Visualisatie en Live beeldvorming van Oligodendrocyte organellen in Organotypic hersenen plakjes met behulp van Adeno-associated Virus en confocale microscopie

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Myelinating oligodendrocyten bevorderen snelle actiepotentiaal propagatie en neuronale overleving. Hier beschreven is een protocol voor Oligodendrocyt-specifieke expressie van fluorescente proteïnen in organotypic hersenen segmenten met latere time-lapse beeldvorming. Verder is wordt een eenvoudige procedure voor het visualiseren van onbevlekt myeline gepresenteerd.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Kennedy, L. H., Rinholm, J. E. Visualization and Live Imaging of Oligodendrocyte Organelles in Organotypic Brain Slices Using Adeno-associated Virus and Confocal Microscopy. J. Vis. Exp. (128), e56237, doi:10.3791/56237 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Neuronen zijn, is afhankelijk van de elektrische isolatie en trofische steun van myelinating oligodendrocyten. Ondanks het belang van de oligodendrocyten, zijn de geavanceerde hulpmiddelen die momenteel gebruikt voor het bestuderen van neuronen, slechts gedeeltelijk gezet op door Oligodendrocyt onderzoekers. Cel type-specifieke kleuring door virale transductie is handig om te studeren live organel dynamiek. Dit witboek beschrijft een protocol voor het visualiseren van Oligodendrocyt mitochondriën in organotypic hersenen plakjes door transductie met adeno-associated virus (AAV) uitvoering van genen voor mitochondriale gerichte fluorescerende eiwitten onder de Transcriptionele controle van de myeline fundamentele eiwit promotor. Het bevat het protocol voor het maken van organotypic coronale muis hersenen segmenten. Een procedure voor time-lapse beeldvorming van mitochondriën dan volgt. Deze methoden kunnen worden overgedragen aan andere organellen en kunnen bijzonder nuttig zijn voor de studie van de organellen in de myelineschede. Ten slotte, beschrijven we een gemakkelijk beschikbare techniek voor visualisatie van onbevlekt myeline in levende segmenten door reflectie van de Confocal Microscopie (CoRe). Kern vereist geen extra apparatuur en nuttig kan zijn voor het identificeren van de myelineschede tijdens live imaging.

Introduction

Van de hersenen witte stof bestaat uit zenuwcel axonen verpakt in myeline, een gespecialiseerde uitgebreide plasmamembraan gevormd door oligodendrocyten. Myeline is vereist voor snelle en betrouwbare actiepotentiaal propagatie en voortbestaan van myelinated axonen, en een verlies van myeline neurologische stoornissen kan veroorzaken. Ondanks hun belang, worden de eigenschappen van de oligodendrocyten minder gekend vergeleken met neuronen en astrocyten. Bijgevolg zijn minder gereedschappen ontwikkeld voor het bestuderen van de oligodendrocyten.

Live beeldvorming van cel organellen, zoals mitochondriën, endoplasmatic reticulum (ER) of verschillende vesiculaire structuren kunnen nuttig zijn te onderzoeken van dynamische veranderingen in de organellen na verloop van tijd. Beeldvorming van levende oligodendrocyten is traditioneel, uitgevoerd in monoculturen1,2. Echter oligodendrocyten in monocultuur compacte myeline niet weergegeven, en organotypic of acute hersenen segmenten, dus wellicht een betere optie bij de studie van de lokalisatie en verkeer van organellen. Lokalisatie van kleine organellen en eiwitten in de myelineschede kan worden uitdagend vanwege de korte afstand tussen de myelinated axon en de omliggende myelineschede. Licht microscopische immunokleuring procedures alleen hoeft dus niet de ruimtelijke resolutie te discrimineren tussen organellen in de myelineschede en die in de myelinated axon. Dit kan worden opgelost door virale transductie met genen voor organel-gerichte fluorescente proteïnen gedreven door cel type-specifieke initiatiefnemers. De voordelen zijn een schaars en cel-specifieke expressie, waardoor accurate beoordeling van organel lokalisatie en dynamiek. Transgene dieren kunnen ook worden gebruikt om dergelijke een organel-gerichte cel-specifieke expression3. Echter, de productie en het onderhoud van transgene dieren is duur en bieden meestal niet de schaars expressie die kan worden bereikt door virale methoden.

De beschreven methode gebruikt hier virale transductie van oligodendrocyten met fluorescerende eiwitten mitochondriaal-gerichte (dsred of groen fluorescent protein, GFP) gedreven door de promotor van myeline basic protein (MBP-mito-dsred of MBP-mito-GFP) te visualiseren Oligodendrocyt mitochondriën in organotypic hersenen plakjes. Bovendien wordt expressie van een ander fluorescent proteïne in het cytoplasma (GFP gebruikt in combinatie met mito-dsred of tdtomato gebruikt met mito-GFP) gebruikt om de visualisatie van de morfologie van de cel, met inbegrip van de cytoplasmatische compartimenten van de myelineschede. Het protocol bevat de procedure voor het maken van organotypic hersenen segmenten (een gemodificeerde versie van het protocol beschreven door De Simoni en Yu, 20064,5). Vervolgens beschrijven we de time-lapse imaging procedure voor het bestuderen van mitochondriale beweging. Deze procedure maakt gebruik van een rechtop confocal microscoop met een voortdurende uitwisseling van imaging medium, een setup waarmee de gemakkelijke toepassing van drugs of andere middellange wijzigingen tijdens imaging. De time-lapse imaging procedure kan worden uitgevoerd op elke confocal microscoop, met wat extra apparatuur voor het behoud van levende segmenten zoals hieronder beschreven. Het protocol bevat ook verschillende tips om optimaliseren van beeldvorming en verminderen van fototoxiciteit.

Tot slot, een snelle en eenvoudige manier om te visualiseren onbevlekt myeline door reflectie van de Confocal Microscopie (CoRe) wordt beschreven. Dit kan zinvol zijn om te identificeren van de myelineschede tijdens live imaging. In de afgelopen jaren verschillende technieken zijn ontwikkeld om de afbeelding myeline zonder enige kleuring vereist, maar de meeste van deze vereisen specifieke apparatuur en expertise6,7,-8. De hier beschreven procedure maakt gebruik van de reflectie-eigenschappen van de myelineschede en is een vereenvoudigde single-excitatie golflengte versie van de reflectiecoëfficiënt van spectrale Confocal Microscopie (SCoRe, waarin verschillende golflengten laser worden gecombineerd om te visualiseren van myeline) 9. kern kan gebeuren op elke confocal microscoop met een 488 nm laser en een 470-500 nm bandpass emissie filter of een afstembare emissie-filter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

de procedures die hier worden beschreven zijn goedgekeurd door de Noorse dier onderzoek autoriteit. Leveranciers en catalogus nummers voor de verbruiksartikelen en andere vereiste uitrusting zijn beschikbaar in de lijst van de materialen aan het einde van het document.

1. voorbereiding van de segmenten van de Organotypic

Opmerking: dit recept maakt gebruik van twee muis pups op postnatale dag 7-9 (p7-9), die de opbrengst van 24 organotypic segmenten verdeeld over twee zes-well cultuur gerechten. Tenzij anders vermeld, alle procedures moeten gebeuren in een steriele kap en Nitriel of latex handschoenen moeten worden gebruikt. Alleen cel cultuur grade ingrediënten moeten worden gebruikt.

  1. Autoclaaf flessen, dissectie tools (1 grote schaar, 1 kleine schaar, 1 grote platte spatel, 1 kleine afgeronde en scherp spatel en 1 pincet, zie materialen lijst voor details), glas pipettes, pipet tips en weefsel doekjes gebruikt voor de bereiding van segment.
  2. Als de helft van de pipetten van glas moet worden gebruikt met de grote opening, het afbreken van het smalle einde.
    1. Score met een diamant scriber pen (indien beschikbaar) rond de pipet net onder het punt waar het glas vernauwing begint. Plaats dan het puntige einde van de pipet in een nitril handschoen of soortgelijke. De tip zorgvuldig afbreken door het buigen van de pipet terwijl het duwen tegen een bank werk.
    2. Dan botte het gebroken einde door het wrijven over een stukje schuurpapier of iets smelten op een bunsenbrander. De gebroken pipetten gewend bent gesneden hersenen segmenten Pipetteer met behulp van het gebroken einde omgezet in de rubber-lamp en de grote open einde aanraken van de oplossing/segmenten.
      Opmerking: Dit wordt niet gedaan in een steriele kap en enkele dagen vooraf kan gebeuren.
  3. Cultuur gerechten bereiden.
    Opmerking: Dit kan worden gedaan de dag vóór het snijden of ten minste 2 uur voor het snijden.
    1. Steriliseren polytetrafluorethyleen (PTFE) membranen (" confetti "). Gebruik twee steriel pincet te verwijderen enkele confetti uit de omringende blauwe plastic stukken en steriliseren door dompelen tweemaal in een petrischaal met 96% ethanol (EtOH). Dan lag confetti plat in een steriele grote petrischaal drogen.
      Opmerking: De confetti zijn hydrofiel PTFE membranen vergelijkbaar met de membranen in de cultuur-inserts. Het gebruik van confetti helpt de levende imaging omdat enkele segmenten kunnen gemakkelijk worden overgedragen van de invoegen aan de opstelling van de Microscoop door het opheffen van de confetti met een tang (zie 4.8. voor meer informatie). Alternatief, kunnen de hersenen segmenten worden gekweekt zonder de confetti (waarin de segmenten zal hechten rechtstreeks aan het membraan van de cultuur-insert). In dit geval het invoegen van het membraan moet worden verminderd met een scalpel overbrengen van het segment naar de Microscoop bad.
    2. Voeg 1 mL gestolde voedingsbodem (recept laboratoriumreagentia ' tabel) aan elk putje van de zes-well cultuur gerechten.
    3. Plaats één cultuur invoegen in elk putje met steriel pincet. Vermijden van luchtbellen tussen het invoegen en het kweekmedium.
      Opmerking: Als u wilt sparen geld en het milieu, is het hergebruiken van de cultuur-inserts. Dit kan gebeuren door grondig spoelen in gedestilleerd H 2 O (dH 2 van O) gevolgd door incubatie in 70% EtOH gedurende ten minste 24 h tot hergebruik. Bij de voorbereiding van nieuwe cultuur, drogen de inserts in een cel cultuur plaat onder ultraviolet (UV) licht voor 15-30 min.
    4. Plaats twee (gesteriliseerd en droog) confetti op elk van de cultuur-inserts. Plaats de confetti aan de randen van de inserts om minimale overlap.
    5. Zet de platen in de cel cultuur incubator bij 37 ° C met 5% CO 2.
  4. Bubble koude dissectie medium (recept laboratoriumreagentia ' tabel) met bioxide gas (95% O 2 /5%CO 2). Om de oplossing steriel, de buis van de gasfles verbinding te maken met een steriele injectiespuit filter (0,22 µm poriëngrootte).
    1. Koppel het andere uiteinde van de spuit filter aan een steriele buis aangesloten op een steriele glazen pipet. Plaats de glazen pipet in de oplossing, bedek met parafilm en zet het gas. Dient u de dissectie medium op ice.
  5. Bereiden de dissectie/snijden gebied.
    Opmerking: Idealiter, deze procedure moet gebeuren in een steriele kap. Als dit niet mogelijk is, kan de vibratome worden verlaten op een bank werk. In dit geval is het aanbevolen om het gebruik van een haar net en gezicht masker.
    1. Met behulp van een enkele rand scheermesje, Knip een rechthoekig stuk (ongeveer 2 x 0,5 cm) van agarose gel (recept laboratoriumreagentia ' tabel) en lijm deze op het vibratome podium zodanig dat de lange zijde wordt geconfronteerd met het mes vibratome.
    2. Reinigen van alle oppervlakken en de onderdelen van de vibratome met 70% EtOH en veeg met een gesteriliseerde met autoclaaf weefsel doekjes.
      Opmerking: Het is belangrijk dat alle stukken die in contact met het hersenweefsel worden zal volledig droog zijn, omdat EtOH kan de cellen beschadigen.
    3. Een steriele scheermesje hechten aan de vibratome en vibratie controle uitvoeren als de vibratome deze functie heeft.
    4. Plaats gesteriliseerde met autoclaaf dissectie tools in de kap samen met gesteriliseerde met autoclaaf weefsel veegt, vier kleine petrischaaltjes, een ronde-rand scalpel, 2 glazen pipetten met rubberen bollen, twee open-end glas pipetten (zie pt. 1.1) en super lijm (besproeid met EtOH).
    5. Pour geborreld dissectie medium naar de boot vibratome en naar de vier kleine petrischaaltjes.
      Opmerking: Deze stap dient alleen te gebeuren onmiddellijk vóór dissectie aangezien medium vanaf dit punt is niet borrelen of ice. gehouden
  6. Ontleden en mount hersenen.
    Opmerking: Voor het verkrijgen van gezonde segmenten, deze stap moet gebeuren snel en precies. Wat oefening nodig is.
    1. Euthanaseren dier #1 door ontwrichting van de neckor volgens lokale richtsnoeren en vervolgens met de grote schaar onthoofden.
    2. Met kleine, scherpe schaar, snel verwijderen van de huid doordat een Sagittaal snede vanaf de nek tot de neus en trek opzij te onthullen van de schedel.
      1. u snijdt langs de Sagittaal hechtdraad, gevolgd door de zijdelingse insnijdingen over het inwendige deel van de frontale botten en de lamboid hechtdraad (de grens tussen cerebrum en cerebellum).
      2. Gebruik pincet te buigen open de schedel aan elke kant. De craniale zenuwen zijn afgesneden van de hersenen door het invoegen van een afgeronde, scherpe spatel onder de ventrale zijde van de hersenen en zachtjes bewegen de spatel lateraal.
    3. Een enkele rand scheermesje gebruiken om een coronale snede rostraal van het cerebellum.
      Opmerking: Op deze manier bespaart bepaalt de hoek waarmee de plakjes worden gesneden. Het moet daarom worden gemaakt in een rechte hoek.
    4. Spiegelen de hersenen uit de schedel en in een kleine petrischaal met dissectie middellange.
    5. Herhaal stappen 1.6.1.-1.6.4. voor dier #2 en plaats deze hersenen in een tweede Petri schotel.
      Opmerking: De dieren zijn niet steriel. De dissectie uitvoeren aan de ene kant van de kap en verplaats naar de andere, schone kant zodra de hersenen hebben verwijderd van de schedel.
    6. Handschoenen wijzigen.
    7. Bijvoegen hersenen naar vibratome fase: een dun laagje van superlijm toevoegen aan het werkgebied vlak voor de gemonteerde agarose gel. Houden van de kant van de hersenen #1 met een grote platte spatel met de vers gesneden (caudal) aanraken van de spatel en de ventrale zijde naar (en wordt zo dicht mogelijk bij) het agarose gel.
      1. Plaats dan voorzichtig de hersenen op de lijm door te drukken het uit de spatel met een pincet. Zorg ervoor dat u genoeg ruimte voor hersenen #2.
        Opmerking: Het is belangrijk dat de hersenen goed zijn aangesloten op het podium, maar zonder buitensporige lijm, zoals dit het stekje belemmeren kan.
    8. Onmiddellijk na montage van hersenen #1, de grote spatel te gebruiken voor het toevoegen van enkele druppels van dissectie medium op de top van de hersenen. Dit zal vochtig houden van de hersenen, de lijm uitharden en te voorkomen dat het vasthouden aan de zijkanten van de hersenen.
    9. Herhaal stap 1.6.7 en 1.6.8. voor hersenen #2.
    10. Hechten van het podium op de boot vibratome.
  7. Gesneden 230 µm dik coronale segmenten met een amplitude van 1-1,5 mm, een frequentie van 85 Hz en een snelheid van 0,2 mm/s. verzamelen segmenten ongeveer tussen 1.4 mm rostraal en 2.1 mm caudal naar Bregma.
    1. Verzamelen segmenten na elk segment heeft zijn gesneden met behulp van open-end glas pipetten (pt. 1.1). Segmenten omzetten in een petrischaal met dissectie medium. Gebruik van een afgeronde scalpel te de plakjes snijden in twee stukken, delen de twee hemisferen.
  8. Wanneer alle segmenten zijn gesneden, moet u segmenten plaatsen in de cultuur gerechten.
    1. Nemen van de cultuur-schotel (één op het moment) uit de incubator.
    2. Met behulp van de open-end glas pipetten, zorgvuldig overbrengen in een segment elk van de confetti.
      Opmerking: De segmenten moeten plat lag in het midden van de confetti. Dit vereist enige vaardigheid. Als sommige segmenten niet perfect zijn, het is echter beter om ze te laten dan om te besteden tijd proberen te verplaatsen want het is belangrijk om zo snel mogelijk alle segmenten in de incubator.
    3. Gebruiken een glazen pipet (puntige einde) zachtjes verwijderen overtollige medium zonder het aanraken van het segment.
      Opmerking: Segmenten moeten niet ondergedompeld worden in vloeistof tijdens de incubatie. Overtollige medium moet zo worden aanzuiging zodat de segmenten worden blootgesteld aan de lucht (een dunne film van medium standaardclustermodel voldoet nog steeds de segmenten). Segmenten die nog ondergedompeld in vloeibare zal meestal ongezond of sterven (4 en onze observaties).
    4. De schotel terug in de incubator bewegen zodra alle de confetti hebben één segment.
    5. Herhaal stap 1.7.8.-1.8.4. voor schotel #2.
  9. Wijzigen het kweekmedium.
    Opmerking: Dit moet gebeuren de dag na het snijden van (dag 1 in vitro DIV1) en vervolgens elke 2-3 dagen.
    1. Verwarm kweekmedium in een waterbad of de broedstoof.
    2. In een steriele kap, kunt vacuüm zuig of een regelmatige Pipetteer met een steriele tip gecombineerd kweekmedium van elk putje. Dit wordt gedaan door zachtjes kantelen van de schotel (door ongeveer 30 graden) en het uiteinde van de pipet plaatsen aan de rand van de cultuur-insert.
    3. Verwijderen ongeveer 800 µL van elk putje (verlaten net genoeg medium om te houden van de bodem van het donormateriaal bedekt met medium). Vervolgens met behulp van een schone precisiepipet, 800 µL van het voorverwarmde medium toevoegen aan elk putje. Plaats dan de gerechten terug in de cel cultuur incubator.

2. Virale transductie

  1. Inkoop- of make AAVs met een plasmide van belang, zoals eerder beschreven 10 , 11.
    Opmerking: Dit protocol beschrijft het gebruik van AAV serotype 2/8 (AAV 2/8) uitvoering mitochondriale gericht dsred of GFP als een verslaggever gen onder de Transcriptionele controle van de myeline fundamentele eiwit promotor 12 (AAV2/8 MBP_mito_dsred of AAV2 / 8 MBP_mito_GFP) om te visualiseren Oligodendrocyt mitochondriën. AAV 2/8 GFP of tdtomato uitvoering als reporter gene gedreven door de algemene CAG-promotor (AAV 2/8 CAG_GFP of AAV 2/8 CAG_tdtomato) wordt gebruikt om te visualiseren Oligodendrocyt cytoplasma. Dus, de combinatie van AAV2/8 MBP_mito_dsred met AAV 2/8 CAG_GFP geeft rode mitochondriën en groene cytoplasma in oligodendrocyten, overwegende dat het combineren van AAV2/8 MBP_mito_GFP en AAV 2/8 CAG_tdtomato geeft groene mitochondriën en rode cytoplasma. De constructies worden beschreven in meer detail elders 13.
  2. Op dag 7 in vitro (DIV7), transduce met de AAVs oligodendrocyten.
    Let op: Volg veiligheidsvoorschriften voor het werken met AAVs. Zorg ervoor dat de juiste opleiding en het bioveiligheidsniveau goedkeuring nodig hebben. Alle van de volgende punten moeten worden uitgevoerd in een klasse II bioveiligheid-kast met handschoenen en laboratoriumjas. Hier, wordt toepassing van AAV op het gebied van de cortex van de segmenten beschreven, zoals dit is het gebied waarin de beste herstel.
    1. Dilute de AAV in voorverwarmde (37 ° C) kweekmedium. Verdunningen rond 2 × 10 9 genoom kopieën/mL (GC/mL) wordt aangeraden om een schaars transductie van oligodendrocyten waarmee beeldvorming van afzonderlijke cellen binnen het segment. Echter, een piloot die met behulp van verschillende titers moet gebeuren om ervoor te zorgen een bevolkingsdichtheid van getransduceerde oligodendrocyten die geschikt is voor de specifieke experimenten. Als twee verschillende AAVs worden gebruikt, moeten ze worden gemengd in dezelfde oplossing en tegelijkertijd aan het segment toegevoegd.
    2. Toevoegen ongeveer 1.3 µL AAV verdund tot elk segment: Zorg ervoor dat de buitenkant van het uiteinde van de pipet droog is. Pipetteer 1.3 µL verdund AAV en houd de pipet boven de cortex, zo dicht mogelijk zonder het aanraken van het segment met het uiteinde van de Pipet (ongeveer 1 mm weg).
    3. Vervolgens langzaam push oplossing uit de pipet. Wanneer de oplossing het segment raakt, beweeg de pipet tip over de cortex te verspreiden de oplossing over de hele cortex gebied.
      Opmerking: Deze procedure moet worden zo snel mogelijk om te voorkomen dat het houden van de segmenten uit de kap voor langer dan nodig. Doe dit op één schotel op het moment en zet de eerste schotel terug in de incubator voordat u begint op schotel #2. Om een bevredigende verdeling van AAV zonder beschadiging van het weefsel enige oefening en een vaste hand vereist.
  3. Als een rechtop fluorescentie Microscoop beschikbaar in de cel-lab is, eiwit expressie gedurende de tijd in cultuur kan worden gecontroleerd door het plaatsen van de schotel onder de Microscoop.
    Opmerking: De schotel moet niet worden bewaard uit de incubator voor meer dan 2-5 minuten.

3. Time-lapse Imaging

Opmerking: de beeldvorming kan worden uitgevoerd wanneer de niveaus van de expressie van de fluorescerende markers voldoende zijn en de plakjes er gezond uitzien (meestal DIV11-14).

  1. Zorg ervoor dat de Microscoop, perfusie en verwarming correct zijn ingesteld zodat geborreld imaging oplossing wordt verwarmd en kan betreden en verlaten van het bad.
    Opmerking: Er bestaan verschillende oplossingen voor badkamers. Een eenvoudige versie is hier gepresenteerd.
    1. Maken in- en uitlaatopeningen van het bad door afgestompte spuit naalden (gebogen ~ 45 °) die zijn gekoppeld aan de zijkanten van het bad door blu-tack/fun tack.
    2. Zorgen dat leidingen uit een fles van continu geborreld imaging oplossing, via de peristaltische pomp, door de buis van de verwarming van de eenheid van de kachel, en vervolgens naar de inlaat spuit-naald in het bad gaat.
    3. Sluit een andere buis aan de injectiespuit naald wandcontactdoos. Deze buis gaat dan via de peristaltische pomp en terug naar de fles van imaging oplossing (of op een afval fles).
  2. Bubble imaging oplossing (recept laboratoriumreagentia ' tabel) met bioxide gas.
    Opmerking: Dit moet started ten minste 15 minuten voordat de beeldvorming en blijven gedurende het gehele experiment.
  3. Beurt peristaltische pomp en verwarming en uitvoeren oplossing via het bad aan het verkrijgen van optimale Bad temperatuur (37 ± 0,5 ° C). Zorgen dat de sensor van de thermometer verbonden aan de temperatuur-eenheid wordt ondergedompeld in de bad oplossing.
  4. Inschakelen de Microscoop, fluorescentie lamp en passende lasers.
  5. Set up een geschikte licht pad voor het monster.
    Opmerking: Dit hangt af van Microscoop setup en sonde. Algemene kennis over het gebruik van de confocal microscoop is vereist en zal worden hier niet behandeld.
  6. Gebruiken een water onderdompeling doelstelling met de juiste vergroting en numerieke diafragma (n.a.). Wij gebruiken een 40 x water onderdompeling plan-apochromat doelstelling (n.a. 1.0).
  7. Open gaatje te bereiken een optische sectie van ongeveer 2-2,5 µm voor de time-lapse video. Dit vermindert het optreden van mitochondriën bewegen onscherp tijdens time-lapse.
  8. Overdracht organotypic segment naar het bad:
    1. een daling van imaging oplossing of kweekmedium toevoegen aan een kleine plastic petrischaal.
    2. In een steriele kap, gebruik steriel pincet voor het overzetten van één segment van de organotypic van het membraan invoegen aan de daling. De verlostang moet alleen raken de confetti en niet de slice.
    3. Zet het deksel op de petrischaal.
    4. Onmiddellijk zet de schotel van de cultuur met de rest van de segmenten terug in de incubator.
    5. Brengen petrischaal met segment naar de Microscoop.
    6. Uitschakelen peristaltische pomp tijdens het overzetten van segment te Microscoop bad. Gebruik pincet eerst op te heffen confetti met segment van de petrischaal naar de top van het bad (de confetti wordt een zwevende werkbalk). Vervolgens plaats de twee uiteinden van de verlostang aan weerskanten van de confetti, zodat ze de confetti aanraken zonder het aanraken van het segment, en duw de confetti door de oplossing naar de bodem van het bad. De confetti in het midden van het bad centreren.
    7. Gebruik pincet te plaatsen van het hold-down-anker (harp) op de top van de confetti zonder het aanraken van het segment.
      Opmerking: Een harp is een hoefijzer-vormige platina anker die wordt gebruikt om te voorkomen dat het segment van drijvende of drijven in het bad. Voor acute segmenten lopen dunne snaren van de ene kant van de harp naar de andere (lijkt op een muziek-harp). Voor organotypic de segmenten, de harp moet worden stringless en past de grootte van de confetti op zodanige wijze dat het op de top van de confetti leggen kan zonder het aanraken van het segment.
    8. Peristaltische pomp terug inschakelen.
  9. De doelstelling tot het monster Verlaag.
  10. Selecteer cel en regio naar afbeelding.
    Opmerking: Vermijd overmatige blootstelling van de cellen aan het laserlicht omdat dit leiden cel toxiciteit tot kan (Zie tips in de punten hieronder).
    1. Gebruiken de oculairs en de TL-lamp te vinden van een gezond uitziende Oligodendrocyt met de juiste expressie. Oligodendrocyten die een sterke overexpressie van fluorescente proteïne hebben verschijnen meestal ongezond. Ongezonde oligodendrocyten processen met een blobby uitstraling zal hebben, en de mitochondriën gefragmenteerde zal verschijnen. In gezonde oligodendrocyten, de soma en processen altijd gelijkmatig weergegeven- en mitochondriën hebben verschillende lengtes (hoewel meestal veel korter dan in neuronen en astrocyten 13 , 14 , 15).
    2. de cel van belang in het midden van het gezichtsveld plaats.
    3. Gebruik het " leven " functie in de software (voor Leica en Zeiss microscopen) te identificeren van de cel op het scherm en kies een gebied van belang, bijvoorbeeld een deel van de cel waarin verschillende primaire processen of myeline omhulsels, of een enkel proces of myelineschede.
      Opmerking: Om te kunnen beeld zo veel van de processen/omhulsels mogelijk, kies gebieden met processen die lag relatief vlakke in de x-en y-richting.
    4. Inzoomen op het gebied van belang (meestal het produceren van een afbeelding met pixelgrootte van 0.14 - 0,30 µm).
    5. Gebruiken de " regio's " tool, tekent u een rechthoek rond het gebied en kies de optie voor het scannen van alleen de geselecteerde regio. Scannen tijd, en dus laser belichting, wordt verminderd door het scannen van alleen de geselecteerde regio.
      Opmerking: Horizontale rechthoekige gebieden zullen worden afgetast sneller dan verticale regio's vanwege de kortere aantal gescande regels nodig. Als een verticale rechthoek regio is gescand, het scannen tijd kan worden verminderd door het draaien van de scan veld door 90 graden (met behulp van het gereedschap rotatie).
  11. Aanpassen laser macht en gewin te krijgen een goed zicht op de mitochondriën.
    Opmerking: Gebruik de kracht van de minimale laser nodig. Indien mogelijk, Verruim winst in plaats van groeiende macht van de laser. Naast de cel toxiciteit veroorzaakt, zal te hoog laser macht bleken de verbeelde objecten na verloop van tijd, waarvoor derhalve een verdere stijging van laser macht of krijgen tijdens het scannen. De vereiste laser macht en gewin zal afhangen van het niveau van expressie en de Microscoop. Met een LSM700 confocal microscoop, gebruiken we een 555 nm laser op een kracht van 20-40 μW naar afbeelding dsred of tdtomato en een 488 nm laser is op 20-30 μW ingezet om het imago van GFP (laser kracht gemeten op de opening van de doelstelling van de rug). Winst ligt hoog voor levende imaging, meestal in het bereik van 700-800 voor GFP en 850-980 voor dsred en tdtomato. De hoge winst kan veroorzaken sommige meer achtergrondgeluiden, die is verwijderd door het verhogen van de digitale offset (offset waarden lag meestal tussen 0 en 15). In onze ervaring, met behulp van MBP_mito_GFP geeft een betere signaal-ruis dan MBP_mito_dsred.
  12. Selecteer scansnelheid.
    Opmerking: Sneller scannen met behulp van een snelle scansnelheid en door het opstellen van een kleine scannen regio (zie punt 4.10.5 hieronder). Het is ook mogelijk om te besparen tijd scannen door het uitvoeren van een scan bidirectionele. Dit is echter niet aanbevolen als gevolg van armere beeldkwaliteit.
  13. Set frequentie en duur van time-lapse opname, bijvoorbeeld capture beelden elke 2 seconden voor een totaal van 20 minuten voor mitochondriale imaging in oligodendrocyten.
    Opmerking:, De frequentie en de duur ervan moeten worden vastgesteld volgens de mobiliteit van de objecten van belang. Een hogere frequentie zal het model om meer laserlicht blootstellen, maar sneller bewegende objecten vereisen ook een kortere duur van time-lapse video's (bijvoorbeeld mitochondriën in neuronen, die steeds vaker en op een veel hogere snelheid dan mitochondriën in verplaatsen oligodendrocyten, zijn typisch beeld per seconde voor een totaal van 2 minuten 16).
  14. Start time-lapse opname.
    Opmerking: De mitochondriën kunnen verplaatsen onscherp en/of drift uit de verbeelde regio tijdens de opname. Aanpassen om te minimaliseren van trillingen en verkeer, in - en uitlaatopeningen van het bad en toerental van de pomp te verminderen, indien nodig. Kleine veranderingen in focus meestal nog steeds optreden. Dus, continue controle van het scherm tijdens imaging vereist is, met kleine aanpassingen van de scherpstelling tijdens de opname.
  15. Vangen van een z-stapel van de hele cel voor toekomstige identificatie van cel en beeld proces.
    Opmerking: Voor betere resolutie, het gaatje moet worden teruggezet naar 1 luchtige eenheid voor de z-stack.
  16. Optioneel: visualiseren onbevlekt myeline.
    Opmerking: In getransduceerde met (cytoplasmatische) GFP oligodendrocyten, de omhulsels van myeline kan meestal worden geïdentificeerd als rechte lijnen van cytoplasma (de cytoplasmatische ruggen) aangesloten op een primaire proces (Zie Figuur 2 A en B). Als GFP expressie te zwak is, of een cytoplasmatische markering niet wordt gebruikt, is het echter mogelijk te visualiseren van de myelineschede door reflectie van de confocal microscopie (CoRe), zoals hier uitgelegd.
    1. Een nieuw licht pad in de software met laser excitatie op 488 instellen nm en vangen uitgestraalde licht rond dezelfde golflengte, bijvoorbeeld 470-500 nm.
    2. Aanpassen laser macht en krijgen totdat myeline zichtbaar is (zie voorbeeld in < sterke class = "xfig "> figuur 3). Met behulp van een Microscoop LSM 510 Meta, gebruiken we meestal een kracht van de laser van 7-12 μW (gemeten op de opening van de achterkant van de doelstelling).
  17. Optioneel: voorbereiding van segmenten voor immunokleuring.
    1. Als de verbeelde cel moet worden geïdentificeerd na immunokleuring, opname een lage vergroting (10 x) voor de cel en de locatie in de afbeelding geven door het opstellen van een pijl of soortgelijk. Om steun detectie van de cel, het is aanbevolen om ook het tekenen van een handmatige kaart van het hele segment, met vermelding van de locatie van de cel.
    2. Fix snijd in 4% paraformaldehyde (PFA) van schudinrichting gedurende 1 uur bij kamertemperatuur.
      Let op: PFA is schadelijk. Gebruik beschermende slijtage en alleen gebruiken in een geventileerde kap.
    3. Verdund fixeerspray 1:10 in PBS en verlaten bij 4° C tot starten van immunohistochemistry zoals elders beschreven 17.
      Opmerking: Hoewel segmenten kunnen worden overgelaten in verdunde fixeerspray voor enkele weken, fluorescentie kan vervagen. Uitvoeren van immunohistochemistry binnen 10 dagen na fixatie verdient.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Organotypic hersenen segmenten die werden gekweekt en getransduceerde zoals hierboven beschreven toonde een schaars verdeling van corticale oligodendrocyten mito_dsred en GFP uitspreken. Immunokleuring met antilichamen tegen Olig2 en MBP bevestigd dat de expressie specifiek voor oligodendrocyten (Figuur 1 was).

Voor levende imaging, werden getransduceerde oligodendrocyten erkend door hun kenmerkende morfologie van verschillende myeline omhulsels parallel (Figuur 1 en figuur 2A) lopen. Door het uitvoeren van time-lapse beeldvorming op de getransduceerde oligodendrocyten, is het mogelijk om te controleren van het verkeer van mitochondriën in primaire processen en myeline omhulsels (figuur 2B-D).

In cellen met lage GFP expressie, de myelineschede tijdens live imaging kon worden geïdentificeerd door het verlichten van het monster bij 488 nm en het vastleggen van de uitgestraalde licht 470-500 nm (figuur 3A). Deze reflectie van de Confocal Microscopie (CoRe) techniek werkte ook aan de PFA vaste en immunostained weefsel, hoewel myeline omhulsels verscheen dimmer (figuur 3B-C). Door immunokleuring met antilichamen tegen myeline basic protein (MBP), vonden we dat bijna 100% van myeline omhulsels leggen horizontaal ten opzichte van de beeldvorming vliegtuig (aangegeven door pijlpunten, figuur 3B-C) zijn zichtbaar met kern, terwijl myeline omhulsels dat lag loodrecht op het gezichtsveld (aangegeven met sterretjes, figuur 3B-C) zijn minder of helemaal niet zichtbaar. Hoewel bijna alle stengelleden worden gevisualiseerd, verschijnen vele stengelleden discontinue, met kleine onderdelen van de schede wordt niet zichtbaar (figuur 3A insert). Deze kleine "gaten" in het myeline kunnen worden ingevuld door imaging met drie complementaire golflengten, zogenaamde SCoRe9.

Figure 1
Figuur 1 : Immunohistochemistry bevestigt dat MBP-mito-dsred selectief wordt uitgedrukt in oligodendrocyten die immuun positief voor Olig2 en MBP.  Afbeeldingen zijn afkomstig van de neocortex van gekweekte muis hersenen segmenten getransduceerde met (AAV2/8) MBP-mito-dsred (rood, mitochondriale marker) en CAG-GFP (groen, cytosol). De plakjes waren immunolabeled voor de myeline marker myeline Basic Protein (MBP, blauw) en Olig2 (Oligodendrocyt lineage cel nucleaire marker, magenta). (Figuur aangepast ten opzichte van de referentie-13) Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2 : Time-lapse imaging als u wilt bijhouden van mitochondriale beweging in oligodendrocyten. (A) projectie van z-stapel (optische sectie 10,35 µm) Oligodendrocyt getransduceerde met MBP_mito_dsred (rode mitochondriën) en CAG_GFP (groene fluorescentie). (B) één confocal afbeelding (optische sectie 1.04 µm) van dezelfde cel. Vierkantje geeft aan de regio die was geselecteerd voor time-lapse imaging (C) en de lijnen getrokken zodat kymographs (kym) in (D) zijn aangegeven. (C) beelden van time-lapse opname van de cel in A en B genomen op verschillende tijdstippen. Bewegende mitochondriën zijn aangegeven (rode pijlen). (D) Kymographs van de trajecten in (B) aangegeven. Stationaire mitochondriën worden gezien als rechte verticale lijnen en bewegende mitochondriën worden gezien als diagonale lijnen. Zoals kan worden gezien in de kymographs, en in het tijdsverloop beelden in (C), wordt alleen de mitochondria in het primaire proces gemarkeerd Kymograaf 1 (Kym 1) evolueren. De mitochondriën in de andere drie kymographs zijn stationair tijdens de time-lapse opnames. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 3
Figuur 3 : Visualisatie van onbevlekt myeline door reflectie van de Confocal Microscopie (CoRe). (A) projectie van z-stack (optische sectie 10,35 µm) uit de neocortex voor een live organotypic brain slice. Het GFP-expressie in de Oligodendrocyt hieronder (groene cel lichaam) is ook dim voor identificatie van primaire processen en myeline omhulsels. In plaats daarvan werden myeline omhulsels gevisualiseerd door excitatie op 488 nm en vastleggen uitgestraalde licht op 470-500 nm (getoond in magenta). Sommige van het cytoplasma-rijke paranodes van het GFP + Oligodendrocyt kan worden gezien op de toppen van de myeline groeispurt (pijlen). Invoegen: Vergrote deel van myelineschede toont dat de myeline gevisualiseerd met CoRe verschijnt "fragmentarisch" of discontinue (zie hoofdtekst voor details). (B-C) Confocale beelden van het striatum (B) en de stratum radiatum van hippocampus CA1 (C) van een acute muis hersenen segment dat is opgelost in 4% PFA en immunostained voor myeline basic protein (MBP). Horisontal myeline omhulsels (pijlpunten) zijn zichtbaar met kern, terwijl omhulsels die op het gezichtsveld (sterretjes loodrecht) meestal niet zichtbaar zijn. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Reagentia tabel: Klik hier om dit bestand te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Het protocol voor het maken van organotypic culturen hier beschreven is een gewijzigde versie18 van het protocol beschreven door De Simoni en Yu (2006)5. De belangrijkste wijzigingen hebben zijn hieronder. Tris-buffer wordt toegevoegd aan het kweekmedium, waardoor het voortbestaan van de segmenten als buiten de incubator tijdens virale transductie en wijzigen van de cel-medium worden verbeterd. De sterilisatie procedure voor confetti is ook veranderd. Terwijl andere protocollen confetti in autoclaaf steriliseren, adviseren wij niet dit omdat het leiden verschillende van de confetti tot zal te krullen. Vermijd het gebruik van gekrulde confetti als segmenten geteeld op deze neiging om minder gezond. Ons protocol maakt gebruik van muizen, ratten niet en is aangepast om de cultuur van de cortex in plaats van de hippocampus, die we vinden werkt goed met dunner segmenten (230 µm vs 300 µm). Myelinisering pieken rond postnatale dag 10-20 in muizen en ratten19, culturen uit zijn muizen op p7-9 (en vervolgens gekweekt voor 11-14 dagen) optimaal voor de studie van myelinating oligodendrocyten. 11-14 dagen in vitro bevatten de culturen verschillende volwassen oligodendrocyten met compacte myeline omhulsels13. Culturen gemaakt van jongere muizen minder volwassen oligodendrocyten bevat aan het einde van de periode van de cultuur, overwegende dat culturen gemaakt van oudere muizen hebben aangetoond meer uitdagend om te houden van gezonde20.

De procedure voor het maken van segmenten van de organotypic bestaat uit verschillende kritische stappen. De dissectie en montage van hersenen, evenals segmenten op confetti, plaatsen moet gebeuren snel en vereist enige vaardigheid. Typisch, de eerste pogingen om het maken van de organotypic segment culturen zijn minder succesvol, maar 2-3 rondes van praktijk moet voldoende te verwerven van de vaardigheden die nodig zijn voor het maken van gezonde culturen. Het is belangrijk om een steriele omgeving gedurende de hele procedure om te voorkomen dat besmetting van de culturen te houden. Bovendien bij het werken met levende cellen, is het altijd noodzakelijk om de juiste pH en de osmolaliteit van de oplossingen om cel gezondheid te behouden. Het is daarom een goed advies osmolaliteit (moet 270-310 mOsm/kg) en pH van alle oplossingen die worden gebruikt op de segmenten, vooral wanneer het doen van het experiment voor de eerste keer controleren. De cultuur en dissectie oplossingenvoor de organotypic culturen bevatten een pH-indicator (fenol rood), maar de gele serum in het kweekmedium kan geven een impressie van een lager dan de werkelijke pH. Het kweekmedium bevat penicilline en streptomycine en nystatine om te minimaliseren van de kans op infectie. Daarom is het raadzaam om het gebruik van deze antibiotica en Antimycotica bij het opzetten van de organotypic segment cultuur techniek in het lab, maar ze kunnen later worden vermeden wanneer deskundige aseptische techniek wordt toegepast. Het huidige protocol gebruikt cel morfologie te beoordelen van de levensvatbaarheid van de cellen. Voor een meer kwantitatieve onderzoek, kunnen segmenten worden geladen met propidium jodide of soortgelijke kleurstoffen zoals beschreven elders21. Het is echter belangrijk om te beseffen dat het emissiespectrum van propidium jodide met dsred, tdtomato en andere rode lampjes overlapt. Een andere beperking van propidium jodide en soortgelijke reagentia is dat zij gemakkelijk Voer niet de diepere lagen van het segment, waarbinnen een beoordeling van de levensvatbaarheid van de cellen aan de bovenste laag van cellen5te beperken.

Een verscheidenheid van methoden bestaat voor gene levering. De belangrijkste voordelen van het gebruik van AAV transductie van organotypic segment culturen te visualiseren organellen zijn als volgt: AAV transductie heeft een betere slagingspercentage voor postmitotic oligodendrocyten in vergelijking met niet-virale transfectie methoden22. Verder, in organotypic culturen alle celtypes in de hersenen aanwezig zijn, en oligodendrocyten hebben een gelijkend op dat gezien in vivo, met inbegrip van compacte myeline13morfologie. Dit verschilt van de oligodendrocyten in monocultuur, die de communicatie met de axonen ontbreken, en dus maak niet compact myeline. Beeldvorming in vitro gemakkelijker wordt vergeleken met de in vivo en biedt een betere ruimtelijke resolutie, die van bijzonder belang is wanneer imaging kleine organellen, zoals mitochondriën. Toekomstig onderzoek zal streven naar het beeld in vivo, maar een geweldige uitdaging met de optische afwijkingen veroorzaakt door de myelineschede van lipide-rijke gezichten. Bovendien, AAV serotype tropisme en promotor specificiteit kan verschillen tussen de in vivo en in vitro voorwaarden13,23. In het protocol hier gepresenteerd, wordt AAV2/8 MBP_mito_dsred en AAV2/8 MBP_mito_GFP gebruikt om te visualiseren Oligodendrocyt mitochondriën. AAV serotype 2/1 is ook getest met MBP_mito_dsred maar besmet een lager aantal oligodendrocyten in de segmenten van de organotypic (niet afgebeeld). AAV2/8 CAG_GFP en AAV2/8 CAG_tdtomato werd gebruikt om te visualiseren Oligodendrocyt cytoplasma. Ondanks het gebruik van de algemene CAG-promotor hiervoor, AAV 2/8 CAG_GFP en CAG_tdtomato selectief geïnfecteerd oligodendrocyten, met slechts een klein aantal astrocyten en neuronen besmetting (dit kunnen gemakkelijk worden geïdentificeerd door hun kenmerkende morfologie). Deze selectiviteit voor oligodendrocyten is vermoedelijk te wijten aan het tropisme van de AAV serotype 2/824. Echter voor organel-gerichte expressie, de hogere cel-specificiteit bereikt met de MBP - of andere Oligodendrocyt-specifieke initiatiefnemers wordt aanbevolen. Andere serotypen getest met CAG_GFP door ons werden AAV 2/1, 2/2, 2/5, 2/7, 2/9, meest waarvan besmet voornamelijk neuronen en astrocyten (niet afgebeeld).

Afhankelijk van de constructie en de proefomstandigheden, zullen wijziging van de cel transductie nodig zijn. Als de getransduceerde cellen ook lichter worden weergegeven, kunt u proberen een langere tijd in vitro na transductie te verhogen van expressie. Als de cellen worden weergegeven helder maar ongezond, verminderen de tijd na transductie. Als dit weinig cellen zijn getransduceerde, kan de concentratie van AAV worden verhoogd. Het is echter ook mogelijk dat de tijd in vitro na transductie te lang is en dat de getransduceerde cellen zijn gestorven. Expressie niveaus waren voor de hier gebruikte constructies, optimale 4-6 dagen na transductie. 7-8 dagen na signaaltransductie, cellen verscheen minder gezond, met blobby processen, en tien dagen na de signaaltransductie, slechts een paar getransduceerde cellen zichtbaar waren (niet afgebeeld).

Dit protocol maakt gebruik van een rechtop Microscoop voor de levende beeldvorming van organotypic segmenten. Dit is anders dan meest mono- en co culturen die gewoonlijk een omgekeerde Microscoop gebruikt. Het is suboptimaal is een omgekeerde Microscoop hier gebruiken, omdat de segmenten moeten vervolgens worden omgezet met de confetti naar boven, waardoor vermoedelijk de segmenten zijn minder gezond. Een voordeel van de rechtop Microscoop is de mogelijkheid om electrofysiologie toevoegen aan de installatie. Bovendien betekent het gebruik van een pomp om te veranderen van medium dat drug oplossingen gemakkelijk kunnen worden toegevoegd en verwijderd tijdens de time-lapse beeldvorming. Een nadeel met de pomp is problemen behoud van focus veroorzaakt door trillingen en stromingen in het bad. Onder de Microscoop, de cellen wordt geleidelijk mindergezond. Wij houden daarom segmenten onder de Microscoop voor een maximum van 1 uur. Verbeelde segmenten worden weggegooid (speciaal afval). Om ervoor te zorgen dat de imaging voorwaarden optimaal zijn, moet de beeldvorming van cellen, waarin mitochondriale beweging, reeds goed wordt gekenmerkt, parallel worden uitgevoerd. Voor bijvoorbeeld mitochondriale beweging in axonen of dendrites image kan worden gemaakt door transducing plakjes met AAV 2/1 Syn_mito_dsred (in welke dsred expressie wordt gedreven door de neuron-specific synapsin promotor) of AAV 2/1 CAG_mito_dsred (gevolgd door immunokleuring aan cel identiteit te bevestigen). Analyse van mitochondriale verkeer kan worden gedaan met behulp van het hulpprogramma Kymograaf meerdere in ImageJ zoals elders beschreven25.

Hier beschrijven we CoRe voor visualisatie van onbevlekt myeline tijdens live imaging. In vergelijking met de SCoRe9, die gebruikmaakt van drie excitatie golflengten, CoRe alleen maakt gebruik van een (488 nm) en is dus eenvoudiger uit te voeren. In de SCoRe onthullen de drie golflengtes verschillende "onderdelen" van de myelineschede en samen een volledig beeld geven van de schede. Daarnaast kan SCoRe worden gebruikt om op te sporen van de myelineschede structuren zoals cytoplasmatische zakken. Met de één golflengte gebruikt in kern, een minder gedetailleerd overzicht wordt gegeven en omhulsels lijkt gekorrelde of discontinue (Fig. 3). Niettemin, CoRe visualiseert in de buurt van 100% van myeline omhulsels die horizontaal ten opzichte van het gezichtsveld. Dus, CoRe is handig voor het opsporen van myeline omhulsels, maar niet voor de analyse van myeline structuren of integriteit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Acknowledgements

Wij danken Linda Hildegard Bergersen en Magnar Bjørås voor toegang naar cel lab en apparatuur, Janelia moleculaire biologie gedeelde Resource personeel voor plasmide en virus productie als Koen Vervaeke voor hulp bij laser macht metingen. Dit werk werd gefinancierd door de Noorse Health Association, de Noorse Onderzoeksraad en de apparatuur van de microscopie werd gefinancierd door Norbrain.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Agarose  Sigma  A9539
BD Microlance 19G BD 301500 Needles used for in- and outlet of bath
Bioxide gas AGA 105701
Brand pipette bulbs Sigma-Aldrich Z615927 Pipette bulbs
Bunsen burner (Liquid propane burner) VWR 89038-530
Cable assembly for heater controllers Warner Instruments 64-0106  Temperature controller - thermometer part
CaCl2 Fluka 21100
CO2  AGA 100309 CO2 for incubator
Cover glass, square Corning Thermo  Fischer Scientific 13206778 To attach under bath for live imaging. Seal with glue or petrolium jelly.
D-(+)-Glucose Sigma G7021
Delicate forceps Finescience 11063-07 For dissection
Diamond scriber pen Ted Pella Inc. 54463
Disposable Glass Pasteur Pipettes 230 mm VWR 612-1702 Glass pipettes
Double edge stainless steel razor blade Electron Microscopy Sciences #7200 Razor blade for vibratome
Earle's Balanced Salt Solution (EBSS) Gibco-Invitrogen 24010-043
Filter paper circles Schleicher & Schuell 300,220 Filter paper used for filtration of PFA
Fun tack Loctite 1270884 Use to connect/adjust position of in- and outlets in bath
Hand towel C-Fold 2 Katrin 344388
Harp, Flat for RC-41 Chamber, Warner Instruments  64-1418 Harp to hold down confetti in bath. Cut off strings before use with organotypic slices. 1.5 mm, 13mm, SHD-41/15
HEPES, FW: 260.3 Sigma H-7006
Holten LaminAir, Model 1.2 Heto-Holten 96004000M Laminar flow hood
Horse serum, heat inactivated Gibco-Invitrogen 26050-088
KCl Sigma P9541
LCR Membrane, PTFE,  Millipore FHLC0130 Confetti 
Leica VT1200 Leica 14048142065 Vibratome
MEM-Glutamax with HEPES Thermo  Fischer Scientific 42360024
MgCl2 R.P. Normapur 25 108.295
Micro Spoon Heyman Type B Electron Microscopy Sciences 62411-B Small, rounded spatula with sharpened end for dissection
Millex-GP filter unit Millipore SLGPM33RA Syringe filter unit
Millicell cell culture insert, 30 mm Millipore PICM03050 Cell culture inserts
Minipuls 3 Speed Control Module GILSON F155001 Peristaltic pump for live imaging - Control module part (connect to two-cannel head)
Na2HPO4 Sigma-Aldrich S7907
NaCl Sigma-Aldrich S9888
NaH2PO4 Sigma-Aldrich S8282
NaHCO3 Fluka 71628
Nunclon Delta Surface Thermo  Fischer Scientific 140675 Culture plate
Nystatin Suspension Sigma-Aldrich N1638
Objective W "Plan-Apochromat" 40x/1.0 DIC  Zeiss 441452-9900-000  Water immersion objective used for live imaging. (WD=2.5mm), VIS-IR
Parafilm VWR 291-1211
Paraformaldehyde, granular Electron Microscopy Sciences #19208
PC-R perfusion chamber SiSkiYou  15280000E Bath for live imaging
Penicillin-Streptomycin, liquid Invitrogen 15070-063
Petri dish 140 mm  Heger 1075 Large Petri dish 
Petri dish 92x16 mm  Sarstedt  82.1473 Medium Petri dish 
Petridish 55x14,2 mm VWR 391-0868 Small Petri dish
Phosphate buffered saline (PBS) Sigma P4417 PBS tablets
R2 Two Channel Head  GILSON F117800 Peristaltic pump for live imaging - Two channel head part (requires control module)
Round/Flat Spatulas, Stainless Steel VWR 82027-528 Large spatula for dissection
Sand paper VWR MMMA63119 Optional, for smoothing broken glass pipettes
Scissors,  17,5 cm Finescience 14130-17 Large scissors for dissection
Scissors, 8,5  Finescience 14084-08 Small, sharp scissors for  dissection
Single edge, gem blade Electron Microscopy Sciences #71972 Single edge razor blade
Single inline solution heater SH-27B Warner Instruments 64-0102 Temperature controller - heater part
Steritop-GP Filter unit, 500 ml , 45mm Millipore SCGPT05RE Filter to sterilize solutions
Super glue precision Loctite 1577386
Surgical scalpel blade no. 22 Swann Morton Ltd. 209 Rounded scalpel blade
Temperature controller TC324B Warner Instruments 64-0100 Temperature controller for live imaging (requires solution heater and cable assembly)
Trizma base Sigma  T1503
Trizma HCl Sigma T3253
Water jacketed incubator series II Forma Scientific 78653-2882 Incubator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Barry, C., Pearson, C., Barbarese, E. Morphological organization of oligodendrocyte processes during development in culture and in vivo. Dev. Neursosci. 18, 233-242 (1996).
  2. Simpson, P. B., Mehotra, S., Lange, G. D., Russell, J. T. High density distribution of endoplasmic reticulum proteins and mitochondria at specialized Ca2+ release sites in oligodendrocyte processes. J. Biol. Chem. 272, 22654-22661 (1997).
  3. Sterky, F. H., Lee, S., Wibom, R., Olson, L., Larsson, N. G. Impaired mitochondrial transport and Parkin-independent degeneration of respiratory chain-deficient dopamine neurons in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1080, 12937-12942 (2011).
  4. Stoppini, L., Buchs, P. A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J. Neurosci. Methods. 37, 173-182 (1991).
  5. De Simoni, A., Yu, L. M. Preparation of organotypic hippocampal slice cultures: interface method. Nat. Protoc. 1, 1439-1445 (2006).
  6. Lim, H., et al. Label-free imaging of Schwann cell myelination by third harmonic generation microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111, 18025-18030 (2014).
  7. Farrar, M. J., Wise, F. W., Fetcho, J. R., Schaffer, C. B. In vivo imaging of myelin in the vertebrate central nervous system using third harmonic generation microscopy. Biophys. J. 100, 1362-1371 (2011).
  8. Fu, Y., Wang, H., Huff, T. B., Shi, R., Cheng, J. X. Coherent anti-Stokes Raman scattering imaging of myelin degradation reveals a calcium-dependent pathway in lyso-PtdCho-induced demyelination. J. Neurosci. Res. 85, 2870-2881 (2007).
  9. Schain, A. J., Hill, R. A., Grutzendler, J. Label-free in vivo imaging of myelinated axons in health and disease with spectral confocal reflectance microscopy. Nat. Med. 20, 443-449 (2014).
  10. Shin, J. H., Yue, Y., Duan, D. Recombinant adeno-associated viral vector production and purification. Methods Mol. Biol. 798, 267-284 (2012).
  11. Kunkel, T. A. Oligonucleotide-directed mutagenesis without phenotypic selection. Curr. Prot. Neurosci. 4.10.1-4.10.6 (2001).
  12. Gow, A., Friedrich, V. L. Jr, Lazzarini, R. A. Myelin basic protein gene contains separate enhancers for oligodendrocyte and Schwann cell expression. J. Cell Biol. 119, 605-616 (1992).
  13. Rinholm, J. E., et al. Movement and structure of mitochondria in oligodendrocytes and their myelin sheaths. Glia. 64, 810-825 (2016).
  14. Rintoul, G. L., Filiano, A. J., Brocard, J. B., Kress, G. J., Reynolds, I. J. Glutamate decreases mitochondrial size and movement in primary forebrain neurons. J. Neurosci. 23, 7881-7888 (2003).
  15. Jackson, J. G., O'Donnell, J. C., Takano, H., Coulter, D. A., Robinson, M. B. Neuronal activity and glutamate uptake decrease mitochondrial mobility in astrocytes and position mitochondria near glutamate transporters. J. Neurosci. 34, 1613-1624 (2014).
  16. Macaskill, A. F., et al. Miro1 is a calcium sensor for glutamate receptor-dependent localization of mitochondria at synapses. Neuron. 61, 541-555 (2009).
  17. Karadottir, R., Attwell, D. Combining patch-clamping of cells in brain slices with immunocytochemical labeling to define cell type and developmental stage. Nat. Protoc. 1, 1977-1986 (2006).
  18. Rinholm, J. E., et al. Regulation of oligodendrocyte development and myelination by glucose and lactate. J. Neurosci. 31, 538-548 (2011).
  19. Davison, A. N., Dobbing, J. Myelination as a vulnerable period in brain development. Br. Med. Bull. 22, 40-44 (1966).
  20. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: A review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  21. Noraberg, J., Kristensen, B. W., Zimmer, J. Markers for neuronal degeneration in organotypic slice cultures. Brain Res. Protoc. 3, 278-290 (1999).
  22. Karra, D., Dahm, R. Transfection techniques for neuronal cells. J. Neurosci. 30, 6171-6177 (2010).
  23. Pignataro, D., et al. Adeno-Associated Viral Vectors Serotype 8 for Cell-Specific Delivery of Therapeutic Genes in the Central Nervous System. Front. Neuroanat. 11, (2), (2017).
  24. Hutson, T. H., Verhaagen, J., Yanez-Munoz, R. J., Moon, L. D. Corticospinal tract transduction: a comparison of seven adeno-associated viral vector serotypes and a non-integrating lentiviral vector. Gene Ther. 19, 49-60 (2012).
  25. Neumann, S., Campbell, G. E., Szpankowski, L., Goldstein, L. S. B., Encalada, S. E. Characterizing the composition of molecular motors on moving axonal cargo using cargo mapping analysis. J. Vis. Exp. (92), e52029 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics