Author Produced

In Vivo eenbeoordeling van de verstoring van de bloed - hersen barrière in een Rat Model van ischemische beroerte

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Het algemene doel van deze procedure is bedoeld als een zeer reproduceerbaar techniek voor in vivo beoordeling van de verstoring van de bloed - hersen barrière in rat modellen van ischemische beroerte.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Panahpour, H., Farhoudi, M., Omidi, Y., Mahmoudi, J. An In Vivo Assessment of Blood-Brain Barrier Disruption in a Rat Model of Ischemic Stroke. J. Vis. Exp. (133), e57156, doi:10.3791/57156 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Ischemische beroerte leidt tot vasogenic hersenoedeem en latere primaire hersenletsel, dat is bemiddeld door vernietiging van de bloed - hersenbarrière (BBB). Ratten met geïnduceerde ischemische beroerte werden opgericht en gebruikt als in vivo modellen te onderzoeken van de functionele integriteit van de BBB. Spectrofotometrische detectie van Evans blauw (EB) in de hersenen monsters met ischemische schade kon betrouwbare overleggen voor onderzoek en ontwikkeling van nieuwe therapeutische modaliteiten. Deze methode reproduceerbare resultaten oplevert, en is van toepassing in een laboratorium zonder de behoefte aan speciale apparatuur. Hier presenteren we een gevisualiseerde en technische richtsnoer op de detectie van de extravasation van EB na inductie van ischemische beroerte bij ratten.

Introduction

Vasogenic oedeem van de hersenen als gevolg van verstoring van de bloed - hersenbarrière (BBB) blijft een belangrijke complicatie van de ischemische beroerte en een belangrijke determinant van de overlevingskansen in de beroerte patiënten1,2. De bloed - hersenbarrière (BBB), die is gevormd door hersenen capillaire endotheliale cellen (BCECs) en bestaat uit verschillende neurovasculaire componenten (BV, strakke kruispunten tussen BCECs, pericytes, astroglial en neuronale cellen3), biedt een gespecialiseerde en dynamische interface tussen het centrale zenuwstelsel (CNS) en perifere bloed-circulatie4,5. Beledigingen zoals ischemie-reperfusie verwondingen kon de functionele integriteit van de BBB verstoren en leiden tot verdere penetratie van circulerende leukocyten in de hersenen parenchym die uiteindelijk leiden tot cerebrale ontsteking en primaire hersenletsel 6 , 7. dierlijke modellen nodig zijn voor de exacte detectie van de dysfunctie van BBB na optreden van een beroerte. Dergelijke modellen zijn van groot belang voor het bestuderen van de onderliggende pathofysiologische mechanismen en de invoering van nieuwe neuroprotectieve strategieën. In vitro cel cultuur gebaseerde modellen van de BBB zijn sterk ontwikkeld en gebruikt voor moleculaire studie van de BBB fysiopathologie8,9,10. In vivo diermodellen, die ischemische schade van de BBB vergelijkbaar met menselijke klinische omstandigheden produceren, zijn echter ook zeer de moeite waard in dit opzicht. Kwantitatieve detectie van de extravasation van Evans blauw (EB) is een goed aanvaard en gevoelige techniek die is gebruikt voor beoordeling van de BBB integriteit en functie in neurodegeneratieve ziekten, met inbegrip van ischemische beroerte11, 12 , 13 , 14. deze methode is kosteneffectief, haalbaar, reproduceerbaar, en volledig toepasbaar in een experimenteel laboratorium. De uitvoering ervan vereist geen geavanceerde apparatuur, zoals radioactieve tracers15 of magnetische resonantie beeldvorming (MRI)16, dat zijn voorwaarden voor andere methoden. In dit artikel tonen we uitvoerig elementaire technische processen van BBB beoordeling EB extravasation met rat modellen van ischemische beroerte.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle procedures werden uitgevoerd overeenkomstig de richtsnoeren van Ardabil University of Medical Sciences Research Council voor het uitvoeren van dierproeven (ethische id-nummer: IR. ARONSKELKEN. REC.1394.08). In deze gevisualiseerde studie, gebruikten we volwassen mannelijke Sprague-Dawley ratten (300-350 g) verkregen uit grasland Instituut (Teheran, Iran).

1. narcose en flowmetrie

  1. Anesthesie met 4% Isofluraan induceren en onderhouden met Isofluraan (1-1,5%) in een mengsel van lachgas (70% v/v) en zuurstof (30% v/v) voor de duur van de operatie.
  2. Plaats een verdoofd dier in de naar voren gebogen houding op een feed-back gecontroleerde verwarming deken en handhaven van de lichaamstemperatuur op 37±0.5 ° C door middel van een rectale sonde verbonden aan deze verwarming eenheid.
  3. Breng een kleine hoeveelheid van oogheelkundige zalf op beide ogen om te voorkomen dat droogte.
  4. Scheren het chirurgische gebied aan de linkerzijde van de schedel met elektrische tondeuse. Gebruik betadine oplossing met een gaas-zeem desinfecteren van de huid. Deze regio met een steriele pad met 70% ethanol afspoelen en herhaal beide stappen voor drie cycli17.
  5. Voor Analgesie, injecteren 0,2 mL 0,5% bupivacaine subcutaan de operatie regio17.
  6. Maken van een incisie van 1 cm lange huid op de schedel (verlenging van de laterale canthus van het linker oog aan de basis van het linker oor) en de linker temporalis spier om bloot van de schedel te ontleden. Maak vervolgens een kleine burr gat 5 mm lateral aan en 1 mm posterieure aan de bregma18 tot en met de plaatsing van het gemak van het uiteinde van de sonde Doppler debietmeter potlood.
  7. Draai de rat uit de gevoelig liggende positie, en zet dan de laser potlood sonde in het eerder geboorde schedel blind-gat te controleren van de regionale cerebrale doorbloeding (rCBF).
  8. Opnemen van elk dier basislijn rCBF en beschouwen dit als 100%. Met name wordt midden cerebrale slagader occlusie (MCAO) gestart wanneer een afname van de rCBF van meer dan 80% gedetecteerde19,20 is.

2. de inductie van de focale Cerebra ischemie

  1. Scheren van de nek regio en desinfecteren van de huid met betadine oplossing en 70% ethanol. Injecteren van 0,2 mL 0,5% bupivacaine subcutaan in chirurgie site voor analgesie17.
  2. Maak een lange chirurgische incisie van 2 cm in het ventrale oppervlak van de nek tot de linker gemeenschappelijke halsslagader (LCCA). De LCCA van de naburige fascia en de nervus vagus om toegang bifurcatie voor de externe halsslagader (ECA) en de interne halsslagader (ICA) te isoleren.
  3. Afbinden permanent LCCA of de ECA met een 5-0 zijde hechtdraad en ontleden ICA gratis tot het niveau van pterygopalatine slagader.
  4. Losjes plaats een stand van 5-0 zijde hechtdraad rond LCCA, en vervolgens tijdelijk ICA klem met een vasculaire micro-clip.
  5. Maken van een kleine incisie op de LCCA voorafgaand aan de eerder geplaatste losse stropdas, een 4-0 silicium-gecoat nylon hechtdraad invoegen in de luminal ruimte van ICA en aanscherping van de hechtdraad rond de LCCA voor de beveiliging van de nylon hechtdraad en voorkomen dat bloed lekt.
  6. Verwijder de vasculaire micro-clip uit de ICA. Verder dan een silicium gecoate intraluminale gloeidraad tot het observeren van een sterke daling van rCBF die occlusie van de MCA-oorsprong aangeeft. Aan het einde van ischemische periode (90 min), start u reperfusie door het intrekken van de intraluminale hechtdraad21.

3. de halsslagader Cannulation en Evans blauw (EB) injectie

  1. Maak een longitudinale incisie van 1 cm in de nek tot de linkerkant van de middellijn en vervolgens bot ontleden weg oppervlakkige fascia voor toegang tot de externe tak van de linker halsslagader (LGV). Vervolgens, afbinden permanent de craniale einde van de LGV met 5-0 zijde hechtdraad. Losjes plaats twee banden rond de ader, en vervolgens klem tijdelijk het cardiale einde van de LGV met een vasculaire micro-klem.
  2. Maak een kleine incisie op de LGV tussen twee hechtingen, en vervolgens invoegen EDTA serum gevuld katheter in de luminal ruimte van de LGV en verder het ongeveer 10 mm. daarna, draai de ligaturen rond de ader voor de beveiliging van de katheter en voorkomen bloeden. Het injecteren van kleine hoeveelheden van serum om te voorkomen dat de ader samen te vouwen.
  3. Aan het begin van de periode reperfusie, injecteren langzaam EB kleurstof (1 mL/kg van 2% EB-oplossing in een zoutoplossing) over een periode van 5 min. Vervolgens wassen de canule door injectie van 0,5 mL normale zout en trekken de canule injectie uit de ader12,22.
  4. Tot slot, suture van de nek en hoofd insnijdingen en injecteren van 0,05 mg/kg buprenorfine intraperitoneally (IP) en herhaal de injectie elke 6-8 h voor postoperatieve analgesie17periode reperfusie.
  5. Injecteren van 5 mL voorverwarmde saline(IP) zodat de hydratatie van de herstel kooi17.
  6. Plaats het dier in een speciale herstel kooi uitgerust met temperatuur en airconditioning controle en controleren van de terugwinning van het dier uit de narcose.

4. beoordeling van de bloed-Brain barrière-permeabiliteit

  1. Na 24u van reperfusie, anesthetize diep het dier met thiopental natrium. Open vervolgens de borstholte door een klein gaatje onder het borstbeen.
  2. Maken van een kleine opening in de juiste atrium en 250 mL voorverwarmde 0,9% zoutoplossing (37 ˚C) bij een druk van 110 mmHg door middel van het linkerventrikel voor 15 min te wassen EB weg van het verkeer totdat de normale zoute uitgangen van het atrium wordt kleurloos23te injecteren.
  3. Onmiddellijk verwijderen van de hersenen van de schedel en plaats deze in de hersenen-matrix. Ontleden van de bulbus olfactorius en cerebellum, en vervolgens met behulp van een schone scheermesje, scheiden de rechter hersenhelft van de hersenen van links (Lesioned), langs de middellijn.
  4. Wegen van elk halfrond en meng ze apart in 2.5 mL fosfaatgebufferde zoutoplossing, en meng dit met 2,5 mL trichloorazijnzuuroplossing (60%) gedurende 2 minuten met behulp van een vortex-machine.
  5. Hersenen monsters gedurende 30 minuten bij 1,322 x g centrifugeren en laat de monsters om af te koelen in de koelkast 4 ° C gedurende 10 minuten.
  6. Gebruik het supernatant de EB-extinctie door een spectrofotometer bij 610 nm23.
  7. EB concentraties tegen een standaard curve en uitdrukkelijke resultaten als µg/g van het hersenweefsel berekenen.

5. de productie van de EB standaard Curve

  1. 10 monsteroplossingen van EB met een concentratie van 1-10 µg EB in 5 mL fosfaatgebufferde zoutoplossing bereiden.
  2. Meten van de extinctie-waarden van elk monster bij 610 nm met behulp van een spectrofotometer.
  3. Het maken van een spreidingsdiagram met behulp van een werkblad en huidige EB concentraties op de X-as en de extinctie waarden op de Y-as (Figuur 1).
  4. Definieer een lineaire trendlijn voor de curve met bijbehorende vergelijking. Gebruik vervolgens het verkrijgen van de EB-concentratie van monsters.
  5. De eindresultaten van EB extravasation melden als µg/g van de hersenen weefsel gewicht.

6. sham operatie

  1. Uitvoeren van de dezelfde chirurgische proces met ratten in sham bediende groep (inclusief waardoor een sneetje in de hals regio en EB injectie) maar uitsluiten van de MCAO.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Er was geen significant verschil in EB niveaus in de rechter hersenhelft ten opzichte van de linker hemisfeer van de sham bediende rats (1.06 ± 0,1 µg/g en 1,1 ± 0.09 µg/g, respectievelijk). Zoals in figuren 2A-2B, inductie van voorbijgaande ischemie (90 min ischemie / reperfusie 24u) veroorzaakt een significant verschil in EB niveaus (10.41 ± 0.84 µg/g, p < 0.001) in de linker hemisfeer van ischemische ratten, ten opzichte van de respectieve halfrond in de rats sham bediende. Gezamenlijk deze bevindingen wijzen erop dat onder normale omstandigheden, EB niet gemakkelijk de BBB in cerebrale parenchym kruisen en cerebrale ischemische beledigingen de extravasation van EB via een verhoogde permeabiliteit van de BBB (figuren 2A en 2B veroorzaken).

Figure 1
Figuur 1 : De standaard curve wordt gebruikt om te bepalen van de EB-concentratie van de waarden van de extinctie. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2 : Beoordeling van de verstoring van de BBB door EB extravasation 24 uur na de ischemische beroerte. De foto van de hersenen in de sham bediende en ischemische dieren (A). De intensiteit van EB extravasation in het hersenweefsel (blauwe kleur) vloeit voort uit de omvang van de BBB verstoring in het lesioned halfrond. EB concentratie in de monsters bereid vanaf de linkerkant (lesioned) en rechter hemisferen van de hersenen in de sham bediende en ischemische dieren (B) (n = 6, *p< 0.001 in vergelijking met de linker hemisfeer in sham groep p< 0.001 ten opzichte van ipsilaterale halfrond van dezelfde groep). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Tot nu toe diverse methoden zoals autoradiografie en opsporing van de radioactieve tracers24,25, immunofluorescentie microscopie26,27, en EB extravasation techniek20, 23 zijn gebruikt voor het evalueren van de schade van de bloed - hersenbarrière. EB kleurstof vermag sterk binden aan de serumalbumine en wordt gebruikt als een tracer voor vasculaire lekkage opsporen en kwantificeren van de BBB verdeling11,28,29. Als een zeer geaccepteerde en betrouwbare methode biedt de EB extravasation techniek een directe schatting op de integriteit van de BBB die wordt beïnvloed door verschillende cerebrale verwondingen, met inbegrip van ischemische beroerte.

In vivo beoordelingvan de BBB kunt onderzoekers te bestuderen van mogelijke pathofysiologische mechanismen van ischemie veroorzaakte vasogenic hersenen oedeem en te vinden van nieuwe therapeutische interventies. Dit model vereist geen speciale faciliteiten en geloofwaardige resultaten met een hoog slagingspercentage in experimenten (meer dan 80%)13,20kan opleveren. Met directe toegang tot het hersenweefsel, dit model mogelijk maakt zeer nauwkeurige beoordeling van de integriteit van de BBB maar is beperkt tot lange termijn studies.

Pathologische veranderingen in de BBB veroorzaakt door ischemische beroerte ontwikkelen in drie fasen: acute (binnen enkele uren), sub acute (uren tot dagen), en chronische (dagen tot maanden)30,31. Natuurlijk, de vroegste therapeutische interventies produceren waardevolle beschermende effecten in de acute fase van de pathologische. EB dosering en het tijdstip van injectie zijn twee cruciale parameters voor het verkrijgen van betrouwbare resultaten als gevolg van het dynamische karakter van de BBB volgende ischemische beledigingen. Vandaar, injectie van de EB-kleurstof langzaam via een ader canule met behulp van de juiste dosis (1 mg/kg van 2% EB-oplossing in een zoutoplossing) na het begin van de periode reperfusie is een belangrijke factor en staat de studie van pathofysiologische veranderingen in de vroege stadia van een beroerte .

Verschillende experimentele methoden zijn ingevoerd om te studeren van ischemische beroerte. In dit experimenteel model gebruikten we MCAO met de intraluminale gloeidraad methode waarmee voorwaarden vergelijkbaar met menselijke lijn21,32. Deze techniek is eenvoudig en betrouwbaar; de uitvoering moet echter rekening worden gehouden met enkele technische punten verder te vermeerderen naar de waarneming van de techniek en de nauwkeurigheid te garanderen. Lichaamstemperatuur moet binnen het bereik van fysiologische worden gehouden tijdens de operatie, terwijl de bloeddruk en bloed gassen gecontroleerde33,34,35 moeten. Opname van de rCBF met een laser Doppler debietmeter en met behulp van een geschikte bereid constante siliconen beklede gloeidraad kan niet alleen verhogen van het slagingspercentage van de MCAO, maar ook een vermindering van het sterftecijfer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs zijn dankbaar de Vice-kanselier voor onderzoek van de Ardabil Universiteit van medische wetenschappen (Ardabil, Iran) voor de financiële ondersteuning (No verlenen: 9607).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Isoflurane Piramal AWN 34041100 20 - 25 °C
2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) Molekula 31216368 4 years
Sprague–Dawley rats  Pasture Institute (Tehran, Iran) 300-350g
Evans Blue  Sigma-Aldrich  314-13-6
Trichloroacetic acid  Sigma-Aldrich  76-03-9 2 years
Bupivacaine HCl (0.5%) Delpharm Tours below  25 °C
Bupernorphine Exir (Iran)
Sodium Carbonate Sigma-Aldrich  497-19-8
Sodium chloride  Sigma-Aldrich  7647-14-5
Di- Sodium hydrogen phosphate EMD Millipore  231-448-7
Potassium chloride Sigma-Aldrich   7447-40-7
Ethanol  Sigma-Aldrich  64-17-5
silicone(Xantopren) Heraeus EN ISO 4823
Activator universal plus Heraeus 66037445
Micro-Dissecting forceps Stoelting 52100-41
Spring Scisors Stoelting 52130-00
Operating  Scissors Roboz 52140-70
Brain matrix  Stoelting 51390
Anesthesia Machine for Small Animals |  Kent Scientific SS-01
Power Lab system AD Instruments ML880
Laser Doppler flowmeter AD Instruments ML191
Heating feed back system Harvard Appratus 72-7560
Vascular micro clamp FineScience Tools 18055-03
Silk 5-0 suture thread Ethicon 682G
Ethilon 4-0 suture thread  Ethicon EH6740G

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jin, G., et al. Protecting against cerebrovascular injury: contributions of 12/15-lipoxygenase to edema formation after transient focal ischemia. Stroke. 39, (9), 2538-2543 (2008).
  2. Lo, E. H., Dalkara, T., Moskowitz, M. A. Mechanisms, challenges and opportunities in stroke. Nat Rev Neurosci. 4, (5), 399-415 (2003).
  3. Tam, S. J., Watts, R. J. Connecting vascular and nervous system development: angiogenesis and the blood-brain barrier. Annu Rev Neurosci. 33, 379-408 (2010).
  4. Zhang, C., et al. The potential use of H102 peptide-loaded dual-functional nanoparticles in the treatment of Alzheimer's disease. J Control Release. (2014).
  5. Obermeier, B., Daneman, R., Ransohoff, R. M. Development, maintenance and disruption of the blood-brain barrier. Nat Med. 19, (12), 1584-1596 (2013).
  6. Fang, W., et al. Attenuated Blood-Brain Barrier Dysfunction by XQ-1H Following Ischemic Stroke in Hyperlipidemic Rats. Mol Neurobiol. 52, (1), 162-175 (2015).
  7. Huang, J., et al. CXCR4 antagonist AMD3100 protects blood-brain barrier integrity and reduces inflammatory response after focal ischemia in mice. Stroke. 44, (1), 190-197 (2013).
  8. Omidi, Y., Barar, J. Impacts of blood-brain barrier in drug delivery and targeting of brain tumors. Bioimpacts. 2, (1), 5-22 (2012).
  9. Cho, H., et al. Three-dimensional blood-brain barrier model for in vitro studies of neurovascular pathology. Sci Rep. 5, (2015).
  10. Barar, J., Rafi, M. A., Pourseif, M. M., Omidi, Y. Blood-brain barrier transport machineries and targeted therapy of brain diseases. Bioimpacts. 6, (4), 225-248 (2016).
  11. Kaya, M., et al. Magnesium sulfate attenuates increased blood-brain barrier permeability during insulin-induced hypoglycemia in rats. Can J Physiol Pharmacol. 79, (9), 793-798 (2001).
  12. Pasban, E., Panahpour, H., Vahdati, A. Early oxygen therapy does not protect the brain from vasogenic edema following acute ischemic stroke in adult male rats. Sci Rep. 7, (1), 3221 (2017).
  13. Haghnejad Azar, A., Oryan, S., Bohlooli, S., Panahpour, H. Alpha-Tocopherol Reduces Brain Edema and Protects Blood-Brain Barrier Integrity following Focal Cerebral Ischemia in Rats. Med Princ Pract. 26, (1), 17-22 (2017).
  14. Belayev, L., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Quantitative evaluation of blood-brain barrier permeability following middle cerebral artery occlusion in rats. Brain Res. 739, (1-2), 88-96 (1996).
  15. Bodsch, W., Hossmann, K. A. 125I-antibody autoradiography and peptide fragments of albumin in cerebral edema. J Neurochem. 41, (1), 239-243 (1983).
  16. Jiang, Q., et al. Quantitative evaluation of BBB permeability after embolic stroke in rat using MRI. J Cereb Blood FlowMetab. 25, (5), 583-592 (2005).
  17. Uluç, K., Miranpuri, A., Kujoth, G. C., Aktüre, E., Başkaya, M. K. Focal cerebral ischemia model by endovascular suture occlusion of the middle cerebral artery in the rat. J Vis Exp. (48), (2011).
  18. Hungerhuber, E., Zausinger, S., Westermaier, T., Plesnila, N., Schmid-Elsaesser, R. Simultaneous bilateral laser Doppler fluxmetry and electrophysiological recording during middle cerebral artery occlusion in rats. J Neurosci Methods. 154, (1-2), 109-115 (2006).
  19. Panahpour, H., Nouri, M. Post-Ischemic Treatment with candesartan protect from cerebral ischemic/reperfusioninjury in normotensive rats. Int J Pharm Pharm Sci. 4, (4), 286-289 (2012).
  20. Panahpour, H., Dehghani, G. A., Bohlooli, S. Enalapril attenuates ischaemic brain oedema and protects the blood-brain barrier in rats via an anti-oxidant action. Clin Exp Pharmacol Physiol. 41, (3), 220-226 (2014).
  21. Panahpour, H., Nekooeian, A. A., Dehghani, G. A. Blockade of Central Angiotensin II AT1 Receptor Protects the Brain from Ischemia/Reperfusion Injury in Normotensive Rats. Iran J Med Sci. 39, (6), 536-542 (2014).
  22. Panahpour, H., Nekooeian, A. A., Dehghani, G. A. Candesartan attenuates ischemic brain edema and protects the blood-brain barrier integrity from ischemia/reperfusion injury in rats. Iran Biomed J. 18, (4), 232-238 (2014).
  23. Kaya, M., et al. The effects of magnesium sulfate on blood-brain barrier disruption caused by intracarotid injection of hyperosmolar mannitol in rats. Life sci. 76, (2), 201-212 (2004).
  24. Schöller, K., et al. Characterization of microvascular basal lamina damage and blood-brain barrier dysfunction following subarachnoid hemorrhage in rats. Brain Res. 1142, 237-246 (2007).
  25. Bodsch, W., Hossmann, K. A. 125I-Antibody Autoradiography and Peptide Fragments of Albumin in Cerebral Edema. J Neurochem. 41, (1), 239-243 (1983).
  26. Sandoval, K. E., Witt, K. A. Blood-brain barrier tight junction permeability and ischemic stroke. Neurobiol Dis. 32, (2), 200-219 (2008).
  27. Zhu, H., et al. Baicalin reduces the permeability of the blood-brain barrier during hypoxia in vitro by increasing the expression of tight junction proteins in brain microvascular endothelial cells. J Ethnopharmacol. 141, (2), 714-720 (2012).
  28. Kucuk, M., et al. Effects of losartan on the blood-brain barrier permeability in long-term nitric oxide blockade-induced hypertensive rats. Life Sci. 71, (8), 937-946 (2002).
  29. Uyama, O., et al. Quantitative evaluation of vascular permeability in the gerbil brain after transient ischemia using Evans blue fluorescence. J Cereb Blood Flow Metab. 8, (2), 282-284 (1988).
  30. Kleinig, T. J., Vink, R. Suppression of inflammation in ischemic and hemorrhagic stroke: therapeutic options. Curr Opin Neurol. 22, (3), 294-301 (2009).
  31. Del Zoppo, G. J., Mabuchi, T. Cerebral microvessel responses to focal ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 23, (8), 879-894 (2003).
  32. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  33. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349, (2), 130-132 (2003).
  34. Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39, (5), 1548-1555 (2008).
  35. Bottiger, B. W., et al. Global cerebral ischemia due to cardiocirculatory arrest in mice causes neuronal degeneration and early induction of transcription factor genes in the hippocampus. Brain Res Mol Brain Res. 65, (2), 135-142 (1999).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics