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Criopreservación de espermatogonios de pez cebra por todo los testículos aguja inmerso enfriamiento ultra rápido

Biology

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Summary

El objetivo principal de este estudio fue adaptar la aguja inmerso en procedimiento de vitrificación (NIV) para criopreservar los testículos todo pez cebra. Además, se evaluó la repetibilidad del método en cinco cepas diferentes de pez cebra.

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Marinović, Z., Lujić, J., Kása, E., Csenki, Z., Urbányi, B., Horváth, Á. Cryopreservation of Zebrafish Spermatogonia by Whole Testes Needle Immersed Ultra-Rapid Cooling. J. Vis. Exp. (133), e56118, doi:10.3791/56118 (2018).

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Abstract

Tendencias actuales en ciencia y biotecnología conducen a la creación de miles de nuevas líneas en organismos modelo lo lleva a la necesidad de nuevos métodos para el almacenamiento seguro de los recursos genéticos más allá de las prácticas comunes de mantener colonias de cría. El objetivo principal de este estudio fue adaptar la aguja inmerso en procedimiento de vitrificación (NIV) para criopreservar los testículos todo pez cebra. Criopreservación de células de germen incipiente por los testículos todo NIV ofrece posibilidades para el almacenamiento de pez cebra recursos genéticos, especialmente puesto que después maduran a gametos masculinos y femeninos. Los testículos fueron suprimidos, en una aguja de acupuntura, equilibrada en dos medios crioprotectores (solución de equilibrado que contiene 1,5 M metanol y glicol de propileno de 1.5 M; y solución de vitrificación que contiene dimetilsulfóxido de 3 M y 3 M propilenglicol) y sumergida en nitrógeno líquido. Las muestras fueron calentadas en una serie de tres soluciones de calentamiento consiguientes. Las principales ventajas de esta técnica son (1) la falta de espermatozoides después de la digestión de los testículos caliente facilitando manipulaciones posteriores; (2) ultra rápido de enfriamiento que permite la óptima exposición de los tejidos a nitrógeno líquido, por lo tanto maximizar la refrigeración y reducir la necesaria concentración de crioprotectores, reduciendo así su toxicidad; (3) exposición sincrónica de varios testículos crioprotectores y nitrógeno líquido; y repetibilidad (4) demostró mediante la obtención de la viabilidad de sobre el 50% en cinco cepas diferentes de pez cebra.

Introduction

Nuevas tendencias en la ciencia y la biotecnología han llevado a la creación de miles de nuevas líneas mutantes de Drosophila, pez cebra, ratones y otras especies usadas como organismos modelo en biomedicina y otras ciencias1. Además, como nuevas tecnologías se desarrollan y se convierten en disponibles, los números de líneas mutantes aumentan constantemente2. Esto conduce a la necesidad de un almacenamiento seguro de los recursos genéticos más allá de las prácticas comunes de mantener colonias de cría. Como un método que permite el almacenamiento seguro de los recursos genéticos por un período indefinido de tiempo, criopreservación ofrece muchas ventajas tales como extensión de la temporada reproductiva, evita la necesidad de un mantenimiento continuo de los reproductores, y es más costo - y mano de obra eficiente2.

Protocolos de criopreservación de esperma desarrollado durante los últimos varios años2,3,4 ofrecen la oportunidad para el almacenaje acertado del material genético masculino de pez cebra. Sin embargo, la criopreservación de óvulos o embriones de peces todavía no es posible debido a su compleja estructura y grandes cantidades de material de la yema de huevo. Recientemente, la práctica del trasplante de células de germen primordiales (PGCs) o las células madre espermatogonias (SSCs) ofrece un puente a esta barrera mediante el desarrollo funcional de la esperma y huevos después de trasplante5. Por lo tanto, la criopreservación de SSCs ofrece una nueva frontera en la conservación de los recursos genéticos raros y valiosos.

A pesar de que la criopreservación ofrece muchas ventajas, el proceso de congelación lenta tasa genera varias condiciones que pueden llevar a daño de la célula2. Estos incluyen la formación de hielo intracelular y extracelular, deshidratación y toxicidad del crioprotector. Hielo daña las células, hielo extracelular puede conducir a trituración mecánica de las células, mientras que la difusión de agua desde las células durante la tasa lenta de congelación puede conducir a deshidratación6. Recientemente, se ha aplicado vitrificación como una técnica que evita los efectos negativos de la formación de hielo en la criopreservación de gametos de peces7,8,9. Presenta una técnica de enfriamiento ultra rápida a través del cual los medios de comunicación internos y externos se convierten en un estado amorfo/vidrioso sin crystalizing en hielo7,10. Éxito vitrificación de tejido ovárico y testicular ha sido evidenciado en especies de aves y mamíferos10,11,12, abriendo posibilidades para su aplicación en los peces, así.

En este estudio, presentamos el procedimiento de vitrificación (NIV) aguja sumergido para la criopreservación de los testículos todo pez cebra. Demostrar un método confiable para el aislamiento de las células de germen incipiente pez cebra sin contaminación y un proceso de criopreservación que produce cantidades relativamente altas de células de germen incipiente con una baja presencia de otras células, especialmente de espermatozoides. A lo mejor de nuestro conocimiento, éste es el primer estudio en demostrar un protocolo detallado visualizado para el enfriamiento ultra rápido de tejido gonadal de peces y pez cebra del germline células. Además, la repetibilidad del método se demuestra en cinco cepas diferentes de pez cebra: AB tipo salvaje, casper (roy- / -; nácar- / -), leopardo (leot1/t1), vasa [Tg (vas::eGFP)] y línea transgénica de Wilms tumor [Tg (wt1b::eGFP 1)].

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Protocol

Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por la ley de Bienestar Animal Húngaro.

1. preparación del reactivo

  1. Soluciones madre
    1. Preparar 1 M trehalosa agregando 0,378 g de trehalosa dihidrato en 1 mL de dH2O. mezcla bien hasta que se disuelva por completo.
    2. Preparar 1 M sacarosa añadiendo 0,342 g de sacarosa en 1 mL de dH2O. mezcla bien hasta que se disuelva por completo.
    3. Preparar 1 M HEPES añadiendo 0,238 g de HEPES y 1 mL de dH2O. mezcla bien hasta que se disuelva por completo.
    4. Preparar la colagenasa (290 U/mg) de 20 mg/mL mediante la adición de 100 mg en 5 mL de PBS. Mezclar bien hasta que se disuelve. Filtro estéril a través de 0,2 μm filtros. Tubos de alícuotas de 50 μL en PCR de 0,2 mL y congelar a - 20 ° C.
    5. Preparar tripsina 15 mg/mL (~ 10000 U/mg) mediante la adición de 75 mg para 5 mL de PBS. Mezclar bien hasta que se disuelve. Filtro estéril a través de 0,2 μm filtros. Tubos de alícuotas de 50 μL en PCR de 0,2 mL y congelar a - 20 ° C.
    6. Preparar 1 mg/mL DNasa I (~ 3000 U/mg) mediante la adición de 5 mg en 5 mL de PBS. Mezclar bien hasta que se disuelve. Filtro estéril a través de 0,2 μm filtros. Tubos de alícuotas de 50 μL en PCR de 0,2 mL y congelar a - 20 ° C.
    7. Preparar tripano 0.4% azul mediante la adición de 40 mg de azul de tripano a 10 mL de PBS. Filtro estéril a través de 0,2 μm filtros. Alícuota 1 mL en tubos de 1,5 mL.
    8. Preparar 200 mg/L MS-222 (sulfonato de metano Metanosulfonato) mediante la adición de 200 mg de MS-222 en 1 L de dH2O. mezcla bien hasta que se disuelva por completo. Además, el MS-222 tampón con bicarbonato de sodio a un pH neutro de 7.0.
  2. Soluciones de vitrificación
    1. Preparar la solución de equilibrado (ES): preparar 2 mL de CE mezclando 121.5 μl de metanol (MeOH; 1,5 M), 220 μl de glicol de propileno (PG; 1,5 M), 200 μL de FBS (10%), 200 μL de solución stock de trehalosa (0,1 M), 50 μl de la solución madre de HEPES (25 mM) y 1208.5 μl de L-15 en un 2 tubo mL.
    2. Preparar la solución de vitrificación (VS): preparar 2 mL de VS mezclando 439 μl de PG (3 M), 426 μl de dimetilsulfóxido (Me2. 3 M), 200 μL de FBS (10%), 200 μL de solución stock de trehalosa (0,1 M), 50 μl de HEPES stock solución (25 mM) y 685 μl de L-15 en un tubo de 2 mL.
  3. Soluciones para el calentamiento
    1. Preparar la solución calentamiento 1 (WS1): preparar 1,5 mL de WS1 en un tubo de 2 mL mediante la mezcla de 150 μL de FBS (10%), 450 μl de solución de sacarosa (3 M) y 900 μl de L-15.
    2. Preparar la solución calentamiento 2 (WS2): preparar 1,5 mL de WS2 en un tubo de 2 mL mediante la mezcla de 150 μL de FBS (10%), 150 μL de solución de sacarosa (1 M) y 1200 μl de L-15.
    3. Preparar solución calentamiento 3 (WS3): preparar mezcla 150 μL FBS (10%) 1.5 mL de WS2 en un tubo de 2 mL y μl de 1350 de L-15.
  4. Preparar la solución de digestión: para cada muestra preparar 500 μl de la solución de digestión mezclando 50 μl de la solución madre de colagenasa (2 mg/mL), 50 μl de la solución madre de tripsina (1,5 mg/mL), 10 μl de DNasa I (20 μg/mL) y 390 μl de L-15 en 2 mL del tubo.
  5. Obtener herramientas de disección: tijeras, microscissors, pinzas, pinzas curvas y agujas de acupuntura.

2. testículos colección

  1. Eutanasia a los peces colocando en un recipiente que contiene 200 mg/L MS-222 (pH = 7). Antes de continuar con la disección, asegúrese de que las branquias han detenido y por lo menos 10 minutos han pasado desde ese momento para asegurar la muerte por hipoxia.
  2. El pescado seco acariciando sobre una toalla de papel y colóquela sobre su lado dorsal en una estera de la disección.
    1. En primer lugar cortar las aletas pélvicas y pectorales para la disección más fácil.
    2. Horizontal, cortar la piel en el vientre de los peces entre las aletas pectorales y cortar la piel y el músculo subyacente a lo largo del vientre hasta la aleta anal.
    3. Abra la cavidad del cuerpo de los peces y la clavija de la pared izquierda y derecha del cuerpo a la estera de la disección con agujas.
      Nota: Los testículos se encuentran por encima de los órganos gastrointestinales en ambos lados de la vejiga natatoria (figura 1).
  3. Para evitar la contaminación, no sacar los órganos gastrointestinales, pero suavemente empuje hacia un lado y quitar el testículo del lado opuesto. Los testículos están conectados con la pared del cuerpo así que quitarlos con cuidado y cortar el peritoneo de conexión por microscissors.
  4. Además, con el fin de evitar la contaminación, en primer lugar esterilizar los testículos poniendo en etanol al 70% durante 2 s y entonces lugar ellos en L-15 en una placa de 96 pozos en el hielo.
    Nota: Si es necesario, limpiamos testículos grandes y del tejido adiposo vasos sanguíneos precisamente bajo el estereomicroscopio

3. ultra rápido enfriamiento del tejido Testicular

  1. Agujas de marca con etiquetas apropiadas dependiendo de la muestra tipo y preparan las soluciones de vitrificación (VS) y equilibrado (ES).
  2. Transferir los testículos a una placa bien grande o plato y perno de dos a tres los testículos (o más dependiendo del tamaño de la aguja) en una aguja de acupuntura estériles.
    1. En primer lugar colocar el testículo en la parte superior curva pinzas. Coloque la punta de la aguja en el centro del testículo y tire cuidadosamente el testículo hacia arriba con las pinzas.
    2. Después de pinchar los testículos, con cuidado tirar hacia arriba hacia la parte superior de la aguja. Asegúrese de que los testículos están separados unos de otros y que no son caerse o deslizarse.
    3. Lugar las agujas con testículos anclados en un tubo de 2 mL con L-15 hasta vitrificación (a 25 ° c; tiempo de almacenamiento no debe exceder 1 h).
      Nota: La fijación de los testículos en la aguja debe hacerse rápidamente para impedir que los testículos se sequen.
  3. Transferir la aguja con los testículos en la solución de equilibrado e incubar durante 5 min a 25 °.
  4. La aguja de transferencia en la solución de vitrificación e incube durante 30 s a 25 °.
  5. Retire la aguja de la solución de vitrificación, suavemente y rápidamente absorben el resto de la solución en el tejido por una toalla de papel estéril. Tenga cuidado para evitar los testículos pegarse a la toalla de papel o caerse.
  6. Rápidamente Coloque la aguja en nitrógeno líquido colocada en una caja de espuma de poliestireno.
    Nota: Hacer este paso rápidamente para evitar la exposición del tejido a los vapores de nitrógeno líquido. Utilizar volúmenes bajos de nitrógeno líquido para evitar la contaminación cruzada de las muestras.
  7. Mantener la aguja en nitrógeno líquido en una caja cerrada de la espuma de poliestireno de 5-10 minutos.
  8. Preenfriar un criotubo abierto 4,5 mL y su tapa en la misma caja.
  9. Después de 5-10 min, transferir cada aguja en un criotubo separado debajo de la superficie de nitrógeno líquido y cerrar el criotubo.
    PRECAUCIÓN: Siempre use ropa protectora (tales como guantes aislados) cuando trabajo con nitrógeno líquido como exposición puede llevar a congelación severa.
  10. Coloque el criotubo en un bastón de metal y coloque en el recipiente de cryobank tan rápido como sea posible. Almacenar las muestras en un almacenamiento de información de vaso dewar hasta su uso posterior.

4. procedimiento de calentamiento

  1. Caliente cada aguja por separado. Todas las soluciones de calentamiento deben ser a 25 ° C.
  2. Separar el criotubo de la caña de metal y sumergirse en nitrógeno líquido, almacenado en una caja de espuma de poliestireno.
  3. Abrir el criotubo en el vapor del nitrógeno líquido (con pinzas) y suelte la aguja en el nitrógeno líquido.
  4. Transferir la aguja muy rápido en la primera solución calentamiento e incubar durante 1 min (a 25 ° C). Asegúrese de transferir la aguja rápidamente para evitar su calentamiento en el aire durante la transferencia.
  5. Transferencia de la aguja en la segunda solución calentamiento e incubar durante 3 minutos (a 25 ° C).
  6. Transferencia de la aguja en la tercera solución calentamiento e incubar durante 5 minutos (a 25 ° C).
  7. Liberar los testículos de la aguja deslizándolo hacia abajo con una pinza curva. Lugar cada testículo calentado individualmente en un pozo independiente (placa de 96 pocillos) con 250 μl de L-15 suplementado con 10% FBS. Asegúrese de que los pozos están etiquetados según la muestra. Mantenga la placa bien en el hielo hasta que todas las muestras se calientan y hasta más trabajo.

5. tejido digestión

  1. Preparar 500 μl de la solución de disociación para cada muestra en tubos separados 2 mL. Etiquetar los tubos de acuerdo con el código de la muestra. Incubar la solución preparada de disociación por 5 min a temperatura ambiente.
  2. Añadir el tejido calentado en la solución de digestión y cortar en trozos pequeños por lo menos 30 movimientos de tijeras pequeñas.
  3. Incubar el tejido cortado en una placa de agitación durante 90 minutos a 25 ° c.
  4. Detener el proceso de digestión mediante la adición de 400 μL de L-15 y 100 μl de FBS (SFB 10% v/v). Brevemente agitar la solución e incubar durante 1 min a temperatura ambiente.
  5. Filtrar la solución obtenida a través de 50 filtros del μm en un tubo de 1,5 mL. Etiquetar los tubos por consiguiente.
  6. Centrifugue la solución filtrada a 200 x g durante 10 min a 25 ° c.
  7. Cuidadosamente Quite el sobrenadante y resuspender el precipitado en 20 μl de L15 suplementado con 10% FBS. Agitar manualmente el tubo hasta que el precipitado se haya disuelto completamente. Mantener la suspensión de células en hielo o a 4 ° c hasta su uso posterior.

6. viabilidad evaluación y recuento celular

  1. Mezcla 5 μl de suspensión celular y 5 μl de solución de azul de tripano 0.4% en un tubo PCR de 0.2 mL debidamente etiquetado. Si se utilizan volúmenes diferentes, asegúrese de que la relación de dilución de 1:1 restos.
  2. Incubar la suspensión de 1 a 3 min a temperatura ambiente (25 ° C).
  3. Comprobar la viabilidad de cada muestra en un hemocitómetro bajo el microscopio.
  4. Contar el número de células vivas (sin mancha de azul tripán) en 15 campos. Calcular el número total de células de 20 μm de la suspensión de células. La suspensión está lista para cualquier aplicación posterior.
    Nota: Cuando optimizar el procedimiento para otras especies con tamaño de cuerpo más grande, utilizar fragmentos de testículos de igual peso. Utilice los testículos de un individuo para todos los grupos experimentales con el fin de evitar la variabilidad individual en los resultados. En el caso del pez cebra, aprovechamos el hecho de que izquierda y testículo derecho debe contener un número igual (o muy similar) de las células germinales13 (véase los resultados de representante). El testículo izquierdo se mantuvo como un control, mientras que el testículo derecho era vitrificados/calentados. Porcentaje de viabilidad se calculó el número de células aisladas del testículo vitrificados/calentados en comparación con el número de células aisladas de los testículos frescos.

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Representative Results

En promedio, el número de células de germen inicial aislada de un testículo de pez cebra dulce solo varió entre 40.000 y 200.000 células dependiendo del tamaño de los peces. Al digerir los testículos frescos de pez cebra en todas las 5 cepas, células germinales tempranas no eran las células sólo presentes en las suspensiones de la célula (figura 2). Al lado de las células de germen incipiente, numerosos espermatozoides fueron encontrados también. Por otro lado, hubo mucho menos espermatozoides después de la digestión de los testículos criopreservados. Esto indicó que los espermatozoides no sobreviven este protocolo enfriamiento ultra rápido, y que son probablemente eliminado durante el proceso de digestión, que produce una suspensión mucho más limpieza de células de germen incipiente.

Allí no hubo diferencias significativas en el número de células de germen incipiente entre los testículos derecho e izquierdos (1 ± 0,5 × 105 vs 1.1 ± 0,7 × 105) de un solo individuo demostrado por digerir los testículos frescos de tres machos de pez cebra AB (ANOVA de una vía ; F (1,4) = 0.04, p = 0,85). En todas las líneas del pez cebra utilizadas en este estudio, el protocolo actual de enfriamiento ultra rápido produjo tasas de viabilidad promedio superior al 50% (tabla 1).

Tipo AB Casper Leopardo Vasa transgénico Tumor de Wilms transgénico
Número de células vivas (× 104) Testículo fresco 14.5 ± 3.9 9.5 ± 2.3 12.7 ± 2.4 14.5 ± 5.6 4.8 ± 1.8
Vitrificados testículo 8.7 ± 2.8 7.2 ± 3.0 8,8 ± 1.7 7.6 ± 3.7 2.4 ± 0,7
Viabilidad (%) 58 ± 9 72 ± 13 69 ± 1 50 ± 6 53 ± 13

Tabla 1. Número de células vivas y los porcentajes de viabilidad (media ± SD) de testículo de pez cebra frescas o vitrificados/calentados. Se presentan los resultados de las cinco líneas de pez cebra probado: AB tipo salvaje, casper (roy- / -; nácar- / -), leopardo (leot1/t1), vasa [Tg (vas::eGFP)] y línea transgénica de Wilms tumor [Tg (wt1b::eGFP 1)].

Figure 1
Figura 1. Pez cebra adulto disecado mostrando la posición de las diferentes estructuras anatómicas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2. Las células suspensiones preparadas a partir de tejido testicular de pez cebra fresco y vitrificados/calentados de pez cebra probado cinco líneas (tipo salvaje AB, casper (roy- / -; nácar- / -), leopardo (leot1/t1), vasa [Tg (vas::eGFP)] y línea transgénica de Wilms tumor [Tg (wt1b::eGFP 1)]) con microscopía de contraste de fase. Barra de escala: 40 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

El objetivo principal de este estudio fue adaptar la aguja inmerso en procedimiento de enfriamiento ultra rápido desarrollado para especies de aves y mamíferos10,11,12 a la crioconservación de testículo de pez (pez cebra como modelo organismo). La mayoría de los estudios anteriores con respecto a la criopreservación de los recursos genéticos del pez cebra se centraron principalmente en criopreservación de esperma de pez cebra2,3,4. Sin embargo, no se han desarrollado protocolos de criopreservación de ovocitos maduros y embriones todavía, aunque algunos estudios recientes demuestran la criopreservación de ovocitos de la fase inicial es plausible14,15. En este estudio demostramos la criopreservación exitosa de espermatogonios de pez cebra que ofrece nuevas posibilidades para el almacenamiento de recursos genéticos valiosos, ya que después maduran a gametos femenino y masculino5 .

A lo mejor de nuestro conocimiento, éste es el primer estudio sobre el enfriamiento ultra rápido de tejido de pez cebra por el método NIV. Estudios similares incluyeron vitrificación de testículos de pez cebra en pajitas de plástico de 0.25 mL16 y vitrificación de los ovarios del pez cebra en recipientes metálicos cerrados14. La principal ventaja de la VNI en comparación con los dos contenedores mencionados es la exposición directa de los testículos a nitrógeno líquido con volúmenes mínimos de crioprotectores fijadas a ellos, por lo tanto maximizar la tasa de enfriamiento10. El aumento en la velocidad de enfriamiento reduce la concentración requerida de crioprotectores, reduciendo así su toxicidad. Además, todas las piezas del tejido pueden estar expuestas a los crioprotectores y nitrógeno líquido síncrono. Sin embargo, la exposición directa a nitrógeno líquido tenga una desventaja con respecto a la contaminación cruzada. Es posible que las bacterias o los virus están presentes en el nitrógeno líquido y que la exposición directa del tejido puede conducir a la contaminación. Por lo tanto, le sugerimos abstenerse de reutilizar el nitrógeno líquido al realizar VNI y deseche el nitrógeno líquido usado después de enfriamiento. Propuestas en este sentido ventajas de la oferta de contenedores de metal14, sin embargo estaban personalizadas hecho y no son fácilmente accesibles a todos los laboratorios.

Al comparar el enfriamiento ultra rápido a lento-tasa de congelación, una ventaja crucial de enfriamiento ultra rápido es la ausencia de espermatozoides después de la digestión. Métodos de congelación lenta tasa demostraron en algunas especies de peces ciprínidos que protocolos similares rendimiento comparable viabilidad de células de germen incipiente y espermatozoides17 dando por resultado números de espermatozoides alta después de la digestión de los criopreservados tejido. Nuestros resultados en pez cebra (presente estudio), carpa y carpín (resultados no publicados) indican que hay muy pocos espermatozoides después de la digestión de los tejidos calentados y que no sobreviven a este procedimiento y se digiere que simplifica aguas abajo aplicaciones puesto que no hay procedimientos de enriquecimiento adicional son necesarias.

Hay varios pasos fundamentales dentro de este protocolo. El primero es evitar cualquier contaminación durante el proceso de aislamiento, ya que puede conducir a una disminución en el número de células obtenidas y puede dificultar cualquier aplicaciones posteriores. Uno de los pasos cruciales es la supresión de los testículos donde puede ocurrir la contaminación bacteriana de dañado agallas (por lo tanto es mejor no herir o quitar por completo los intestinos) o de la piel si se usa la misma herramienta de disección para cortar la piel y eliminar la testículos. En segundo lugar, tenga cuidado al fijar los testículos a la aguja de acupuntura ya que es posible que los testículos se caigan o deslicen hacia abajo. Actualmente, estamos probando diferentes métodos para impedir que los testículos deslizantes durante el procedimiento de vitrificación (temperaturas del nitrógeno líquido). En tercer lugar, prestar atención al período de exposición a los crioprotectores. Exposición de los testículos (y así las células) con alta concentración de crioprotector (especialmente en la solución de vitrificación) para demasiado largo puede llevar a la muerte celular debido a la toxicidad del crioprotector. También, tenga cuidado al bajar las agujas en nitrógeno líquido; Limpie el exceso de VS ya que puede afectar el proceso de enfriamiento y hundir las agujas rápidamente para evitar la exposición a vapores de nitrógeno líquido. Por último, transferir los testículos de nitrógeno líquido en el medio de calentamiento rápidamente para evitar el calentamiento prematuro en el aire durante la transferencia.

En el presente trabajo presentamos el procedimiento para la criopreservación de los testículos de cinco cepas de pez cebra usando MeOH, PG y Me2así como crioprotectores de la impregnación. El método produce resultados confiables para todas las cepas probadas de pez cebra con una viabilidad celular de sobre el 50%. Es posible utilizar este método con modificaciones para otras especies. En primer lugar, cada protocolo de criopreservación es especie específica y diferentes crioprotectores rendimiento diferentes eficiencias en diferentes especies (por ejemplo glicol de etileno produjo la más alta viabilidad en acipenserids18 mientras Me2tan rindió la viabilidad más alta en los salmónidos19 y ciprínidos17). Además debe prestarse atención a las concentraciones que se utilizan así. El presente estudio y el estudio realizado sobre la trucha Salmo trutta ovarios15 demuestran que los mejores resultados se obtienen utilizando la misma concentración de dos crioprotectores, sin embargo esto puede variar en otras especies. Por último, los testículos de pez cebra son muy pequeños y es posible prender varios testículos en una aguja. Cuando se trabaja con especies con los testículos más grandes, el tamaño testicular piezas que se utilizan es un factor muy importante. Se aconseja para aumentar el tiempo de exposición para grandes piezas de tejido teniendo en cuenta crioprotector toxicidad y eficacia.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este estudio fue apoyado por la investigación, desarrollo e innovación oficina de Hungría (grant 116912 a ÁH), la oficina de costos (alimentación y agricultura costo acción FA1205: AQUAGAMETE), el programa de becas beca Hungaricum (ayuda a ZM) y el nuevo Húngaro nacional excelencia Beca Predoctoral (grant EK).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Leibovitz media (L-15) Sigma-Aldrich L1518 Supplemented with L-glutamine
Fetal bovine serum (FBS) Sigma-Aldrich F9665
Tricaine methanesulfonate (MS-222) Sigma-Aldrich E10521
HEPES Sigma-Aldrich H3375
Sucrose Acros Organics 57-50-1
Trehalose Acros Organics 99-20-7 Dihydrate
Methanol Reanal 20740-0-08-65
Propylene glycol Reanal 08860-1-08-65
Dimethyl sulfoxide Reanal 00190-1-01-65
Collagenase Gibco 9001-12-1
Trypsin Sigma-Aldrich T8003
DNase I Panreac AppliChem A3778
Trypan blue Sigma-Aldrich T6146
Phospate buffered saline (PBS) Sigma-Aldrich P4417 Tablets for preparation of 200 ml PBS solution

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References

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