Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

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Summary

Dieser Artikel beschreibt ein Mausmodell zur Untersuchung der Entwicklung der Myointimal Hyperplasie (MH) nach Verletzung der Aorta Ballon.

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Tediashvili, G., Wang, D., Reichenspurner, H., Deuse, T., Schrepfer, S. Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta. J. Vis. Exp. (132), e56477, doi:10.3791/56477 (2018).

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Abstract

Die Verwendung von Tiermodellen ist unerlässlich für ein besseres Verständnis der MH, eine der Hauptursachen für arterielle Stenose. In diesem Artikel zeigen wir ein murinen Ballon Denudation Modell, welches mit etablierten Schiff Verletzungen Modelle in großen Tiere vergleichbar ist. Die Aorta Denudation Modell mit Ballonkathetern imitiert die klinischen Einstellung und führt zu vergleichbaren pathobiological und physiologischen Veränderungen. Kurz, nachdem Sie haben einen horizontalen Schnitt in die Aorta Abdominalis, ein Ballonkatheter wird eingefügt in das Gefäß, aufgeblasen, und Doppelthebel eingeführt. Inflation des Ballons führt zur Schädigung der Intima und Overdistension des Schiffes. Nach dem Entfernen des Katheters, wird die Aorta Inzision mit einzelnen Stiches geschlossen. In diesem Artikel gezeigte Modell ist reproduzierbar, einfach durchzuführen, und schnell und zuverlässig festgestellt werden können. Es eignet sich besonders für die Bewertung der teure experimentelle Therapeutika, die auf wirtschaftliche Weise angewendet werden können. Durch die Verwendung verschiedener Knockout-Maus-Stämmen, kann die Auswirkungen verschiedener Gene auf MH Entwicklung bewertet werden.

Introduction

Arterielle Stenose in den koronaren und peripheren Arterien hat einen großen Effekt auf die Morbidität und Mortalität von Patienten1. Eine zugrunde liegende Pathomechanismus ist Myointima Hyperplasie (MH), charakterisiert durch erhöhte Proliferation, Migration und Synthese von Proteinen der extrazellulären Matrix von vaskulären glatten Muskelzellen Zellen (SMC)2. SMC befinden sich in der Medienschicht des Schiffes und nach Stimulation an die Oberfläche des Gefäßlumens zu migrieren. Stimulierende Signale sind Wachstumsfaktoren, Zytokine, Zell-Zell-Kontakt, Lipide, Komponenten der extrazellulären Matrix und mechanische Scherkräfte und Strecken Kräfte3,4,5,6. Verletzungen der Gefäßwand, pathologische oder iatrogene, Endothelzellen und glatten Muskelzellen Zellschäden verursachen Entzündungsreaktionen zu stimulieren und somit zu MH7führen.

Verschiedene Tiermodellen sind derzeit für arterielle Verletzungen und Myointima Hyperplasie zu studieren. Große Tiere wie Schweine oder Hunde haben den Vorteil, eine ähnliche Arterie und koronare Anatomie mit Menschen zu teilen und eignen sich besonders für Studien zur Untersuchung der Angioplastie Techniken, Verfahren und Geräte8. Schwein-Modelle weisen jedoch den Nachteil der höheren Thrombogenität9,10, während Hunde nur eine milde Reaktion auf Schiff Verletzungen11haben. Darüber hinaus müssen alle großen Tiermodellen Spezialgehäuse, Ausrüstung und Personal, die sind mit hohen Kosten verbunden und stehen nicht immer an einer Hochschule. Kleiner Tiermodelle sind Ratten und Mäuse. Haben im Vergleich zu Ratten, Mäuse, die Vorteile der geringeren Kosten und die Existenz einer Vielzahl von k.o.-Modelle. Das Modell in diesem Video beschrieben kombinierbar mit ApoE-/-Mäuse mit einer westlichen Diät gefüttert, genau die klinische Einstellung der Angioplastie in atherosklerotischen Schiffe12imitieren. Frühere Modelle induziert Gefäßverletzung per Draht Verletzungen13, Fluid Austrocknung14, Frühjahr15oder Manschette Verletzungen16. Da die Art der Verletzung erheblich die Entwicklung und die Verfassung der MH auswirken wird, ist mit einem Ballonkatheter induzieren Schiff Verletzungen der beste Weg, um der klinischen Einstellung zu imitieren.

In diesem Artikel beschreiben wir eine neuartige Methode zur MH mit einem Ballonkatheter bei Mäusen zu induzieren. Die Verwendung eines Ballon-Katheters (1,2 x 6 mm) mit einem RX-Anschluss (Abbildung 1A) ermöglicht das Kratzen der Intima Schicht und gleichzeitig die Induktion von einem Overdistension des Schiffes. Beide Faktoren sind wichtige Auslöser für die Entwicklung von MH. Die Beobachtungszeit für dieses Modell beträgt 28 Tage17.

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Protocol

Tiere erhalten humane Pflege in Einklang mit dem Leitfaden für die Prinzipien der Versuchstiere, vorbereitet durch das Labor Tier Ressourcen Instituts und veröffentlicht von der National Institutes of Health. Alle tierischen Protokolle wurden von der zuständigen örtlichen Behörde ('' Amt Für Gesundheit Und Verbraucherschutz, Hansestadt (Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz) Hamburg'') genehmigt.

(1) Katheter Vorbereitung

Hinweis: Beziehen sich auf die Tabelle der Materialien für Informationen über den Katheter.

  1. Katheter aus dem Katheter Halter zu nehmen.
  2. Ziehen Sie der Führungsdraht aus dem Lumen durch die distale Port heraus.
  3. Legen Sie in einen Tropfen Cyanacrylat Klebstoff am distalen Ende des Katheters.
    Achtung: Latex oder Nitril-Handschuhe.
  4. Legen Sie den Führungsdraht am RX-Hafen des Katheters und durchlaufen Sie das Lumen in den distalen Hafen. Danach ziehen Sie leicht, den Führungsdraht zurück um einen Raum von ca. 5 mm bis zum Ende zu verlassen.
  5. Warten Sie 5 Minuten, damit den Kleber trocknen kann.
  6. Bewegen Sie den Führungsdraht, es sollte behoben werden. Wenn es noch fahrbar ist, wiederholen Sie Schritte 1,3-1,6.
  7. Eine 3-mL-Spritze mit 1,5 mL 0,9 % Kochsalzlösung füllen und mit dem Ballon-Inflation-Anschluss verbinden.
  8. Schieben Sie den Spritzenkolben Ballon Inflation zu testen. 0,6 mL Kochsalzlösung in die Spritze zu verlassen.

(2) Maus-Vorbereitung

  1. Erhalten Sie männliche Mäuse im Alter von 14 Wochen mit einem Gewicht von ca. 30 g.
    Hinweis: Wir Tiere erhalten die Institute der Versuchstiere verwendet. Hier verwendeten wir C57BL/6J.
  2. Verwenden Sie eine Induktion-Kammer, um die Maus mit 2,0-2,5 % Isofurane (500 mL/min Sauerstoff Durchfluss) zu betäuben.
  3. Platzieren Sie den Mauszeiger auf dem Rücken auf ein Heizkissen und unterhalten Sie Anästhesie mit einer Gesichtsmaske, die über Mund und Nase der Maus. Suchen Sie nach ausreichender Tiefe der Narkose durch Kneifen die Hinterfüße und Heck zu fehlender Reflexe zu überprüfen.
  4. Entfernen Sie die Abdominal-Haar mit einem Haarschneidegerät.
  5. Die Hinterbeine zu verbreiten und ihre Position mit Klebeband fixieren.
  6. Desinfizieren Sie den Bauchbereich mit Povidon-Jod, gefolgt von 80 % Ethanol. Wiederholen Sie diesen Schritt zwei weitere Male.
  7. Verwenden Sie eine chirurgische drapieren, um sicherzustellen, dass die Operationsstelle nicht kontaminiert erhalten. Öffnen Sie die Haut und Muskel Schichten entlang der Linea Alba mit einer Schere (oder Skalpell), die Bauchorgane verfügbar zu machen.
  8. Legen Sie den Darm in 0,9 % Kochsalzlösung befeuchtet angegossen und wickeln Sie um sie feucht zu halten.
  9. Verwenden Sie zwei feine Pinzetten, um das Fettgewebe über die Bauchaorta zu entfernen.
  10. Mit einer Insulin-Spritze (30G), injizieren Sie 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL) in die minderwertige Vena Cava (IVC) zu und warten Sie 3 min für die systemische Verteilung. Heparin wird unterdrücken Blutstillung und verhindern, dass unerwünschte Blutgerinnung während der Operation.
  11. Mit zwei Pinzetten, sezieren Sie Infrarenal Aorta bis hin zu seiner Gabelung und ihrer abgehenden Zweig Schiffe.
  12. Verbinden Sie die Seite Schiffe, die in den eingespannten Bereich mit einem Hochtemperatur-linken platziert werden sollen.
  13. Klemmend Infrarenal Aorta direkt unterhalb der Nierenarterien Blutfluss zu stoppen.
  14. Legen Sie eine zweite Klammer an einer distalen Position oberhalb der Aortenklappe Bifurkation.
  15. Führen Sie einen kleinen horizontalen Schnitt mit einer Schere in der Mitte zwischen den Klemmen entlang des Schiffes.
    Hinweis: Die Größe des Schnittes sollte 1/3 des Umfanges des Schiffes entsprechen.
  16. Legen Sie eine Spritze mit einer Nadel (30G) in die Inzision und Spülen der Aorta mit 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL).
  17. Mit 10: 0 Nahtmaterial, platzieren Sie einen einzigen Knoten auf jeder Seite des Schnittes.
  18. Erweitern der Aorta durch Einfügen eines Schiffes Dilatator in den Schnitt und das Schiff leicht zu verbreiten. Wiederholen Sie die Dehnung 2 bis 3 Mal.
  19. Befeuchten Sie den Ballon-Katheter mit 0,9 % Kochsalzlösung.
  20. Stecken Sie den abgeflachten Ballon-Katheter in die Aorta und fördern Sie es in Richtung der proximalen Klemme auf der Aorta.
  21. Beim Erreichen der proximalen Klemme vorsichtig öffnen Sie die proximale Halterung und Pumpen Sie den Ballon um Blut austreten, durch die Injektion von ~0.6 mL Kochsalzlösung zu vermeiden.
    Hinweis: Das Verhältnis von den aufgeblasenen Ballon Schiff ist 1,5: 1.
  22. Fördern Sie den Katheter retrograde für ca. 2 cm.
  23. Ziehen Sie den erweiterten Katheter zurück, während den Ballon leicht durch die Freigabe der Spritze entleeren.
  24. Befestigen Sie die proximale Klammer erreicht die Katheter den Schnitt der Aorta. Entlüften Sie den Ballon vollständig zu und entfernen Sie es.
  25. Spülen Sie die Aorta mit 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL) mit einer 30G Spritze.
  26. Schließen des Aortenklappe Schnittes mit 10: 0 Nahtmaterial. Stelle unterbrochen Maschen auf jeder Querseite, gefolgt von ein oder zwei Maschen auf der Bauchseite.
  27. Öffnen Sie die distalen Halterung. Im Falle von Blutungen, die Klemme wieder schließen und zusätzliche Stiche zu platzieren.
  28. Öffnen Sie die proximale Zange vorsichtig.
  29. Legen Sie zwei Tupfer auf die Naht zu unterstützen und eine Blutung zu stoppen.
  30. Legen Sie resorbierbar Futterzange auf die Naht um es zu erhalten.
    Hinweis: Ein Aortenklappe Puls sollte nach distal von der Schnitt sichtbar.
  31. Platzieren Sie den Darm wieder in die Bauchhöhle.
  32. Spülen Sie die Bauchhöhle mit steriler 0,9 % Salzlösung, auf 37 ° c vorgewärmt worden ist
  33. Schließen Sie die Bauchmuskel-Schicht mit 6-0 ausgeführten Nähte.
  34. Schließen Sie die Haut mit 5: 0 ausgeführten Nähte.
  35. Injizieren Sie 4-5 mg/kg Carprofen subkutan, bevor so dass die Maus, um aufzuwachen. Überwachen Sie das Tier, bis es Bewusstsein erlangt hat, pflegen Sie sternalen liegen. Halten Sie das Tier allein in einem Käfig bis zur vollständigen Genesung.
  36. Das Trinkwasser (50 mg/100 mL) als Schmerzmittel für 3 Tage Metamizole hinzu und überwachen Sie das Tier täglich zu. In der Regel Mäuse wie die süßen Geschmack Metamizole und beginnen sofort nach der Operation zu trinken. Falls gewünscht, können statt Metamizole retard-injizierbare Agenten verwendet werden.
    Hinweis: Der Beobachtungszeitraum für dieses Modell beträgt 28 Tage.

3. Histopathologie

  1. Ernten Sie die Ballon-verletzte Aorta nach 28 Tagen durch die Vorbereitung der Mäuse, wie in 2.2 bis 2,9 beschrieben.
  2. Mit einer Schere entfernen der Ballon verletzt Aorta (zwischen der Bifurkation und 0,3 mm über die renale Schiffe) und die Maus durch Ausschneiden von seinem Herzen einschläfern.
  3. Spülen Sie das Lumen des Gefäßes mit 0,9 % NaCl.
  4. Die geerntete Schiff in 4 % Paraformaldehyd (PFA) über Nacht zu beheben und in steigenden Konzentrationen von Ethanol, beginnend mit 70 % igem Ethanol 80 % Ethanol für 1 Stunde, 2 Stunden, 95 % igem Ethanol für 2 Stunden und 100 % igem Ethanol für 5 Stunden austrocknen. Dann inkubieren Sie Proben in Xylol 2 Stunden 3 Mal, bevor die Proben mit Paraffin zu infiltrieren.
    Hinweis: anstatt Spülung der geernteten Schiffs mit 0,9 % NaCl, es kann gespült werden mit 4 % PFA.
    Achtung: PFA und Xylol sind giftig und sollten mit besonderer Sorgfalt behandelt werden.
  5. Die Probe in Paraffin einbetten und in Scheiben von 5 µm Dicke, die mit einem Mikrotom schneiden.
  6. Deparaffinize Sie die Folien mit Xylol 3 Mal für 5 Minuten.
  7. Rehydrieren Sie Gewebe Folien mit einer abnehmenden Reihe von Ethanol. Beginnen Sie mit 100 % Ethanol 2 Mal für 5 min, gefolgt von 3 Minuten von 95 %, 80 % und 70 % Ethanol.
  8. Färben Sie die Folien mit Masson trichrome Färbung, wie beschrieben18.
  9. Gefärbte Folien in 100 % igem Ethanol 2 Mal für 10 min zu entwässern. Klar mit Xylol 2 Mal für 10 min und in Eindeckmedium montieren.
  10. Zeigen Sie die Folien mit einem Hellfeld-Mikroskop. Verwenden Sie ein Objektiv mit 5 x Vergrößerung und einer numerischen Apertur von 0,12 für ein Überblicksbild oder ein Objektiv mit 20 X Vergrößerungen mit einer numerischen Apertur von 0,35 für detaillierte Beobachtung.

4. Immunfluoreszenz-Mikroskopie

  1. Rehydrieren Sie Gewebe Folien mit einer abnehmenden Reihe von Ethanol. Beginnen Sie mit 100 % Ethanol 2 Mal für 5 min, gefolgt von 3 min von 95 %, 80 % und 70 % Ethanol.
  2. Durchführen Sie Antigen-Retrieval durch Erhitzen der Folien in Antigen-Retrieval Lösung in einem Dampfer für 20 min.
  3. Lassen Sie die Folien auf Raumtemperatur abkühlen.
  4. Nach dem Waschen auftragen die Folien für dreimal mit Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS), Antigen blockiert Lösung auf Abschnitte für 30 min.
  5. Waschen Sie Objektträger drei Mal für 5 min mit PBS.
  6. Inkubieren Sie Abschnitte mit Primärantikörper in Primärantikörper Verdünnungsmittel verdünnt.
    Hinweis: Die richtige Konzentration und Inkubation Zeit sollte separat für jeden Antikörper gewählt werden.
  7. Waschen Sie Folien drei Mal für 5 min mit PBS, ungebundenen Antikörper zu entfernen.
  8. Inkubieren Sie Abschnitte mit einem Pre-konjugierten Sekundärantikörper in Sekundärantikörper Verdünnungsmittel verdünnt.
    Hinweis: Die richtige Konzentration und Inkubation Zeit sollte separat für jeden Antikörper gewählt werden.
  9. Ungebundenen Antikörper durch die Folien für 5 min dreimal waschen zu entfernen.
  10. Counterstain die Zellkerne mit 4', 6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) für 15 min; die Endkonzentration DAPI sollte 350 nM.
  11. Montieren Sie Folien in Immunfluoreszenz kompatibel Montagelösung.
    Hinweis: Mit der falschen Montage-Lösung kann das Fluoreszenzsignal verdecken.
  12. Zeigen Sie Folien mit einem Fluoreszenzmikroskop. Verwenden Sie ein 40 X Vergrößerung Objektiv mit einer numerischen Apertur von 1,3.

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Representative Results

Ballon Denudation ist ein geeignetes Modell für die Entwicklung von MH bei Mäusen zu studieren. Tiere gut von der Operation erholen und zeigen eine ausgezeichnete Kondition nach der Operation. Wir haben dieses Modell im 50 Mäuse mit weniger als 3 % Todesrate durch den chirurgischen Eingriff. Zahlen 1 b -C zeigen die wichtigsten chirurgischen Schritte. Nach einem Hautschnitt entlang der Linea Alba, Aorta Abdominaliszu identifizieren. Legen Sie die mikrochirurgische Klemmen (Abbildung 1 b). Machen Sie einen kleinen Schnitt in der Mitte der Aorta, ein Ballonkatheter in das Schiff ein und schieben es retrograde, gegen die Richtung des Blutflusses (Abbildung 1) gesetzt. Bewegung des aufgeblasenen Ballons führt zu kratzen der Intima und zugleich Overdistension des Schiffes. Der Aorten-Schnitt wird mit einzelnen Stiche verschlossen. Ein Aortenklappe Puls sollte nach distal von der Schnitt sichtbar.

MH entwickelt sich im Laufe der Zeit schrittweise in das Transplantat. Histologische Färbung mit Masson trichrome zeigt Myointima Bildung innerhalb der internen elastischen Lamina (Abbildung 2A). Myointimal Läsionen bestanden hauptsächlich aus zellulären Komponenten positiv für SM22 und einige Komponenten der extrazellulären Matrix (Abb. 2 b). Myointimal Zellen werden durch Immunfluoreszenz Färbung weiter ausgewertet. Die Bevölkerung in der Myointima besteht aus glatten Muskelzellen (glatte Muskulatur Aktin (SMA) positiv) und Myofibroblasts (Fibroblasten Aktivierung Eiweiß (FAP) positive) Zellen (Abb. 2 b).

Figure 1
Abbildung 1: Schaltpläne der Katheter und die Implantation. (A) detaillierten Schaltplan des Katheters. Distale Port, Ballon, schnellen Austausch Hafen (RX-Port), Führungsdraht, einzelne Lumen RX-Port, Lumen von RX-Port Hub, Ballon, Ballon Inflationsanschluss zu verdoppeln. (B) schematische Darstellung des chirurgischen Eingriffs. Durchblutung der Aorta Abdominalis ist mit zwei Mikro Klemmen gestoppt und ein kleiner Einschnitt erfolgt. C. aufgeblähten Katheter in Aorta Abdominalis. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Figure 2
Abbildung 2: Myointima Bildung innerhalb der internen elastischen Lamina. (A) Denuded Maus Hauptschlagadern werden geerntet, Paraffin eingebettet und ein repräsentativer Querschnitt in trichrome Färbung angezeigt wird. (B) doppelte Immunfluoreszenz Färbung der Ballon entblößt betrachten wird angezeigt. Die obere Reihe zeigt Myointimal Läsionen gebeizt für SM22 und Kollagen III. In der unteren Reihe sind Schiffe für SMA und FAP gefärbt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Discussion

Dieser Artikel zeigt ein Mausmodell zur Untersuchung der Entwicklung der Myointimal Hyperplasie und ermöglicht die Erforschung der zugrunde liegenden pathologischen Prozesse und die Erprobung neuer Medikamente oder therapeutische Optionen.

Der wichtigste Schritt in diesem Protokoll wird die Denudation der Aorta. Besonderer Sorgfalt sollte bei diesem Schritt bezahlt werden, da übermäßige Denudation zur Bildung von Aneurysmen und Modell Scheitern führt. Auf der anderen Seite, wenn Denudation unzureichend durchgeführt wird, entwickeln sich zu wenig Myointima. Daher ist die Intensität der Denudation Schritt entscheidend für das Ergebnis und den Erfolg von diesem Tiermodell.

In Bezug auf den chirurgischen Eingriff ist es wichtig, dass die beiden Wände des Gefäßes nicht durchbohrt sind, durch Festlegen der Stiche, die sich in frühen Ausfall des Schiffes Durchgängigkeit ergeben könnten. Wir haben zuvor ein Maus-Modell beschrieben, in denen wir Schiff Stenose in der Bauchschlagader Mäuse18induziert. Jedoch bieten dies und den meisten anderen Modellen nur sehr geringe Mengen an Gewebe für die Analyse. Ein Vorteil dieser Methode ist die vergleichsweise große Menge an Gewebe erhalten (~ 1 cm Schiff Segment). Eine einzelnes Schiff Transplantat kann so in mehrere Teile unterteilt und für verschiedene Analysen, effektiv reduzieren die Anzahl der benötigten Versuchstiere verwendet.

Darüber hinaus können geeignete Knock-out-Tiere verwendet werden, um die Entwicklung der Myointima Hyperplasie in verschiedenen Krankheitsbildern zu studieren. Die genetische Hintergründe können auch mit diesem Tiermodell zu verstehen, die Mechanismen der Myointimal Hyperplasie in einer Vielzahl von Einstellungen oder die Auswirkungen von bestimmten Genen kombiniert werden.

Zusammenfassend lässt sich sagen, das hier beschriebene Modell ist reproduzierbar, einfach durchzuführen, und schnell und zuverlässig festgestellt werden können. 19-Modelle erfolgreich getestete Behandlung, die Optionen in diesem Modell weiter in großes Tier bestätigt werden können.

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Disclosures

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Acknowledgments

Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung.

D.w. wurde von der Max-Kade-Foundation unterstützt. T.D erhalten Zuschüsse von der Else Kröner-Stiftung (2012_EKES.04) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. erhielt Stipendien von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10-0 Ethilon suture Ethicon 2814G
3 mL Syringe BD Medical 309658
37% HCl Sigma-Aldrich H1758
5-0 prolene suture Ethicon EH7229H
6-0 prolene suture Ethicon 8706H
Acid Fuchsin Sigma-Aldrich F8129-25G Trichrome staining
Antigen retrieval solution Dako S1699
Azophloxin Waldeck 1B-103 Trichrome staining
Bepanthen Eye and Nose ointment Bayer 1578675 Eye ointment
Betadine Solution Betadine Purdue Pharma NDC:67618-152
C57BL/6J Charles River Stock number 000664
Clamp applicator Fine Science Tools 18056-14 JAW DIMS: 4 x 0.75 mm LENGTH: 13 mm
Collagen 3 abcam ab7778 Antibody
DAPI Thermo Fischer D1306
Donkey anti-Goat IgG AF555 Invitrogen A21432 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A21206 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF488 Invitrogen A11055 Secondary antibody
Donkey anti-Rabbit IgG AF555 Invitrogen A31572 Secondary antibody
Ethanol 70% Th. Geyer 2270
Ethanol 96% Th. Geyer 2295
Ethanol absolute Th. Geyer 2246
FAP abcam ab28246 Antibody
Forceps fine Fine Science Tools 11251-20
Forceps standard Fine Science Tools 11023-10
Glacial Acetic Acid Sigma-Aldrich 537020
Hair clipper WAHL 8786-451A ARCO SE
Heparin Rotexmedica PZN 3862340 25.000 I.E./mL
High temperature cautery kit Bovie 18010-00
Image-iT FX Signal Enhancer Invitrogen I36933 Blocking solution
Light Green SF Waldeck 1B-211 Trichrome staining
Microsurgical clamp Fine Science Tools 18055-04 Micro-Serrefine - 4mm
MINI TREK Coronary Dilatation Catheter 1.20 mm x 6 mm / Rapid-Exchange Abbott 1012268-06U
Molybdatophosphoric acid hydrate Merck 1.00532.0100 Trichrome staining
NaCl 0,9% B.Braun PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160
Needle holder Fine Science Tools 12075-14
Novaminsulfon Ratiopharm PZN 03530402 Metamizole
Orange G Waldeck 1B-221 Trichrome staining
Paraffin Leica biosystems REF 39602004
PBS pH 7,4 Gibco 10010023
PFA 4% Electron Microscopy Sciences #157135S
Ponceau S solution Serva Electrophoresis 33427 Trichrome staining
Primary antibody diluent Dako S3022
Prolong Gold Mounting solution Thermo Fischer P36930 Mounting solution for immunofluorescence stained slides
Replaceable Fine Tip Bovie H101
Resorcin-Fuchsin Weigert Waldeck 2E-30 Trichrome staining
Rimadyl Pfizer 400684.00.00 Carprofen
Scissors Fine Science Tools 14028-10
Scissors Vannas-style Fine Science Tools 15000-03
Secondary antibody diluent Dako S0809
Fast acting Adhesive MINIS 3x1g UHU 45370 Cyanoacrylate
Slide Rack Ted Pella 21057
SM22 abcam ab10135 Antibody
SMA abcam ab21027 Antibody
Staining dish Ted Pella 21075
Surgical microscope Leica M651
Tabotamp fibrillar Ethicon 431962 Absorbable hemostat
Transpore Surgical Tape 3M 1527-1
U-100 Insulin syringe BD Medical 324825
Vessel Dilator Fine Science Tools 18603-14
Vitro-Clud Langenbrinck 04-0001
Weigerts iron hematoxylin Kit Merck 1.15973.0002 Trichrome staining
Xylene Th. Geyer 3410

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: final data for 2009. Natl Vital Stat Rep. 60, (3), 1-116 (2011).
  2. Austin, G. E., Ratliff, N. B., Hollman, J., Tabei, S., Phillips, D. F. Intimal proliferation of smooth muscle cells as an explanation for recurrent coronary artery stenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 6, (2), 369-375 (1985).
  3. Greenwald, S. E., Berry, C. L. Improving vascular grafts: the importance of mechanical and haemodynamic properties. J Pathol. 190, (3), 292-299 (2000).
  4. Majesky, M. W., Schwartz, S. M. Smooth muscle diversity in arterial wound repair. Toxicol Pathol. 18, (4 Pt 1), 554-559 (1990).
  5. Owens, G. K. Regulation of differentiation of vascular smooth muscle cells. Physiol Rev. 75, (3), 487-517 (1995).
  6. Owens, G. K., Kumar, M. S., Wamhoff, B. R. Molecular regulation of vascular smooth muscle cell differentiation in development and disease. Physiol Rev. 84, (3), 767-801 (2004).
  7. Kleemann, R., Zadelaar, S., Kooistra, T. Cytokines and atherosclerosis: a comprehensive review of studies in mice. Cardiovasc Res. 79, (3), 360-376 (2008).
  8. Karas, S. P., et al. Coronary intimal proliferation after balloon injury and stenting in swine: an animal model of restenosis. J Am Coll Cardiol. 20, (2), 467-474 (1992).
  9. Ip, J. H., et al. The role of platelets, thrombin and hyperplasia in restenosis after coronary angioplasty. J Am Coll Cardiol. 17, (6 Suppl B), 77B-88B (1991).
  10. Mason, R. G., Read, M. S. Some species differences in fibrinolysis and blood coagulation. J Biomed Mater Res. 5, (1), 121-128 (1971).
  11. Lafont, A., Faxon, D. Why do animal models of post-angioplasty restenosis sometimes poorly predict the outcome of clinical trials? Cardiovasc Res. 39, (1), 50-59 (1998).
  12. Matter, C. M., et al. Increased balloon-induced inflammation, proliferation, and neointima formation in apolipoprotein E (ApoE) knockout mice. Stroke. 37, (10), 2625-2632 (2006).
  13. Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A. Mouse model of arterial injury. Circ Res. 73, (5), 792-796 (1993).
  14. Simon, D. I., et al. Decreased neointimal formation in Mac-1(-/-) mice reveals a role for inflammation in vascular repair after angioplasty. J Clin Invest. 105, (3), 293-300 (2000).
  15. Sata, M., et al. A mouse model of vascular injury that induces rapid onset of medial cell apoptosis followed by reproducible neointimal hyperplasia. J Mol Cell Cardiol. 32, (11), 2097-2104 (2000).
  16. Moroi, M., et al. Interaction of genetic deficiency of endothelial nitric oxide, gender, and pregnancy in vascular response to injury in mice. J Clin Invest. 101, (6), 1225-1232 (1998).
  17. Painter, T. A. Myointimal hyperplasia: pathogenesis and implications. 2. Animal injury models and mechanical factors. Artif Organs. 15, (2), 103-118 (1991).
  18. Stubbendorff, M., et al. Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models. J Vis Exp. (87), e51459 (2014).
  19. Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509, (7502), 641-644 (2014).

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