تقييم منهجي لرفاهية في الفئران للإجراءات باستخدام التخدير العام

Behavior

GE Global Research must subscribe to JoVE's Behavior section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

قمنا بتطوير بروتوكول تقييم الرفاه في الفئران خلال الإجراءات باستخدام التخدير العام. مجموعة من المعلمات السلوكية التي تشير إلى مستويات الرفاه، وكذلك حللت والايضات جلوكوكورتيكويد. يمكن أن تخدم البروتوكول كوسيلة مساعدة عامة لتقدير درجة الخطورة بطريقة علمية، وتتمحور حول الحيوان.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Hohlbaum, K., Bert, B., Dietze, S., Palme, R., Fink, H., Thöne-Reineke, C. Systematic Assessment of Well-Being in Mice for Procedures Using General Anesthesia. J. Vis. Exp. (133), e57046, doi:10.3791/57046 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

تمشيا مع 3R تطوير مبدأ (الاستبدال، والحد، وصقل) برسل وبورتش، البحث العلمي ينبغي استخدام بدائل للتجارب الحيوانية كلما كان ذلك ممكناً. العدد الكلي للحيوانات المختبرية المستخدمة عندما لا يوجد بديل للتجارب الحيوانية، ينبغي أن يكون الحد الأدنى المطلوب للحصول على بيانات قيمة. وعلاوة على ذلك، ينبغي تطبيق تدابير التحسين المناسبة للتقليل من الألم والمعاناة والشدة المصاحبة للإجراءات التجريبية. الفئات المستخدمة لتصنيف درجة الألم والمعاناة والشدة عدم استرداد، خفيفة أو معتدلة أو شديدة (توجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63). تحديد الفئات التي تنطبق في حالات فردية، من الأهمية بمكان استخدام أدوات سليمة علمياً.

بروتوكول جيدا بعد تقييم بينج المعروضة هنا يهدف للإجراءات التي يتم استخدام التخدير العام. ويركز البروتوكول في قفص المنزل سلوكيات النشاط، و "مقياس كشر ماوس" والرفاهية مثل تختبئ وعش بناء السلوك كمؤشرات الرفاه. كما أنه يستخدم نموذج الاستكشافية مجاناً لسمة القلق المتصلة السلوك. يتم قياس نواتج الأيض القشري البراز كمؤشرات للتوتر الحاد خلال فترة ما بعد مخدر 24-ح.

ينص البروتوكول على معلومات علمية متينة في رفاهية الفئران بعد التخدير العام. نظراً لبساطته، يمكن بسهولة تكييف البروتوكول ومتكاملة في دراسة المخطط لها. على الرغم من أنها لا توفر مقياس لتصنيف الشدة في فئات وفقا لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63، يمكن أن يساعد الباحثين تقدير درجة خطورة إجراء باستخدام بيانات سليمة علمياً. يوفر طريقة لتحسين تقييم الرفاه بطريقة علمية، وتتمحور حول الحيوان.

Introduction

الاتحاد الأوروبي التوجيه 2010/631 تنص على أن مبدأ 3R (استبدال، الحد، وصقل) وضعتها رسل وبورتش2 تطبق كلما لزم إجراء التجارب الحيوانية. الهدف النهائي المتمثل في توجيه الاتحاد الأوروبي بالتخلص التدريجي من جميع الحيوانات التجارب، ولكن التوجيه وتعترف أنه، في الوقت الراهن، يزال يلزم بعض التجارب على الحيوانات لإجراء البحوث التي من شأنها حماية صحة الإنسان والحيوان. وهكذا، إذا كانت تجربة حيوان لا يمكن استبداله بأي طريقة بديلة، فقط الحد الأدنى لعدد الحيوانات المختبرية لاستخدامها للحصول على نتائج يمكن الاعتماد عليها. وبالإضافة إلى ذلك، ينبغي تقليل مقدار الألم والمعاناة والشدة المصاحبة للإجراءات التجريبية باستخدام تدابير التحسين المناسبة. الاتحاد الأوروبي التوجيه 2010/63 ينص على أن شدة الإجراء يجب أن تصنف مستقبلا ك عدم الاسترداد، خفيفة، معتدلة أو حادة1. كما تقرر تصنيف الخطورة على أساس حالة بحالة، من المهم أن يكون أدوات سليمة علمياً لتقدير مدى خطورة إجراء معين.

أوراق نقاط اقترحه مورتون وغريفيث3 أداة أساسية في الكشف عن أي انحرافات عن الوضع الطبيعي، بما في ذلك من آثار سلبية على رفاه4. تستخدم أوراق نقاط لتحديد أثر رجعي الألم والمعاناة، والضائقة الناجمة عن تجربة والتركيز على التغييرات المرئية في الحالة المادية للحيوان الفردية (مثلاً، وزن الجسم، الفراء، مشيه). وعلى الرغم من المرفق الثامن لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 يوفر أمثلة لكل فئة على حدة، الباحثين ما زال الافتقار إلى أدوات لتقدير درجة خطورة إجراء معين باستخدام علمياً على أساس البيانات.

نظراً لغياب مؤشرات تبين رفاه السلبية ليست الطريقة الوحيدة لتحديد حالة الحيوان؛ وجود مؤشرات تشير إلى رفاه الإيجابية هي أيضا هامة5،6،،من78. على سبيل المثال، عرض السلوكيات الفاخرة مثل تختبئ الحيوانات وتداخل بناء السلوك فقط عند تلبية جميع احتياجاتهم الأساسية. إذا كان يتم تقليل الرفاه، السلوكيات الفاخرة هم الأول من انخفاض5،7. ينبغي أن تتضمن البروتوكولات لاستخدامها في تقييم الرفاه مؤشرات تشير إلى البدنية والفسيولوجية/البيوكيميائية والنفسية الدول الحيوانات من أجل تقييم رفاههم ب طريقة مفصلة وشاملة9.

في سياق من الصقل، تم وضع بروتوكول لتلبية هذه الاحتياجات، وتقييم آثار الإجراءات التي تنطوي على التخدير العام على الرفاه للفئران10. في الوقت نفسه، كان الهدف التقليل إلى أدنى حد من أي ضغوط إضافية لتمكين التكامل السهل للبروتوكول في تجربة معينة. ويعتبر البروتوكول تختبئ السلوك والسلوك قفص المنزلية مثل النشاط، وتناول الطعام، وتداخل سمة القلق المتصلة السلوك. وبالإضافة إلى ذلك، يشمل نطاق كشر الماوس (MGS)، والتحليل غير الغازية من نواتج الأيض القشري في البراز. ويهدف البروتوكول لتيسير تقييم الرفاه بطريقة علمية وتتمحور حول الحيوانات، وتقديم معلومات عن الرفاه الذي يدعم تصنيف درجة الخطورة. بالإضافة إلى أوراق النتيجة، أنها توفر معلومات مفيدة لتصنيف الخطورة من إجراء. ومن السهل القيام بالبروتوكول ولا تتطلب معدات واسعة النطاق، فإنه يمكن دمجها في تجربة جارية دون التأثير على نتائج دراسة. تجدر أن "الأبحاث الحيوانية": الإبلاغ في فيفو تجارب (سيصلون) المبدأ التوجيهي11 التي سيحتفل بها في جميع الدراسات المتعلقة بالتجارب على الحيوانات، بهدف تحسين تصميم وتحليل، والإبلاغ عنها.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

الدراسة أنجزت وفقا للمبادئ التوجيهية المنصوص عليها في "القانون الألماني لرعاية الحيوان" ووافقت عليها "سلطة الدولة في برلين" ("لانديسامت für Gesundheit أوند سوزياليس"، رقم إذن: G0053/15).

ملاحظة: كان الهدف الرئيسي لهذا البروتوكول للتحقيق في تأثير التخدير المتكررة على نواتج الأيض جلوكوكورتيكويد. أجرى حساب حجم عينة لتحديد عدد الحيوانات التي ستستخدم: n ≥ 2 × (s/μ12)2 × (zα + zβ)2. μ12 هو الفرق بين أوساط السكان في السلطة والعينة التي تصنع حجم العمليات الحسابية (α = 5%، β = 80%)؛ zα = 1.96 و zβ = 0.84 هي كوانتيليس للتوزيع القياسي العادي. ويبين الشكل 1 الإطار الزمني لهذا البروتوكول. إذا كانت معلمة من البروتوكول يظهر فرقا مع مستوى التحكم، الحيوان ينبغي أن ترصد عن كثب، والمعلمة يجب أن تقاس مرة أخرى بعد فترة زمنية مناسبة. على سبيل المثال، إذا زادت سمة القلق المتصلة السلوك، هذا السلوك ينبغي اختبار مرة أخرى بعد ذلك بأسبوع، من أجل المساعدة في تحديد فترة حتى الشفاء التام. النقاط الزمنية والفترات المحددة في هذا البروتوكول يمكن تكييفها للاستخدام مع إجراءات أخرى. عند تغيير النقاط الزمنية، ينبغي أن تظل فترات التعود كما هو موضح في البروتوكول. بغية الحد من العوامل التي قد تؤثر على السلوك في الفئران، وينبغي إجراء الاختبارات التي تتطلب معالجة أكثر بعد الاختبارات التي لا تخل السلوك الطبيعي للفئران. يلخص الشكل 2 جميع الاختبارات للبروتوكول باستخدام ورقة تسجيل النقاط موجزة. ويقدم الشكل 3 جداول مبسطة لدرجة الرفاه، الذي يعطي لمحة عامة عن كيفية تفسير نتائج الاختبار.

1-التعود الفئران للتعامل مع جانب المجرب

  1. السماح للفئران روض مرفق الحيوان لمدة أسبوعين على الأقل بعد أن تم الحصول عليها من المورد أو مرفق آخر.
  2. بيت الفئران في المجموعات والمحافظة عليها في ظل الظروف العادية (درجة حرارة الغرفة 22 ± 2 درجة مئوية؛ والرطوبة النسبية 55 ± 10%) في دورة ضوء: الظلام من 12:12 ح.
  3. تزويد جميع الفئات نيستليتس النفق والقطن كالإثراء القياسية، وتوفير الغذاء والمياه libitum الإعلانية.
  4. روض جميع الفئران للنفق و/أو كأس المناولة على الأقل أسبوع قبل الاختبار12.
    ملاحظة: التقاط الفئران من ذيله يمكن أن يستحث الإجهاد أو القلق، والذي بدوره يؤثر على رفاه وأيضا له تأثير على نتائج هذا البروتوكول رقم12.

2-إعداد غرفة الاختبار السلوكي والتجهيزات

ملاحظة: توفر غرفة منفصلة للاختبار، من الناحية المثالية قرب الغرفة حيث يتم الاحتفاظ الحيوانات. نقل الفئران في اقفاصها الرئيسية لاختبار الغرفة على الأقل 60 دقيقة قبل أن تتم الإجراءات. إذا كان ذلك ممكناً، إجراء كافة الاختبارات من هذا البروتوكول في نفس الغرفة الاختبار التي ينفذ فيها هذا الإجراء.

  1. إعداد قفص مراقبة اختبار السلوك برجلهم8 وأخذ الصور الفوتوغرافية للاستخدام في MGS13 (الشكل 4).
    1. استخدم مربع زجاج مع مساحة من حوالي 220 ملم × 290 ملم وارتفاعه 390 ملم.
    2. تغطية أرضية هذا المربع مع حوالي 0.5 سم من الفراش المواد.
    3. مبعثر حفنة من المواد المستخدمة الفراش من قفص المنزل على رأس الأسرة مادة جديدة للحد من المعاناة بسبب البيئة الجديدة.
    4. توفير الغذاء ونفس النوع الذي تم توفيره عادة كالنظام الغذائي، والمياه.
      ملاحظة: إذا أمكن، استخدام زجاجات المياه، نظراً لأن الفئران قد ملء أوعية المياه مع الفراش المواد.
  2. إعداد قفص (اكتب ثالثا: 420 مم × 260 مم × 150 مم) لفترة الملاحظة 24-ح، الذي يسكن الفئران على حدة (الشكل 5).
    ملاحظة: من أجل تقليل مدة السكن الفردي، جمع البيانات لعش بناء السلوك والنشاط قفص المنزل، وتناول الطعام والايض القشري البراز (FCM) خلال هذه الفترة.
    1. مكان جديد الفراش المواد في قفص (حوالي 0.5 سم العميق) ومبعثر حفنة من المواد المستخدمة الأسرة دون البراز من قفص المنزل على رأس المواد الجديدة، بغية الحد من الشدة.
    2. تقدم نستله القطن مربعا موحدة على وزن محدد، كالإثراء البيئي فقط (انظر الجدول للمواد)14.
      ملاحظة: قد تختلف نيستليتس التجاري في الوزن. ولذلك نحن تعديل وزن نستله وصف الشماس وتستخدم ز 2.0 بدلاً من 2.7 ز14.
    3. جبل استشعار الأشعة تحت الحمراء على رأس القفص، عند استخدام جهاز استشعار الأشعة تحت حمراء لقياس النشاط قفص الرئيسية (انظر الجدول للمواد).
    4. توفير الغذاء ونفس النوع الذي تم توفيره عادة كالنظام الغذائي، والمياه libitum الإعلانية.

3-الماوس كشر مقياس

ملاحظة: الصور الفوتوغرافية لتؤخذ ملغ في قفص المراقبة في نقاط زمنية ثلاث: (ط) 2 أيام قبل الإجراء إلى مستويات خط الأساس سجل MGS و (ثانيا (30 دقيقة بعد الإجراء (ثالثا) 150 دقيقة بعد الإجراء. عند الرفاه البصر، زيادة الدرجات على MGS. إذا كان لا يزال يلاحظ زيادة MGS العشرات بعد 150 دقيقة، التقاط صور فوتوغرافية إضافية في مرحلة لاحقة.

  1. استخدام كاميرا عالية الوضوح للتصوير الفوتوغرافي.
  2. بلطف نقل الماوس إلى القفص المراقبة وتسمح الماوس روض للبيئة الجديدة لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  3. تتخذ باستمرار حول الصور 30-40 مرة كل نقطة داخل 1-2 دقيقة.
  4. فرز جميع الصور عن طريق تحديد الصور أمامية أو جانبية حادة وتجاهل ضبابية الصور أو الصور التي تظهر وجوه الماوس من وجهات أخرى من العرض الأمامية أو الجانبية.
  5. حدد صورة واحدة عشوائياً من كل الوقت نقطة، (أي يومين قبل الإجراء و 30 دقيقة بعد الإجراء 150 دقيقة بعد الإجراء) لكل الماوس.
  6. اقتصاص الصور لعرض فقط رأس الماوس حتى أن موقف الهيئة ليست مرئية13.
  7. قم بإنشاء ملف جدول بيانات مع ورقة واحدة لكل صورة وإضافة جدول بما في ذلك خمس وحدات عمل الوجه من MGS لكل ورقة.
    ملاحظة: يحتوي الملف على صور الأساس فضلا عن الصور الفوتوغرافية بعد الإجراء.
  8. ترتيب الأوراق بطريقة عشوائية.
  9. عرض الملف على شاشة الحاسوب إلى ثلاثة أشخاص مستقلين، الذين تم تدريبهم مسبقاً استخدام MGS وضعتها لانغفورد et al. ، ويكون لهم نقاط وحدات عمل الوجه باستخدام مقياس 3 نقطة (0 = لا يقدم، 1 = يقدم صورة معتدلة، 2 = ومن الواضح أن هذا).
    ملاحظة: سجل يستند إلى بعد المعلمات13: المداري تشديد ("تضييق المنطقة المدارية، مع جفن مغلقة بأحكام أو ضغط عين")؛ انتفاخ الآنف ("تقريب تمديد الجلد مرئية على جسر الآنف")؛ انتفاخ الخد ("مظهر محدب عضلة الخد")؛ موقف الإذن ("آذان سحبها بعيداً والعودة من مركزها الأساس أو تتميز بالارتفاعات الرأسية التي تشكل سبب النصائح آذان الانجرار إلى الوراء")؛ تغيير الخط الطولي ("موقف حركة شعرات من خط الأساس أما الخلف، ضد الوجه أو إلى الأمام، كما لو كان يقف على نهاية؛ شعرات قد أيضا تتجمع معا ").
  10. تحليل الحسابات، وذلك على النحو التالي (مقتبس من انجفورد et al. 13).
    1. متوسط جميع وحدات العمل الوجه لكل صورة فوتوغرافية لتوليد نقاط MGS.
      ملاحظة: إذا كان لا يمكن تسجيل إحدى وحدات العمل الوجه، متوسط العمل الوجه الوحدات المتبقية.
    2. طرح يعني للصور الفوتوغرافية خط الأساس من الوسط للإجراء وظيفة الصور الفوتوغرافية للحصول على نقاط اختلاف ملغ لكل الماوس.
    3. اختبار للاختلافات في MGS عشرات الفرق بين الأشخاص (nonparametric اختبار عينات ذات صلة).
      ملاحظة: إذا لم يكن هناك فرق كبير (ف < 0.05)، تحديد ما إذا كان العشرات من جميع الصور أو فقط عشرات الصور قليلة تختلف بين الأشخاص. إذا كان هذا الأخير صحيحاً، كرر التسجيل من هذه الصور. خلاف ذلك، ينبغي تكرار التدريب MGS الأشخاص ونقاط ثم الصور مرة أخرى.
    4. متوسط الفرق ملغ الدرجات التي تم الحصول عليها من الهدافين مختلفة لكل الماوس، إذا كانت النتائج لجميع الأشخاص الذين لا تختلف إلى حد كبير.
    5. استخدم اختبار إحصائية nonparametric لمقارنة عشرات الفرق MGS في المتوسط بين مجموعات الدراسة.

4-تختبئ السلوك8،،من1516

  1. إعداد بوروز بوضع الكريات الغذاء 140 ز 2 ± الموردة عادة كالنظام الغذائي في معيار زجاجة مياه كامد بلاستيك (250 مل، طول 150 مم، قطر 55 ملم، قطر 45 ملم من عنق زجاجة)8.
    ملاحظة: كما تفضل الفئران أنابيب واسعة، يمكن يمكن استخدام كما هو موضح بالشماس16الجحور التي يبلغ قطرها 68 ملم.
  2. مكان الجحر مليئة حبيبات الغذاء في قفص المنزل قبل الإجراء 5 أيام للتأقلم.
    ملاحظة: ينبغي أن لا يتم إفراغ وحدة الاستغناء عن الأغذية العادية في القفص لكن أيضا ينبغي أن تظل مليئة بالكريات الغذائية، كما تستخدم الفئران لهذا.
  3. إجراء الاختبار مرتين، 2 أيام قبل الإجراء (الأساس)؛ القيام بالإجراء بعد 30 دقيقة الأخير كذلك.
    1. واسمحوا الماوس روض لمالا يقل عن 30 دقيقة إلى القفص المراقبة حيث التقطت صور فوتوغرافية MGS.
    2. ضع زجاجة مياه بلاستيكية مملوءة بالغذاء الكريات موازية للجدار الخلفي من القفص المراقبة.
    3. وزن الأغذية الكريات (ز) المتبقية في الجحر بعد ح 2.
  4. حساب وزن حبيبات الغذاء إزالتها من الجحر بالفئران بالنسبة للوزن الأولى (%).

5-24-ح فترة المراقبة

ملاحظة: يتم إيواء الفئران كل على حدة، كما هو موضح في 2.2. (الشكل 5)، لمدة 24 ساعة، من أجل قياس الأغذية المدخول، نشاط قفص المنزل، تداخل سلوك بناء، ومستويات FCM. الملاحظة 24-ح التي تجري مرتين: (ط) قبل يومين من الإجراء لمستويات خط الأساس، (الثاني) في اليوم من هذا الإجراء.

  1. تناول الطعام
    1. وزن الفئران في فترات منتظمة (مثل 2 أيام قبل التخدير، مباشرة قبل التخدير، 2 أيام بعد التخدير والأسبوعية بعد التخدير)، من أجل تقييم أي تغيرات في وزن الجسم (جزء من ورقة نقاط).
      ملاحظة: مطلوب من وزن الجسم لحساب كمية الغذاء كل غرام من وزن الجسم. ويمكن أيضا قياس كمية المياه أثناء فترة الملاحظة 24-ح. إذا كان يتم تقليل تناول الطعام، قد تكون رفاه البصر.
    2. تحديد الوزن الأولى من الحمية الغذائية القياسية (غرام) قدمت في وحدة الغذاء من القفص (حوالي 100 غرام).
    3. تحديد وزن الحمية الغذائية القياسية في نهاية فترة الملاحظة 24-ح.
    4. المسح الضوئي إلى جانب قفص تحت وحدة الغذاء بعناية لانسكاب المواد الغذائية وإضافة أي الكريات أغذية إضافية تبين أن وزن الكريات الطعام المتبقي في وحدة الغذاء.
    5. حساب كمية الغذاء كل وحدة من وزن الجسم.
  2. النشاط قفص المنزل
    ملاحظة: تشير الإرشادات التالية لاستخدام جهاز استشعار الأشعة تحت الحمراء (انظر الجدول للمواد)، ولكن يمكن أيضا تقييم نشاط قفص المنزل مع برامج بديلة. قد يكون الانحراف النشاط قفص المنزل من مستويات التحكم (مثل علاج الخمول، وفرط النشاط) علامة على رفاهية المعاقين.
    1. بدء تشغيل البرنامج.
    2. اختر فاصل زمني عينة من 1 دقيقة وشراء وقت 24 ساعة، مما يعني أن الدوافع وتسجل كل دقيقة ح 24.
      ملاحظة: إذا كان المجرب يدخل الغرفة عدة مرات بعد أن بدأ التسجيل، فقط استخدام البيانات من فترات، عندما لم تكن الفئران الانزعاج (أي خلال الفترة المظلمة).
    3. خلاصة فترات 10-دقيقة من الدوافع.
    4. حساب المساحة تحت المنحنى الوقت (نبضات × دقيقة).
  3. سلوك بناء العش
    ملاحظة: يمكن أن تكون مؤشرا لرفاه أعشاش معقدة وعالية.
    1. ضع نستله القطن مربعة (انظر الجدول للمواد) بوزن محدد (مثلاً ز 2.0) في وسط القفص.
    2. نقاط العش على نطاق الخانة-5 (انظر أدناه) ووفقا للشماس14 في صباح اليوم التالي، حوالي 2 ح بعد الضوء يضيء. وزن أي قطع نستله أونتورن التي هي على الأقل 5% من وزن نستله الأولية. نقاط الاعشاش على النحو التالي14
      1. تعيين درجة "1" إذا كان 90% نستله سليمة.
      2. تعيين درجة "2" إذا كان 50-90% سليمة.
      3. تعيين نقاط "3" إذا هو 50-90% نستله تمزيقه.
      4. تعيين نقاط "4" إذا كان أكثر من 90% من تمزيقه ولكن عش مسطح، وأقل من 50% محيط به أعلى من ارتفاع الجسم الماوس عند لولبية.
      5. تعيين نقاط "5" إذا كان أكثر مما هو تمزيقه نستله 90% وعش مرتفع، وأعلى من ارتفاع الجسم بالماوس الكروشيه حتى أكثر من 50% محيط به.
  4. نواتج الأيض القشري البراز
    ملاحظة: تعكس زيادات FCM فوق مستوى مراقبة مستويات التوتر الحاد على مدى فترة 24-ح بوستانيسثيتيك.
    1. جمع جميع الكريات البراز الجاف من القفص باستخدام الملقط في نهاية فترة الملاحظة 24-ح والقضاء على الكريات رطبة ملوثة بالبول.
    2. استخراج FCM حسب ألمه et al. 17، على النحو التالي.
      1. عينات البراز الجاف عند درجة حرارة 60-70 درجة مئوية.
      2. مجانسة عينات البراز باستخدام مدافع هاون.
      3. اهتز قاسمة ز 0.05 مع 1 مل ميثانول 80% في أنبوب الطرد مركزي لمدة 30 دقيقة في دوامة متعددة.
      4. الطرد المركزي عينات من 2500 غ س لمدة 15 دقيقة.
      5. "الماصة؛" 0.5 مل من المادة طافية في أنبوب آخر من أجهزة الطرد المركزي.
      6. تخزين عينات البراز (ومقتطفات) كحد أدنى-18 درجة مئوية.
      7. تحليل FCM استخدام إنزيم 5α-pregnane-3b,11b,21-triol-20-one18،المناعة (تقييم الأثر البيئي)19 أو آخر تقييم الأثر البيئي تم التحقق من صحتها تماما.
    3. حساب التغير بالنسبة المئوية من تركيزات FCM بالنسبة لتركيزات FCM خط الأساس.

6-الحرة النموذج الاستكشافي

  1. تأخذ القفص المنزل من على الرف ووضعها على سطح جدول في نهاية فترة الملاحظة 24-ح.
  2. مكان أعلى أقفاص الشبكية (بدون طعام أو زجاجات المياه) في القفص بزاوية مقدارها 45 درجة إلى جانب أطول من القفص.
    ملاحظة: لا تدمر العش، الذي يخدم كمكان اختباء للماوس، ولكن مكان أعلى القفص قطرياً أعلاه العش.
  3. مراقبة أو تسجيل الفيديو الفئران لمدة 10 دقائق من مسافة 1.5 متر تقريبا.
    1. بدء تشغيل جهاز ضبط الوقت.
    2. ملاحظة جميع الأوقات عندما يصعد إلى أعلى القفص (مع جميع آثار أقدام أربعة في أعلى القفص) الماوس أو يترك أعلى القفص (مع آثار أقدام أو أكثر في الكلمة قفص).
      ملاحظة: بعض الفئران قد تسلق أعلى القفص وترك الأمر للسير على طول حافة القفص. بعض أجهزة الماوس أيضا الخلفية في الجزء العلوي من القفص. علاج هذه الحالات كما لو كانت الفئران لا تزال في أعلى القفص.
  4. تقييم المعلمات التالية بيرت et al. 20.
    1. تحليل الكمون للاستكشاف الأولى (بالثواني).
    2. تحليل عدد من الاستكشافات.
    3. تحليل إجمالي المدة (بالثواني) للاستكشاف.
      ملاحظة: استتار عالية للاستكشاف الأولى وعدد قليل من الاستكشافات وانخفاض مجموع مددها الاستكشاف يمكن أن تشير إلى ارتفاع مستويات القلق سمة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

هذا البروتوكول وضعت أصلاً لتقييم رفاه الفئران C57BL/6JRj بعد تجربة واحدة من التخدير إيسوفلوراني (دورة التخدير 45 دقيقة واحدة، n = الإناث 13) أو isoflurane المتكررة التخدير (التخدير 45 دقيقة الدورات الست مع 3-4 أيام بين الدورتين التخدير، n = الإناث 13) مقارنة مع الرفاه لمكافحة الفئران (n = 6 الإناث)10، التي تلقت لا تخدير ولكن تم اختبارها وفقا لنفس التدابير. قمنا بتقييم أثر تجربة واحدة من التخدير isoflurane والتخدير isoflurane المتكررة على رفاه الفئران C57BL/6JRj بالمقارنة مع الفئران غير المعالجة المراقبة. هنا، الممثل نتائج الإناث C57BL/6JRj الفئران، بما في ذلك بعض البيانات المنشورة سابقا في هوهلباوم et al. 10، فضلا عن نتائج غير منشورة سابقا، ترد.

التحليل الإحصائي

وأجريت تحليل البيانات الاستكشافية واختبارات للحياة الطبيعية لكل معلمة. الفروق بين مجموعات الدراسة (أي مراقبة، التخدير isoflurane واحد، يتكرر التخدير isoflurane حللت باستخدام اختبار كل منها، كما ورد في أساطير الرقم. عند استيفاء بيانات التوزيع العادي الافتراضات، أنجز ANOVA أحادي الاتجاه. واعتبرت عدم-عادة حللت البيانات الموزعة باستخدام "الاختلافات" كروسكال-واليس-Test. كبيرة في ف < 0.05.

القيم الأساسية

قيم الأساس، التي تم جمعها قبل تنفيذ هذا الإجراء، حاسمة لتحديد ما إذا كانت المجموعات المعاملة تختلف في المعلمة كل منهما. كما هو موضح في الشكل 6و الرقم 7، و الرقم 8، الرقم 9 و الرقم 10، نقاط مستويات خط الأساس ملغ (ف = 0.762، كروسكال-واليس-اختبار)، السلوكيات الفاخرة مثل تختبئ (p = 0.896، كروسكال-واليس-اختبار) و تداخل (ف = 0.723، كروسكال-واليس-اختبار)، تناول الطعام (p = 0.398، ANOVA 1-طريقة)، والنشاط قفص المنزل (ف = 0.208، كروسكال-واليس-اختبار) لم تختلف كثيرا بين الجماعات. علاوة على ذلك، تم العثور على لا اختلافات كبيرة في تركيزات FCM خط الأساس (متوسط، المجال المدى بين قوسين معقوفين [نغ/50 مغ]: التحكم: 123.01 (82.70-193.46)؛ والتخدير واحد: 118.31 (101.73-153.54)؛ والتخدير المتكررة: 129.55 (92.58-139.48)) (ف = 0.904، كروسكال-واليس-الاختبار). في حالة حدوث اختلافات في مستويات خط الأساس، ويمكن حساب قيم دلتا.

مقياس كشر ماوس

عند مقارنة عشرات MGS يعني، تم العثور على أعلى الدرجات الكبيرة مقابل عنصر التحكم بعد تجربة واحدة من التخدير (p = 0.001) وبعد تكرار آخر دورة التخدير (ف = 0.021) تسبب في 30 دقيقة بعد التخدير الأخيرة (الشكل 6A) . في 150 دقيقة بعد التخدير الأخيرة، ولم تعد توجد اختلافات بين المجموعات (p = 0.910).

أن تأخذ في الاعتبار حقيقة أن عشرات MGS الأساس لا يساوي 0 وفي جميع الحالات، تم حساب نقاط الاختلاف MGS، كما هو موضح في البروتوكول. تجربة كل واحد من التخدير (p = 0.002) والتخدير المتكررة (ف = 0، 008) زاد عشرات الفرق MGS مقابل عنصر التحكم في 30 دقيقة بعد التخدير. في 150 دقيقة بعد التخدير الماضي، عاد جميع الفئران إلى مستويات التحكم (p = 0.617) (الشكل 6B)10.

تختبئ في السلوك

تكرار التخدير انخفاض كبير في النسبة المئوية لوزن الأغذية الكريات الفئران إزالتها من الجحر مقابل عنصر التحكم (ف = 0.036، واليس كروكسال التجارب) (الشكل 7)10.

سلوك بناء العش

كانت هناك لا اختلافات كبيرة في عشرات عش بين تجربة واحدة من التخدير، والتخدير المتكررة، والمراقبة (p = 0.240، واليس كروكسال التجارب) (الشكل 8)10.

تناول الطعام

في يوم واحد بعد التخدير الماضي، خفضت الفئران التي خضعت التخدير المتكررة أظهرت إلى حد كبير تناول الطعام بالمقارنة مع الفئران التي مرت بتخدير واحد (p = 0.047، 1-طريقة ANOVA). على النقيض من ذلك، وبعد أسبوع، كرر الفئران التي تلقت التخدير استهلاك الغذاء أكثر بكثير من عناصر التحكم (ف = 0.012، ANOVA 1-طريقة) أو الفئران التي تلقت تخدير واحد (p = 0.001، ANOVA 1-الطريقة) (الشكل 9)10.

النشاط قفص المنزل

في يوم واحد بعد التخدير الأخير، نشاط قفص المنزل أثناء فترة مظلمة، يتبين من منطقة تحت منحنى النشاط، لم كبيرة تختلف بين الفئران التي تلقت واحد التخدير، التخدير المتكررة، أو العلاج التحكم (p = 0.498، كروسكالواليستيست) (الشكل 10)10.

نموذج الاستكشافية مجاناً

استكشاف جميع الفئران أعلى القفص، عندما أجرى الاختبار. بيد يوم 1 بعد التخدير الماضي، كرر الفئران التي تلقت التخدير (نطاق متوسط، والمجال في أقواس [s]: 78.00 (55.00-89.00)) استكشاف أعلى القفص كثيرا لاحقاً في الوقت المناسب من فعل عناصر التحكم (31.00 (18.25-42.75); p = 0.009، كروسكالواليستيست) والفئران التي تلقت تخدير واحد (27.00 (21.00-45.50); p = 0.001، كروسكال-واليس-الاختبار)، كما سبق ونشرت10. معلمات المدة الإجمالية للاستكشاف (الشكل 11 ألف) وعدد من الاستكشافات (الشكل 11B) تماثل الكمون للاستكشاف الأولى. تكرار التخدير انخفاضا كبيرا عدد الاستكشافات مقابل السيطرة (ف = 0.023، كروسكال-واليس-الاختبار) والمدة الإجمالية للاستكشاف (ف = 0.032، كروسكال-واليس-اختبار) مقابل تخدير واحد في يوم واحد بعد التخدير الأخير. في 8 أيام بعد التخدير الماضي، جميع المعلمات، أي من الكمون إلى الاستكشاف الأولى (التحكم: 27.50 (13.50-47.25)؛ والتخدير واحد: 18.00 (9.50-38.50)؛ والتخدير المتكررة: 20.00 (12.50-42.00); p = 0.722، كروسكال-واليس-الاختبار)، وعدد من الاستكشافات (p = 0.057)، وإجمالي المدة للاستكشاف (p = 0.579)، لم تعد تختلف بين مجموعات الدراسة (الشكل 11).

نواتج الأيض القشري البراز

كي تأخذ في الاعتبار قيم الأساس التي تم الحصول عليها، النسبي تغير النسبة المئوية لحساب خط الأساس، ولم توجد فروق كبيرة بين المجموعات (p = 0.119، كروسكال-واليس-اختبار) (الشكل 12)10.

Figure 1
الشكل 1 : خط بروتوكول الزمن. حقول اللون الرمادي والأبيض رمزاً للظلام والضوء على فترات من اليوم، على التوالي. تبعاً للإجراء، يمكن تكييف هذا البروتوكول. "التعود على الجحر" يعني أن الفئران يجب أن تكون متأقلمة باستخدام زجاجة الماء البلاستيكية جحر في قفص المنزل بهم، قبل أن يمكن إجراء الاختبار برجلهم. ب، قيمة خط الأساس؛ FCM، والايضات القشري البراز. وقد تم تعديل هذا الرقم من هوهلباوم et al. 10- الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 2
الشكل 2 : ملخص ورقة التهديف. هذه الورقة تتضمن كافة الاختبارات ويمكن تعبئتها لكل الماوس الفردية. ينبغي إضافة التاريخ والوقت عند إجراء الاختبار. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 3
الشكل 3 : جداول لدرجة الرفاهية. جداول النطاق من "رفاه سالمون" (الأخضر) إلى "ضعف" (أحمر) والرفاه إكسبريس معنى نتائج الاختبار بطريقة مبسطة. لا نستطيع في هذه المرحلة من المعرفة بشأن مؤشرات الرفاه، ببيان واضح على درجة الرفاه لكل اختبار، إلا ببيان عام. MGS، مقياس كشر ماوس. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 4
الشكل 4 : المراقبة القفص. ويستخدم هذا القفص لاختبار تختبئ السلوك والتقاط صور فوتوغرافية يتم تحليلها وفقا لمقياس كشر الماوس (MGS). الجزء الأمامي القفص واضحة، واعتماداً على ألوان الفراء الفئران، ينبغي الملونة الجدران الثلاثة الأخرى أما أسود أو أبيض إلى التباين مع الفئران. الكلمة في مربع زجاج مغطى بحوالي 0.5 سم المواد الأسرة بما في ذلك المواد المستخدمة الفراش من قفص المنزل. يتم توفير المياه والغذاء القياسية. إذا كان ذلك ممكناً، زجاجات المياه بدلاً من الأوعية ينبغي استخدامها، نظراً لأن الفئران قد ملء الأوعية بالفراش المواد. وبعد فترة تعود على الأقل 30 دقيقة، يتم إضافة الجحر. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 5
الشكل 5 : فترة الملاحظة 24-ح. تقييم عش بناء السلوك والنشاط قفص المنزل، وتناول الطعام، وجمع عينات البراز من خلالها لقياس نواتج الأيض القشري البراز (FCM)، يتم إيواء الفئران فردياً ح 24 (قفص النوع الثالث: 420 مم × 260 مم × 150 مم؛ والفراش المواد العميق مع استخدام 0.5 سم تقريبا الفراش المواد من قفص المنزل مبعثرة على أعلى، نستله القطن، والاستفادة من المياه والغذاء القياسية حمية إعلانية libitum). جهاز استشعار الأشعة تحت حمراء هي التي شنت على أعلى القفص. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 6
الرقم 6 : ماوس كشر مقياس (MGS)- يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. النقاط هي القيم المتطرفة مع القيم بين × 1.5-3.0 IQR. العلامات النجمية الملونة هي القيم المتطرفة بقيم أكبر من 3.0 × IQR. نقاط (A) يعني MGS. (ب) يعني MGS الفرق نقاط. وحسبت قيم ف استخدام كروسكال-واليس-اختبار: * ف < 0.05؛ * * ف < 0.01. بسبب حدوث عطل فني (الكاميرا، مقياس)، كانت الفئران الأربعة في مجموعة واحدة من التخدير سيتم استبعادها من الإحصاءات. وقد تم تعديل هذا الرقم من هوهلباوم et al. 10- الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 7
الشكل 7 : تختبئ السلوك. يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. العلامات النجمية الملونة هي القيم المتطرفة بقيم أكبر من 3.0 × IQR. وحسبت قيم ف استخدام كروسكال-واليس-اختبار: * ف < 0.05. بسبب حدوث عطل فني (الكاميرا، مقياس)، كانت الفئران الأربعة في مجموعة واحدة من التخدير سيتم استبعادها من التحليل الإحصائي. وقد تم تعديل هذا الرقم من هوهلباوم et al. 10- الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 8
الشكل 8 : عش بناء السلوك. يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. النقاط هي القيم المتطرفة مع القيم بين × 1.5-3.0 IQR. وحسبت قيم ف استخدام كروسكال-واليس-الاختبار؛ د، يوم. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 9
الرقم 9 : تناول الطعام- وتعد البيانات يعني ± الانحراف المعياري. القيم ف حسبت باستخدام الطريقة 1 ANOVA (الوظيفة المخصصة توكي-HSD): * ف < 0.05؛ * * ف < 0.01. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 10
الرقم 10 : الصفحة الرئيسية النشاط القفص. يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. النقاط هي القيم المتطرفة مع القيم بين × 1.5-3.0 IQR. وحسبت قيم ف استخدام كروسكال-واليس-Test. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 11
الرقم 11 : نموذج الاستكشافية الحرة- يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. النقاط هي القيم المتطرفة مع القيم بين × 1.5-3.0 IQR. العلامات النجمية الملونة هي القيم المتطرفة بقيم أكبر من 3.0 × IQR. (أ) مجموع المدة للاستكشاف. (ب) عدد من الاستكشافات. وحسبت قيم ف استخدام كروسكال-واليس-اختبار: * ف < 0.05. وقد تم تعديل هذا الرقم من هوهلباوم et al. 10- الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Figure 12
الرقم 12 : الأيض القشري البراز (FCM)- يمثل المربع نطاق المجال (IQR)، وحواف مربع 25th وربعيال 75. شعيرات تمثل القيم التي لا تزيد عن 1.5 × IQR. العلامات النجمية الملونة هي القيم المتطرفة بقيم أكبر من 3.0 × IQR. تم قياس مستويات FCM يومين قبل ويومين بعد إجراء. وقد حسبت [%] التغير بالنسبة المئوية من تركيزات FCM بالنسبة إلى قيمة خط الأساس الخاصة بكل منها. تم تحليل البيانات باستخدام كروسكال-واليس-Test. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

البروتوكول وضعت أصلاً لتقييم رفاه C57BL/6JRj الفئران التي تلقت تخدير واحد أو التخدير isoflurane المتكررة. تؤكد النتائج تلك الاختبارات من السلوكيات الفاخرة، فضلا عن تدابير أخرى (مثل نموذج الاستكشافية مجاناً، ملغ، تناول الطعام برجلهم) كانت أساليب حساسة لتقييم الرفاه. التخدير isoflurane المتكررة تسبب الآثار القصيرة الأجل المتعلقة بالسلوك المتصلة بالقلق سمة MGS، والسلوك برجلهم. وعلاوة على ذلك، بدأ التخدير isoflurane المتكررة للتأثير على المدخول الغذائي10.

نموذج الاستكشافية الحرة أشارت إلى انخفاض السلوك الاستكشافي، ونتيجة لذلك، أعلى مستويات القلق سمة في الفئران التي تم تخديره مرارا وتكرارا مقارنة بالفئران تخديره مرة واحدة فقط، وعناصر التحكم. ومع ذلك، استكشاف الفئران من جميع الفئات الأقفاص الشبكية أعلى10،20. عند التحقيق في السلوك المتصلة بالقلق، من المهم التمييز بين سمة وحالة القلق21،22. وضع الماوس في بيئة غير مألوفة يستحث القلق الدولة. على النقيض من ذلك، النموذج الاستكشافية الحرة يسمح الحيوانات للبقاء في اقفاصها المنزل، وهكذا، ويحقق سمة القلق.

الحد من السلوك الاستكشافي لدى الفئران بعد التخدير المتكررة لا يمكن تفسيرها بتناقص النشاط الحركي. النشاط قفص المنزل أثناء فترة مظلمة لم تختلف كثيرا بين مجموعات الدراسة. يشير هذا إلى أن الفئران استعادت الفعل جسديا من التخدير عندما تم إجراء اختبار النموذج الاستكشافي مجاناً.

MGS ووضعت فعلا لتقييم الألم، ولكن هناك أدلة على أن تعابير الوجه تتغير أيضا بالإجهاد والمشاعر الإيجابية13،23. الصور فوتوغرافية وجوه الماوس أشار إلى أن كلا التخدير إيسوفلوراني واحدة ومتكررة زيادة الدرجات على MGS على الأجل القصير في فترة ما بعد التخدير مباشرة. كما ظلت نقاط الاختلاف MGS أدناه 1، يبدو مستوى الإجهاد الخفيف10. النتائج تتفق مع الملاحظات الأخيرة لميلر وآخرون 24 , 25 وأظهرت أن الفئران التي تم إرجاعها للتحكم في مستوى 150 دقيقة بعد التخدير10.

السلوكيات الفاخرة مثل تختبئ وعش بناء السلوك يتم إبلاغها، ويمكن أن تكون بمثابة مؤشرات لرفاه7 والصحة العامة الجيدة في الفئران26. فقط إظهار الفئران سلوكيات ترف عند تلبية جميع احتياجاتهم الأساسية. إذا كان يتم تقليل الرفاه، السلوكيات الفاخرة هم الأول من يكون البصر5،7. وقد أظهرت الدراسات السابقة أن تختبئ وبناء العش يمكن أن يكون إبطالها بالألم والكرب6،8، ولكن هناك أيضا أدلة على أن الآفات هيبوكامبال يمكن أن تؤثر هذه السلوكيات اثنين15،27 , 28 , 29 , 30 , 31.

وتم التحقيق السلوكيات الفاخرة في أوائل فترة ما بعد التخدير (تختبئ السلوك)، وفي صباح اليوم التالي (عش بناء السلوك). تعديل الاختبار تختبئ سلوك وضعتها الشماس et al. ، واعتمده جركوف et al. وفيما يتعلق بالتأقلم (مجموعة الإسكان بدلاً من المساكن الفردية) ومدة القياس السلوكي (فقط 2 ح بدلاً من 24 ساعة) 8 , 15 , 16.

الجدير بالذكر أن تكرار التخدير خفض السلوك برجلهم، مما يوحي بأن هناك ضعف الرفاه فورا بعد التخدير10، التي أفادت أيضا جركوف et al. 8-ولكن في صباح اليوم التالي، عندما كان الفئران مزيدا من الوقت للتعافي من التخدير، الاعشاش العالية والمعقدة قد بنوا أشارت إلى أنها كانت تعاني من رفاه10. هذه النتائج تختلف عن التقارير السابقة التي حققت الاعشاش في وقت سابق32. ولذلك، قد يكون من المفيد التكيف مع البروتوكول ونقاط أعشاش في وقت سابق في الوقت. ومع ذلك، إيقاع circadian عش بناء السلوك يجب أن لا يزال اعتبار، الفئران تميل إلى إعداد أعشاشها في نهاية المرحلة المظلمة32.

تناول الطعام كان ينخفض بصورة طفيفة يوم 1 بعد التخدير المتكررة، بل أنها زادت بعد ذلك بأسبوع. كما أن الفئران لم يفقد وزن الجسم (انظر هوهلباوم وآخرون 10) قد تحدث نوعا من إليه للتعويض، والأضرار برفاهية فيما يتعلق بتناول الطعام ينبغي تصنيفها على أنها خفيفة10. تناول الطعام يوفر نظرة ثاقبة الاستغاثة بعد العملية الجراحية، ورفاه والشهية في الفئران، التي يمكن أن تعوق بالغثيان بعد الجراحة26 و27من الإجهاد بعد العملية الجراحية.

وتشير FCM موثوق إلى الإجهاد في الفئران33،،من3435. عادة تركيزات FCM الذروة تحدث ح 8-10 بعد الضغوطات ولكن يعتمد على وقت العبور المعوي18. ولذلك، من الأهمية بمكان أيضا رصد النشاط قفص المنزل، كما ورد في هذا البروتوكول. نظراً لتأثير إيقاع circadian في أغلبه FCM18، فمن المستحسن لجمع عينات البراز على مدى فترة من 24 h. FCM تركيزات الإجهاد الحاد ينعكس خلال فترة ما بعد مخدر 24-ح. كما تختلف مستويات FCM من فرد إلى فرد، تم حساب التغير بالنسبة المئوية من مستويات FCM مقارنة بخط الأساس. وبينت نتائج التحقيق الحالي FCM أن تجربة واحدة من التخدير لا التخدير المتكررة زيادة كبيرة طائي-الغدة النخامية-الغدة الكظرية (HPA) محور النشاط10.

إجمالاً، أظهرت النتائج أن تكرار التخدير isoflurane تسبب الشدة خفيفة قصيرة الأجل وإعاقة الرفاه في أوائل فترة بوستانيسثيتيك أكثر قليلاً مما كان تجربة واحدة من التخدير إيسوفلوراني10.

لا ينبغي أن يفرض بروتوكول لتقييم رفاه الشدة إضافية على الحيوانات. حد من هذا البروتوكول هو أنه يشمل الإسكان الفردية أثناء فترة الملاحظة 24-ح، الذي يعرف بزيادة مستويات القشري بلازما36. الإسكان الفردية غير الضرورية لجمع بيانات صالحة للأفراد فيما يتعلق بالنشاط قفص المنزل، وتناول الطعام، وسلوك بناء العش، ومستويات FCM. تم تصغير مدة الإسكان الفردية التي تحقق تلك المعلمات الأربعة في نفس الوقت (أي خلال فترة الملاحظة 24-h). لمنع النتائج أنها متحيزة بالسكن الفردي، خضع الفئران التحكم نفس الاختبارات وتؤخذ نتائجها في الاعتبار. إذا أساليب متوفرة لقياس هذه المعلمات في بيئة مجموعة السكن، فينبغي أن تستخدم (مثلنظام الآلي الرئيسية-قفص تحليل ل النشاط قفص المنزل37 وتناول الطعام). ومع ذلك، تتطلب نظم التحليل الآلي قفص المنزل المعدات الإضافية، التي قد لا تكون متاحة. في الدراسات التي تركز على مجموعات من الحيوانات بدلاً من الأفراد، نشاط قفص المنزل، وتناول الطعام، تداخل السلوك المبنى، ويمكن أيضا تقييم مستويات FCM لمجموعة من الفئران. وينطبق نفس الشيء بنموذج الاستكشافية الحرة، الذي لا يتطلب سوى الفئران كي يتم تمييز واضح حيث أن قد تكون متميزة. إذا كان يتم تقليل الرفاهية في مجموعة، ينبغي فحص جميع الفئران في المجموعة بعناية (باستخدام ورقة نقاط والفحص السريري) لتحديد الماوس أو الفئران بالقلق. ملاحظات إضافية على مستوى المجموعة مطلوبة لتحديد حساسية قيم المجموعة.

فيما يتعلق بالتحسين، يمكن تكييفها لهذا البروتوكول وإدماج الدراسات الجارية لتقييم أثر إجراء معين على رفاه الفئران. حسب التصميم الداخلي ودراسة خاصة، وينبغي اختيار الاختبارات أنسب من هذا البروتوكول. هنا، يبدو تختبئ وعش بناء اختبار MGS ونموذج الاستكشافية مجاناً والقياس لتناول الطعام يكون مفيداً بصورة خاصة. كما يتبع سلوك الفئران إيقاعات circadian38، فمن المستحسن لإجراء الاختبارات السلوكية في الفئران لجميع المجموعات في نقطة زمنية محددة. الفئران أكثر نشاطا في الصباح مما في38بعد الظهر. ومع ذلك، إذا لم يسمح تصميم الدراسة للاختبار في الصباح، ويمكن إجراء الاختبار في وقت آخر. من المهم أيضا لضمان أن يجري كل اختبار واحد في نفس الوقت النقاط لجميع الفئات. خلاف ذلك، يمكن أن ينتج تأثير على إيقاع circadian المعلمات داخل أو الاختلافات انترجروب. وعلاوة على ذلك، ينبغي إدراج مكافحة الفئران في الدراسة، حيث أنه يمكن مقارنة النتائج من الفئران المعالجة والفئران التحكم. يجب اختبار مكافحة الفئران في نفس الوقت نقطة كالفئران المعالجة. إذا كان البروتوكول يوضح أن الرفاه البصر، ينبغي أن تكون الإجراءات المكرر، والبروتوكول المتكررة. هذا النهج يمكن أن تظهر ما إذا كانت الجهود الرامية إلى تحسين الإجراءات فعالة.

هذا البروتوكول يمكن أن تخدم كأداة عامة لتقدير درجة الخطورة الناجمة عن إجراء. ولذلك، أنه يساعد على تصنيف شدة إجراء على صعيد العلمي والحيوان-تتمحور حول. ومع ذلك، لا يوفر البروتوكول مقياس لتصنيف إجراء خفيفة أو معتدلة أو شديدة. لتصنيف شدة الإجراء، من الضروري الإشارة إلى أن الأمثلة في المرفق الثامن لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63.

وفي الختام، يدعم هذا البروتوكول إجراء تقييم منهجي للرفاهية في الفئران بطريقة علمية، وتتمحور حول الحيوان عقب الإجراءات التي يتم استخدام التخدير العام.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

وبفضل "جاكوبس سابين" لتقديم المساعدة في مجال جمع العينات، إديث كلوبيتز الرسام لتحليل FCM، PD الدكتور البيطري. هابيل. ميرل Roswitha للمساعدة في التحليل الإحصائي، وغينتنر ديرلينغ لتصحيح التجارب المطبعية المخطوط. الدراسة هي جزء من منهاج البحث برلين-براندنبورغ BB3R (www.bb3r.de) وقد مولت الوزارة الألمانية الاتحادية للتعليم والبحوث (منح رقم: 031A262A) (www.bmbf.de/en/index.html).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isofluran CP-Pharma Handelsgesellschaft mbH 1214
InfraMot - Sensore Units TSE Systems 302015-SENS
InfraMot - Control Units TSE Systems 302015-C/16
InfraMot - Software TSE Systems 302015-S
Nestlet N Ancare - Plexx NES3600
Camera EOS 350D Canon

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. 2010 EU. Directive 2010/63/EU. Official Journal of the European Union. L276/33-L276/29 (2010).
  2. Russell, W. M. S., Burch, R. The principles of humane experimental technique. London: Methuen. (1959).
  3. Morton, D. B., Griffiths, P. H. Guidelines on the recognition of pain, distress and discomfort in experimental animals and an hypothesis for assessment. Vet Rec. 116, (16), 431-436 (1985).
  4. Bugnon, P., Heimann, M., Thallmair, M. What the literature tells us about score sheet design. Lab Anim. 50, (6), 414-417 (2016).
  5. Boissy, A., et al. Assessment of positive emotions in animals to improve their welfare. Physiol Behav. 92, (3), 375-397 (2007).
  6. Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC Vet Res. 3, 16 (2007).
  7. Jirkof, P. Burrowing and nest building behavior as indicators of well-being in mice. J Neurosci Methods. 234, 139-146 (2014).
  8. Jirkof, P., et al. Burrowing behavior as an indicator of post-laparotomy pain in mice. Front Behav Neurosci. 4, 165 (2010).
  9. Hawkins, P., et al. A guide to defining and implementing protocols for the welfare assessment of laboratory animals: eleventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim. 45, (1), 1-13 (2011).
  10. Hohlbaum, K., Bert, B., Dietze, S., Palme, R., Fink, H., Thöne-Reineke, C. Severity classification of repeated isoflurane anesthesia in C57BL/6JRj mice-Assessing the degree of distress. PLoS ONE. 12, (6), e0179588 (2017).
  11. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 8, (6), e1000412 (2010).
  12. Hurst, J. L., West, R. S. Taming anxiety in laboratory mice. Nat Methods. 7, (10), 825-826 (2010).
  13. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7, (6), 447-449 (2010).
  14. Deacon, R. M. Assessing nest building in mice. Nat Protoc. 1, (3), 1117-1119 (2006).
  15. Deacon, R. M., Raley, J. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Burrowing into prion disease. Neuroreport. 12, (9), 2053-2057 (2001).
  16. Deacon, R. M. Burrowing in rodents: a sensitive method for detecting behavioral dysfunction. Nat Protoc. 1, (1), 118-121 (2006).
  17. Palme, R., Touma, C., Arias, N., Dominchin, M. F., Lepschy, M. Steroid extraction: get the best out of faecal samples. Wien Tierarz Monats. 100, (9-10), 238-246 (2013).
  18. Touma, C., Palme, R., Sachser, N. Analyzing corticosterone metabolites in fecal samples of mice: a noninvasive technique to monitor stress hormones. Horm Behav. 45, (1), 10-22 (2004).
  19. Touma, C., Sachser, N., Mostl, E., Palme, R. Effects of sex and time of day on metabolism and excretion of corticosterone in urine and feces of mice. Gen Comp Endocrinol. 130, (3), 267-278 (2003).
  20. Bert, B., Schmidt, N., Voigt, J. P., Fink, H., Rex, A. Evaluation of cage leaving behaviour in rats as a free choice paradigm. J Pharmacol Toxicol Methods. 68, (2), 240-249 (2013).
  21. Lister, R. G. Ethologically-based animal models of anxiety disorders. Pharmacol Ther. 46, (3), 321-340 (1990).
  22. Belzung, C., Berton, F. Further pharmacological validation of the BALB/c neophobia in the free exploratory paradigm as an animal model of trait anxiety. Behav Pharmacol. 8, (6-7), 541-548 (1997).
  23. Finlayson, K., Lampe, J. F., Hintze, S., Wurbel, H., Melotti, L. Facial indicators of positive emotions in rats. PLoS ONE. 11, (11), e0166446 (2016).
  24. Miller, A., Kitson, G., Skalkoyannis, B., Leach, M. The effect of isoflurane anaesthesia and buprenorphine on the mouse grimace scale and behaviour in CBA and DBA/2 mice. Appl Anim Behav Sci. 172, 58-62 (2015).
  25. Miller, A. L., Golledge, H. D., Leach, M. C. The influence of isoflurane anaesthesia on the rat grimace scale. PLoS ONE. 11, (11), e0166652 (2016).
  26. Deacon, R. Assessing burrowing, nest construction, and hoarding in mice. J Vis Exp. (59), e2607 (2012).
  27. Felton, L. M., Cunningham, C., Rankine, E. L., Waters, S., Boche, D., Perry, V. H. MCP-1 and murine prion disease: separation of early behavioural dysfunction from overt clinical disease. Neurobiol Dis. 20, (2), 283-295 (2005).
  28. Deacon, R. M., Croucher, A., Rawlins, J. N. Hippocampal cytotoxic lesion effects on species-typical behaviours in mice. Behav Brain Res. 132, (2), 203-213 (2002).
  29. Filali, M., Lalonde, R., Rivest, S. Subchronic memantine administration on spatial learning, exploratory activity, and nest-building in an APP/PS1 mouse model of Alzheimer's disease. Neuropharmacology. 60, (6), 930-936 (2011).
  30. Guenther, K., Deacon, R. M., Perry, V. H., Rawlins, J. N. Early behavioural changes in scrapie-affected mice and the influence of dapsone. Eur J Neurosci. 14, (2), 401-409 (2001).
  31. Deacon, R. M., Reisel, D., Perry, V. H., Nicholas, J., Rawlins, P. Hippocampal scrapie infection impairs operant DRL performance in mice. Behav Brain Res. 157, (1), 99-105 (2005).
  32. Jirkof, P., et al. Assessment of postsurgical distress and pain in laboratory mice by nest complexity scoring. Lab Anim. 47, (3), 153-161 (2013).
  33. Atanasov, N. A., Sargent, J. L., Parmigiani, J. P., Palme, R., Diggs, H. E. Characterization of train-induced vibration and its effect on fecal corticosterone metabolites in mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54, (6), 737-744 (2015).
  34. Voigt, C. C., et al. Hormonal stress response of laboratory mice to conventional and minimally invasive bleeding techniques. Anim Welf. 22, (4), 449-455 (2013).
  35. Walker, M. K., et al. A less stressful alternative to oral gavage for pharmacological and toxicological studies in mice. Toxicol Appl Pharmacol. 260, (1), 65-69 (2012).
  36. Miyashita, T., et al. Social stress increases biopyrrins, oxidative metabolites of bilirubin, in mouse urine. Biochem Biophys Res Commun. 349, (2), 775-780 (2006).
  37. Bains, R. S., et al. Analysis of individual mouse activity in group housed animals of different inbred strains using a novel automated home cage analysis system. Front Behav Neurosci. 10, (106), (2016).
  38. Saibaba, P., Sales, G. D., Stodulski, G., Hau, J. Behaviour of rats in their home cages: daytime variations and effects of routine husbandry procedures analysed by time sampling techniques. Lab Anim. 30, (1), 13-21 (1996).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics