Medición de esfínter uretral externo cistométrico en ratas despiertas con catéter implantado y electrodos para medidas repetidas

Biology

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Summary

Este protocolo describe primero el procedimiento quirúrgico de la implantación permanente de un catéter de vejiga urinaria combinada con electrodos del esfínter uretral externo y segundo, la medición de la función de la vejiga y uretral externo Esfinge en animales despiertos implantados.

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Foditsch, E. E., Roider, K., Sartori, A. M., Kessler, T. M., Kayastha, S. R., Aigner, L., et al. Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements. J. Vis. Exp. (131), e56506, doi:10.3791/56506 (2018).

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Abstract

Función del tracto urinario inferior se evalúa principalmente mediante análisis de función de vejiga cistométrico en roedores. Cystometries convencionales se realizan generalmente como análisis terminal bajo anestesia de uretano. Es bien sabido que las drogas anestésicas pueden influir en la función vesical. Por lo tanto, el objetivo de esta técnica es realizar mediciones cistométrico del esfínter externo uretral y vejiga urinaria en ratas despiertas ligeramente restringidas. Para ello, se implanta un catéter de vejiga en la cúpula de la vejiga. Posteriormente, dos electrodos son implantados bilaterales en el esfínter uretral externo y un electrodo de tierra se sutura a un músculo esquelético no responde. El catéter de la vejiga y los tres electrodos son finalmente tunelizados subcutáneamente en la región del cuello y colocados en un arnés. Con esta técnica, las vías urinarias bajas puede ser medida en varios puntos del tiempo en el mismo animal para evaluar la función del tracto urinario inferior. La principal aplicación de esta técnica es el seguimiento simultánea vejiga urinaria y función del esfínter uretral externo en ratas sanas despiertas y después de la inducción de una enfermedad o lesión. Por otra parte, el posterior control de tracto urinario inferior puede realizarse durante la evaluación de la enfermedad, lesión y para monitorizar la eficacia del tratamiento.

Introduction

Para analizar almacenamiento urinario y anulación de la función y disfunción, mayoría de los estudios ha usado modelos de roedores. A través de la activación secuencial de los reflejos, se produce la micción. La coordinación de estos reflejos es esencial para la eficiente evacuación1. Técnicas de grabación cistométrico proporcionan valiosas herramientas para el análisis de la función de la vejiga urinaria bajo su control neural1.

Cystometries más convencionales en las ratas se hacen como un análisis único y final en anestesia, principalmente uretano2y únicamente se centran en la vejiga urinaria. Sin embargo, en algunas patologías como disfunción neurogénica de tracto urinario inferior (NLUTD), no sólo a la vejiga urinaria, sino también a la salida de la vejiga, el esfínter uretral externo, es disfuncional3,4. Esto dificulta NLUTD seguimiento, si sólo se examina la vejiga en una medición cistométrico sola. Para obtener resultados confiables que son comparables a los seres humanos, es esencial para medir con precisión tanto la vejiga urinaria y la función del esfínter uretral externo y sus interacciones2. Además, es crucial realizar análisis funcionales en ratas despiertas como la anestesia es muy probable que altere la función de vejiga2,5,6. Un buen cistométrico en animales despiertos es la base para la identificación de la función y funcionamiento de la vejiga7.

La Cistometría animal pequeña estación (p. ej., estación de cystometry Catamount (CCS)) es una unidad para realizar análisis cistométrico en pequeños animales despiertos8. Por medio de un catéter vesical permanente y esfínter uretral externo implantado electrodos, pueden realizarse mediciones repetitivas durante un largo tiempo períodos2. Así, la CCS proporciona una valiosa herramienta para no neurogénica y evaluaciones de NLUTD en el modelo de roedor, en los cuales los pathomechanisms puede cambiar durante el seguimiento a corto o medio plazo. Además, este método incluye un análisis reducido artefacto cistométrico utilizando un limitador para realizar mediciones de vejiga en ratas despiertas.

En este papel, describimos el abordaje para el implante permanente de un catéter de vejiga y esfínter uretral externo electrodos, junto con mediciones cistométrico en ratas despiertas.

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Protocol

Todos los procedimientos aquí descritos fueron aprobados por el Comité de ética gubernamental austríaca para la investigación animal (Bundesministerium für Wissenschaft, Forschung und Wirtschaft, WF / V /3b) y en cumplimiento de la Asociación para la evaluación de laboratorio Pautas de cuidado animal para uso animal. Las ratas utilizadas este enfoque fueron ratas Lewis hembras, de 12 semanas de edad. Use instrumentos estériles en el protocolo.

1. material preparación

  1. Fabricación del catéter
    1. Cortar el catéter (polietileno tubería PE-50) en la longitud correcta (20 a 25 cm) para ajustarse al tamaño del animal.
      Nota: Dejar un sobrante para hacer un túnel y facilitar el manejo.
    2. Estallar un extremo con un mechero para conseguir una punta redondeada. Comprobar apertura apropiado final y extremo romo del catéter.
    3. Coloque un tubo de silicona larga 2 mm sobre el catéter hasta que se encuentra justo debajo de la parte acampanada.
  2. Fabricación de los electrodos
    1. Preparar un alambre de acero recubierto de politetrafluoroetileno de 20-25 cm (la longitud apropiada según el tamaño del animal).
    2. Preparar un alambre de plata 2 cm de longitud y retuerza los extremos hasta que quede un pequeño bucle. Tira de 2 mm del aislamiento de teflón en un extremo. El alambre trenzado de plata final el alambre desnudo de acero de la soldadura.
    3. Aplique el esmalte de uñas convencional en la zona de la capa. Preparación de tubería de polietileno largo 4 mm sobre la región cubierta y sellar el extremo aplicando calor a las pinzas de compresión.

2. animal preparación

  1. Anestesia
    1. Use una Cóctel de anestesia apropiada aprobado por la institución para un general anestesia.
    2. Preparar Cóctel de anestesia con fentanilo (0,01 mg/kg), medetomidina (0,15 mg/kg) y midazolam (0,08 mg/kg) e inyectar por vía intramuscular por una jeringa de 1 mL con una aguja de calibre 27.
  2. Preparación quirúrgica
    1. Afeitar el abdomen con una afeitadora eléctrica, incluyendo la región genital y la región lumbar a la altura de los omóplatos.
    2. Desinfectar abdominal y cuello regiones con 70% etanol primeros y luego 3 alternando peelings con solución de povidona-yodo.

3. implantación de Catéter vesical

  1. Realizar una laparotomía de línea media baja a nivel de la tetilla tercera y cuarta (aproximadamente 2 a 2.5 cm de longitud) mediante un bisturí para la piel y una tijera quirúrgica de los músculos abdominales.
  2. Exponer la vejiga guiando la pared abdominal en dirección craneo-caudal y fijarlo en esta posición colocando la parte posterior de un fórceps de detrás de la vejiga para evitar la reubicación.
  3. Colocar una sutura en jareta alrededor de la cúpula de la vejiga usando una sutura de monofilamento no absorbible 6-0 con una aguja de punta cónica.
  4. Haga una incisión en la cúpula de la vejiga dentro de la jareta, ya sea por la punta del escalpelo o aguja de 18G, para insertar el catéter de la vejiga (ver protocolo paso 1).
  5. Inserte el catéter Prellenado con la solución fisiológica estéril de cloruro de sodio 0.9% y cuidadosamente retraiga el catéter de la vejiga hasta apertura abocinada del catéter se coloca justo debajo de la bóveda de la vejiga.
  6. Asegurar la sutura en jareta alrededor de la sonda y hacer una parada de sutura alrededor del cuerpo del catéter por fijación más.
  7. Verificar por fugas a través de la cúpula de la vejiga poco a poco llenando la vejiga a través del catéter con solución de cloruro sódico 0,9% fisiológico estéril.

4. implantación de electrodo uretral esfínter

  1. Preparar tres electrodos para la implantación (ver protocolo paso 1).
  2. Marque un electrodo con un rotulador permanente color para mayor identificación del electrodo nulo futuro. Desinfecte los electrodos con etanol al 70%.
    Nota: Los catéteres no son adecuados para el calor y los procedimientos de esterilización química. Por el contrario frío esterilizar los electrodos durante 24 h.
  3. Extender la incisión abdominal por tijeras quirúrgicas hasta el hueso púbico, pero no corte la sínfisis púbica.
  4. Identificar la uretra y crear un bolsillo embotado con unas pinzas finas a ambos lados de la uretra, pero evitar el trauma de vasos o nervios.
  5. Identificar adecuadas bolsas de grasa cerca de la uretra dentro de esta ventana.
  6. Fijar electrodos bilateralmente en la bolsa de grasa adecuado mediante el uso de la sutura de monofilamento no absorbible 6-0.
    Nota: La posición final de los electrodos debe ser bilateral en la región media de la uretra.
  7. Atar los dos electrodos junto con sutura de monofilamento no absorbible 6-0.
  8. Sutura el electrodo marcado null al músculo de la pared abdominal a distancia de la uretra. Ate todos los tres electrodos junto con una sutura única.

5. túnel

  1. Hacer una incisión en la piel pequeñas entre los omóplatos para hacer un túnel.
  2. Túnel de cables del electrodo hasta el cuello y hacer una verificación final para la colocación correcta y verificar la posición de los electrodos después de hacer un túnel.
  3. Catéter de vejiga de túnel al nivel de la escápula - prestar atención a la vejiga mientras tunelizado el catéter para evitar la torsión de la vejiga. Para ello, sujete el catéter justo antes de entrar en la cúpula de la vejiga para evitar la torsión de la vejiga.
  4. Cerrar los músculos abdominales por suturas continuas o interrumpidas con una sutura absorbible 4-0 polyfilament. Cerrar la incisión en la piel por suturas de colchonero interrumpidas.
  5. Estirar el animal a su longitud total que la distensión máxima de los cables del electrodo y el catéter.
  6. Fijar cables catéter y el electrodo por una sutura hundida en el músculo del hombro.
  7. Cerca de la piel por una sola puntada con la sutura 4-0.

6. arnés montaje

  1. Colocar un arnés al animal tirando del arnés sobre la cabeza del animal y tire de los miembros anteriores hasta una posición final entre las tiras de dos silicona. Compruebe el tamaño de arnés en el peso del animal antes de la cirugía con el distribuidor.
  2. Túnel del catéter de la vejiga al orificio central del arnés y electrodos a través del agujero a medida por un taladro ajustado al tamaño de los cables de electrodo.
  3. Ajuste el arnés tirando de las tiras de silicona. Ajuste del arnés por lo que no es demasiado flojo, sino garantizar un espacio mantener la capacidad de movimiento de la rata.
  4. Utilice una correa de cable para fijar las tiras de silicona.
  5. Cortar la longitud del catéter vesical a 3 cm por encima del arnés, conecte el tapón de 23 G y finalmente fijar el arnés.

7. fabricación de la conexión del electrodo

  1. Prepare tres tubos de encogimiento de calor pequeña (un color diferente para el electrodo de null). Preparar dos tubos de encogimiento térmico más en un tamaño más apropiado.
  2. Acortar la longitud de los cables de electrodo a una longitud óptima para poder conectar más adelante al enchufe hembra sin ser demasiado flojo o demasiado corto. Tira del aislamiento de teflón de los tres alambres (aproximadamente 2 mm) y tuerza los cables de acero en una cadena.
  3. Coloque tubos de encogimiento de calor grande sobre todos los cables, coloque los tubos pequeños individualmente para todos los tres cables y utilice el tubo de color para el electrodo de null.
  4. Los electrodos para el conector macho de 3-conexión de la soldadura. Coloque el electrodo nulo en el medio y reducir el área de tres pequeños tubos individuales arriba soldados.
  5. Reducir el primero de los tubos más grandes al final de los finales de cada tubo y el tubo gran final a la frontera de enchufe macho.
  6. Conecte el conector macho al conector hembra fijado al arnés y fijar con un trozo de cinta para mayor seguridad.

8. después de la cirugía atención

  1. Áreas quirúrgicas de limpiar y desinfectar con povidona yodada.
  2. Colocar el animal sobre una almohada hasta que despierto y dar solución de cloruro de sodio 0.9% para la sustitución de agua, basado en las pautas de cuidado de los animales locales durante y después de la cirugía.
  3. Administrar analgésicos (meloxicam 1 mg/kg) y antibióticos (sulfadoxinum 200 mg, trimethoprimum 40 mg, 15 mg/kg) como una solución combinada inyección por vía subcutánea. Dos veces al día, dar analgésicos (mañana y tarde) y una vez al día dar antibióticos, durante cinco días posteriores.
  4. Continuar con antibióticos en la misma dosis sobre el periodo de seguimiento conjunto en dos o tres inyecciones por semana.
  5. Revise diariamente para la colocación adecuada del arnés y realizar una inspección de campo quirúrgico, especialmente de la región del cuello. Ajuste del arnés si se pone demasiado apretado tirando con cuidado las tiras de silicona.
  6. Lave el catéter con regularidad una vez por semana para evitar un bloqueo.

9. preparación para la medición de cistométrico

  1. Realizar las primeras mediciones cistométrico después de seis días de postoperatorios.
    Nota: Las medidas anteriores pueden ser influenciadas por analgésico medicamento o urotelial irritación debido a la implantación del catéter.
  2. Encienda el interruptor principal, la computadora y el amplificador EMG.
  3. Llenar la bomba de jeringa con cloruro de sodio 0.9% temperatura de la habitación calentada. Abrir los tres conectores uno tras otro en forma descendente, a partir de la bomba y enjuague los tubos.
    Nota: Revise cuidadosamente quedan burbujas de aire, como burbujas que alterará las mediciones cistométrico.

10. calibración

  1. Inicie el software de uroflowmeter de programa y vaya a calibración.
  2. Cerrar el conector de tres vías a la bomba y el animal.
  3. Abrir la válvula para manómetro conectado y pulsa el cero en el programa.
  4. Ajustar la presión en el manómetro a 100 mmHg y botón de mmHg 100 en el programa. Presione confirmar para guardar el ajuste de calibración. La ventana se cerrará automáticamente.
  5. Cierre la válvula del manómetro y abrir los conectores de tres vías de la bomba al animal para estar listo para la medición.

11. animal (Animal DB) de la base de datos

  1. Para registrar los animales, dar al animal una identificación conciso.
  2. Entre otros datos, como fecha de SCI, comienzo del tratamiento, fecha de implantación del catéter, grupo experimental y la fecha de nacimiento del animal.
  3. Para finalmente registrar los datos, pulsar "Guardar registro" y guardar en archivo.

12. medición ajustes antes de la grabación

  1. Inicie el programa presionando el botón de inicio.
  2. Seleccione el animal y pulse escala de Tara y cero presión.
    Nota: Preste atención colocando el animal en el limitador, de que ningún cable se pega, que esto podría conducir a un retiro de un alambre del cable del EMG.

13. animal preparación

  1. Quite el tapón de la sonda y desconectar el enchufe de la EMG del arnés.
  2. Colocar la rata en el limitador. Cierre el limitador y asegure el arnés con una abrazadera.
  3. Conseguir que el catéter y la EMG enchufan el limitador.
  4. Coloque el limitador en la unidad de catamount. Poner la cola a través del tubo y fijar el tubo con cinta para evitar movimientos.
  5. Conecte el conector macho de EMG para el conector hembra de EMG de grabación.
  6. Presione cero presión una vez más y luego conecte el catéter al tubo de llenado y grabación. Verifique la presión en el software.
    Nota: La presión debe ser positiva, alrededor de 5-10 cm H2O en la línea de base. Si la presión es negativa, desconectar el catéter de la cánula, presione cero presión y vuelva a conectar el catéter.

14. grabación

  1. Si el catéter y el EMG cable están conectados, presione registro y funcionamiento de la bomba.
  2. Adaptar la velocidad de relleno a las necesidades experimentales en μL/min.
  3. Tenga en cuenta el tiempo de la grabación se inicia y la temperatura en el libro de registro.
  4. Para detener la cistométrico grabación, parar la bomba por bomba pulsar ejecutar y pulse grabación una vez más.
    Nota: La bomba estará apagada y la luz verde en la bomba está apagada.
  5. Desconecta el catéter y el tapón de tope de 23G para cerrar el extremo del catéter. Desconecte el cable de EMG.
  6. Abra el frente del limitador y guía la rata fuera el limitador.
    Nota: Maneje con cuidado rata y vigilar los cables para evitar cualquier bloqueo de los cables.
  7. Conecte el catéter en el arnés. Vuelva a conectar el enchufe de la EMG para el arnés y ponga un pedazo de cinta alrededor de la clavija.
    Nota: Si el animal tiene una condición patológica de las vías urinarias inferior, expresan la vejiga al final manualmente para evitar la sobredistensión de la vejiga.
  8. Puesto que el animal de nuevo en su jaula de la casa.
  9. Cerrar el programa por presionar la salida.
  10. Limpie el limitador y el vaso.
  11. Cerca de los conectores de tres vías a la bomba y la salida del animal.
  12. Apaga el ordenador, la unidad del EMG y el sistema mediante el interruptor principal.
    Nota: Los datos se guardan en la carpeta independiente "De datos conectado" con el archivo de la subcarpeta de la identificación de rata medido. Solo grabaciones se ordenan en las carpetas de identificador de rata solo por fecha.

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Representative Results

Un esquema mostrando el proceso de mediciones cistométrico despierto se presenta en la figura 1 y la anatomía para la implantación del catéter de la vejiga se muestra en la figura 2. La cirugía toma aproximadamente 2 h. analgesia postoperatoria y antibióticos, como se describe en el protocolo, cubren infecciones y dolor durante cinco días después de la cirugía. No hay signos de dolor se observaron después de eso. Dos veces al día inspección cuidadosa de la sutura del cuello, el abdomen y sutura abdominal es necesaria para mantener la salud del animal. Mazo control (posición y tirantez) debe realizarse una vez al día en los primeros cinco días y más tarde en una base regular. Las suturas abdominales se pueden retirar enel día postoperatorio 10 .

Utilizamos ropa de cama suave, no para los primeros 10 días después de la cirugía para evitar inflamación. Ropa de cama se cambia por lo menos dos veces a la semana para reducir aún más el riesgo de inflamación. Animales se mantienen en viviendas individuales, como el alojamiento en grupo aumenta el riesgo de cable arnés, sonda o electrodo de morder por compañeros de jaula.

El catéter se debe lavar al menos una vez por semana, en el transcurso de una medición cistométrico o por lavado del catéter manualmente con 1-3 mL de cloruro de sodio 0,9% estéril a una velocidad de infusión baja (figura 3). Regular cobertura antibiótica de los animales de más reduce el riesgo de infecciones y formación de cálculos urinaria. Control absorción líquida es otro punto importante para prevenir la formación de cálculos urinaria. Ácido cítrico en concentraciones bajas (2-3%) se administra ya sea intravesically vía el catéter o en el agua potable para prevenir la formación de cálculos.

La tasa de éxito de la intervención quirúrgica, así como mantener el catéter de vejiga y electrodos intacto, es alrededor de 80%. En el 20% restante de los casos, el principal problema era la separación de los cables del electrodo del enchufe. Así, un accesorio de cuidado de los cables del electrodo del arnés es fundamental para evitar la pérdida de electrodo.

Cistométrico mediciones generalmente se realizan hasta tres ciclos consecutivos de vaciamiento se registran por la medida, que tiene entre 20 a 40 min, dependiendo de la ansiedad y manejo de estado de la rata. La primera medición cistométrico generalmente se realiza una semana después de la cirugía de implantación de catéter.

Principales parámetros leer hacia fuera de la grabación cistométrico son la presión inicial, presión umbral, presión máxima del detrusor, volumen anulado, flujo promedio, tiempo de evacuación, presión media, cumplimiento de la vejiga urinaria, y lectura simultánea de la esfínter uretral externo actividad EMG (figura 4).

Medidas cistométrico consecutivos en el período de seguimiento se pueden realizar durante al menos cuatro semanas después de la cirugía. Si la línea del catéter se lava con regularidad, obstrucción del catéter no es problema. Control regular manejo y óptico de las ratas debe realizarse durante el período de seguimiento conjunto.

Si el catéter está retorcido o bloqueado, la presión intravesical se incrementará linealmente hasta presiones muy altas (por encima de 100 cm H2O). En este caso, debe detener el llenado y el extremo del catéter visible debe comprobarse para que se doblen. Si no se comprueba que se tuerza, el catéter debe medirse para una salida bloqueada. Para ello, el catéter puede ser limpiado manualmente a través del catéter. Si el líquido no fluye fácilmente en la vejiga, puede intentó tirar hacia atrás y adelante ligeramente. Para un último intento, una solución ácida de lavado (2-3% de ácido cítrico) puede utilizarse para tratar de limpiar la región obstruida en el catéter. Esta solución podría tener una mayor probabilidad para disolver el bloqueo, sin embargo, la vejiga se irrita después del lavado exitoso y mediciones consecutivas deben realizarse sólo dos días después del lavado con solución ácida. Si no hay líquido puede aclararse en la vejiga, el catéter permanente se bloquea y no más medidas son posibles y el animal se pierde para el seguimiento.

Figure 1
Figura 1: esquema de las mediciones cistométrico en ratas despiertas. Esta figura ha sido adaptada de2. (a) ilustración de la configuración de urodinámica. (b) estación del laboratorio para el examen urodinámico. (c) implantación de la electromiografía del esfínter uretral externo electrodos laterales a la uretra, vista intraoperatoria. vista (d) vista de la cúpula de la vejiga en el momento de la implantación de Catéter vesical, intraoperatoria. (e) después de la implantación de los electrodos y el catéter, la rata se instalarán con un arnés para almacenar con seguridad los enchufes y conectores. (f) humano Urodinámica. Los números en b-e se refieren a la leyenda en una. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Anatomía de la rata para la implantación del catéter de la vejiga. Esta figura ha sido modificada desde8.

Figure 3
Figura 3: Flushing de la línea del catéter de una rata. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: trazos de urodinámica en un animal de 12 días después de la implantación del catéter. (un) representante urodinámico trazo de una rata de ingenuo. En la parte superior se muestra el trazo de la presión de la vejiga, en el medio el seguimiento de peso de orina secretada y en la parte inferior la localización del esfínter uretral externo EMG. (b) ventana de Zoom de un inocente animal de 60 s, tomado de (una). Una observación importante es que hay menos externo actividad EMG del esfínter uretral durante la micción que antes y después de anular. En la parte superior se muestra el trazo de la presión de la vejiga, en el medio el seguimiento de peso de orina secretada y en la parte inferior la localización del esfínter uretral externo EMG. En el fondo, una trama de calor se muestra con tiempo con frecuencia espectrograma (correspondiente a la frecuencia en el momento actual). El rojo representa un poder más elevado y azul representa la energía baja. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

Este protocolo describe el procedimiento quirúrgico de un catéter permanente, implantación de electrodos del esfínter uretral y el cistométrico grabación técnica en ratas despiertas, ligeramente restringidas, incluyendo tanto el análisis simultáneo de la vejiga urinaria y esfínter uretral externo.

Pasos críticos durante la cirugía son la cuidadosa implantación de Catéter vesical, evitando fugas y la manipulación extensa. Por otra parte, una implantación precisa de los electrodos al esfínter externo uretral bilaterales es crucial para una medición de sonido del esfínter uretral externo. Una inspección minuciosa de los campos quirúrgicos después de la implantación también es esencial para mantener la salud del animal. Cobertura antibiótica durante carta recordativa de ayuda en la prevención de infecciones a lo largo de la línea del catéter, así como la ocurrencia de infecciones del tracto urinario.

Durante la medición cistométrico, una rata manejada será más tranquilo y más relajado que una rata que no se ha controlado previamente. Así, la grabación cistométrico puede diferir en sus resultados. Además, el limitador de ofrece la rata un espacio de confinamiento con una zona frontal oscura se sienta más cómodo y por lo tanto, reduce los niveles de estrés. En otras medidas publicadas cistométrico despierto, las ratas pueden moverse libremente en la jaula mide. Sin embargo, esto lleva un riesgo más alto de la pieza durante la medición y podría aumentar el tiempo de grabación y también el nivel de estrés en el animal. En las ratas sanas, la medida óptima cistométrico puede ser replicada en múltiples momentos medida durante el seguimiento. Durante la medición cistométrico, problemas que ocurren comúnmente son catéteres torcidos o un error en la conducción paso a paso del protocolo. Si se produce un error de técnica o software, una reiniciación de la cistométrico medición y repetir paso a paso del protocolo es muy recomendable para la solución de problemas.

Limitaciones de esta técnica son la variabilidad entre animales de las grabaciones cistométrico, cambios estructurales en el tejido de la vejiga urinaria por el catéter implantado, que podría dificultar la histológicos o moleculares exámenes biológicos de este tejido, y el único alojamiento de los animales durante el período de seguimiento. Además, esta técnica sólo se ha probado en ratas hembras, aún no ha examinado la aplicabilidad y resultados para las ratas masculinas.

La principal ventaja de esta técnica es la medida simultánea de la vejiga y el esfínter uretral externo, así como el ajuste de la medida despierta. Así, un examen más traslacional de las vías urinarias bajas en animales despiertos está disponible, en comparación con el análisis solo, terminal cistométrico en anestesia5,6,9,10. Además, con este enfoque, se puede seguir la progresión de una disfunción del tracto urinario inferior o patología en el mismo animal con el tiempo, así como éxitos del tratamiento. Especialmente, NLUTD puede ser examinado en un curso de tiempo, que no era posible un grado completo con el común cistométrico técnica2.

En conclusión, la cirugía presentó y cistométrico medición se utilizan para múltiples, análisis reducido por el artefacto de las vías urinarias bajas, incluyendo la interacción de la vejiga y el esfínter uretral externo en ratas despiertas.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgements

Los autores no tienen ningún reconocimiento.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Polyethylene tubing PE 50 Becton Dickinson 427411 Catheter
Prolene 6-0 (BV-1, 9.3 mm, 3/8c) Ethicon EH7403H Suture
Teflon coated steel wire Cooner wire AS631 Electrode material
Silver wire 0.250 mm World Precision Instruments AGW1030 Electrode material
Rotilabo - PVC tube Carl Roth 97241 Harness
Vicryl rapide 4-0 (P-3, 13 mm, 3/8c) Ethicon V4940H Suture
Quick Connect Single Harness SAI Infusion Technologies QCH-23CW Harness
Shrinking tubes ChiliTec 17894 Electrode soldering
Soldering wire Pb60 Sn40 Stannol LD0029 Electrode soldering
Fluxing agent 157 Castolin Eutectin 157 0150 Electrode soldering
Conn Unshrouded Header HDR 3 POS, 2.54mm Solder ST Thru-Hole Box Preci-dip 801-87-050-10-001101 Electrode soldering
Conn Socket Strip SKT 50 POS 2.54mm, Solder ST Thru-Hole Box Preci-dip 890-18-003-10-001101 Electrode soldering
Rat Cystometry Package (contains pump, scale, pressure transducer, hardware for cystometric analysis) Catamount Research and Development Inc. CAT-CYT-R
Differential amplifier with active headstage AD instruments DP-311 EMG amplifier
Restrainer Medium size for rats 200-300 g emka Technologies HLD-RM
Uro Dyn Software Zürich of University MTA-based
Female rats (Strain Lewis) 12 weeks of age Charles River, Sulzfeld, Germany animals

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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