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Derivazione di linee di cellule staminali da embrioni di Preimplantation Mouse

Developmental Biology

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Summary

Questo articolo descrive un protocollo per derivare e cultura pluripotenti linee di cellule staminali da embrioni di topo allo stadio di blastocisti efficacemente.

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Vila-Cejudo, M., Ibañez, E., Santalo, J. Derivation of Stem Cell Lines from Mouse Preimplantation Embryos. J. Vis. Exp. (126), e56171, doi:10.3791/56171 (2017).

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Abstract

Mouse sulle cellule staminali embrionali (mESC) derivazione è il processo da cui pluripotenti vengono stabilite linee cellulari da embrioni preimpianto. Queste linee mantengono la capacità di auto-rinnovarsi o differenziare in condizioni specifiche. Grazie a queste proprietà, mESC sono uno strumento utile in medicina rigenerativa, la modellazione di malattia e gli studi di ingegneria tissutale. Questo articolo viene descritto un semplice protocollo per ottenere linee mESC con efficienze di derivazione alta (60-80%) coltivando blastocisti da diversi ceppi di topi permissiva su cellule di alimentatore in medium definito completati con fattore inibitorio di leucemia. Il protocollo può anche applicarsi per derivare in modo efficiente mESC linee da diversi ceppi di topi non permissivi, per semplice aggiunta di un cocktail di due piccole molecole inibitori al medium di derivazione (2i medio). Procedure dettagliate sulla preparazione e sulla coltura di cellule di alimentatore, raccolta e cultura d'embrioni di topo e derivazione e mESC linee sono fornite. Questo protocollo non richiede attrezzature specializzate e può essere effettuato in qualsiasi laboratorio con competenze di cultura di base su cellule di mammifero.

Introduction

Cellule staminali embrionali (ESC) sono cellule pluripotenti derivate da embrioni preimpianto, che mantengono la capacità di auto-rinnovarsi o differenziare sotto condizioni specifiche1. Basato su queste proprietà, ESC sono diventati uno strumento utile per la medicina rigenerativa, la modellazione di malattia e di studi ingegneria del tessuto2.

ESC sono stati derivati per la prima volta da embrioni di topo preimpianto, originari del mouse ESC (mESC) linee con successo basso3,4. Per anni, l'efficienza di derivazione è rimasta bassa a causa della difficoltà di mantenere la pluripotenza in vitro. Inoltre la presenza di alimentatore cellule5, che migliorano l'efficienza di derivazione, promuovere allegato di Colonia e migliorare stabilità karyotypic6, diverse modifiche del protocollo piombo ad un miglioramento nella manutenzione di pluripotenza. Le più importanti furono l'aggiunta di fattore inibitorio di leucemia (LIF) a mESC coltura7,8, l'uso di embrioni dal 129S2 sfondo permissiva9 e la cultura della mescita con supplementato con definita siero, privo di potenziali fattori di differenziazione10. Più recentemente, una prova convincente ha dimostrato che l'aggiunta di un cocktail di due piccole molecole modulatori delle vie di segnalazione al terreno di coltura mESC (noto come 2i) non consiglia di mantenere la pluripotenza. La 2i cocktail è costituito da una combinazione dell'inibitore MEK PD0325901, che riduce i segnali di differenziazione inibendo la chinasi di proteina mitogene-attivata (MAPK), e l'inibitore di GSK3β CHIR99021, che migliora la sopravvivenza delle cellule a bassa densità attivando la via di Wnt11.

Nel presente articolo, descriviamo un semplice protocollo per derivare in modo efficiente mESC linee da blastocisti di topo. Seguiamo le procedure standard, la coltura di embrioni da ceppi permissive su cellule di alimentatore in medium di derivazione completate con LIF e un siero sostituzione12. Seguendo questo protocollo, mESC linee può essere derivato con efficienze equivalenti a quelli ottenuti in mezzo 2i. Nonostante ciò, 2i possono essere aggiunti per evitare possibili problemi con pluripotenza manutenzione o quando si lavora con ceppi non permissivi.

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Protocol

l'uso degli animali descritti nelle sezioni riportate di seguito è stato approvato dal comitato di etica animale e umana ricerca della Universitat Autònoma de Barcelona e dalla Departament d' ' Agricultura, Ramaderia, Pesca ho Alimentació della Generalitat de Catalunya (protocollo #8741).

1. inattivazione delle cellule feeder e deposito

Nota: fibroblasti umani del prepuzio (HFF-1) precedentemente sono stati congelati in 1 mL di soluzione di congelamento composto da 90% siero bovino fetale (FBS) e 10% dimetil solfossido ( DMSO) e conservati in azoto liquido fino uso.

  1. Scongelare una fiala criogenica di HFF-1 (1 mL) immergendo il flaconcino in bagnomaria a 37 ° C.
  2. Aggiungere lo scongelati contenuto del flaconcino criogenico a Dulbecco pre-riscaldato ' s Modified Eagle ' s Medium (DMEM) completati con 10% FBS per rendere un 01:10 diluizione.
  3. Le cellule diluite (10 mL) di semi in una boccetta di T75 e loro coltura a 37 ° C e 5% CO 2.
  4. Il giorno successivo, cambiare il mezzo per eliminare i resti di DMSO. Rimuovere il mezzo e aggiungere 10 mL di pre-riscaldato DMEM supplementato con 10% FBS.
  5. Cultura il HFFs e cambiare il mezzo ogni 48 h fino a quando la cultura raggiunge la fase confluente. L'operazione potrebbe richiedere circa 7-10 gg.
  6. Per preparare la soluzione di inattivazione, diluire mitomicina C in DMEM supplementato con 10% FBS ad una concentrazione finale di 10 µ g/mL. Incubare le cellule con la soluzione di inattivazione per 3 h a 37 ° C e 5% CO 2.
  7. Rimuovere la soluzione di inattivazione e sciacquare le cellule tre volte con 2 mL di Hanks bilanciato sale soluzione (HBSS) per eliminare i resti di mitomycin C.
  8. Per staccare le cellule inattivate, aggiungere 1 mL di soluzione di tripsina-EDTA pre-riscaldato e incubare per 5 min a 37 ° C e 5% CO 2.
  9. Osservare le cellule al microscopio invertito per assicurare sono scollegati (obiettivo 10x con 0,3 apertura numerica o NA). Se non lo sono, li Incubare per un paio di minuti a 37 ° C e 5% CO 2. Controllare le cellule sotto il microscopio invertito.
  10. Pipetta la soluzione con una pipetta Pasteur al fine di dissociare i grumi di cellule.
  11. Neutralizzare la soluzione enzimatica aggiungendo 4 mL di DMEM completati con 10% FBS e risospendere.
  12. Prendere un'aliquota della sospensione cellulare e fare una diluizione 1: 100 in HBSS. Per determinare il numero di celle, è necessario caricare 10 µ l della diluizione in un Neubauer ' camera di s. Contare le celle che si trova in una delle piazze più grandi della camera sotto un microscopio invertito (obiettivo x 20 con un NA 0,45).
    1. Ripetere il conteggio in un totale di quattro grandi piazze. Calcolare il numero totale di cellule (N) n = numero medio di cellule contate x volume totale x diluizione x 10 4.
  13. Centrifugare il resto del campione per 5 min a 200 x g. gettare il surnatante e risospendere il sedimento con congelamento soluzione ad una concentrazione di 10 6 cellule per mL.
  14. Aliquota della sospensione in fiale criogeniche con 10 6 cellule (1 mL) ogni. Posizionare le fiale criogeniche in un contenitore di congelamento e congelare a -80 ° C.
  15. Il giorno successivo, conservare i flaconi criogenici in azoto liquido.

2. Coltura cellulare alimentatore

  1. da uno a quattro giorni prima di iniziare il processo di derivazione, disgelo criogenico flaconcino contenente 1 x 10 6 inattivato HFF-1 cellule in un bagno di acqua a 37 ° C.
  2. Fare una diluizione di 1:6 di HFF-1 scongelati nel pre-riscaldati DMEM completati con 10% FBS e mantenere la temperatura a 37 ° C.
  3. Riempire ogni pozzetto di una piastra a 4 pozzetti con 500 µ l di pre-riscaldato 0,2% gelatina da pelle porcina e tenere la piastra a 37 ° C per 10 min.
  4. Rimuovere i 500 µ l di gelatina dai pozzetti e aggiungere 500 µ l della diluizione HFFs. Scuotere delicatamente la piastra per assicurare una distribuzione uniforme del HFFs sul fondo dei pozzetti. Evitare movimenti circolari, in caso contrario si concentreranno le cellule al centro del pozzo.
  5. Incubare la piastra almeno 24 ore a 37 ° C e 5% di CO 2 per ottenere un monostrato di HFFs inattivato in ciascun pozzetto.
  6. Il giorno successivo, osservare le cellule al microscopio invertito (obiettivo 10x con NA 0,3) e verifica che siano collegati e distribuiti in modo omogeneo. Modificare il mezzo per eliminare i resti di DMSO. Rimuovere il mezzo e aggiungere 500 µ l di pre-riscaldato DMEM supplementato con 10% FBS.

3. Raccolta degli embrioni e cultura

  1. quattro giorni prima della raccolta degli embrioni, amministrare 5 IU della cavalla incinta ' gonadotropina del siero di s tramite l'iniezione intraperitoneale di topi femmina 6-12 settimane vecchio.
    Nota: Abbiamo usato le femmine da 129S2 o B6CFAF1 ceppi, anche se le femmine da altri ceppi del mouse possono essere utilizzate. Tuttavia, quando mezzo di lavoro con le femmine da ceppi non permissivi (ad es. CBA), dovrebbe essere completato con 2i come indicato al punto 4.2.
  2. Dopo 48 h, amministrare 5 UI di gonadotropina corionica umana tramite l'iniezione intraperitoneale e accoppiare le femmine con i maschi, almeno 8 settimane di vita, con un rapporto 1:1. Separare le femmine dai maschi il giorno successivo.
  3. Il giorno prima della raccolta degli embrioni, preparare una coltura cellulare di 35 mm di Petri con alcune gocce di 40 µ l di KSOMaag supplementato con 4 mg/mL albumina di siero bovino (BSA) e riempire il piatto con olio minerale per coprire completamente le gocce. Incubare la piastra a 37 ° C e 5% di CO 2 per equilibrare il medium.
  4. Per preparare pipette di manipolazione dell'embrione, scaldate la parte più sottile di un vetro con punta lunga pipetta Pasteur utilizzando un bruciatore di Bunsen. Una volta morbido, ritirarlo dal fuoco e separare le due estremità. Romperlo fino alla lunghezza desiderata. Il diametro interno alla punta dovrebbe essere 100-150 µm.
  5. Eutanasia i topi femminili di dislocazione cervicale 45-48 h coitum dell'alberino (p.c.).
  6. Sezionare i topi per esporre la cavità addominale tagliando la pelle con forbici affilate lisce curve ed il peritoneum con forbici affilate dritto. Afferrare un utero con una pinza, tagliare l'ovidotto utilizzando delle forbici affilate dritto e inserirlo nella tamponata Hepes CZB medio (HCZB) 13 a 37 ° C. Ripetere la procedura per rimuovere altri ovidotto.
  7. Flush ovidotti con una siringa da 1 mL caricati con HCZB tenuto da forcipe orologiaio per raccogliere gli embrioni 2-cell.
    Nota: Per preparare il lavaggio dell'ago prendere un ago ipodermico 30g, tagliare l'estremità e a terra su una punta smussata su una pietra abrasiva.
  8. Utilizzando l'apparato di pipetta di bocca, prendere gli embrioni, lavarli in HCZB e loro cultura nella piastra di coltura degli embrioni precedentemente preparato a 37 ° C e 5% CO 2 fino allo stadio di blastocisti. Fino a 50 embrioni possono essere coltivati in ogni goccia di 40 µ l. Monitorare lo sviluppo dell'embrione ogni 24 h sotto uno stereomicroscopio.
    Nota: In alternativa, gli embrioni possono essere raccolti allo stadio di blastocisti per abbreviare in vitro coltura embrionale. In questo caso, eutanasia le femmine al giorno p.c. 3,5-4,5, sezionare l'utero. e lavare con HCZB.

4. Derivazione di cellule staminali

  1. preparazione delle piastre derivazione
    1. il giorno di embrione semina, preparare il supporto di derivazione arricchendo terreno DMEM con 100 µM 2-β mercaptoetanolo, 1 x gli aminoacidi Non essenziali , 20% di siero sostituzione e 10 3 U/mL LIF.
    2. Se lo si desidera, aggiungere anche 1 µM dell'inibitore MEK PD0325901 e 3 µM dell'inibitore GSK3 CHIR99021 per ottenere un mezzo di 2i.
    3. Prendere la piastra a 4 pozzetti con il monostrato di HFFs inattivato (punto 2.6) dalla incubatrice. Rimuovere il mezzo e aggiungere 800 µ l di terreno di derivazione pre-riscaldato a ciascun pozzetto. Riporre la piastra nell'incubatore.
  2. Pellucide rimozione ed embrione semina
    1. preparare una coltura cellulare 35mm Petri con gocce tre 30 µ l di acido Tyrode ' s soluzione 14 e tre 30 µ l gocce di mezzo di derivazione. Coprire le gocce con olio minerale e mantenere il piatto a 37 ° C.
    2. Prendere la piastra di coltura dell'embrione dall'incubatrice. Uno per uno, trasferire le blastocisti dalle gocce di cultura a un'acida Tyrode ' goccia di soluzione di s usando una pipetta di manipolazione dell'embrione. Se possibile, selezionare solo le blastocisti espanse per avviare il processo di derivazione.
    3. Monitor la zona pellucida Digestione sotto lo stereomicroscopio. Appena scompare la zona pellucida, trasferire le blastocisti ad un calo medio di derivazione per lavare fuori il Tyrode acide ' soluzione di s.
    4. Prendere la piastra 4 pozzetti derivazione da incubatrice e seme uno privi di zona blastocisti nell'alimentatore di cellule in ciascun pozzetto.
    5. Ritorno la piastra 4 pozzetti derivazione in incubatrice e coltura a 37 ° C e 5% CO 2.
  3. Modificare la crescita delle cellule staminali di monitoraggio e medie
    1. monitorare le culture ogni 24 h sotto un microscopio invertito (obiettivo X 20 con 0,45 NA). È importante notare se ci sono segni di differenziazione delle cellule staminali, quali le cellule refrattiva gonfiate che circondano l'escrescenza o anche spingendo l'alimentatore cellule da parte.
    2. Ogni altro giorno, cambiare il mezzo della cultura. Prendere la piastra a 4 pozzetti dall'incubatrice, rimuovere il mezzo da ogni pozzetto e aggiungere 800 µ l di terreno di derivazione pre-riscaldato completato con LIF e 2i, se utilizzato. Mantenere la cultura fino a escrescenze sono osservati (6-8 giorni).

5. Coltura della cellula formativa e manutenzione

  1. preparare Kolle-come maniglie e pipette di manipolazione di cellule staminali. Seguire il passo 3.4 preparare pipette di manipolazione di cellule staminali con un diametro interno sulla punta di 250-300 µm. utilizzare l'altra parte della pipetta Pasteur tirata per preparare la maniglia Kolle-come. Calore e modellarlo fino ad ottenere un hook.
  2. Prendere la piastra di coltura 4 pozzetti fuori l'incubatrice e individuare l'escrescenza sotto un microscopio stereoscopico. Utilizzare il quadratino per spingere via le cellule differenziate e gli alimentatori che circondano l'escrescenza.
    Nota: Per evitare eventuale differenziazione della conseguenza, è importante rimuovere tutte le cellule differenziate dal bordo dell'escrescenza.
  3. Aspirare l'escrescenza con una pipetta di manipolazione di cellule staminali e posizionarlo in un nuovo piatto in una goccia di tripsina-EDTA 50 µ l.
  4. Utilizzare un bisturi per tagliare la conseguenza in più parti al fine di disaggregare esso sia meccanicamente che enzimaticamente.
  5. Subito, trasferire i frammenti di conseguenza in una fresca goccia di mezzo di derivazione per neutralizzare l'azione della tripsina.
  6. Trasferire i frammenti di conseguenza una nuova piastra a 4 pozzetti con un monostrato di alimentatori. Trasferimento fino a 10 frammenti per pozzetto e cultura li con il mezzo di derivazione a 37 ° C e 5% CO 2.
  7. Mantenere le colture delle cellule staminali per almeno sei settimane prima di considerare la linea mESC stabilita. Modificare il mezzo ogni altro giorno e sottocultura li una volta a settimana.

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Representative Results

A seguito di questo protocollo, oltre il 95% della formazione di conseguenza dovrebbe avvenire dopo la prima settimana della cultura (Figura 1A). Creazione di linee di mESC dopo sei passaggi è variabile tra repliche sperimentali, con una media di successo del 60-80%. L'aggiunta di 2i non migliora significativamente i risultati quando si lavora con diversi ceppi di topi permissiva, come quelli con un background di 129S2, ma è necessario quando si lavora con ceppi non permissivi.

Colonie di mouse ESC dovrebbe presentare una morfologia normale con una forma piatta e definiti i bordi quando coltivate senza trattamento (Figura 1B-C) o coltivate con 2i (Figura 1). Colonie che presenta i segni periferici differenziazione dovrebbero essere scartato (Figura 1E-F). Se le efficienze di derivazione ottenute sono inferiori ai valori previsti, controllare la crescita delle colonie mESC e sottocultura loro più spesso per evitare la crescita eccessiva, come questo può causare la morte delle cellule e promuoverebbe la differenziazione (Figura 1-H).

Figure 1
Figura 1 : Immagini rappresentative delle colonie mESC nella cultura. (A) la conseguenza derivata da una blastocisti dopo la prima settimana della cultura (B, C), mESC diverse colonie al passaggio 10 che presenta bordi definiti e una forma piatta. (D) colonie da mESC linee trattate con 2i. (E, F) Esempi delle colonie mESC semi-differenziato che presenta segni di differenziazione periferici (evidenziati con ellissi tratteggiate). (G, H) Esempi di invaso mESC colonie che presentano un cattivo segni di morfologia e differenziazione. Scala bar = 100 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Per verificare la staminalità delle linee putativo mESC ottenuti dopo sei settimane di cultura, dovrebbe essere valutata la presenza di marcatori di pluripotenza e differenziazione. Le linee di mESC dovrebbero essere positive per marcatori di pluripotenza come Oct4 e Sox2 (Figura 2 A-B). Inoltre, dopo induzione del differenziamento spontaneo coltivando le cellule per 10 giorni senza cellule di alimentatore in DMEM supplementato con 10% FBS, mESC linee dovrebbero essere positivo per la classe di ectoderma marcatore β-tubulina III (Tuj1) (Figura 2), il mesoderma marcatore α-liscio del muscolo actina (αSMA) (Figura 2D) e l'indicatore di endoderma alfa-fetoproteina (AFP) (Figura 2E). Solo le linee positive per i cinque marcatori valutati dovrebbero essere considerate vero mESC linee e così utilizzate per il calcolo dell'efficienza di derivazione. Solitamente, ciò corrisponde a praticamente tutte le linee di mESC generate utilizzando il presente protocollo.

Figure 2
Figura 2 : Immunofluorescenza rappresentanza contro marcatori di pluripotenza e differenziazione. mESC colonie esprimendo Oct4 (A) (verde) (B) e Sox2 (rosso). Differenziato mESC colonie esprimendo Tuj1 (C) (verde), αSMA (D) (verde) e (E) AFP (verde). In tutte le immagini del materiale nucleare è controcolorato con Hoeschst (blu). Scala bar = 100 µm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Discussion

Anche se mESC linea derivazione è una procedura ben nota ordinariamente utilizzata in molti laboratori, sua efficienza non è sempre più in alto come previsto a causa di molteplici fattori che possono disturbare la pluripotenza manutenzione. Nel presente articolo abbiamo illustrato, passo dopo passo, come stabilire linee mESC con alta efficienza utilizzando un protocollo semplice e affidabile. Queste efficienze sono simili a quelli segnalati nella letteratura.

Per garantire la massima efficienza, è importante controllare le cellule ogni giorno o ogni altro giorno, fin dai tempi punti indicati sono solo illustrative. È essenziale per evitare la crescita eccessiva delle colonie, poiché ciò promuove la differenziazione e morte cellulare. È anche importante per ridurre quanto più possibile l'esposizione delle colonie di tripsina-EDTA durante loro sottocultura, perché questo può anche ridurre la vitalità cellulare.

Un altro fattore fondamentale è la fonte di cellule di alimentatore e la loro cultura. Diversi studi hanno dimostrato che i fibroblasti STO HFF, fibroblasti embrionali del Mouse (MEF) e mouse sono ugualmente in grado di supportare la derivazione di ESC e cultura15. Tuttavia, HFF sono fino a due volte più durevole della MEF e STO in cultura16, concedendo più tempo per la mescita a crescere. Pertanto, l'uso di HFF evita supplementare mESC sottoculture.

Se le efficienze di derivazione ottenute sono inferiori i risultati riportati, è importante controllare accuratamente tutti i componenti del mezzo derivazione, soprattutto sostituzione di siero. Diversi lotti di sostituzione del siero possono generare differenze significative nella derivazione efficienze17,18. Pertanto, ogni nuovo batch devono essere testati prima del suo utilizzo.

È importante sottolineare che il patrimonio genetico degli embrioni utilizzati come una fonte per la derivazione di mESC può influenzare anche significativamente l'efficienza di derivazione. Infatti, diversi ceppi di topi sono stati classificati in ceppi permissive (come 129S2 e C57BL6) e ceppi non permissivi (come CBA, NOD e FVB) secondo la loro capacità di produrre linee mESC sotto condizioni standard9,19. Il protocollo segnalato qui può essere applicato con successo agli embrioni da entrambi i tipi di ceppi, purché la 2i cocktail è incluso nel mezzo di derivazione quando si lavora con gli embrioni da ceppi non permissivi. Il mezzo di 2i è in grado di modulare il modello di segnalazione delle linee mESC per sostenere la pluripotenza, indipendentemente dal background genetico6. La principale limitazione è che, dovuta al forte modello segnalazione acquistato durante cultura20, mESC linee coltivate in 2i diventano resistenti alla differenziazione. Per ovviare a questa limitazione, mESC linee dovrebbero essere coltivate senza 2i per almeno un passaggio prima dell'induzione di differenziazione per indebolire la segnalazione acquisito.

Nel complesso, questo lavoro può facilitare la pratica di derivazione mESC mostrando i passaggi semplicemente come possibile e puntamento presso le principali difficoltà e come superarli.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Ringraziamo Jonatan Lucas per la sua assistenza tecnica con coltura cellulare alimentatore, Servei Estabulari de la UAB per cura degli animali e Domènec Martín per la registrazione del video. Questo lavoro è stato supportato dal Ministerio de Economia y Competitividad AGL2014-52408-R e Generalitat de Catalunya 2014 SGR-524. MVC è beneficiario di una borsa di studio di PIF-UAB.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 mL sryringe BD  309628
2-β-mercaptoethanol Life Technologies 31350-010
4-well plate Thermo Scientific Nunc 176740
Acidic Tyrode's solution  Home-made See recipe in Nagy et al, 2003. For short-term storage (up to 1 month) keep it at 4ºC. Alternatively, for long-term storage keep it at -20ºC. If the efficiency of the solution diminishes, it should be acidified by the adition of a small drop of HCl 1M. 
BSA Sigma A3311
Chicken anti-Mouse IgG, Alexa Fluor 488 Molecular Probes - Invitrogen A-21200 1:500 dilution. Secondary antibody for Oct4, Tuj1, αSMA and AFP mouse antibodies. 
CHIR990212 Axon Medchem  1386 Reconstitute with 2.15 ml DMSO for each mg of powder, to obtain a 1 mM stock solution. Aliquot at desired volume and store at -20ºC. Avoid freeze and thaw cycles. 
CryoTube Thermo Scientific Nunc 3754518
DMSO Sigma 41640
DMEM BioWest L0107
FBS BioWest S1810 Inactivate it prior to use by heating for 30 mins at 56ºC. Aliquot and store at -20ºC
Flushing needle BD  304000 Cut the end of the needle and ground to a blunt tip on an abrasive stone
Gelatin from porcine skin Fluka 48724 Dilute at 0,2% in destilled water and autoclave it. Each dilution can be used for a month.
Goat anti-Rabbit IgG, Alexa Fluor 594 Molecular Probes - Invitrogen A-11037 1:500 dilution. Secondary antibody for Sox2 rabbit antibody. 
HBSS BioWest L0611
Hepes-buffered CZB  Home-made See composition in Chatot et al, 1989
Human chorionic gonadotropin Divasa-Farmavic Veterin-Corion 3000 UI Dilute in NaCl 0.9% at 50 IU/ml. Aliquot it in 1 ml and store at -20ºC for up to two months. Once thawed do not freeze again. 
Human foreskin fibroblasts ATCC ATCCSCRC-1041 For long term storage it is recommended to store them in liquid nitrogen.
KnockOut Serum Replacement Life Technologies  10828-028 Photosensitive. It is recommended to aliquot it in small volumes such as 10 ml and store it at -20ºC (check the expiration date). Avoid freeze and thaw cycles.   
KSOMaag Evolve Zenith Biotech ZEKS-050 Supplement with 4 mg/ml BSA. Equilibrate at 37ºC and 5% CO2 a day prior to use.
Leukemia Inhibitory Factor Merk Millipore ESG1106
Mice  Charles River/Harlan It is recommended to use mice from a permissive strain in terms of mESC derivation (such as 129S2 or C57BL). However, inbreed strains are less efficient producing embryos. Therefore, it is recomended to use a hybrid strain, such as 129S2 x C57BL or B6CBAF1 to take advantage of the hybrid vigor. 
Mineral oil Sigma M8410 Embryo tested. Photosensitive. 
Mitomycin C Serva 2980501 Reconstitute the powder with MilliQ water at 0.5 mg/ml. Store at 4ºC protected from light. Attention, it is harmful and suspected of causing cancer. 
Mouse anti-tubulin β III (Tuj1) Biolegend MMS-435P 1:500 dilution
Mouse monoclonal anti-αSMA Sigma A5228 1:200 dilution
Mouse monoclonal anti-AFP R&D Systems MAB1368 1:50 dilution
Mouse monoclonal anti Oct3/4  Santa cruz Sc-5279 1:50 dilution
Non-Essential Amino Acids Life Technologies 11140-035
PD0325901 Axon Medchem  1408 Reconstitute with 2.08 ml DMSO for each mg of powder, to obtain a 1 mM stock solution. Aliquot at desired volume and store at -20ºC. Avoid freeze and thaw cycles.
Petri dish (35mm) Thermo Scientific Nunc 153066
Petri dish (60mm) Thermo Scientific Nunc 150288
Pregnant mare's serum gonadotropin Foligon Foligon-1000 UI Dilute in NaCl 0.9% at 50 IU/ml. Aliquot it in 1 ml and store at -20ºC for up to two months. Once thawed do not freeze again. 
Rabbit policlonal anti-Sox2 Merck Millipore AB5603 1:200 dilution
T75 falcon Thermo Scientific 130190
Trypsin-EDTA 10x BioWest X0930 Dilute 1:10 in HBSS to obtain a 1x solution

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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