Un modèle à thorax fermé pour induire la Constriction de l’aorte transversale chez les souris

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Summary

Nous présentons ici un protocole de constriction transversal aortique (TAC) par une thoracotomie latérale. Cette technique est une intervention chirurgicale thoracique minimalement invasive, fermé visant à simuler une surcharge de pression et l’insuffisance cardiaque chez les souris en utilisant des paramètres standard de laboratoire de TAC.

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Eichhorn, L., Weisheit, C. K., Gestrich, C., Peukert, K., Duerr, G. D., Ayub, M. A., Erdfelder, F., Stöckigt, F. A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice. J. Vis. Exp. (134), e57397, doi:10.3791/57397 (2018).

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Abstract

Recherche sur l’hypertrophie cardiaque et insuffisance cardiaque repose souvent sur des modèles de souris de surcharge de pression induites par le TAC. La procédure standard consiste à effectuer une thoracotomie partielle afin de visualiser le grand arc aortique. Cependant, le traumatisme chirurgical, due à la thoracotomie à thorax ouvert modèles remplace la physiologie respiratoire car les côtes sont disséqués et laissés seules après la fermeture de la poitrine. Pour éviter cela, nous avons établi une approche de coffre mini-invasive, fermée par thoracotomie latérale. Ci-après nous approchons la crosse aortique par l’intermédiaire de l’espace intercostal 2nd sans entrer dans les cavités thoracique, laissant la souris avec un traumatisme moins pour récupérer à partir. Nous effectuons cette opération en utilisant les paramètres de laboratoire standard pour les procédures de thorax ouvert TAC avec des taux de survie égale. En dehors de maintien des patterns de respiration physiologique due à l’approche de thorax fermé, les souris semblent profiter en montrant une restauration rapide, comme la technique moins invasive apparaît pour faciliter un processus de guérison rapide et pour réduire la réponse immunitaire après un traumatisme.

Introduction

Modèles de souris sont souvent utilisés pour simuler des maladies humaines1. Rétrécissement aortique transversal (TAC) est utilisé pour induire une surcharge de pression et l’hypertrophie ventriculaire gauche2. Le modèle de TAC thorax ouvert chez la souris a été validé par Rockman et al. 3 et l’intervention chirurgicale est décrite en détail par Delisle et al. 4. baguage de l’aorte transverse est plus favorable en comparaison de la constriction de l’aorte abdominale, car une grande partie de la circulation peut compenser les effets négatifs de cette dernière procédure2.

Le cerclage de l’aorte transversale mène à une augmentation de la pression artérielle dans l’aorte ascendante et l’artère brachiocéphalique mais laisse suffisamment perfusion des organes par l’intermédiaire des vaisseaux distaux (c.-à-d. l’artère carotide commune gauche, la sous-clavière gauche artère et l’aorte descendante). Cela conduit à une augmentation de la postcharge cardiaque et un stress de la paroi cardiaque élevé. La tension pariétale diminue par la suite en raison de l' épaississement de fibre5. La variation hémodynamique cardiaque chronique entraîne Erreurs d’adaptation et une dilatation du ventricule gauche. De cette façon le TAC crée un modèle reproductible de l’hypertrophie cardiaque aboutissant à une insuffisance cardiaque.

La procédure normalisée pour TAC tel que décrit par DeAlmeide et al. 4 approches de la crosse aortique par une thoracotomie supérieure partielle par dissection des côtes ou du sternum et entrant dans le médiastin ainsi que la cavité pleurale. Cela permet une bonne vue de l’aorte et ses branches latérales. Malheureusement, les côtes découpées ne peut pas être remis en place, qui leur laisse flotter librement et altérant ainsi la dynamique de la respiration.

Nous avons, a donc établi une approche mini-invasive à thorax fermé la crosse aortique en utilisant une approche chirurgicale latérale via l’espace intercostal 2nd . Le plus grand avantage de ce modèle est la capacité d’exécuter des TAC sans même couper à travers les côtes. Le traumatisme chirurgical se limite à l’incision de la peau et la dissection des muscles intercostaux. Cette procédure réduit le traumatisme lui-même et contribue à maintenir la stabilité de la poitrine adéquate.

Ici, nous décrivons une procédure détaillée étape par étape pour effectuer la chirurgie TAC chez les souris sans effectuer le total ou la thoracotomie supérieure. Haute fréquence Doppler a été utilisée pour assurer le succès de la TAC comme décrit précédemment, 6,7.

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Protocol

Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique pour Animal Experimentation LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374). En règle générale, cette procédure est effectuée sur des souris adultes > 10 semaines d’âge. Toutefois, il est possible d’effectuer cette chirurgie sur aussi bien les jeunes animaux. Instruments chirurgicaux doivent être stérilisés avant usage et toutes les mesures doivent être effectuées dans des conditions aseptiques.

1. l’induction de l’anesthésie et l’Intubation

  1. Injecter la buprénorphine 0,1 µg/g de poids corporel par voie intrapéritonéale pour soulager la douleur. Répéter les injections intrapéritonéales de buprénorphine 0,1 mg/kg toutes les 8 h pour les trois prochains jours après la chirurgie.
  2. Pour l’induction, placez votre souris dans une boîte d’induction de l’anesthésie qui est reliée au vaporisateur mis à 3,0 % en volume d’isoflurane avec un débit d’oxygène de 1 L/min.
  3. Assurer la narcose profonde en induisant un stimulus tactile.
    NOTE : Augmentation vol% d’isoflurane jusqu'à 5 %, si l’induction de l’anesthésie échoue ou narcose n’est pas assez profonde.
  4. Pincer la queue de la souris afin d’assurer l’absence de réflexe. En cas d’absence totale de réflexes, peser la souris pour l’installation de ventilation optimale (voir 1.12).
  5. Déplacez la souris vers une table d’opération température contrôlée pour maintenir une température corporelle de 37 ° C tout au long de la procédure.
  6. Placer le nez de la souris dans un cône en plastique qui est relié à la boîte d’induction de l’anesthésie pour maintenir la narcose.
  7. Difficulté les incisives supérieures de la souris avec une suture en nylon. Fixer les extrémités d’un ruban adhésif.
  8. Appliquer une pression sur la patte arrière avec l’extrémité de la pince pour assurer une narcose adéquate à nouveau. En l’absence d’un réflexe de retrait continuer avec les étapes suivantes.
    NOTE : Augmenter le % de volume d’isoflurane si l’induction de l’anesthésie échoue ou narcose n’est pas assez profonde et attendre que l’absence du réflexe de retrait.
  9. Placez un lubrifiant ophtalmique stérile sur les cornées pour empêcher la dessiccation sous anesthésie.
  10. Lubrifier la sonde rectale pour éviter un traumatisme rectal. Insérer une sonde de température rectale afin d’assurer une température de 37 ° C.
  11. Épiler la gorge et le haut de la poitrine avec une crème dépilatoire selon les instructions du fabricant. Essuyer la crème après 1 min. Si nécessaire, répétez cette étape jusqu'à ce que réussie.
    Remarque : Utiliser des écouvillons coton-tige en cas de saignement.
  12. Nettoyez la zone épilée avec de l’éthanol à 70 %. Puis appliquez povidone-iode pour la désinfection locale de la peau 3 fois et pendant au moins 3 min.
  13. Régler le ventilateur de paramètres physiologiques. Définissez la fréquence respiratoire à 150/min et des volumes à 8-10 µL/g poids corporel (PC).
  14. Mettre sur une nouvelle paire de gants stériles. Placez votre souris sous un microscope chirurgical et placer un drap stérile fenêtré sur la souris.
  15. Inciser la peau à la ligne médiane environ 3 mm sous la mandibule jusqu'à la nervure 2nd . Identifiez la ligne médiane et les tissus conjonctifs de la glande sous-maxillaire. Puis utiliser forceps intracapsulaire coudé pour diviser la glande à la ligne médiane sans ménagement avec deux pinces en douceur et explorer le muscle trachéal.
  16. Préparer la trachée doucement en tirant les muscles para-trachéale sans ménagement avec une pince intracapsulaire.
  17. Tirez sur la languette avec une pince à redresser la gorge pour des conditions d’intubation faciles et insérez délicatement une canule d’intubation (OD 1. 2 mm) à l’intérieur de la trachée. Confirmer l’intubation par visualisation directe du tube à l’intérieur de la trachée et en recherchant les mouvements thoraciques appropriée.
  18. Ajuster la concentration isoflurane après intubation à l’isoflurane 2 % avec un débit de 1,0 L/min et 100 % O2.
    Remarque : Si les mouvements respiratoires ne s’arrêtent pas ou souris commencent à bouger, tout d’abord augmenter le rythme respiratoire jusqu'à 180/min. Si nécessaire, augmenter la concentration de l’isoflurane jusqu'à 3,5 % secondairement jusqu'à ce que la souris s’arrête de respirer sur ses propres. Évaluer les fuites ou remplissage insuffisant du vaporisateur comme les problèmes les plus courants.
  19. Vous pouvez également exécuter intubation comme suggéré dans la procédure sub suivante.
    1. Positionnez la souris sur une table à un angle de 60°.
    2. Fixer les extrémités de la souris avec du ruban adhésif et incliner la tête.
    3. Placer une source de lumière froide directement sur la peau au-dessus du larynx.
    4. Tirez doucement la langue avec une pince pour visualiser les cordes vocales.
    5. Insérer un tube en plastique d’une canule-IV (24 G) à travers les cordes vocales et branchez le tube en plastique pour les réglages du ventilateur.
    6. Branchez le ventilateur sur la canule pour confirmer l’intubation par mouvements thoraciques synchrone.
      Remarque : Si les mouvements respiratoires ne s’arrêtent pas ou souris commencent à bouger, tout d’abord augmenter le rythme respiratoire jusqu'à 180 / min. Si nécessaire, augmenter secondairement l’isoflurane concentration jusqu'à 3,5 % jusqu'à ce que la souris s’arrête de respirer sur ses propres. Évaluer les fuites ou remplissage insuffisant du vaporisateur comme les problèmes plus probables.

2. préopératoire Doppler mesure

  1. Préparer les deux artères carotides qui adjoint laïque à la trachée en tirant doucement sur le tissu conjonctif apart avec une pince.
  2. Placer l’embout de la sonde de 20 MHz Doppler avec certains gel échographie stérile sur le droit et l’artère carotide gauche à un angle inférieur à 45°.
  3. Tournez lentement la sonde pour le déplacer latérale et médiale pour trouver un signal Doppler et inclinez la sonde pour optimiser le signal.
  4. Utiliser un logiciel de Doppler pour afficher et stocker des vitesses d’écoulement dans les artères carotides communes droite et gauche sur un ordinateur.

3. thoracotomie

  1. Utiliser un ensemble de gants stériles pour chaque souris individuelle pour prévenir les infections du site opératoire.
  2. Développez l’incision de la peau vers le bas pour l’espace intercostal 2nd avec un ciseau.
  3. Identifier l’espace intercostal 2nd visuellement en comptant les côtes et puis carrément pénétrer cet espace avec une pince intracapsulaire.
    Remarque : La côte dest 1 est située sous la clavicule et n’est donc pas visible car l’espace intercostal 2nd se trouve entre la première côte visible (c'est-à-dire 2nd côtes) et les côtes de 3rd .
  4. Ouvrir l’espace intercostal 2nd à l’aide des conseils de la pince et insérer les rétracteurs.
  5. Ajuster les rétracteurs avec un élastique attaché à la table d’opération pour avoir une vue claire du thymus.
  6. En cas de saignement, utiliser un coton-embout et appuyez sur les vaisseaux superficiels pendant 2 min.

4. des bandes de l’aorte transversal

  1. Ajustez le grossissement à 200 % pour identifier la ligne médiane et les tissus conjonctifs. Puis utilisez pince coudée à diviser doucement le thymus. Enlever du tissu graisseux jusqu'à ce que l’arc aortique peut être vu clairement.
  2. Préparer un tunnel avec angle attachant des pinces sous l’aorte transversale entre l’artère brachiocéphalique et l’artère carotide commune gauche (voir Figure 1). Tenez l’extrémité d’une suture 6.0 à l’aide de pinces fines et faire passer le fil sous la crosse aortique.
  3. Prendre le fil avec la deuxième pince de l’autre côté de l’arche.
  4. Couper une longueur de 3 mm long morceau d’un G 27 d’utiliser l’aiguille comme un l’entretoise pour TAC-ligature pour souris pesant entre 19-25 g de poids corporel et une aiguille 26 G comme une entretoise pour souris > 25 g BW.
  5. Placer soigneusement l’entretoise parallèle à l’aorte transversal.
  6. Préparer un double nœud lâche sur l’entretoise et d’assurer un positionnement optimal de l’entretoise en parallèle à l’aorte. Attacher ensuite le premier lancer et exécuter rapidement un deuxième jet contraire. Retirer l’entretoise rapidement.
  7. Pour effectuer sham souris pour contrôle, suivez le même protocole, omettant la ligature de l’aorte.
  8. Fermer l’espace intercostal 2nd avec une suture en polypropylène 6.0. Accorder une attention particulière aux navires sous-clavière en ligaturant.
  9. Suture de la peau à l’aide d’une suture en polypropylène 6.0 dans un modèle de suture continue.

5. confirmation de succès ligature de l’aorte transversal

  1. Placez une sonde MHz Doppler 20 des deux côtés du cou à un angle de 45° comme dans l’article 2.
  2. Les vitesses d’écoulement de chaque côté du document.
    NOTE : Un TAC réussi peut être validé par vitesse Doppler tel qu’illustré à la Figure 2. Un rapport de vitesse débit de 4-10 entre l’artère carotide droite et gauche habituellement garantit TAC adéquate (voir Figure 2).

6. récolte de coeur

  1. Induire la narcose selon les étapes 1,2. et 1.3.
  2. Placez la souris dans une chambre de l’euthanasie et régler le débit de gaz carbonique pour déplacer de 10 à 30 % le volume/minute.
  3. Fixer la souris sur une table de chirurgie. Ouvrir l’abdomen avec des ciseaux et la récolte de sang de la veine cave inférieure avec une canule pour une analyse ultérieure.
  4. Couper la membrane et l’OS sternal avec des ciseaux forts et retirez le cœur.
  5. Supprimer toutes les artères et les tissus conjonctifs avant la pesée du cœur.
  6. Séparer le ventricule droit et le septum du ventricule gauche et peser les deux échantillons.
  7. Geler les deux échantillons de tissus dans l’azote liquide.

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Representative Results

Un TAC succès garantit l’induction d’une surcharge de pression et une hypertrophie ventriculaire gauche. Une validation ad hoc d’une surcharge de pression peut être réalisée à l’aide de mesure de vitesse de flux Doppler, comme illustré à la Figure 2. Alors que la vitesse d’écoulement de sang préopératoire est égale dans les deux artères carotides, TAC provoque une vitesse augmentée de sang dans l’artère carotide droite en raison de la pression élevée dans le ventricule gauche et l’aorte tout en causant la vitesse d’écoulement de sang atténuée post-sténotique dans le artère carotide gauche.

L’efficacité du TAC et son hypertrophie qui en résulte a été validée par calcul du cœur/rapports poids poids corporel (HW/BW ; mg/g) chez des souris mâles C57BL/6J au jour 3, 6 et 21 jours après la chirurgie. Les ratios de HW/BW significativement augmenté chez les souris de TAC par rapport aux souris non-bandes 6 jours après la chirurgie (4,78 ± 0,18 vs7.66±1,43 mg/g, p < 0,0001). Ce ratio était presque constant après 21 jours (4,8 ± 0,11 vs7.81 0,65 mg/g, p < 0,0001) (voir la Figure 3). Le taux de survie est principalement tributaire de saignement peropératoire : elle peut être réduite à moins de 5 % par la pratique régulière. Le taux de survie après 21 jours dépend principalement du génotype. Pour les souris ne souffrent pas de maladies cardiaques fonctionnelles les montants de taux de survie à > 85 %. Le taux de survie chez les souris C57BL/6J présentés après 21 jours s’élevait à 88 %.

La pression artérielle systolique et la fonction cardiaque a été mesuré dans l’anesthésie de l’intubation et effectué avec une pression de Français 1,4 conductance cathéter8 décrit par d’autres. 9 la fréquence cardiaque (FC) a un effet significatif sur la contractilité ventriculaire gauche de (LV). Il n’y a pas de différences dans le rythme cardiaque (HR) d’aortiques souris rubanées bagués et non-aortique (p = 0.1456) après 21 jours (voir la Figure 4 a). Une constante de baguage de l’aorte (p = < 0,0001) a été prouvée par une augmentation artérielle systolique mesurée après 21 jours (voir Figure 4 b).

Comme a été discuté dans la littérature, les souris C57BL/6J sont généralement connus pour développer l’hypertrophie excentrique avec dysfonction systolique10 après TAC. Une augmentation de diamètre ventriculaire gauche a été trouvée, qui apparaît également significatif dans les mesures de volume de pression. Volume télésystolique passée de 16,25 µL (± 1,935 µL) à 23,31 µL (± 1.617µL). Ce changement était significatif (p = 0,0131) (voir Figure 4). Volume télédiastolique passe de 25.81 µl (± 1.852 µL) à 31,24 µl ± (1.093 µL). Ce changement était significatif (p = 0,0268) (voir Figure 4).

ANOVA à suivie Bonferroni posthoc test a été réalisée pour comparer la TAC et simulacre de groupes. Dans le cas de mesures de volume, les groupes ont été comparés en utilisant un test t non apparié avec correction de Welch. Toutes les données ont été présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur).

Figure 1
Figure 1 : l’approche chirurgicale par l’intermédiaire de l’espace intercostal 2nd à un grossissement de 200 %. Cette photo a été prise avec le microscope chirurgical et affiche l’arc aortique avec un fil entre l’artère brachiocéphalique et l’artère carotide commune gauche. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : représentant imagerie Doppler pulsé-vague des deux artères carotides (sham vs souris TAC). A) imagerie Doppler pulsé-vague de l’artère carotide gauche avant TAC. B) imagerie Doppler pulsé-vague de l’artère carotide droite avant TAC. C) ofPulsed-vague d’images Doppler de l’artère carotide gauche après TAC. La vitesse d’écoulement de sang est réduite par rapport à la figure 2 a. D) ondes pulsées Doppler de l’artère carotide droite après TAC. La vitesse d’écoulement de sang est augmentée par rapport à la figure 2 b. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : poids du coeur / corps massique. L’hypertrophie cardiaque est induite en raison de la TAC. Cela est démontré par une augmentation significative de cœur/rapport poids poids corporel. Souris sans cerclage aortique (i.e. sham souris ; les barres blanches) ont été comparées aux souris TAC exploité (barres noires) après 3, 6 et 21 jours. six jours après que TAC le rapport poids / /body coeur des poids augmenté significativement chez les souris de la TAC. Cet effet est seulement légèrement prononcé après 21 jours. Signification a été fixée à p = < 0,05. NS = non significatif ; p < 0,0001. Les données sont présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur). n = 6 à 9 par groupe. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : paramètres hémodynamiques mesurée par cathéter de pression – volume chez les souris (C57BL/6J) avec et sans TAC 21 jours après la chirurgie : A) la fréquence cardiaque (FC) en battements par minute (bpm). Il n’y avait aucun différence dans les ressources humaines dans les deux groupes, ce qui indique une narcose comparable au cours des mesures invasives. B) tension artérielle systolique de l’artère carotide commune droite (sBP). L’augmentation significative de péritonite bactérienne spontanée après 21 jours indique une constriction constante de la crosse aortique. C) volume télésystolique (ESV) augmentent significativement (p = 0,0131) après 21 jours et de voir l’une postcharge accrue en raison de la TAC induite par la dilatation du ventricule. D) volume télédiastolique (ESV) est augmentée (p = 0.0268. Signification a été fixée à p = < 0,05. NS = non significatif ; * p < 0,05 ; p < 0,0001. Les données sont présentées comme moyenne ± SEM (barres d’erreur) ; n = 8-13 par groupe. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

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Discussion

L’apparition rapide de l’hypertension en raison de la TAC diffère cliniquement pertinente hypertrophie causée par une sténose aortique ou hypertension. Néanmoins, l’utilisation des petits modèles animaux pour induire une insuffisance cardiaque présente de nombreux avantages et est, par conséquent, choisie par de nombreux enquêteurs11. Ce coffre fermé-modèle améliore les modèles déjà existants de la technique chirurgicale pour induire la constriction de l’aorte transversale en souris4.

L’étape la plus critique est le passage sous la crosse aortique. Une suture trop serrée autour de l’aorte peut entraîner une diminution mortelle de la circulation sanguine vers les organes importants tels que les reins. Conformément à la Loi de Hagen-Poiseuille, débit dépend principalement du rayon. Par conséquent, quelques entretoises adaptées au poids ont été utilisés dans notre protocole. Cette procédure rend ce modèle plus universellement applicable, en particulier en ce qui concerne les souris très jeunes ou vieux, selon le montage expérimental individuel.

Traumatisme chirurgical lui-même induit une réponse immunitaire et devraient être réduit au strict minimum afin d’éviter des effets de distorsion. Récupération rapide et le taux de survie élevé sont obligatoires, en particulier dans des modèles animaux complexes. Historiquement, contrairement à la thoracotomie chez des patients humains, la cage thoracique chez la souris n’est pas restaurée après l’intervention de la TAC. Par conséquent, restitution aux mouvements de la respiration physiologique est limitée en raison des côtes flottantes libres, qui ne sont pas reconnectés au sternum.

Des techniques peu invasives pour TAC sont également utilisés par d’autres12,13. Dans les deux modèles, l’arc aortique est atteint à travers une incision médiane et une sternotomie partielle supérieure. Bien que les deux modèles sont moins invasives que les modèles de thorax ouvert, les chirurgiens ont enlever les nervures ou parties du sternum pour atteindre l’aorte. Nous croyons que le maintien de la physiologie de la reprise plus rapide du SIDA ensemble cage thoracique. Par conséquent, ce protocole améliore les protocoles déjà existants et contribue à minimiser le traumatisme chirurgical lui-même.

En raison de l’accès aux soins chirurgicaux plus apicale, une hyperinflation post-opératoire des poumons pour prévenir une atélectasie ou pneumothorax, comme cela a été parfois décrit4,14, n’est pas nécessaire. Cet accès empêche un barotraumatisme des poumons, qui peut être induite en pinçant le tube expiratoire d’ouvrir une atélectasie dans les modèles existants. Ce protocole comprend également une stratégie de ventilation physiologiques individualisés. Il est tentant de supposer qu’une ventilation adaptée individuellement contribue à la réduction associée à des complications telles que barotraumatisme. Une stratégie de ventilation poids adapté a été utilisée pour éviter les effets sur la production de cytokine systémique par la ventilation lui-même15.

En conclusion, ces techniques représentent un modèle alternatif et amélioré permettant d’induire une hypertrophie cardiaque chez la souris.

Même si le traumatisme est minimisé en évitant la thoracotomie, l’effet supérieur concernant la réduction de l’inflammation n’est pas indiqué dans la présente publication. Malheureusement, les limites fixées par les lois de protection des animaux ne permettaient pas d’effectuer des TAC thorax ouvert en parallèle avec minimale invasive TAC pour la comparaison car ce modèle mini-invasif a été établi pour les années déjà. Par conséquent, ces déclarations sont fondées sur les expériences antérieures de notre groupe.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous remercions Stilla Frede et Susanne Schulz pour leur assistance technique. Cette étude a reçu aucun financement.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Pressure-volume catheter Millar Instruments, USA SPR-839
Mouse ventilator Harvard Apparatus GmbH, Germany Minivent - TYPE 845
Mouse ventilator Harvard Apparatus GmbH, Germany Y-connection with intubation cannula OD 1.2mm 73-2844
Vaporizer Dräger Medical AG&CO.KG, Germany 19.3 Isofluran-Vaporizer (a newer version is available under catalog number  D-877-2010)
Microscope  Leica Microsystems, Germany MZ 7.5
Light source  Schott AG, Germany KL 1500 LCD
6-0 Prolene Ethicon, USA Polypropylene suture BV-1 9.3 mm 3/8c suture for surgery
Seraflex Serag Wiessner, Germany USP 5/0 schwarz;  IC108000  suture for constriction
Homoeothermic Controlled Operating Tables Harvard Apparatus GmbH, Germany Typ 872/3 HT with tripod stand and homoeothermic controller Type 874; 73-4233
Flexible Rectal Probe Harvard Apparatus GmbH, Germany 1.6 mm OD; 55-7021
Doppler Signal Visualisation Instrument Indus Instruments, USA Doppler Signal Processing Workstation (DSWP) with 20MHz Pulsed Doppler Module
Arruga Intracapsular Forceps Altomed, UK A5400
Doppler Probe Indus Instruments, USA 20MHz Tubing-mounted Probe
Jaffe Lid Retractor Altomed, UK A3513

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References

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