes Potenzial in der Früherkennung hat und wertvolle Informationen für die Patientenverwaltung liefert.

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Protocol

Eine institutionelle Überprüfung Board Genehmigung wurde von der Universität von Arizona für die Durchführung dieser Studie erhalten. Informierte Patientenzusatzungen wurden erhalten.

1. Patientenauswahl

ANMERKUNG: Eine Zustimmung des institutionellen Prüfungsausschusses wurde von der Universität von Arizona erhalten. Insgesamt wurden 38 Patienten rekrutiert. Das Alter der Patienten reichte von 32 bis 86 Jahren mit einem Mittelwert von 55 Jahren, von denen 26 Patienten nach der Menopause waren und 12 Patienten vor der Menopause waren.

  1. Erhalten Sie eine informierte Zustimmung von jedem Patienten.

2. Fallopian Tube Cells Collection Vorgehensweise

HINWEIS: Die Patienten, die in die aktuelle Studie aufgenommen wurden, waren alle für die gesamte Hysterektomie und die bilaterale Salpingo-Oophorektomie entweder für die prophylaktische Risikoreduktion oder die Malignität vorgesehen. Die Details der Chirurgie waren unbekannt für Pathologe, der die Zytologie Studie durchgeführt.

  1. Unmittelbar nach surgiCal Exzision, untersuchen die frische Gewebe Probe einschließlich Uterus, bilateralen Eierstöcke und bilateralen Eileitern sorgfältig, um die bilaterale Eileiter zu identifizieren.
  2. Sammeln und legen Sie Eileiter-Zellen in die Konservierungslösung (siehe Tabelle der Materialien) Durchstechflasche innerhalb von 30 min Klemmen der Blutversorgung; Das empfohlene Konservierungsmittel ist eine auf Methanol basierende, gepufferte Konservierungslösung.
    HINWEIS: Verwenden Sie eine sanfte Berührungsbürste für die Tubalzellsammlung (bevorstehende Schritte). Mit Ausnahme von seltenen Fällen, in denen das Eileiter von der Gebärmutter abgetrennt wird, führt das Einsetzen eines Bürstenkopfes, um Zellen aus dem Tubal Fimbria zu sammeln, typischerweise, wenn das Eileiter an den Uterus gebunden ist.
    1. Mit Hilfe einer kleinen Pinzette die Bürste (siehe Tabelle der Materialien ) in das Lumen des Eileiters durch das Fimbrienende einführen. Langsam im Uhrzeigersinn drehen und die Bürste nach vorne durch den infundibulären Teil des Sturzes bewegenOpian Rohr, dann die Ampulle bis es die Landenge erreicht.
    2. Langsam drehen und die Bürste gegen den Uhrzeigersinn umkehren, um die Bürste herauszuziehen. Stellen Sie sicher, dass die maximale Geschwindigkeit der Bürste im Lumen langsamer als 1 cm / s ist.
    3. Spülen Sie die Bürste in die Konservierungslösung (in einer Durchstechflasche), indem Sie die Bürste 10 Mal in der Lösung drehen und wirbeln.
    4. Ziehen Sie die Fläschchenkappe fest.
    5. Notieren Sie die Informationen des Patienten und die Lateralität des Exemplars.
    6. Die Durchstechflasche in einem 4 ° C-Kühlschrank (bis zu) 6 Monate aufbewahren.

3. Tubal Cytology Slide Vorbereitung

  1. Legen Sie die Probenfläschchen in den automatisierten Prozessor für die Folienvorbereitung ein.
    HINWEIS: Wir verwenden den automatisierten Prozessor für die Folienvorbereitung. Die folgenden Schritte werden automatisch durchgeführt, nachdem die Probenampulle in den Prozessor gelegt wurde: (i) Die Zellen und Trümmer werden durch die Rotation des Testfilters innerhalb der Probe getrennt und dispergiertPhiole. (Ii) Tubalzellen werden von der äußeren Oberfläche des Filters durch ein sanftes Vakuum gesammelt. (Iii) Der Filter wird umgekehrt und gegen den Schlitten gedrückt, um die Zellen an den kreisförmigen Bereich innerhalb der Folie zu haften. (Iv) Die Folie wird weiter in einem Zellfixierbad fixiert und bereit zur Färbung und Zytologieanalyse. Leider gibt es keine alternative manuelle Methode, die Ergebnisse mit einer ähnlichen Qualität liefern kann.

4. Modifiziertes Papanicolaou-Färbeprotokoll

  1. Färben Sie die Folien aus Schritt 3.1, indem Sie die automatisierte Nicht-Gyn-Fleck-Prozedur ausführen, wie in Tabelle 1 dargestellt .
    HINWEIS: Die Färbemethode stellt eine Modifikation der Papanicolaou-Färbetechnik dar, die wir routinemäßig für nicht-gynäkologische Proben verwenden. Wir verwenden einen automatisierten Gewebeprozessor, um einige Dias zu färben. Wir wählten das Non-Gyn-Färbeverfahren über das Gyn-Färbeverfahren in dieser Studie. Der verwendete Eosin ist EA-65, anstatt der EA-50 verwendetGynäkologische Exemplare (Pap-Abstrichprobe). Darüber hinaus ist OG-6 im Gyn-Färbeverfahren, das hauptsächlich für Plattenepithel-Färbung ist, nicht in das Färbeverfahren eingeschlossen, da keine Plattenepithelzellen in dieser Studie zu sehen sind. EA65 (Eosin Azure) ist eine Gegenflecklösung aus 3 Farbstoffen: Eosin Y, Fast Green FCF und Bismarck Brown Y. Das Verfahren ist in Tabelle 1 dargestellt .
  2. Führen Sie eine manuelle schnelle Pap-Fleck-Prozedur wie folgt durch.
    1. Tauchen Sie die Folie in Schritt 3.1 in 95% Ethanol, 10-mal, mit jedem Dip nehmen etwa 1 s.
    2. Tauchen Sie die Folie in H 2 O, 10-mal, mit jedem Dip nehmen etwa 1 s.
    3. Eidgen Sie die Folie in Hämatoxylin für 10 - 60 s.
    4. Tauchen Sie die Folie in H 2 O, 10-mal, mit jedem Dip nehmen etwa 1 s.
    5. Tauchen Sie die Folie in 95% Ethanol, 10-mal, mit jedem Dip nehmen etwa 1 s.
    6. Tauchen Sie die Folie in EA65 für 1 - 3 min.
    7. Dip die Folie intO H 2 O, 10 mal, wobei jeder Tauchgang etwa 1 s dauert.
    8. Tauchen Sie die Folie in 95% Ethanol, 10-mal, mit jedem Dip nehmen etwa 1 s.
    9. Tauchen Sie die Folie in Xylol, bis die Folie klar wird.
      HINWEIS: Dies ist ein modifiziertes Papanicolaou-Färbeverfahren. Diese Methode wird als eine schnellere Fleck-Methode für Fälle mit begrenzter Zeit oder Raum wie vor Ort feine Nadel Aspiration und STAT Proben verwendet. Dieses Verfahren liefert eine vergleichbare Qualitätsfärbung als automatisiertes Non-Gyn-Fleckverfahren. Das Verfahren ist in Tabelle 2 dargestellt .

5. Spin Cells auf Slides

HINWEIS: Für jede Probe werden drei Zytospin-Folien hergestellt. Eine Folie ist H & E gefärbt für den morphologischen Vergleich mit der Zytologie Folie. Zwei ungefärbte Folien wurden für die zukünftige IHC-Färbestudie gemacht. Die ausführlichen Schritte dieses Abschnitts stehen nicht im Mittelpunkt dieses Aufsatzes. Daher werden wir sie nicht in erweiterten d diskutierenEtails

  1. Eine Zytocentrifuge mit einer markierten Folie, einem Probentrichter und einem Filter für jede zu untersuchende Probe vorbereiten.
  2. Konzentrieren Sie die Zellen durch Zentrifugieren für 5 min bei 200 x g.
  3. Entfernen Sie etwa die Hälfte des Überstandes und setzen Sie die Zellen dann durch sanftes Pipettieren wieder auf.
  4. Füge 200 μl jeder Zellsuspension zu einem Probentrichter hinzu.
  5. Spin bei 250 xg für 5 min. Die Folie (n) vorsichtig aus der Zytokentrifuge entfernen und auf 95% Ethanol zur Fixierung überführen.
  6. Luft trocknen vor der Färbung und für die Langzeitlagerung.
    HINWEIS: Abhängig von der Zelldichte auf den Endfolien können Schritt 5.2 und Schritt 5.3 übersprungen oder angepasst werden. In dieser Studie benötigen wir mindestens 2 Zellcluster, die pro Hochleistungsansicht für eine ausreichende Zelldichte vorhanden sind.

6. Sektion und umfangreiche Prüfung des Fimbriated End (SEE-FIM) Protokolls

  1. Fix das gesamte Exemplar (einschließlich Uterus, bilaterale Eileiter und Eierstöcke)In 10% Formalin vor dem Einbringen, um das Peeling zu minimieren.
  2. Die Eileiter von der Gebärmutter an der Landenge sanft und vorsichtig mit kleinen Pinzetten und einer Schere lösen. Wenn die Adhäsion vorhanden ist, zerlegen Sie das fimbrierte Ende sorgfältig von der Eierstockoberfläche mit einer kleinen Pinzette und einer Schere; Diese Schritte sind entscheidend für die Minimierung der Tumor-Kreuz-Kontamination zwischen Eierstock und Eileiter aufgrund ihrer intimen Nähe.
  3. Amputieren Sie das Infundibulum und Fimbriae Segment (die distalen 1,0 - 2,0 cm Eileiter) aus dem Rest der Probe.
  4. Sektion das Infundibulum und Fimbrien in Längsrichtung in 2-mm-Intervallen. Senden Sie alle Abschnitte in toto für histologische Untersuchung.
  5. Sektion der Isthmus und Ampulle in 2 - 3 mm Intervallen und ganz unterschreiben.

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Representative Results

Unsere bisherige Studie zeigte, dass die Probenahme direkt aus dem herausgeschnittenen Eileiter mit einer sanften Berührungsbürste quantitativ und qualitativ ausreichende Proben für eine weitere zytologische Untersuchung liefern konnte. Darüber hinaus ermöglicht die Kombination von automatischer Folienpräparation und modifizierter Papanicolaou-Färbung dem Pathologen, die zytologischen Details besser zu visualisieren, um eine genaue Diagnose zu machen. Ein Beispiel für einen manuellen Schnellstapel einer Probe aus einem gutartigen Eileiter ist in Abbildung 1 dargestellt . Wie in Fig. 1 gezeigt , führt das Bürstenmanöver zu einer adäquaten Probenahme der Probe. Darüber hinaus bietet der manuelle Quick Pap Fleck eine gute Auflösung von nuklearen Details und zytoplasmatischer Transparenz, die für die genaue Auswertung der Tubalzellen essentiell sind.

Der Vergleich zwischen dem manuellen schnellen PapstAin einer Zytologie-Folie und die H & E-Färbung eines Cytospin-Objektträgers ist in Abbildung 2 dargestellt . Einer der Vorteile der oben erwähnten Folienpräparation gegenüber herkömmlichen Abstrich ist, dass sie einen viel saubereren Hintergrund und eine bessere Auflösung von nuklearen Details und zytoplasmatischer Transparenz aufweist. Ein Beispiel für SEE-FIM des Eileiter-Protokolls ist in Abbildung 3 dargestellt . Wie in Abbildung 1 gezeigt , ist die Anwesenheit von zwei Zellpopulationen (ciliated Zellen und sekretorischen Zellen) ein Merkmal des gutartigen Tubalepithels. Die Histologie der repräsentativen Abschnitte der Fimbrien und der Ampulle ist in Abbildung 4 dargestellt . Das Bürstenmanöver zeigt eine leichte Störung der Villi-Struktur in etwa einem Drittel der Probe.

In unserer früheren Studie 17 korrelierte die tubale zytologische Diagnose mit dem histologischen DiaGnosis von HGSC sehr gut (100%). Das zytologische Erscheinungsbild der Malignität zeigt dreidimensionale Cluster aus Zellen mit prominenten Nukleolen und Anisonukleose ( Abbildung 5a ). Im Gegensatz dazu präsentierte die atypische reaktive Zytologie als angulierte Blätter aus atypischen Zellen mit kleinen Nukleolen und moderater Anisonucleose ohne dreidimensionale Clusterbildung ( Abbildung 5b ). HGSC-ähnliche Zellgruppen wurden im Kontext von angulierten Blättern normaler Epithelzellen festgestellt ( Abbildung 6 ).

Abbildung 1
Abbildung 1: Beispiel eines manuellen Quick Pap Fleckes des gutartigen Tubal Epithels. ( A ) Hintergrundzellen. Hintergrundzellen umfassen kleine Zellcluster, die aus großen sekretorischen Zellen und kleinen Flimmerzellen bestehen, einzelne große (vermutlich sekRetory-Zellen) und kleine (vermutlich verflüssigte Zellen) Zellen, gestreute große und kleine nackte Kerne. ( B ) Kleiner Zellcluster bestehend aus kleinen Flimmzellen und großen sekretorischen Zellen (Pfeil). ( C ) Streifen des Flimmepithels (Pfeil). ( D ) Tubalepithel mit mesothelialen Blättern. Bekannte die anhaftenden Flimmerzellen an der Peripherie (Pfeil). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Figur 2
Abbildung 2: Vergleich zwischen manuellem Quick-Pap-Fleck einer Zytologie-Folie ( A ) und H & E-Färbung einer Cytospin-Folie ( B ). In der Mitte des Pap-Fleck- und H & E-Fleckes befindet sich ein gutartig angulierter Zellcluster. Beide Methoden sind gutAuflösung für die zytologische Untersuchung der Probe. Der Pap-Fleck der Zytologie-Folie ergab jedoch einen saubereren Hintergrund. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 3
Abbildung 3: Darstellung von SEE-FIM der Eileiter. Bitte beachten Sie die Längsschnittung des Infundibulum- und Fimbriae-Segments und der Querabschnitte des Isthmus und der Ampulle. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Histologie des gutartigen Tubal-Epithels.( A ) Fimbriae-Segment. Das Tubalepithel besteht aus zwei verschiedenen Zellpopulationen: kleine Flimmerzellen (Pfeile) und große, nicht verschlossene Sekretionszellen (Kreise). Eine leichte Villa Störung ist bekannt. ( B ) Ampulla Abschnitt. Beachten Sie die fingerähnliche Fimbria. ( C ) leichte Störung der Zottenstruktur (Pfeil). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abbildung 5
Abbildung 5: Vergleich zwischen atypischem Cluster ( a ) und dreidimensionalem malignen Cluster ( b ) . Die bösartige Zytologie zeigt dreidimensionale Cluster aus Zellen mit prominenten Nukleolen und Anisonukleose ( b ). Die atypische Zytologie zeigt das WinkelblattS aus atypischen Zellen mit kleinen Nukleolen und moderaten Anisonucleose. Hinweis: Es ist kein dreidimensionales Clustering vorhanden ( a ). Diese Zahl wurde aus Referenz 17 übernommen .

Abbildung 6
Abbildung 6: Korrelation zwischen zytologischem und histologischem Aussehen der intraepithelialen Neoplasie. ( A ) Zytologische intratubale Neoplasien Zytologische intratubale Neoplasien, die den Erwerb von dreidimensionaler Kontur und signifikanter Anisonukleose und großen kirschroten Nukleolen (Kreis) im Kontext von angulierten Blättern normaler Epithelzellen (Pfeil) zeigen. ( B ) Entsprechender chirurgischer Pathologieabschnitt mit Tubal-Intraepithelkarzinom Beachten Sie die stark dysplastischen Zellen (Kreis) neben dem relativ normalen Erscheinungsbild Epithelzellen (Pfeil). Diese Figur warAus dem Bezugszeichen 17 Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

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Tabelle 1: Nicht-Gyn-Stain-Schritte.

95% Ethanol 5 Minuten
H2O 10 Sek
Hämatoxylin 15 sec - 3 min
Destilliertes H2O 5 Minuten
95% Ethanol 30 Sek
EA65 2 - 5 min
95% Ethanol 30 Sek
95% Ethanol 30 Sek
100% Ethanol 30 Sek
100% Ethanol 30 Sek
Xylol 30 Sek
Xylol 5 Minuten
95% Ethanol 10 Dips
H2O 10 Dips
Hämatoxylin 10 sec-1 min
Destilliertes H2O 10 Dips
95% Ethanol 10 Dips
EA65 1 - 3 min
95% Ethanol 10 Dips
100% Ethanol 10 Dips
Xylol Dip bis klar

Tabelle 2: Manuelle Quick Pap Stain Steps.

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Discussion

Prophylaktische bilaterale Salpingektomie oder Salpingo-Oophorektomie hat gezeigt, dass das Risiko der Entwicklung von HGSC in Hochrisikopopulationen, wie Frauen mit BRCA-Gen-Mutationen und starke familiäre Krebs-Geschichte zu verringern. Allerdings sind die Sterilität und chirurgische Menopause durch die Chirurgie verursacht ernsthafte Konsequenzen und machen für eine schwierige Entscheidung, vor allem für Frauen im gebärfähigen Alter. Die bisherige Studie hat eine ausgezeichnete Korrelation zwischen Tubuszytologie und Histologie gezeigt 17 . Wir glauben, dass die tubale Zytologie auf laparoskopisch gesammelten Eileiterzellen ein großes Potenzial hat, ein praktisches, minimal invasives Instrument für die frühzeitige Krebserkennung zu werden.

Die kritischsten Schritte für die erfolgreiche Sammlung von Eileiter-Zellen sind: 1) Die Zeit zwischen dem Spannen der Blutversorgung und der Sammlung von Zellen; Und 2) Sanftes und korrektes Manöver der sanften Berührungsbürste.

Die Zeit (innerhalb von 30 MinutenEs) zwischen der Klemmung und der Sammlung von Zellen ist entscheidend für die gute Erhaltung der Morphologie und der nuklearen Details der gesammelten Zellen. Eine effektive Kommunikation zwischen Pathologen und den Chirurgen stellt sicher, dass das Exemplar innerhalb dieser Zeit an die Sammelstelle geliefert wird. Die überwiegende Mehrheit der in der Studie enthaltenen Fälle wurde im gefrorenen Bereich durchgeführt. Um die Tubal-Zellen erfolgreich zu sammeln, sollte die Person, die die Kollektion durchführt, so gut wie möglich versuchen, um zu vermeiden, dass die Bürste die Eierstock-Serosaloberfläche berühren kann, da die Staging-Implikation vorliegt, wenn der Fall bösartig ist. Irgendwann kann dies aufgrund der Nähe der beiden beteiligten Organe und der Komplexität der Probenanatomie schwierig sein. Die Trennung von Eileitern aus der gesamten Probe vor der Sammlung kann gerechtfertigt sein.

Die sanfte Berührungsbürste, die in dieser Studie verwendet wird, kann eine große Anzahl von Zellen sammeln, die dann leicht auf Folien oder eine Konservierungslösung Durchstechflasche übertragen werden können,Und hat eine sanfte Touch-Spitze entwickelt, um Trauma auf den Kanal zu minimieren. Darüber hinaus muss das gesamte Manöver langsam und sanft sein, um die Zottenstrukturen der Tubalschleimhaut stark zu stören. Für einige Fälle kann es schwierig sein, die Bürste über die gesamte Eileiter wegen Hindernis zu bekommen. Trotzdem ist es wichtig, so gut wie möglich zu versuchen, Zellen aus dem Fimbrien und dem infundibulären Teil zu sammeln, da man glaubt, dass die Mehrheit der HGSC aus dem distalen Ende des Eileiters stammt. Allerdings sollte die Sammlung nicht vorgehen, wenn die Unversehrtheit des Exemplars potenziell gefährdet werden kann.

Basierend auf unserer Erfahrung kann die Probe in Konservierungslösung für mehrere Monate gelagert werden, ohne die Morphologie der gesammelten Zellen zu beeinträchtigen. Der Papanicolaou-Fleck ist eine häufig verwendete zytologische Färbetechnik in der Zytopathologie. Die Hauptvorteile dieses Färbeverfahrens sind: 1) Gute Definition von Kerndetail;Und 2) Zytoplasmatische Transparenz. In dieser Studie werden zwei modifizierte Papanicolaou-Fleckverfahren für die Cytologie-Folien-Färbung verwendet, einschließlich des automatisierten Non-Gyn-Färbeverfahrens und des Quick-Pap-Fleckverfahrens. Beide Verfahren geben eine ausgezeichnete und zuverlässige Gleitfärbung, die eine gute Erhaltung der nuklearen und zytoplasmatischen Details und sauberen Hintergrund zeigt. Obwohl Cytospin-Objektträger im Vergleich zu Zytologie-Dias im Allgemeinen einen größeren Hintergrund aufweisen, zeigte ihre H & E-Färbung eine ähnliche Qualität der Zellfärbung. Die H & E-Färbung dieser Folien kann eine geeignete alternative Methode für die tubale Zytologieanalyse sein, wenn ein automatischer Prozessor nicht verfügbar ist.

Das SEE-FIM-Protokoll wird für die Einbringung aller in dieser Studie enthaltenen Eileiter verwendet, darunter sowohl gutartige als auch bösartige Fälle. Das SEE-FIM-Protokoll wurde ursprünglich für BRCA-positive prophylaktische bilaterale Salpingo-Oophorektomieproben entwickelt, was eine Standard-risikoreduzierende Option istOder BRCA-Mutationsträger. Dieses Protokoll erlaubt die maximale Exposition der Tubal plicae, aus denen die STIC vermutlich stammt. Dies wird derzeit als Goldstandard für die Erkennung von HGSC Tubal Erweiterung und STIC genommen. Die Korrelation zwischen dem tubalzytologischen Befund mit SEE-FIM histologischer Befund ist für diese Studie entscheidend, um die Effizienz des aktuellen Protokolls zu validieren.

Ein Anliegen der Tubal-Zell-Sammlung mit einer sanften Berührungsbürste ist, dass das Manöver die Integrität des Tubalepithels stören und die spätere genaue histologische Interpretation von chirurgischen Proben, insbesondere die Inszenierung von Tumoren, behindern kann, wenn Malignität identifiziert wird. Doch auf der Grundlage unserer Erfahrung zeigt etwa ein Drittel der Fälle eine leichte Störung der Zotten auf die Histologieanalyse, die im Allgemeinen nicht die endgültige Interpretation der Tubalhistologie beeinträchtigt.

Unsere bisherige Studie hat gezeigt, dass die Tubalzytologie empfindlich und spezifiziert istIc bei der Erkennung von HGSC und STIC. Es wird von großem Interesse sein, weiter zu testen, ob die Kombination von Tubal-Zytologie mit Biomarkern-Färbung wie P53 und IMP3 die Empfindlichkeit und Spezifität des Nachweises von serösem Krebs des Tubal-Ursprungs erhöhen kann. Die zukünftige Studie konzentriert sich auf die Entwicklung eines laparoskopischen Verfahrens für die Eileiter-Epithel-Probenahme in vivo .

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Disclosures

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Acknowledgments

Die Autoren möchten die Abteilung für Pathologie, Universität von Arizona, für die finanzielle Unterstützung anerkennen. Das Projekt wird teilweise durch den Mark und Jane Gibson Stiftungsfonds an WZ unterstützt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Cytobrush plus GT gentle touch of Medscand sample collection kit CooperSurgical C0112
ThinPrep preservCyt solution HOLOGIC 234005
ThinPrep 2000 Processor HOLOGIC 70031-001
Papanicolaou Stain, EA 65 sigma aldrich HT40432
95% Ethanol sigma aldrich 652261
100% Ethanol sigma aldrich 493538
Xylene sigma aldrich 214736
Hematoxylin sigma aldrich H9627
Sakura Tissue Tek 2000 tissue processor SAKURA TISSUE-TEK VIP 2000
Mayo Dissecting Scissors,5.5 straight Pilgrim medical equiment FA710-45
Chemware Forceps United state plastic corp 76122
Tissue-Tek Accu-Edge Trimming blades,short SAKURA 4785
Tissue-Tek Accu-Edge Trimming blades handle,short SAKURA 4786

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Carlson, J. W., et al. Serous tubal intraepithelial carcinoma: its potential role in primary peritoneal serous carcinoma and serous cancer prevention. J Clin Oncol. 26, (25), 4160-4165 (2008).
  2. Kurman, R. J., Shih Ie, M. The origin and pathogenesis of epithelial ovarian cancer: a proposed unifying theory. Am J Surg Pathol. 34, (3), 433-443 (2010).
  3. Lee, Y., et al. A candidate precursor to serous carcinoma that originates in the distal fallopian tube. J Pathol. 211, (1), 26-35 (2007).
  4. Li, J., Fadare, O., Xiang, L., Kong, B., Zheng, W. Ovarian serous carcinoma: recent concepts on its origin and carcinogenesis. J Hematol Oncol. 5, 8 (2012).
  5. Przybycin, C. G., Kurman, R. J., Ronnett, B. M., Shih Ie, M., Vang, R. Are all pelvic (nonuterine) serous carcinomas of tubal origin? Am J Surg Pathol. 34, (10), 1407-1416 (2010).
  6. Zheng, W., Fadare, O. Fallopian tube as main source for ovarian and pelvic (non-endometrial) serous carcinomas. Int J Clin Exp Pathol. 5, (3), 182-186 (2012).
  7. Carcangiu, M. L., et al. Atypical epithelial proliferation in fallopian tubes in prophylactic salpingo-oophorectomy specimens from BRCA1 and BRCA2 germline mutation carriers. Int J Gynecol Pathol. 23, (1), 35-40 (2004).
  8. Leunen, K., et al. Prophylactic salpingo-oophorectomy in 51 women with familial breast-ovarian cancer: importance of fallopian tube dysplasia. Int J Gynecol Cancer. 16, (1), 183-188 (2006).
  9. Piek, J. M., et al. Dysplastic changes in prophylactically removed Fallopian tubes of women predisposed to developing ovarian cancer. J Pathol. 195, (4), 451-456 (2001).
  10. Crum, C. P., et al. The distal fallopian tube: a new model for pelvic serous carcinogenesis. Curr Opin Obstet Gynecol. 19, (1), 3-9 (2007).
  11. Jarboe, E. A., et al. Tubal and ovarian pathways to pelvic epithelial cancer: a pathological perspective. Histopathology. 53, (2), 127-138 (2008).
  12. Menon, U. Ovarian cancer screening has no effect on disease-specific mortality. Evid Based Med. 17, (2), 47-48 (2012).
  13. Buys, S. S., et al. Effect of screening on ovarian cancer mortality: the Prostate, Lung, Colorectal and Ovarian (PLCO) Cancer Screening Randomized Controlled Trial. JAMA. 305, (22), 2295-2303 (2011).
  14. Otsuka, I., Kameda, S., Hoshi, K. Early detection of ovarian and fallopian tube cancer by examination of cytological samples from the endometrial cavity. Br J Cancer. 109, (3), 603-609 (2013).
  15. Dhanani, M., Nassar, A., Dinh, T. Classification of Fallopian Tube Cytology Sampling to Develop a Model for Future Peritoneal and Ovarian Cancer Screening. J Am Soc Cytopathol. 3, (5), S35-S36 (2014).
  16. Rodriguez, E. F., Lum, D., Guido, R., Austin, R. M. Cytologic findings in experimental in vivo fallopian tube brush specimens. Acta Cytol. 57, (6), 611-618 (2013).
  17. Chen, H., Klein, R., Arnold, S., Chambers, S., Zheng, W. Cytologic studies of the fallopian tube in patients undergoing salpingo-oophorectomy. Cancer Cell Int. 16, 78 (2016).

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