Enclenchez la puce pour les immunoessais de Cross-reactivity-libre et exempt de Spotter multiplexée "sandwich"

Bioengineering

Your institution must subscribe to JoVE's Bioengineering section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Nous démontrons une technologie de puce snap pour effectuer des tests immunologiques reactivity-free multiplexée "sandwich" le simplement claquer deux diapositives. Un appareil à pression est utilisé pour le transfert fiable des réactifs de microarray-aux-puces. La puce du composant logiciel enfichable peut être utilisée pour des réactions biochimiques nécessitant une colocalisation des différents réactifs sans contamination croisée.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Li, H., Bergeron, S., Larkin, H., Juncker, D. Snap Chip for Cross-reactivity-free and Spotter-free Multiplexed Sandwich Immunoassays. J. Vis. Exp. (129), e56230, doi:10.3791/56230 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Analyse des protéines multiplexé a montré la sensibilité diagnostique supérieure et la précision par rapport aux protéines simples. Microarrays d’anticorps permettent depuis des milliers d’immunoessais micro-échelle réalisées simultanément sur une seule puce. Format de dosage "sandwich" améliore la spécificité de dosage en détectant chaque cible avec deux anticorps, mais souffre d’une réactivité croisée entre les réactifs limitant ainsi leurs capacités de multiplexage. Anticorps colocalisation microarray (ACM) a été développé pour la détection de protéines multiplexé cross-reactivity-libre, mais requiert un pareur cher sur place pour la fabrication de puces lors des essais. Dans ce travail, nous démontrons une technologie de puce de composant logiciel enfichable qui transfère le réactif de microarray-aux-puces de simplement claquer deux puces ensemble, que donc aucun pareur n’est nécessaire au cours de l’incubation de l’échantillon et la demande ultérieure d’anticorps de détection (dAbs) sur stockage de diapositives pré tachetés, se dissociant de la préparation de l’exécution de test. Les deux méthodes de transfert de simples et doubles sont présentés pour parvenir à un alignement précis entre les deux puces à ADN et la fabrication de diapositives pour les deux méthodes sont décrites. Les résultats montrent que < 40 μm alignement a été réalisé avec le double transfert, pour atteindre une densité de tableau de 625 points/cm2. Un test immunologique 50-plexed a été mené pour démontrer la facilité d’utilisation de la puce de composant logiciel enfichable dans l’analyse des protéines multiplexé. Limites de détection des 35 protéines sont dans la gamme de pg/mL.

Introduction

Un panel de biomarqueurs comprenant plusieurs protéines peut fournir plus de sensibilité et de spécificité qu’un biomarqueur unique pour le diagnostic de maladies complexes telles que les cancers1,2. Le dosage immuno-enzymatique (ELISA) a été l’étalon-or technologie utilisée dans les laboratoires cliniques, atteindre une limite de détection à faible pg/mL dans le plasma, mais les limites à une cible par dosage3,4,5. Microarrays d’anticorps ont été conçus pour accueillir des milliers de tests miniaturisés effectuées en parallèle sur un microscope unique diapositive6,7,8. Toutefois, la capacité de multiplexage de cette méthode est limitée par la réactivité croisée pilotée par le réactif, résultant de l’application d’un mélange de limandes, et elle devient plus problématique avec un nombre croissant de cibles9,10 , 11. Pla et al. ont déclaré que la vulnérabilité résultante d’un essai de multiplex "sandwich" échelles comme 4N(N-1), où N est le nombre des cibles12.

Pour atténuer les réactions croisées en anticorps microarrays, anticorps colocalisation microarray (ACM) a été développé dans notre laboratoire pour multiplex "sandwich" test12. Anticorps de capture (cabines) sont repérés sur un substrat avec un guetteur de microarray. Après blocage échantillons sont appliqués sur la surface, et puis par les touches individuelles sont repérés sur les mêmes endroits avec le complexe antigène-cAb. Tous les scénarios de réactivité croisée entre les anticorps et les antigènes peuvent être atténués avec ACM, et limites de détection à pg/mL ont été atteints. Toutefois, le protocole d’essai nécessite préparation et repérer les touches au cours des expériences à l’aide d’un pareur de microarray sur place avec une grande précision pour fins d’alignement, qui est coûteux et prend du temps, de limiter l’application large de cette technologie dans autres laboratoires. Un ordinateur de poche ACM, nommé puce clin d’oeil a été développé pour cross-reactivity-libre et exempt de spotter multiplex "sandwich" immunoessais13,14,15. toutes les cabines et plots sont préalablement repérées sur une diapositive de dosage et un toboggan de transfert respectivement au format de microarray et stockés. Pendant le test, les diapositives sont récupérées et un microarray des plots sont transférés collectivement sur le toboggan de dosage à simplement faire claquer les deux puces ensemble. Un appareil à pression est utilisé pour transfert fiable de réactif. Diapositives de nitrocellulose enduit avec une capacité de liaison anticorps relativement importantes ont été utilisés comme les diapositives de dosage pour absorber les gouttes de liquides et ainsi faciliter le transfert de réactif, cependant, les diapositives sont plus chers que microarray et lames de verre ordinaire scanners compatibles avec lames opaques sont nécessaires pour l’acquisition de signaux.

Dans ce travail, nous démontrons le protocole d’exécution d’un test immunologique du multiplex "sandwich" avec un clin d’oeil à puce. Un appareil nouveau clin d’oeil a été développé pour le transfert de réactif plus pratique et fiable de microarray-aux-puces. Ce qui est important, ici, nous avons établi la méthode de transfert de réactif sur lames de verre ordinaire avec la puce de composant logiciel enfichable. 1024 points ont été correctement transférés et alignés sur une lame de verre, élargissant considérablement l’utilisation de cette technologie dans la plupart des laboratoires.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. fabrication et le stockage de snap copeaux

  1. méthode de transfert unique ( Figure 1 a)
    1. Spot cAb solutions contenant des 400 anticorps µg/mL et 20 % de glycérol dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) sur une nitrocellulose (ou un verre fonctionnalisé) lame de test avec un jet d’encre/spotter microarray 13 à une humidité relative de 60 % (1,2 nL pour chaque tache) avec 800 µm--entraxe. Assurez-vous que la lame est fixée sur le pont de spotter selon un angle (ici, le coin inférieur gauche a été utilisé).
    2. Incuber la lame de test tacheté à température ambiante pendant 1 h avec une humidité relative de 60 %.
    3. Pince un joint module de glissement avec 16 compartiments sur la diapositive de dosage de le diviser en 16 puits. Rincer la lame trois fois en ajoutant 80 µL de PBS contenant 0,1 % Tween-20 (PBST) dans chaque puits et secouant à 450 tr/min sur un agitateur, 5 min chaque fois.
    4. Ajouter 80 µL de blocage des solutions pour chaque bien et agiter pendant 1 h à 450 tr/min.
    5. Enlever le joint et sécher la lame de test avec un courant d’azote.
    6. Fixer une diapositive de transfert sur le pont de spotter et pousser le coin inférieur gauche de la lame contre le coin inférieur gauche de la platine spotter. Jet d’encre apercevoir un tableau de repères (solution de micro-billes de polystyrène) avec la même disposition que celle pour les cabines à.
    7. Sécher les repères. Flip la diapositive transfert et remettre en place sur le pont de spotter, fixation contre le coin inférieur gauche.
    8. Préparer le dAb spotting solutions contenant 20 µg/mL anticorps, 20 % de glycérol et 1 % de BSA.
    9. à l’aide de l’observateur ' s appareil photo, prendre une image de marque d’alignement. Mettre en œuvre cette photo dans le programme de lunettes comme un alignement et obtenir le système de reconnaissance d’image de la longue-vue de jet d’encre pour identifier la marque plus haut de la page de gauche. Utiliser ses coordonnées comme la première place du tableau dAb. Place 8 nL par goutte avec un espacement de centre à centre de 800 µm.
  2. Méthode de transfert double ( Figure 1 b)
    1. Placez un chariot de transfert 1 sur le pont de spotter jet d’encre contre le coin inférieur gauche. Repérer les cabines des solutions contenant 400 µg/mL anticorps, 20 % de glycérol et 1 % de BSA dans du PBS sur la lame avec un pareur de microarray de jet d’encre à une humidité relative de 60 % (0,4 nL pour chaque tache et ~ 200 µm de diamètre). L’espacement de centre à centre est 400 µm.
    2. Casser la lame de test transfert diapositive avec une nitrocellulose enduit (ou un verre fonctionnalisé) utilisant un appareil de clin d’oeil ( Figure 2) pour transférer les gouttelettes de cabine sur le toboggan de dosage.
      1. Tour six boutons sur le côté de l’appareil de composant logiciel enfichable de 90 degrés pour tirer et verrouiller tous les plongeurs en position ouverte. Insérer la diapositive de transfert dans le support de diapositive dans son récipient avec le coin coupé face à la broche fixe pogo. Tournez à la première série de trois boutons pour libérer les pistons avec la broche dorée pogo et assurez-vous que les lames sont poussés contre les tiges d’alignement.
      2. Insérer une diapositive de nitrocellulose-enduit dans le composant logiciel enfichable appareil envers assis sur les 4 broches pogo. Tourner à la deuxième série de trois boutons pour libérer les pistons avec la broche d’argent et s’assurer que les diapositives sont poussés contre les tiges d’alignement.
      3. Fermer l’appareil de snap en plaçant la coquille supérieure sur le support de diapositive en utilisant les trous et les piliers de l’alignement pour un positionnement précis.
      4. Insérer l’appareil fermé clin d’oeil dans sa cage et poussez la languette de fermeture complètement vers le bas pour mettre les puces en face à face tout en appliquant la pression appropriée. Garder fermé pendant 1 min.
    3. Séparer les diapositives. Incuber la lame de test à température ambiante pendant 1 h avec une humidité relative de 60 %. Laver et sécher la lame de test comme décrit aux points 1.1.3 - 1.1.5 bloquer.
    4. Placer une autre diapositive de transfert sur le pont de spotter jet d’encre et de la pousser contre le coin inférieur gauche. Solutions de dAb spot contenant 50 ou 100 µg/mL d’anticorps (voir tableau 1), 20 % de glycérol et 1 % de BSA dans du PBS. S’assurer que chaque spot est 0,8 nL et l’espacement de centre à centre entre taches est 400 µm.
    5. Store le dosage et la diapositive de transfert. Sceller le dosage et le transfert de diapositives dans un sac hermétique contenant un sachet déshydratant et mettre dans un congélateur à-20 ° C.

2. Multiplexés immunodosages avec snap jetons

  1. récupérer la diapositive de dosage du congélateur. Laissez le sac scellé pendant 30 min jusqu'à ce que la diapositive soit à température ambiante.
  2. Série de 7 points
  3. Prepare dilué solutions échantillons de protéines dans du PBS contenant 0,05 % de fortification Tween-20.
    NOTE : Ici, un facteur de dilution 5 fois est utilisé. Les concentrations de départ pour chaque protéine sont énumérées au tableau 1.
  4. Solutions échantillons Prepare selon le cas. Par exemple, diluer sérum humain 4 fois dans un tampon PBST.
  5. Serrer un joint 16 compartiments sur la diapositive de dosage.
  6. Remplir une seule colonne de 8 puits avec les solutions de dilution 7 protéines et une solution de tampon PBST exempt de protéines de pipetage. Pipetter les exemples de solutions dans les 8 autres puits sur la même lame.
    Remarque : des 80 solutions µL peuvent être adaptées dans chaque puits. Diapositives plus peuvent être utilisés pour mesurer les échantillons supplémentaires lorsque cela est nécessaire.
  7. Incuber les échantillons sur un agitateur à 450 tr/min pendant 1 h à température ambiante ou pour la nuit à 4 ° C. Lavez la diapositive trois fois avec PBST sur l’agitateur à 450 tr/min, 5 min chaque fois. Enlever le joint et sécher la lame sous un courant d’azote gazeux.
  8. Récupérer la diapositive transfert avec quelques touches du congélateur. Gardez les sacs scellés pendant 30 min à température ambiante. Puis, incuber la lame dans une chambre fermée (par exemple une zone vide conseils) contenant 60 % humidité billes de stabilisation pendant 20 min pour la réhydratation.
  9. Casser la diapositive transfert avec la lame de test utilisant un appareil de clin d’oeil ( Figure 2) pour transférer les gouttelettes de dAb. Voir la section 1.2.2 pour le fonctionnement de l’appareil de snap.
  10. Séparer les diapositives. Incuber la lame de test dans une enceinte fermée contenant 60 % humidité billes de stabilisation pendant 1 h. pince la lame de test avec un joint de 16 compartiments et rincer la lame 4 fois sur un agitateur à 450 tr/min, 5 min chaque fois à l’aide de PBST.
  11. Pipette 80 µL des solutions contenant 2,5 fluorophore de streptavidine µg/mL dans du PBS dans chaque puits. Incuber pendant 20 min sur un agitateur à 450 tr/min.
  12. Rincer la diapositive 3 fois avec PBST et une fois avec de l’eau distillée sur l’agitateur à 450 tr/min. Enlever le joint et sécher la lame à l’aide de gaz azote.

3. Analyse de données et de numérisation de diapositive

  1. scanne la diapositive de dosage avec un scanner de microarray de fluorescence en utilisant le laser de 635 nm.
  2. Extraire l’intensité nette de chaque tache à l’aide d’une analyse logiciels (p. ex. l’analyseur tableau-pro) 16.
  3. Calcul de la limite de détection (LD) de chaque protéine à l’aide d’un logiciel de statistiques et de déterminer les concentrations de protéine dans les échantillons de.
    Remarque : La limite de détection est défini comme l’ordonnée à l’origine de la norme cuRVE incrémenté par trois fois l’écart-type des trois tests indépendants.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Le mode OPERATOIRE pour les single et double les méthodes de transfert est illustré à la Figure 1. Dans le simple transfert, les cabines sont repérés directement sur la diapositive de dosage et les touches sont transférés sur le toboggan de dosage à utiliser dans un modèle de miroir de la cabine (Figure 1 a). Procédure de transfert qu’un seul est nécessaire, mais cette méthode souffre de défauts d’alignement entre les deux puces, causée principalement par le désalignement angulaire entre la lame et le portique de jet d’encre (Figure 2). Une approche de relever ce défi consiste à transférer les deux cabines et dAbs séquentiellement sur le toboggan de dosage après les taches et les glissières de fixation dans l’appareil d’alignement correctement (Figure 1 b). En utilisant cette méthode, les deux puces sont transférés dans le même poste. Aucun marqueur de système ou de l’alignement de reconnaissance image n’est nécessaire pour le mode de transfert double. Le défaut d’alignement pour 98 % des spots relevait 41 µm, 6 fois amélioration par rapport à la méthode de transfert unique14.

L’appareil de pression a été conçu pour être facile à utiliser sans aucune formation et minimiser le risque d’un mauvais alignement du tableau. Les diapositives sont réunis avec un positionnement précis grâce à des tiges d’alignement communs aux diapositives de dosage et de transfert. Le slide transfert est légèrement plus petit pour s’adapter à bas de la diapositive de dosage en cas de suspension par les goupilles de pogo, jusqu'à ce que l’appareil de clin d’oeil est fermé. Une entretoise est incluse dans la diapositive transfert maintenir un écart de taille micrométrique qui permet un transfert fiable de gouttelettes à la lame de verre. Enfin, la cage et sa languette de fermeture sont conçus pour appliquer la pression nécessaire pour un transfert effectif à chaque composant logiciel enfichable pour le transfert de haute qualité reproductible. Photo de l’appareil de composant logiciel enfichable est illustrée Figure 3.

Images représentatives illustrant les résultats de transfert réactif sur un toboggan de nitrocellulose et une lame de verre sont indiquées à la Figure 4. Alexa 532 étiqueté IgG ont été utilisés comme le premier réactif et Alexa 647 étiqueté IgG ont été utilisés comme le deuxième réactif. Après le transfert, la lame a été scannée avec 532 nm et 635 nm lasers. Le résultat montre que 3136 (pour la diapositive de nitrocellulose) ou 1024 (pour la lame de verre) microspots ont été transférés avec zéro défaut sur les diapositives de dosage et aucune contamination croisée a été observée à transférer le deuxième réactif. Lors de l’utilisation de lames de verre, il est possible de créer de surface plus hydrophobe de fonctionnalisation, ce qui réduit la taille de chaque spot et réduisant la distance de l’endroit à repérer pour transférer un plus grand nombre de taches. Ce travail s’étend l’application de la technologie de puce de clin d’oeil aux substrats de verre couramment utilisés.

Les courbes standard d’un 50-plex immunodosage ciblant le cancer du sein liés protéines sont illustrées à la Figure 5, correspondant à la plus grande "sandwich" multiplex anticorps biopuce à ce jour sans réaction croisée. Méthode de transfert double a été utilisé dans cet essai, la diapositive a été analysée et l’intensité de fluorescence a été quantifiée pour générer les courbes standards. 35 des 50 protéines atteint LODs à pg/mL (voir tableau 1) et peut être encore améliorée en optimisant les conditions de test. Colocalisation de réactifs facilite l’utilisation de plusieurs paires d’anticorps sur une seule diapositive sans réaction croisée et permet l’optimisation de chaque paire indépendamment avec aucune interférence sur d’autres paires12. Ces résultats indiquent que cette puce snap est une technologie évolutive qui peut être utilisée pour la quantification des protéines multiplexé.

Figure 1
Figure 1. Schéma de comparaison simple (a) et (b) deux méthodes de transfert MODE OPERATOIRE. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2. Schéma montrant les différences entre simple et double-transfert. b la mise en miroir des réactifs transfert amplifie le désalignement angulaire entre la lame et la scène XY jet d’encre. (b) méthode de double transfert surmonte le désalignement angulaire. Adapté de référence 14 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3. Photo de l’appareil de snap. a dispositif ouvert. (b) dispositif fermée. (c) vue en perspective de l’appareil. En bref, (i) transférer les lames sont positionnées dans le support de diapositive et poussé contre les tiges d’alignement à l’aide de la pogopin monté sur des plongeurs. (ii) les lames de test sont placés sur le dessus de la pogopins et poussés contre les tiges d’alignement à l’aide d’une deuxième série de pistons. (iii) la coquille supérieure est placée sur le support de diapositive et insérée dans la cage. Une pression est appliquée à l’aide de l’onglet de fermeture pour compresser la pogopin et de réunir les diapositives. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4. Transfert collectif des taches à l’aide d’une puce de snap. Analyse de fluorescence à l’aide de 532 nm et 633 nm lasers, pour démontrer le transfert d’anticorps sur (a) une nitrocellulose diapositive (adapté de référence 14 avec permission) et (b) verre glisser. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5. Image de fluorescence d’une diapositive de dosage et des courbes standard de 50 protéines mesurée parallèlement à l’aide de la méthode de transfert double. (a) image de fluorescence d’une diapositive de dosage pour générer la courbe d’étalonnage. (b) gros plan d’un tableau. Barre d’échelle = (c) type courbes de 2 mm. pour 50 protéines. Barres d’erreur ont été calculées comme des déviations standard de trois expériences indépendantes. Adapté de référence 14 avec permission. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Nom de la protéine Concentration initiale (ng/ml) LOD (pg/ml) Nom de la protéine Concentration initiale (ng/ml) LOD (pg/ml)
ANG2 500 1,3 × 104 IL-6b 1 de 2,1 × 102
FNPC 500 1,0 × 102 IL-5 50 77 CA 15-3 * 1 4,9 × 103 IL-4 1000 1,5 × 104 CEA 1000 5,4 × 103 IL-2 50 76 CXCL10/IP-10 50 1,7 × 102 LEP 200 4,0 × 102 CRP 200 44 MIG 500 11 × 102 ENG 1000 6,2 × 102 CCL3/MIP-1Α 50 3.3 EGF 50 1,8 × 102 CCL4/MIP-1Β 50 12 EGFR 200 1,9 × 102 MMP-3 500 1,0 × 102 FAS-L 500 4,5 × 102 M-CSF 500 8.2 × 103 FGF 500 1,0 × 103 MMP-9 200 3,1 × 102 G-CSF 500 39 CCL2/MCP-1 50 55 GM-CSF 50 3.8 NCAM-1 500 1,7 × 103 GRO-Α 50 3,0 x 102 Β-NGF 200 1,4 × 103 HER2 500 3,5 × 103 NT-3 200 5,8 × 102 PDGF-BB 200 73 OPN 500 1,9 × 103 IL-1Β 500 7,9 x 102 RBP4 200 1,2 × 102 IL-1ra 200 1,1 × 103 SPARC 1000 4,6 × 104 IL-15 50 8.2 × 102 TNF-Α 50 4.4 IL-12 1 30 TNF-RI 50 1,3 × 102 IL-11 500 1,2 × 103 TNF-RII 50 12 IL-10 500 6,1 × 102 SAF/TNFRSF6 200 2,8 × 102 IL-8 50 6.6 uPA 200 24 IL-7 2.5 26 uPAR(CD87) 200 76 IL-6a 1000 84 VEGF 200 6,7 × 102

Table 1. Les concentrations de protéine et LODs dans le tampon de l’essai de 50-plex. La limite de détection pour le CA 15-3 est en U/ml (*). Adapté de référence 14 avec permission.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dans ce travail, nous avons présenté une technologie de puce de clin d’oeil qui rend les immunoessais cross-reactivity-libre multiplexes largement disponibles pour les chercheurs avec base montage expérimental. Différent des puces à anticorps existant, aucun observateur « microarray » n’est nécessaire pour les utilisateurs finaux. Les single et double les méthodes de transfert sont démontrés, et double transfert offre précision d’alignement supérieur vers le bas pour ~ 40 μm pour les taches de 98 %, avec le plus grand déplacement de 63 µm14. Un appareil nouveau clin d’oeil a été développé pour bien aligner les deux glissières avec une pression constante, rendant cette technologie accessible aux chercheurs. Transfert fiable de réactif est réalisé non seulement sur l’enduit nitrocellulosique diapositives, mais aussi sur lames de verre ordinaire, élargissant considérablement l’application de cette technologie sans avoir besoin d’une formation approfondie. Afin de démontrer la facilité d’utilisation de la puce de clin d’oeil, un immunodosage 50-plex a été réalisé à l’aide de diapositives pré tachetés et stockées, et 70 % des protéines atteint LODs dans la gamme de pg/mL14. Comparé à des immunoessais multiplexes existantes qui s’appliquent par les touches comme un mélange, un avantage important de l’ACM et de la technologie de puce de composant logiciel enfichable est que les essais sur une puce sont indépendants entre eux, permettant ainsi d’ajouter ou de supprimer n’importe quelle paire d’anticorps sans interférer avec toutes les autres paires. Des dizaines ou des centaines de protéines peuvent être mesurés simultanément avec une puce de clin d’oeil, ce qui raccourcit le temps de dosage par rapport aux autres méthodes telles que la mesure automatique de série par incubation séquentielle qui exige l’application de chaque anticorps 17série. Seulement sub-nanolitres de chaque anticorps est nécessaire pour la fabrication de puces de clin d’oeil, rend plus économique que les immuno-essais conventionnels.

Les concentrations d’anticorps utilisées et les étapes de l’incubation d’antigène sont essentiels pour parvenir à haute sensibilité. Dans la fabrication des puces snap, concentration d’anticorps peut être optimisée selon l’affinité des paires d’anticorps et les types des diapositives assay (nitrocellulose ou non-nitrocellulose). Les volumes de chaque spot d’anticorps peuvent être réglés selon sur la capacité de l’observateur et la précision de l’alignement et l’espacement de centre à centre entre les taches peut être modifié en conséquence. Après avoir transféré les cabines sur la lame de test, nous avons incubé la diapositive d’essai à température ambiante pour incubation durant la nuit de 1 h à 4 ° C pourrait donner la meilleure capacité de fixation des anticorps. BSA stabilisateur gratuit solutions (voir le tableau des matériaux) ont été utilisées ici pour bloquer la lame de test après incubation des cabines. Les autres réactifs de blocage comme sérum animal ou lait peuvent également fonctionner pour cette application.

Dans les immunoessais multiplexés, protocoles pour les non-nitrocellulose diapositives avec différente chimie de surface peuvent être développés et optimisés. Un facteur de dilution différent peut être utilisé pour faire des courbes standard selon les protéines cibles. Fluorophores différents peut être utilisés pour étiqueter des plots, et la lame peut être numérisée en utilisant un laser à une longueur d’onde différente pour la collecte du signal.

Actuellement, une densité de 625 points/cm2 ont été réalisée avec la méthode de transfert double14. Afin d’améliorer la capacité de multiplexage de la puce de l’accrochage, plusieurs stratégies sont disponibles. Tout d’abord, des volumes plus petits peuvent servir à réduire la taille des taches, ce qui permet de plus courte distance de centre à centre entre les taches et la densité accrue de tableau. Deuxièmement, on peut choisir une diapositive de transfert avec une surface plus hydrophobe pour réduire la taille du spot. Troisièmement, meilleure harmonisation entre les deux puces peut être réalisée en effectuant un réglage précis de la longue-vue de jet d’encre et en optimisant davantage les détachage paramètres tels que la distance entre les buses et la surface de glissement.

En ce qui concerne tous les immunologiques anticorps, la performance de l’immuno-essai de la puce snap est sous réserve de la disponibilité et la qualité des anticorps. La puce du composant logiciel enfichable fonctionne en utilisant un format de test "sandwich", qui est le format de dosage plus largement utilisé en ELISA en raison de la haute sensibilité et la spécificité conférée par la liaison double, séquentielle d’une paire d’anticorps ciblant différents épitopes, mais elle dépend la disponibilité d’une paire d’anticorps compatibles requis pour la capture et la détection de la protéine cible.

La valeur de la technologie de puce du composant logiciel enfichable est établie pour les immunoessais et on prévoit qu’il peut être utilisé pour des réactions chimiques et biochimiques nécessitant l’application de différents réactifs sans Croix-contaminations18,19 , 20 , 21 , 22. en fait, la puce de composant logiciel enfichable fournit une solution générale pour fournir différents réactifs pré tachetés de microarray-à-microarray, dissociant ainsi la fabrication de la puce avec le mode opératoire et par conséquent aide à aborder le " Entoilage-macro au micro » défi23. À titre d’exemple, la puce de clin d’oeil a été utilisée pour un 4-plex homogène inhibition enzymatique pour analyser les 128 conditions avec timing précis et des résultats comparables à des expériences de grand volume14. Il a également été appliquée pour la coloration des tissus multiplex. En outre, elle peut contribuer à des applications pour tester des milliers de produits chimiques sur les différentes bactéries ou cellules, pour la seule cellule analyse21,24, ou pour différentes conditions d’essai en produit chimique unique ou à plusieurs étape de dépistage de drogue réactions.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

L’Université McGill a déposé une demande de brevet sur certains aspects de ce travail avec Huiyan Li et David Juncker comme inventeurs.

Acknowledgments

Nous remercions le Dr Rob Sladek pour l’utilisation de la longue-vue de jet d’encre. Nous reconnaissons le support final des instituts de recherche en santé (ICRS), sciences naturelles et génie conseil recherche du Canada (CRSNG), l’Institut canadien de la recherche sur les société de Cancers et la Fondation canadienne pour l’Innovation (FCI). D.J. Merci de soutien d’une Chaire de recherche du Canada.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Phosphate buffered saline tablet Fisher Scientific 5246501EA
Streptavidin-conjugated Cy5 Rockland s000-06
Tween-20 Sigma-Aldrich p1379
Bovine serum albumin Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc 001-000-162
Glycerol Sigma-Aldrich G5516
Blocking solution: BSA-free StabilGuard Choice Microarray Stabilizer SurModics, Inc SG02
Nitrocellulose coated slides Grace Bio-Laboratories, Inc 305116
Aminosilane coated slides Schott North America 1064875
Snap Device Parallex BioAssays Inc. PBA-SD01
Inkjet microarray spotter GeSiM Nanoplotter 2.0
Slide module gasket Grace Bio-Laboratories, Inc 204862
Humidity Stabilization Beads Parallex BioAssays Inc. PBA-HU60
Array-Pro Analyzer software Media Cybernetics Version 4.5
Fluorescence microarray scanner Agilent SureScan Microarray Scanner
Biostatistics software GraphPad Software GraphPad Prism 6
Endoglin capture antibody R&D Systems MAB10972
Endoglin protein R&D Systems 1097-EN
Endoglin detection antibody R&D Systems BAF1097
IL-6a (see Table 1) R&D Systems
IL-6b (see Table 1) Invitrogen

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mor, G., et al. Serum protein markers for early detection of ovarian cancer. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, (21), 7677-7682 (2005).
  2. Nicolini, A., et al. Intensive post-operative follow-up of breast cancer patients with tumour markers: CEA, TPA or CA15.3 vs MCA and MCA-CA15.3 vs CEA-TPA-CA15.3 panel in the early detection of distant metastases. BMC Cancer. 6, (1), 1-9 (2006).
  3. Hnasko, R., Lin, A., McGarvey, J. A., Stanker, L. H. A rapid method to improve protein detection by indirect ELISA. Biochem. Biophys. Res. Commun. 410, (4), 726-731 (2011).
  4. Percy, A. J., Chambers, A. G., Yang, J., Hardie, D. B., Borchers, C. H. Advances in multiplexed MRM-based protein biomarker quantitation toward clinical utility. Biochim. Biophys. Acta - Proteins and Proteomics. 1844, (5), 917-926 (2014).
  5. Ekins, R. P. Multi-analyte immunoassay. J Pharm Biomed Anal. 7, (2), 155-168 (1989).
  6. Mahlknecht, P., et al. An antibody microarray analysis of serum cytokines in neurodegenerative Parkinsonian syndromes. Proteome Sci. 10, (1), 71-80 (2012).
  7. Miller, J. C., et al. Antibody microarray profiling of human prostate cancer sera: Antibody screening and identification of potential biomarkers. Proteomics. 3, (1), 56-63 (2003).
  8. Li, H., Leulmi, R. F., Juncker, D. Hydrogel droplet microarrays with trapped antibody-functionalized beads for multiplexed protein analysis. Lab Chip. 11, (3), 528-534 (2011).
  9. Juncker, D., Bergeron, S., Laforte, V., Li, H. Cross-reactivity in antibody microarrays and multiplexed sandwich assays: shedding light on the dark side of multiplexing. Curr. Opin. Chem. Biol. 18, 29-37 (2014).
  10. Blank, K., et al. Double-chip protein arrays: force-based multiplex sandwich immunoassays with increased specificity. Anal. Bioanal. Chem. 379, (7), 974-981 (2004).
  11. Albrecht, C., et al. DNA: A Programmable Force Sensor. Science. 301, (5631), 367-370 (2003).
  12. Pla-Roca, M., et al. Antibody Colocalization Microarray: A Scalable Technology for Multiplex Protein Analysis in Complex Samples. Mol. Cell. proteomics. 11, (4), (2012).
  13. Li, H., Bergeron, S., Juncker, D. Microarray-to-Microarray Transfer of Reagents by Snapping of Two Chips for Cross-Reactivity-Free Multiplex Immunoassays. Anal. Chem. 84, (11), 4776-4783 (2012).
  14. Li, H., Munzar, J. D., Ng, A., Juncker, D. A versatile snap chip for high-density sub-nanoliter chip-to-chip reagent transfer. Sci. Rep. 5, 11688 (2015).
  15. Li, H., Bergeron, S., Annis, M. G., Siegel, P. M., Juncker, D. Serial analysis of 38 proteins during the progression of human breast tumor in mice using an antibody colocalization microarray. Mol. Cell. Proteomics. 14, 1024-1037 (2015).
  16. Bergeron, S., Laforte, V., Lo, P. S., Li, H., Juncker, D. Evaluating mixtures of 14 hygroscopic additives to improve antibody microarray performance. Anal. Bioanal. Chem. 407, (28), 8451-8462 (2015).
  17. Whiteaker, J. R., et al. Sequential Multiplexed Analyte Quantification Using Peptide Immunoaffinity Enrichment Coupled to Mass Spectrometry. Mol. Cell. Proteomics. 11, (6), (2012).
  18. Xu, K., Wang, X., Ford, R. M., Landers, J. P. Self-Partitioned Droplet Array on Laser-Patterned Superhydrophilic Glass Surface for Wall-less Cell Arrays. Anal. Chem. 88, (5), 2652-2658 (2016).
  19. Lee, M. -Y., Park, C. B., Dordick, J. S., Clark, D. S. Metabolizing enzyme toxicology assay chip (MetaChip) for high-throughput microscale toxicity analyses. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, (4), 983-987 (2005).
  20. Fernandes, T. G., et al. Three-dimensional cell culture microarray for high-throughput studies of stem cell fate. Biotechnol. Bioeng. 106, (1), 106-118 (2010).
  21. Kwon, C. H., et al. Drug-Eluting Microarrays for Cell-Based Screening of Chemical-Induced Apoptosis. Anal. Chem. 83, (11), 4118-4125 (2011).
  22. Jogia, G. E., Tronser, T., Popova, A. A., Levkin, P. A. Droplet Microarray Based on Superhydrophobic-Superhydrophilic Patterns for Single Cell Analysis. Microarrays. 5, (4), 28 (2016).
  23. Schena, M., Shalon, D., Davis, R. W., Brown, P. O. Quantitative Monitoring of Gene Expression Patterns with a Complementary DNA Microarray. Science. 270, (5235), 467-470 (1995).
  24. Wu, J., et al. A sandwiched microarray platform for benchtop cell-based high throughput screening. Biomaterials. 32, (3), 841-848 (2011).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics