Implantatie van chronische Silicon sondes en opname van Hippocampal plaats cellen in een verrijkte loopband-apparaat

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

We beschrijven de diverse stappen implantaat chronische silicon sondes en het optekenen van plaats cellen in muizen die running hoofd-gefixeerd op een loopband cue-verrijkt-apparaat zijn.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Sariev, A., Chung, J., Jung, D., Sharif, F., Lee, J. Y., Kim, S., Royer, S. Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus. J. Vis. Exp. (128), e56438, doi:10.3791/56438 (2017).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Een belangrijke voorwaarde voor het begrijpen van de hersenfunctie is de identificatie van gedrag en cel activiteit correleert. Silicon sondes zijn geavanceerde elektroden voor grootschalige elektrofysiologische opname van neuronale activiteit, maar de procedures voor hun chronische implantatie nog steeds onderontwikkeld zijn. De activiteit van cellen van de hippocampal plaats te correleren met het dier positie in de omgeving is bekend, maar de onderliggende mechanismen zijn nog onduidelijk. Om te onderzoeken plaats cellen, beschrijven hier we een reeks technieken die variëren van de vervaardiging van apparaten voor chronische silicon sonde implantaten aan de opvolging van plaats veld activiteit in een cue-verrijkt loopband-apparaat. Een micro-station en een hoed zijn gebouwd door montage en bevestiging samen 3D-gedrukte plastic onderdelen. Een sonde silicium is gemonteerd op de micro-drive, schoongemaakt en bekleed met kleurstof. Een eerste operatie wordt uitgevoerd om te herstellen van de hoed op de schedel van een muis. Kleine monumenten zijn vervaardigd en aan de riem van een loopband. De muis is getraind om te draaien hoofd-vaste op de loopband. Een tweede operatie wordt uitgevoerd om het implantaat de silicium-sonde in de hippocampus, na welke breedband elektrofysiologische signalen zijn opgenomen. Ten slotte is de sonde silicon herstelde zich en gereinigd voor hergebruik. De analyse van de plaats cel activiteit in de loopband onthult een verscheidenheid van mechanismen van veld, waarin het voordeel van de aanpak.

Introduction

Silicon sondes presenteren verschillende voordelen voor elektrofysiologische opnamen, waaronder het feit dat ze zijn ontworpen met scherpe profielen minimaliseren van weefselschade en dat deze een nauwkeurige lay-out van dichtbevolkte verpakt opname sites1, 2,3,4. Ze worden gebruikt voor het bestuderen van verschillende systemen in verschillende soorten, waaronder mensen3,5,6, met uiteenlopende benaderingen1,7. Toch is hun terugkerende gebruik vanwege hun kosten, kwetsbaarheid en het feit dat handige methoden voor chronische experimenten8 ontbrekennog steeds relatief beperkt. Recente vooruitgang in 3D printing technologie hebben mogelijk gemaakt het aangepaste ontwerpen van apparaten zoals micro-schijven en hoofd-platen om een eenvoudiger behandeling van deze gevoelige elektroden. In een eerste stap beschrijven we hoe het bouwen en gebruiken van een set tools die we hebben ontwikkeld voor de inplanting van chronische silicon sondes14.

Terwijl plaats cellen zijn meestal bestudeerd met behulp van de vrij bewegende dieren uitgevoerd in doolhoven, werden onlangs ze ook onderzocht in virtuele omgevingen15 en loopband apparatii9 (figuur 1A). Deze experimentele methoden bieden het voordeel dat de dieren kunnen worden hoofd-gefixeerd, gebruik te maken van 2-foton microscoop15, patch-clamp16en optrode9,10,11 technieken gemakkelijker, naast het verstrekken van uitgebreide controle op dierlijk gedrag en milieu signalen12. In een tweede stap presenteren we de procedures voor de opleiding van muizen en opname plaats cel activiteit in een loopband-apparaat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

alle methoden die worden beschreven door de Animal Care en gebruik Comité van het Korea Instituut voor wetenschap en technologie zijn goedgekeurd.

1. voorbereiding van de Micro-aandrijving en de elektrode

  1. monteren van de micro-aandrijving.
    1. Afdrukken de delen van de micro-drive (schuif, lichaam en shell) 14 met behulp van een high-resolution 3D-printer. Zorg ervoor dat de onderdelen geen defecten.
    2. Herstellen van de schuifregelaar in het lichaam van de micro-station met een schroef (maat 000-120 x 1/4).
    3. Soldeer een moer (maat 000-120 000-120/64 Hex) op het puntje van de schroef.
    4. De schroef met de klok mee naar de schuifregelaar omhoog of linksom om het te verplaatsen naar beneden draaien.
    5. De shell aan het lichaam vast met een schroef (maat 000-120 x 1/4).
  2. De sonde op de micro-schijf montage.
    1. De micro-station oplossen in een horizontale positie onder een verrekijker Microscoop.
    2. Gebruiken een platte alligator clip met rubber bekleding te grijpen de flex kabel van de silicium-sonde, terwijl zorgvuldig het loskoppelen van de sonde uit de behuizing van de overbrenging met een tang. Bevestigen van de alligator clip een manipulator.
    3. Met behulp van de manipulator, leggen de silicium-sonde op de schuifregelaar micro-aandrijving, parallel aan de richting van de beweging.
    4. Een daling van tandheelkundige cement van de toepassing van de
    5. (kamertemperatuur-uithardende acryl tandheelkundige reparatie materiaal) om te bevestigen van de sonde naar de schuifregelaar. Corrigeer de positie van de sonde als het is verschoven. Lijm wordt niet aanbevolen, omdat het zeer snel geneest en maakt het moeilijk om aan te passen van de positie van de elektrode.
    6. Herstellen van de connector van de sonde aan de C-houder (de houder van de aansluiting) met de tandheelkundige cement.
  3. Schoonmaken en kleurstof te zetten van de sonde.
    1. Fix de Microdrive/sonde assemblage op de sonde-reiniging-apparaat. Het apparaat is uitgerust met 2 kleine roterende schuim sponzen (niet-steriele swabs). De kloof aanpassen door de manipulator.
    2. Geniet de sponzen met wasmiddel.
    3. Beweeg de sonde langzaam op en neer tussen de sponzen, waardoor een zachte aanraking. Controleren van het reinigingsproces onder een microscoop.
    4. Spoel de sonde met gedestilleerd water. Dompel de sonde in alcohol voor sterilisatie.
    5. Toepassen Dil (lipofiele fluorescente kleurstof) op de achterkant van de schenkels van de sonde, met behulp van een doekje schuim. Hierdoor zal in een later stadium de visualisatie van schacht locaties in de hersenen.
  4. Monteren van de hoed
    1. afdrukken van de delen van de hoed (hoofd-plaat, connector houder en dop) 14 met behulp van een 3D-printer. De 3 delen passen samen vormen een verzegelde behuizing.
    2. Noten (maat M2 en 00-90 00-90/4) invoegen in de sleuven van de hoofd-plaat en de moeilijke situatie met lijm en tandheelkundige cement.
    3. Invoegen een wasmachine in de sleuf van het GLB en op te lossen met tandheelkundige cement.

2. Chirurgie voor fixatie van de hoed op de schedel

alle instrumenten die gebruikt worden voor een operatie zijn vooraf gesteriliseerd met autoclaaf. Een droge hitte kralen apparaat gebruikt forto steriliseren hulpmiddelen die besmet raken en moeten tijdens de operatie worden gesteriliseerd.

  1. Stel het niveau van Isofluraan tot 4% voor de inleiding van de anesthesie. Zet de muis in de kamer van de anesthesie voor 5 min.
  2. De muis in een stereotaxic apparaat installeren.
  3. Verminderen het niveau van Isofluraan tot 1.5-2%. Pas het niveau tijdens de operatie volgens dierlijke staat, ademhalingstarief, en lichaam temperatuur 20.
  4. Oog zalf van toepassing op de ogen.
  5. Scheren van de hoofdhuid en schoon het hoofd van het dier met antiseptische (iodopovidone). Handhaven van aseptische condities tijdens alle stappen van de chirurgie.
  6. Inject bupivacaine (1 mg/kg) onder de hoofdhuid. Knippen en een deel van de pariëtale huid van het hoofd van de muis fijn schaar met bloot van de schedel aan de randen te verwijderen. Gebruik van zout en een hemostatische spons te reinigen en beheren het bloeden tijdens de operatie.
  7. Verwijderen van het beenvlies gereedschap schraper.
  8. Vinden de referentiepunten van de schedel 21: bregma, lambda, coronale en Sagittaal hechtdraad. Aanpassen van het hoofd ' s hoek langs de Sagittaal as zodanig dat de Bregma en de lambda punten zijn op dezelfde hoogte.
  9. Boren van twee gaten (~0.5 mm doorsnede) in de schedel voor de elektroden van de referentie- en grond. De gaten moeten ongeveer 1 mm caudal en 1 mm lateraal van de Lambda.
  10. Invoegen van de grond en referentie-elektroden (grootte 000-120 000-120/16 miniatuur roestvrij stalen schroeven draad-gekoppeld aan pins connectors).
  11. Toepassen ultraviolet (UV) licht verlijmen dentine activator op de schedel en vervolgens het toepassen van UV-licht voor 45-60 s.
  12. Breng een laag van tandheelkundige cement op de randen van de schedel. Vermijd verspreiding van cement op de huid en de haren van de muizen.
  13. De hoofd-plaat een stereotaxic manipulator vast en plaats het boven de schedel. Langzaam lager de hoofd-plaat totdat het iets de schedel raakt, en toepassing van tandheelkundige cement bij de kruising met de schedel. De tandheelkundige cement remedie voor 15 min. laten
  14. Verwijder de narcose. Een verbindingslijn-houder en een cap op de hoofd-plaat vast. De muis in de kooi zetten na het geven van een sub cutane injectie van ketaprofen 5 mg/kg.
  15. Geven sub cutane injecties van ketaprofen 5 mg/kg voor de twee volgende dagen en monitor zorgvuldig voor enig teken van pijn. Muizen, meestal wakker uit narcose binnen 20-40 min. De hoed implantaat is relatief licht 3,34 g, zodanig dat muizen hebben geen moeite te heffen hun hoofd, lopen in doolhoven en klimmen op de randen van hun kooi.

3. Gedrags Training

  1. na een post-operatie herstelperiode van 7 dagen, beginnen de beperking van water op 1 mL per dag.
  2. Om de loopband gordel, Knip een stukje van fluwelen stof (5 cm door 1-2 m) en monteren van kleine objecten op het gebruik van warme lijm. Hechten opgetrokken objecten op de randen van de gordel in volgorde niet te bemoeien met de beweging van de muis.
  3. Oplossen van de gordel op de wielen van de loopband door wordt samen de twee uiteinden.
  4. De muis hoofd-fixed in de loopband alsnog installeren door invoegen en aanscherping van de twee schroeven van de hoofd-plaat in de sleuven van de hoofd-fixatie plaat.
  5. Start opleiding de muis naar het hoofd-ingetogen lopen op de loopband voor de beloning van water. De beloning van water leveren via een lik-poort. Aanvankelijk, zet de muis op de loopband voor periodes van 10 minuten, 3 keer per dag.
  6. Als de muis wordt gebruikt om de hoofd-fixatie en begint te verplaatsen van de gordel (meestal na ~ 3 dagen), verhogen de trainingssessie duur tot 30 min. Na 2-3 weken, sommige muizen lopen meer dan 100 proeven in 30 min (een proces wordt een volledige omwenteling van de riem).
  7. Kies de muizen laten zien de beste gedrags voorstellingen voor de opname experimenten.

4. Implantatie van de sonde van de silicium

  1. de muis onder verdoving.
  2. De muis in het stereotaxic apparaat installeren door de vaststelling van de hoofd-plaat. Reinigen van het oppervlak van de schedel met zoutoplossing.
  3. Vinden stereotaxic Markeringen: bregma, lambda, coronale en Sagittaal hechtdraad. Meten van de afstand tot het punt van de invoegpositie en mark it.
  4. Boren het bot zorgvuldig, totdat het wordt dun en transparant. Bevochtigen en reinig met zoutoplossing tijdens het boren.
  5. Verwijder voorzichtig het verdunde bot en de Dura-zaak met precisie geweldPS. Houden de hersenen oppervlak nat met zoutoplossing de allertijden.
  6. Bevestigen de Microdrive/silicon sonde assemblage naar een stereotaxic manipulator. Breng de sonde silicon net boven de craniotomy. Schroef de silicon sonde connector houder aan de hoofd-plaat.
  7. De opname versterker en grond/referentie-elektroden aansluit. Het schild van de muis met aluminiumfolie om te beschermen tegen elektromagnetische ruis. Start de opname-systeem voor het controleren van de elektrische activiteit van de hersenen.
  8. De sonde van de silicium invoegen
  9. langzaam in de hersenen met behulp van de micromanipulator. De elektrische signalen, de manipulator afgelegde afstand en de schenkels van de sonde voortdurend te controleren (zorg ervoor dat ze zijn doordringen in de hersenen). Eenheid activiteit is zichtbaar in de cortex, terwijl de witte stof onder relatief stil is. Eenheid activiteit verschijnt het opnieuw wanneer de schenkels de piramidale laag van de hippocampus raken. Vanaf dit punt, het intrekken van de silicon sonde 200 µm (gebruik het micro-station de volgende dag terug te brengen de schacht in de piramidale laag).
  10. Dekking van het oppervlak van de hersenen met een mengsel van bot was en minerale olie.
  11. Bevestigen de micro-drive aan de hoofd-plaat met tandheelkundige cement. De tandheelkundige cement remedie voor 15 min te laat. Vervolgens loskoppelen van de micro-de aandrijving van de stereotaxic manipulator en het GLB hoed weer op zetten.
  12. Zet de muis terug in zijn kooi en geven een sub cutane injectie van ketaprofen 5 mg/kg. Controleer voor elk teken van pijn. Deze operatie is veel minder invasief dan de eerste en muizen zijn meestal actief binnen 45 min nadat ze wakker uit de narcose. Nochtans, laat de muis een hele dag herstellen als de silicium-sonde moet stabiliseren in de hersenen.

5. Opname

  1. installeren de muis hoofd-gefixeerd op de loopband. Verwijderen van de hoed cap.
  2. Sluit de versterker van de opname en de opname te starten.
  3. Op de eerste dag, de micro-drive te gebruiken om te verplaatsen van de silicium-sonde in de piramidale laag van de hippocampus. Elke linksom beurt van de schroef beweegt de shanks 200 µm dieper. Pas de positie van de schenkel langzaam (~ 20-50 µm tegelijk) totdat er rimpeling oscillaties 13 en eenheid activiteit worden weergegeven.
  4. Op de volgende dagen, tune van de positie van de schacht en ~ 1 h wachten voordat het opnemen van de hippocampal activiteit, terwijl de muis wordt uitgevoerd op de gordel. U behoudt de goede opname signaalkwaliteit voor meerdere dagen, verwijderen van harde voorwerpen en lage plafond van de muis ' s kooi te minimaliseren van de kans dat de hoed hobbels in harde oppervlakken.

6. Herstellen van de sonde

  1. de muis onder verdoving.
  2. De muis in het stereotaxic apparaat installeren door de vaststelling van de hoofd-plaat. Verwijderen van de hoed cap.
  3. Brengen de stereotaxic manipulator net boven de micro-drive. De micro-drive aan de manipulator vast te stellen. Schroef de houder van de aansluiting van de hoofd-plaat. Verwijder de schroef de shell en het lichaam van de micro-drive aansluiten.
  4. Onder toezicht van de verrekijker Microscoop, langzaam trek van de micro-station/silicon sonde assemblage met de stereotaxic manipulator, achterlating van het shell deel.
  5. Reinigen van de silicium-sonde met de schoonmaak apparaat.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Een muis werd eerst opgeleid om uit te voeren op een twee meter lange riem verstoken van signalen (Figuur 1 c). Na de implantatie van de elektrode, een nieuwe band van dezelfde lengte maar presenteren 3 paren van signalen werd geïnstalleerd op de loopband, om het genereren van allocentric ruimtelijke vertegenwoordigingen12,14. Breedband signalen werden opgenomen op een sampling rate van 30.000 Hz, met een 250-kanaals opname-systeem (versterker bord met USB interfacekaart en op maat gemaakte Labview-interface) en twee silicium-sondes (figuur 1A, 4 shanks-8 plaatsen per shanks) geïmplanteerd in CA1 en CA3 (figuur 1B). Eenheden zijn waargenomen met behulp van de functie van een drempel op de hoogdoorlaat gefilterde signalen (0.8-5 kHz). Cel isolatie werd uitgevoerd met behulp van een semi-automatische piek sorteren methode15,16,17. De vooruit/achteruit motie van de loopband werd gecontroleerd met behulp van LED en foto-sensor paren en opgenomen door digitale ingangskanalen van het registratiesysteem.

Een gemiddelde van 148±35 cellen (mean±s.e.m) kan worden afgezonderd in elke sessie, waaronder 38.4±3.5% toonden een duidelijke plaats veld activiteit (Figuur 2). De velden plaatsen waren relatief stabiel in heel vele proeven, in hetzij de eerste dag van de opname (figuur 2A) of na enkele dagen van de blootstelling aan de cued gordel (figuur 2B en figuur 2C). Verschillende soorten ruimtelijke representaties kunnen worden onderscheiden. Sommige cellen toonde herhaalde plaats velden gecorreleerd met de identiteit van de signalen (figuur 2A), terwijl andere cellen een unieke plek veld (figuur 2C)12 toonde. Dus, wij konden opnemen hippocampal plaats cellen over meerdere dagen en identificeren van een diversiteit aan veld mechanismen, twee belangrijke rekwisieten voor het bestuderen van de mechanismen en de dynamiek die is gekoppeld aan ruimtelijke navigatie, leren en geheugen.

Figure 1
Figuur 1: silicium sonde en loopband apparaat. (A) schacht en site-indeling van silicium sonde. (B) implantatie site. (C) Loopband apparatuur en lay-out van de signalen op de gordel. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2: chronische opname plaats cellen. (A) kleurgecodeerde vertegenwoordiging van velden plaatsen (boven) en auto-correlogram (linksonder) spike spike golfvormen (rechtsonder) voor een voorbeeld van de cel op dag 1 opgenomen. (B-C) Hetzelfde als a bijvoorbeeld cellen opgenomen op dag 3 (B) en dag 5 (C). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Chronische opname van neuronale activiteit is van cruciaal belang voor het begrijpen van neurale processen zoals velden hippocampal plaatsen. Onze aanpak voor het uitvoeren van chronische silicon sonde implantantation onderscheidt zich van andere methoden7,18,19,20 door het feit dat het relatief eenvoudig te herstellen van de elektrode pakket at het einde van het experiment. Terwijl plaats cellen meestal in vrij bewegende studeerde zijn voorwaarden, de loopband toestellen niet alleen aanzienlijk vereenvoudigt proefopzet en data-analyse, hierdoor ook onderzoekers om onderzoekt mechanismen van het veld in minimale contexten tijdens veel herhalingen van stereotiepe dierlijke trajecten12. Het is ook veel eenvoudiger om te bouwen dan virtuele realiteit systemen, aangezien het vereist alleen 3D-gedrukte wielen, eendimensionale bewegingssensoren en een microcontroller.

Stabiele plaats veld activiteit kan worden opgenomen over vele dagen, een belangrijke voorwaarde voor het onderzoek naar de lange termijn netwerk dynamiek leren is gekoppeld. In dit verband moeten enkele kwesties worden beschouwd. Eerst, de processen van hersenen weefsel degeneratie en litteken vorming rond de silicone sondes kunnen zelf genereren op lange termijn variaties in de patronen van activiteit. Het is daarom belangrijk voor alle chirurgische procedures zorgvuldig worden gedaan om minimale schade aan hersenen weefsels en bloed van vaartuigen. Ten tweede, is het relatief moeilijk te traceren van afzonderlijke cellen over opeenvolgende dagen, vanwege de elektrode driften in de hersenen-14. In dit opzicht beeldvormende technieken, zoals twee-foton microscopie en micro-endoscopie wellicht beter geschikt, als cel identiteit kan worden getraceerd van de morfologie en ruimtelijke configuratie van cellen21,22,23 . Ze kunnen ook een groter rendement in termen van aantal cellen opgenomen en direct informeren over cel gene expressies24. Beeldvormende technieken zijn echter heel invasieve wanneer diepe hersengebieden betrokken zijn en één actie potentieel niet oplossen als ze voornamelijk afhankelijk van calcium signalen. Vandaar, mogelijk een optimale oplossing voor longitudinale studies te combineren zowel optische als elektrofysiologische benaderingen.

Tot slot, het is vermeldenswaard dat de reeks technieken die wij hebben beschreven eenvoudig aan te passen voor andere soorten elektrode wellicht, met inbegrip van Neuropixels (https://www.janelia.org/lab/harris-lab-apig) en optrodes11,25 , 26, en kan worden gebruikt in een waaier van experimentele modellen dan de cellen van de hippocampal plaats. Met de snelle vooruitgang in 3D-printing technologie, moeten de verdere verbetering en aanpassing van de opname- en gedrags-apparaten worden meer en meer eenvoudig en toegankelijk naar de labs.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Dit werk werd gesteund door de Korea Instituut voor wetenschap en technologie in de institutionele programma (projecten nr. 2E26190 en 2E26170) en het Human Frontier Science Program (RGY0089/2012).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Silicon Probe Neuronexus Buzsabi32 Recording electrode
Recording system Intantech RHD2132/RHD2000
3D printer Asiga Pico Plus 27 High resolution printer for micro-drive
3D printer Stratasys Mojo Lower resolution printer for hat components
Stereotaxic apparatus Kopf Model 963
Binocular microscope Leica M60
Treadmill apparatus We build them

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schjetnan, A. G., Luczak, A. Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat. J Vis Exp. (56), (2011).
  2. Buzsaki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nat Neurosci. 7, (5), 446-451 (2004).
  3. Suner, S., Fellows, M. R., Vargas-Irwin, C., Nakata, G. K., Donoghue, J. P. Reliability of signals from a chronically implanted, silicon-based electrode array in non-human primate primary motor cortex. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 13, (4), 524-541 (2005).
  4. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J Neurophysiol. 90, (2), 1314-1323 (2003).
  5. Hochberg, L. R., et al. Neuronal ensemble control of prosthetic devices by a human with tetraplegia. Nature. 442, (7099), 164-171 (2006).
  6. Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11, (3), e0151180 (2016).
  7. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  8. Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28, (46), 11830-11838 (2008).
  9. Royer, S., et al. Control of timing, rate and bursts of hippocampal place cells by dendritic and somatic inhibition. Nat Neurosci. 15, (5), 769-775 (2012).
  10. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8, (9), 1263-1268 (2005).
  11. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. Eur J Neurosci. 31, (12), 2279-2291 (2010).
  12. Geiller, T., Fattahi, M., Choi, J. S., Royer, S. Place cells are more strongly tied to landmarks in deep than in superficial CA1. Nat Commun. 8, 14531 (2017).
  13. Ylinen, A., et al. Sharp wave-associated high-frequency oscillation (200 Hz) in the intact hippocampus: network and intracellular mechanisms. J Neurosci. 15, (1 Pt 1), 30-46 (1995).
  14. Battaglia, F. P., Sutherland, G. R., McNaughton, B. L. Local sensory cues and place cell directionality: additional evidence of prospective coding in the hippocampus. J Neurosci. 24, (19), 4541-4550 (2004).
  15. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155, (2), 207-216 (2006).
  16. Kadir, S. N., Goodman, D. F., Harris, K. D. High-dimensional cluster analysis with the masked EM algorithm. Neural Comput. 26, (11), 2379-2394 (2014).
  17. Lewicki, M. S. A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials. Network. 9, (4), R53-R78 (1998).
  18. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. J Neurosci Methods. 178, (2), 291-300 (2009).
  19. Blumberg, M. S., Sokoloff, G., Tiriac, A., Del Rio-Bermudez, C. A valuable and promising method for recording brain activity in behaving newborn rodents. Dev Psychobiol. 57, (4), 506-517 (2015).
  20. Haiss, F., Butovas, S., Schwarz, C. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. J Neurosci Methods. 187, (1), 67-72 (2010).
  21. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice. Neuron. 56, (1), 43-57 (2007).
  22. Villette, V., Malvache, A., Tressard, T., Dupuy, N., Cossart, R. Internally Recurring Hippocampal Sequences as a Population Template of Spatiotemporal Information. Neuron. 88, (2), 357-366 (2015).
  23. Ziv, Y., et al. Long-term dynamics of CA1 hippocampal place codes. Nat Neurosci. 16, (3), 264-266 (2013).
  24. Danielson, N. B., et al. Distinct Contribution of Adult-Born Hippocampal Granule Cells to Context Encoding. Neuron. 90, (1), 101-112 (2016).
  25. Stark, E., Koos, T., Buzsaki, G. Diode probes for spatiotemporal optical control of multiple neurons in freely moving animals. J Neurophysiol. 108, (1), 349-363 (2012).
  26. Wu, F., et al. An implantable neural probe with monolithically integrated dielectric waveguide and recording electrodes for optogenetics applications. J Neural Eng. 10, (5), 056012 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics