Un metodo di preparazione efficiente dei campioni per migliorare i segnali dello ione del carboidrato in spettrometria di massa di Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization

Chemistry

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Summary

Un protocollo per migliorare i segnali dello ione del carboidrato in spettrometria di massa MALDI di riforma delle strutture cristallina durante i processi di preparazione del campione è dimostrato.

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Ou, Y. M., Kuo, S. Y., Lee, H., Chang, H. T., Wang, Y. S. An Efficient Sample Preparation Method to Enhance Carbohydrate Ion Signals in Matrix-assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry. J. Vis. Exp. (137), e57660, doi:10.3791/57660 (2018).

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Abstract

Preparazione del campione è un processo critico nell'analisi di spettrometria di massa (MS) dei carboidrati. Anche se matrix-assisted laser desorption/ionizzazione (MALDI) MS è il metodo di scelta nell'analisi del carboidrato, riproducibilità di segnali e dati di poveri dello ione di campioni di carboidrati continuano ad essere gravi problemi. Per l'analisi quantitativa dei carboidrati, è necessario un efficace protocollo analitico, fornendo la qualità superiore dei dati. Questo video dimostra protocolli di preparazione del campione per migliorare l'intensità del segnale e minimizzare la variazione dati di carboidrati in MALDI-MS. Dopo l'essiccazione e cristallizzazione di gocce di campione, la morfologia di cristallo è riformata dal metanolo prima analisi spettrometria totale. Il miglioramento nel segnale del carboidrato è esaminato con spettrometria di massa MALDI imaging (IMS). Risultati sperimentali dimostrano che la riforma di cristallo regola strutture cristalline e ridistribuisce carboidrati analiti. In confronto con il metodo di preparazione delle gocce essiccate in convenzionale MALDI-MS, riformando morfologie di cristallo del carboidrato con metanolo spettacoli significativamente migliore intensità del segnale, distribuzione di immagini di ioni e stabilità dei dati. Poiché i protocolli hanno dimostrati nel presente documento non comportano modifiche nella composizione del campione, sono generalmente applicabili a vari carboidrati e matrici.

Introduction

Analisi del carboidrato sono un argomento importante e impegnativo. Carboidrati e loro derivati svolgono i ruoli importanti vivere organismi1,2,3. Queste molecole hanno complicate strutture e sono inclini a decomporsi. Molti di loro non può essere caratterizzati chiaramente a causa di difficoltà nella separazione e nella rilevazione. Anche se spettrometria di matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) massa (MS) è stata applicata all'analisi di una vasta gamma di biomolecole, grazie alla sua sensibilità e risultati comprensibili4, analisi dei carboidrati mediante MALDI-MS continua per essere una grande sfida a causa della efficienza di ionizzazione bassa di tali molecole5. Derivatizzazione chimica è un modo comune per migliorare l'efficienza di ionizzazione di carboidrati6,7, ma tali procedure sono tempo e consumo di campione. Inoltre, l'efficienza di ionizzazione di carboidrati derivatizzate è ancora inferiore a quella delle proteine. Così, lo sviluppo di metodi per migliorare il segnale del carboidrato in MALDI-MS senza procedure complicate è necessario.

L'applicazione di MALDI-MS per l'analisi quantitativa è un altro argomento impegnativo. Un grave problema di MALDI-MS è che sua riproducibilità sensibilità e dati dipende criticamente protocolli di preparazione del campione e parametri sperimentali. In molti casi, analisi quantitativa mediante MALDI-MS è inaffidabile a causa di morfologie campione eterogeneo e distribuzione dell'analita. Un esempio ben noto è i campioni preparati con una matrice MALDI (DHB) 2,5-dihydroxybenzoic acid. Quando DHB è cristallizzato lentamente sotto ambiente, nella misura di incorporazione di analita in cristalli di matrice è imprevedibile, perché risultanti campioni presentano morfologie irregolari. Tali campioni normalmente consistono di grandi cristalli aghiformi e fine. Quando DHB è preparato utilizzando un solvente volatile e/o una piastra riscaldata campione, a rapida essiccazione provoca cristalli fini più omogenee e migliori risultati quantitativi8,9,10. Questa tecnica è conosciuta come "ricristallizzazione" dei campioni MALDI. Il miglioramento è attribuito alla migliore integrazione degli analiti in cristalli di matrice fine durante il processo di cristallizzazione veloce. Abbiamo anche dimostrato che l'ambiente di preparazione del campione di regolazione ridotto l'eterogeneità del segnale del carboidrato e miglioramento dei risultati quantitativi11,12. I risultati in questi lavori suggeriscono che la morfologia del campione è un fattore critico nel determinare la qualità del segnale del carboidrato. Per sviluppare una strategia generale per analisi giornaliera, è necessario un metodo di riforma efficiente dei campioni che fornisce i carboidrati migliorata sensibilità.

Abbiamo sistematicamente esaminato la correlazione tra sensibilità di morfologia e carboidrati campione in MALDI-MS in un recente rapporto13. I risultati ottenuti utilizzando diversi importanti carboidrati e visualizza matrici che il potenziamento del segnale migliore è soddisfatta di ricristallizzazione secchi campioni MALDI. La morfologia dei campioni preparati con il metodo convenzionale secchi gocciolina (DD) è riformata mediante ricristallizzazione veloce con metanolo (MeOH). I protocolli di preparazione del campione dettagliate sono dimostrati qui. Il protocollo è costituito da tre passaggi principali, tra cui campione piatto precondizionamento, deposizione di campione e ricristallizzazione e analisi di spettrometria di massa. I carboidrati utilizzati includono sialyl-lewis (SLeA) e maltoheptaose (MH). DHB viene utilizzato come una matrice di modello. I risultati mostrano che l'intensità del segnale del carboidrato e della distribuzione spaziale nettamente migliorata dopo ricristallizzazione. Tale metodo può essere applicato ai campioni di altre matrici popolari, tra cui 2, 4,6-trihydroxyacetophenone (THAP) e l'acido α- ciano-4-idrossicinnamico. Questo metodo serve come un approccio generale che può essere facilmente integrato nella routine di laboratorio per l'analisi del carboidrato.

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Protocol

1. campione piatto precondizionamento

  1. Pulizia del piatto del campione
    1. Indossare guanti in nitrile per evitare la contaminazione del piatto del campione durante la pulizia.
    2. Lavare a mano piatto del campione ad 100,0 mL di soluzione detergente (1,0 mg/mL).
    3. Lavare a mano piatto del campione con acqua distillata deionizzata (DDW).
    4. Sciacquare la superficie della piastra campione con 30,0 mL di MeOH.
    5. Mettere il piatto di campione in un becher da 600 mL e riempire con DDW fino al piatto del campione è completamente immerso in acqua.
    6. Porre il becher in un ultrasuoni bagno (Vedi tabella dei materiali) e Sonicare piatto del campione per 15 min (200 W, 40 kHz).
    7. Togliere il piatto di campione e saltare le gocce dell'acqua usando azoto pressurizzato.
    8. Cassetta di 0,2 µ l di MeOH sul piatto del campione per verificare se MeOH si diffonde ad altre zone.
      Nota: Se MeOH si fonde con altri punti, ripetere i passaggi 1.1.3-1.1.5; in caso contrario, procedere al passaggio successivo.
  2. Regolazione della temperatura della camera di essiccazione
    1. Utilizzare una camera di essiccazione in condizioni stazionarie ad per asciugare le goccioline, come descritto in precedenza11,12,13. In particolare, utilizzare la procedura dettagliata descritta ai punti 2.1-2.5 di Ou, Y.-M. et al. 201612. Brevemente:
      1. Spurgare la camera di essiccazione di azoto a temperatura ambiente ad un flusso costante di mantenere un ambiente di bassa umidità relativa.
      2. Mantenere il costante di temperatura piastra campione a regolari - (25 ° C) o condizioni ad asciugatura rapida (50 ° C), regolata da un blocco di rame temperatura controllata nella camera di essiccazione.
  3. Preparazione delle soluzioni di matrice e dell'analita
    1. Preparazione delle soluzioni di matrice
      1. Sciogliere DHB in 50% acetonitrile (ACN): 50% DDW per preparare una soluzione 0,1 M.
    2. Preparazione degli analiti di carboidrati
      1. Sciogliere SLeA in DDW per preparare una soluzione di M 10-4 .
      2. Sciogliere MH in DDW per preparare una soluzione di 10-4 M.

2. campione deposizione e ricristallizzazione

Nota: Le procedure ottimizzate per l'analisi di quantità piccole e regolari di campioni sono descritte qui. Assicurarsi che la temperatura della piastra del campione è stabilizzata alla temperatura desiderata prima di depositare le soluzioni. Se il campione si estende su una vasta area per coprire altri punti campione durante ricristallizzazione, preparare un nuovo campione o ripetere il punto 1.1.

  1. Per l'analisi di una piccola quantità (0,1 µ l) di campione
    Nota:
    i passaggi seguenti sono stati sviluppati per minimizzare il consumo di campione ed il tempo. È adatto per l'analisi quantitativa di campioni reali con una quantità limitata o rapido IMS per l'analisi di quantificazione.
    1. Premix 0,25 µ l di soluzione DHB e 0,25 µ l di SLeA o MH in un tubo del microcentrifuge.
    2. Vortice della soluzione mista utilizzando un miscelatore vortex per 3 s.
    3. Rotazione verso il basso la soluzione mista in una mini centrifuga per 2 s (2000 x g).
    4. Utilizzare una pipetta per disegnare fuori 0.1 µ l della soluzione premiscelata e deposito immediatamente sul piatto del campione.
      Nota: Depositando una piccola quantità di campione, Non si deve mantenere la soluzione premiscelata nella punta della pipetta per oltre 10 s.
    5. Attendere che il campione ad asciugare. Tempi di essiccazione tipici sono elencati nella tabella 1.
    6. Utilizzare una pipetta per depositare 0,2 µ l di MeOH destra nel punto campione essiccato. Otterrà il campione umido e asciugare immediatamente.
      Nota: Garantire che la procedura di deposizione è finita in 3 s per evitare la perdita di evaporazione significativo di MeOH.
    7. Esaminare il campione utilizzando un microscopio. Se le morfologie di cristallo non sono come previsto (Vedi Figura 1 per esempio di risultati desiderati), ripetere i passaggi 2.1.1-2.1.6 a preparare un nuovo campione.
    8. Indossare guanti in nitrile e togliere con attenzione il piatto di campione dal vano di asciugatura.
  2. Per l'analisi di una quantità normale (1 µ l) di campione
    Nota: I passaggi seguenti sono sviluppati per massimizzare l'omogeneità dei campioni di carboidrati con tipicamente utilizzate quantità di campione MALDI. Il processo è adatto di routine e analisi quantitative. Il processo di ricristallizzazione ridistribuisce campioni e matrici in modo uniforme ad aree più grandi.
    1. Premix 2,5 µ l di soluzione DHB e 2,5 µ l SLeA o MH in un tubo del microcentrifuge.
    2. Vortice la soluzione premiscelata con un miscelatore vortex per 5 s.
    3. Rotazione verso il basso la soluzione mista in una mini centrifuga per 2 s (2000 x g).
    4. Utilizzare una pipetta per disegnare fuori 1,0 µ l della soluzione premiscelata e deposito immediatamente sul piatto del campione.
      Nota: non uso il restante premiscelato soluzione nuovamente dopo aver depositato i campioni.
    5. Attendere che il campione ad asciugare. Tempi di essiccazione tipici sono elencati nella tabella 1.
    6. Utilizzare una pipetta per depositare 1,5 µ l di MeOH destra nel punto campione essiccato. Otterrà il campione umido e asciugare immediatamente.
      Nota: Nei casi con la temperatura della piastra campione alto (50 ° C), il passo di ricristallizzazione dovrebbe essere fatto entro 5 s per minimizzare evaporazione di MeOH in punta della pipetta.
    7. Esaminare il campione utilizzando un microscopio. Se le morfologie di cristallo non sono come previsto (Vedi Figura 1 per esempio di risultati desiderati), ripetere i passaggi 2.2.1-2.2.6 a preparare un nuovo campione.
    8. Indossare guanti in nitrile e togliere con attenzione il piatto di campione dal vano di asciugatura.

3. dati di spettrometria di massa di acquisizione e analisi

Nota: L'analisi viene eseguita utilizzando uno spettrometro commerciale di massa tempo di volo (Tabella materiali) dotato di una sorgente di ioni MALDI. Lo strumento è gestito dal software di controllo specifici (Tabella materiali) con energia di laser e ritardo di estrazione pre-ottimizzati. Gli spettri sono registrati in modo lineare con un intervallo di massa di m/z = 0 – 1500. Piatto del campione potenziale è ± 25 keV e ogni spettro medie 10 colpi di laser. Gli utenti devono condurre strumento Ottimizzazione e analisi dei campioni utilizzando software compatibile e seguire le istruzioni del fabbricante dello strumento.

  1. Aprire il software di controllo dello strumento (Vedi Tabella materiali).
  2. Inserire la piastra campione lo spettrometro di massa.
  3. Selezionare il metodo di acquisizione di dati pre-ottimizzati nel software.
  4. Registrare l'area intero campione per IMS utilizzando il software di imaging (Vedi Tabella materiali).
    Nota: Saltare questo passaggio se non facendo IMS.
  5. Avvia acquisizione dati in modalità batch del software di controllo.
  6. Tracciare le immagini dello ione utilizzando il software di imaging al termine dell'acquisizione dei dati.
  7. Analisi di spettri di massa utilizzando software di analisi (Vedi Tabella materiali) se i dati vengono registrati senza un'immagine di ioni.

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Representative Results

Immagini di SEM rappresentative di SLeA mescolano con DHB preparato usando DD e ricristallizzazione metodi sono illustrati nella Figura 1. Una tipica morfologia DHB come preparato con il metodo DD è grandi cristalli aghiformi a cerchio e belle strutture cristalline nel centro di punti campione. Le lunghezze tipiche di tali cristalli aghiformi sono ~ 100 µm. Dopo ricristallizzazione da MeOH, il campione ha una più grande zona coperta uniformemente con fiocco-come i cristalli pregiati. Le lunghezze dei cristalli "fiocco" sono circa 20-50 µm. Recrystallized campioni forniscono più grandi aree di superficie efficace rispetto a quelli prodotti dai campioni convenzionali DD.

I risultati IMS indicano che fiocco-come i cristalli di solito provocare maggiore intensità di segnale di carboidrati e una più omogenea distribuzione spaziale. In campioni convenzionali DD, segnali dello ione del carboidrato sono distribuiti principalmente alla periferia di punti campione. La figura 2 Mostra risultati IMS di SLeA e MH con e senza MeOH ricristallizzazione. Dopo ricristallizzazione, la distribuzione di SLeA e MH segnali partita bene con l'immagine di campo chiaro di esempio macchie. Inoltre, tutti i carboidrati ricristallizzato campioni mostrano miglioramenti significativi nell'intensità del segnale sopra quei risultati ottenuti dai campioni di DD. A causa della maggiore intensità di segnale e omogeneità, ricristallizzazione contrassegnato migliora la qualità dei dati in analisi quantitativa.

Migliorare l'intensità del segnale dei carboidrati mediante ricristallizzazione è efficace per entrambe le modalità ioni positivi e negativi. Figura 3 confronta l'intensità del segnale di sodiated (modalità ioni positivi) e carboidrati (modalità ioni negativi) deprotonated di ricristallizzato campioni rispetto a quella dei campioni DD. In media, ricristallizzazione di SLeA e MH campioni aumenta sodiated segnali da fattori di 3.9 e 3.3, rispettivamente. Per deprotonated SLeA, segnale dello ione è migliorato in genere da un fattore di circa 4.7 dopo ricristallizzazione.

Figure 1
Figura 1. Immagini di SEM di SLeA preparati con matrice DHB. i campioni sono preparati con metodi secchi di gocciolina e ricristallizzazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2. Risultati rappresentativi della spettrometria di massa di immagine di SLeA e MH preparato con secchi metodi gocciolina e ricristallizzazione. Ione immagini rappresentano distribuzioni di analiti sodiated o deprotonato. Tutte le immagini di campo chiaro e ioni vengono visualizzate nella stessa scala. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3. Intensità del segnale del carboidrato ottenuta con metodi di preparazione del campione diverso. Barre nere: sodiated SLeA (m/z: 843); barre rosse: deprotonato SLeA (m/z: 819); barre blu: sodiated MH (m/z: 1175). Barre di errore rappresentano deviazioni standard. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Campione Piatto del campione
temperatura (° C)
Quantità di campione
(Μ L)
Campione di essiccazione
tempo (s)
MeOH essiccazione
tempo (s)
Area campione corretto
espansione dopo
ricristallizzazione (%)
SLeA 25 0.1 100-150 < 5 0-200
1 300-350 < 10
MH 0.1 100-150 < 5
1 200-350 < 10
SLeA 50 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10
MH 0.1 < 5 < 5
1 < 10 < 10

Tabella 1. Parametri sperimentali e condizioni di essiccazione sotto campione diverso piastra temperatures.x

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Discussion

Eterogeneità di campione è che un problema cruciale in MALDI-MS. DD è il più diffuso metodo di preparazione del campione, ma i cristalli risultanti sono altamente eterogenei. Tali campioni mostrano riproducibilità povero segnale shot-to-shot e campione a campione. Di conseguenza, alla ricerca di "sweet spot" in aree campione durante l'acquisizione dei dati è una procedura comune in esperimenti di MALDI. Tali campioni eterogenei non sono adatti per quantificazione in analisi di routine.

Nello studio corrente, morfologia del campione MALDI è ottimizzata mediante ricristallizzazione. Il miglioramento nell'intensità del segnale del carboidrato e stabilità dei dati mediante ricristallizzazione è attribuito a una migliore integrazione tra carboidrati e matrici. Grazie alle proprietà idrofile della maggior parte dei carboidrati e matrici, MeOH efficientemente può disintegrarsi carboidrati e cristalli MALDI. Osservazione Mostra che la deposizione e rapida evaporazione di MeOH riforme grandi cristalli aghiformi di DHB in piccole scaglie-come le strutture cristalline. Questo processo inoltre riduce al minimo la segregazione di campione e aumenta la superficie. Secondo i dati IMS, i cristalli riformati forniscono un migliore microambiente per ionizzazione di carboidrati. In particolare, l'utilizzo della camera di asciugatura è di fornire una condizione di riferimento precisamente controllati parametri sperimentali. Per analisi di routine, generale MS gli utenti possono seguire i protocolli sotto un ambiente per ottenere risultati simili di valorizzazione.

Potenziamento del segnale mediante ricristallizzazione può essere anche dovuto un aumento in superficie effettiva, poiché MALDI è dominato da reazioni chimiche superficiali14,15. La correlazione tra l'intensità del segnale ed efficace superficie di cristalli MALDI è stata studiata per preparare i campioni sotto campione diverso piastra temperature11,12. In confronto ad un grande cambiamento nel formato di cristallo utilizzando il metodo di ricristallizzazione, regolazione fine della dimensione dei cristalli può avvenire regolando la temperatura della piastra del campione durante la goccia processo di essiccazione. Quando si utilizza THAP come una matrice, la dimensione media dei cristalli aghiformi di THAP riduce 10 volte quando si riduce la temperatura della piastra campione di 40 ° C. Le osservazioni mostrano che l'intensità del segnale di carboidrati aumenta al diminuire cristallo dimensione13. Tuttavia, riducendo la temperatura della piastra del campione è inadatto per analisi di routine, perché non può cambiare la morfologia del DHB in modo efficiente e richiede tempi di lunga preparazione.

Per garantire il miglior risultato di ricristallizzazione, processi di preparazione devono essere eseguiti con cura. In primo luogo, miscele campione fresco forniscono la migliore valorizzazione di segnale utilizzando il metodo di ricristallizzazione. Una volta soluzioni premiscelati sono esposti per l'ambiente circostante, pre-cristallizzazione avviene nella soluzione, che cambia il finale cristallo, dimensioni e morfologia. Un tale cambiamento di morfologia è presumibilmente a causa di un cambiamento nel rapporto matrice/analita. Le osservazioni mostrano che ricristallizzazione di tali campioni non possono fornire il potenziamento del segnale migliore. Di conseguenza, la procedura di pipettaggio deve essere utilizzata con alta efficienza per proteggere la goccia di campione da pre-cristallizzazione all'interno la punta della pipetta. In secondo luogo, una quantità adeguata di MeOH dovrebbe essere applicata ai campioni di riforma completamente. Durante il processo di ricristallizzazione, MeOH deve essere depositato più rapidamente possibile per evitare la perdita di evaporazione considerevole per la superficie del campione. Cristalli MALDI campione non si dissolvono completamente se il volume di MeOH depositato non è sufficiente. Al contrario, un grande volume di MeOH sarà sparso e ridurre la densità dei campioni. Si raccomanda di osservare morfologie di campione al microscopio per garantire che le morfologie di cristallo sono riformate correttamente prima analisi MS. Se morfologie di cristallo non sono completamente alterate (Vedi Figura 1 e tabella 1 per riferimento), è necessario preparare un nuovo campione con le stesse procedure.

Il miglior approccio di analisi quantitativa in MALDI-MS sta analizzando campioni riformati con IMS. Anche se la riforma minimizza significativamente eterogeneità del campione, l'intensità del segnale di analiti in diverse aree ancora può variare (Figura 2). In confronto con esame manuale delle posizioni campione selezionato, analisi delle aree campione intero con IMS medie fuori incertezze e variazione dei dati. Le osservazioni mostrano che ricristallizzazione dei campioni preparati con un normale quantità (1,0 µ l di soluzione di campione) fornisce l'omogeneità del campione superiore del carboidrato in analisi quantitativa (punto 2.2). Tuttavia, analisi IMS di tali campioni consuma più tempo di analisi rispetto al metodo di esame manuale. Per ottenere un'analisi rapida IMS, preparazione dei campioni utilizzando soluzioni di 0,1 µ l campione (punto 2.1) può produrre piccole aree campione e ridurre i tempi di analisi.

Dalla ricristallizzazione di campioni MALDI fornisce morfologia superiore campione per sensibile e analisi quantitativa in MALDI-MS. Il principio di base dietro questo metodo è chiaramente dimostrato. I processi sperimentali sviluppati in questo lavoro sono comodi ed efficaci per le generali condizioni sperimentali. Questi processi sperimentali possono essere applicati facilmente per le analisi di routine senza extra costo.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgments

Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Reagent
Detergent powder Alconox 242985
Methanol Merck 106009
Acetonitrile Merck 100003
2,5-dihydroxybenzoic acid (DHB) Alfa Aesar A11459
sialyl-lewis A (SLeA) Sigma-Aldrich S1782
Maltoheptaose Sigma-Aldrich M7753
Pipette tips Mettler Toledo 17005091
Microcentrifuge tube Axygen MCT-150-C
Equipment
Milli-Q water purification system Millipore ZMQS6VFT1
Powder-free nitrile gloves Microflex SU-690
600 mL beaker Duran 2110648
Ultrasonic cleaner Delta DC300H
Hygrometer Wisewind 5330
Nitrogen gas flowmeter Dwyer RMA-6-SSV
K-type thermocouples Digitron 311-1670
Vortex mixer Scientific Industries  SI-0236
Mini centrifuge Select BioProducts Force Mini 
Pipette Rainin pipet-lite XLS
Stereomicroscope Olympus SZX16
Temperature controllable drying chamber This lab
Ultraflex II TOF/TOF mass spectrometer Bruker Daltonics
MTP 384 target plate polished steel BC Bruker Daltonics 8280781
Flexcontrol Version 3.4 Bruker Daltonics Control software
Fleximaging Version 2.1 Bruker Daltonics Imaging software
Flexanalysis Version 3.4 Bruker Daltonics Analysis software

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Holme, D. J., Peck, H. Analytical Biochemistry. 3rd edn, Addison Wesley Longman Limited. (1998).
  2. Costello, C. E. Time, life ... and mass spectrometry - New techniques to address biological questions. Biophysical Chemistry. 68, (1-3), 173-188 (1997).
  3. Caroff, M., Karibian, D. Structure of bacterial lipopolysaccharides. Carbohydrate Research. 338, (23), 2431-2447 (2003).
  4. Marvin, L. F., Roberts, M. A., Fay, L. B. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry in clinical chemistry. Clinica Chimica Acta. 337, (1), 11-21 (2003).
  5. Harvey, D. J. Matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry of carbohydrates. Mass Spectrometry Reviews. 18, (6), 349-450 (1999).
  6. Ciucanu, I., Kerek, F. A simple and rapid method for the permethylation of carbohydrates. Carbohydrate Research. 131, (2), 209-217 (1984).
  7. Lamari, F. N., Kuhn, R., Karamanos, N. K. Derivatization of carbohydrates for chromatographic, electrophoretic and mass spectrometric structure analysis. Journal of Chromatography B. 793, (1), 15-36 (2003).
  8. Nishikaze, T., Amano, J. Reverse thin layer method for enhanced ion yield of oligosaccharides in matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 23, (23), 3787-3794 (2009).
  9. Williams, T. I., Saggese, D. A., Wilcox, R. J., Martin, J. D., Muddiman, D. C. Effect of matrix crystal structure on ion abundance of carbohydrates by matrix-assisted laser desorption/ionization Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 21, (5), 807-811 (2007).
  10. Nicola, A. J., Gusev, A. I., Proctor, A., Jackson, E. K., Hercules, D. M. Application of the fast-evaporation sample preparation method for improving quantification of angiotensin II by matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Communications in Mass Spectrometry. 9, (12), 1164-1171 (1995).
  11. Lai, Y. H., et al. Reducing Spatial Heterogeneity of MALDI Samples with Marangoni Flows During Sample Preparation. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 27, (8), 1314-1321 (2016).
  12. Ou, Y. -M., et al. Preparation of Homogeneous MALDI Samples for Quantitative Applications. Journal of Visualized Experiments. (116), e54409 (2016).
  13. Lee, H., et al. Enhancing carbohydrate ion yield by controlling crystalline structures in matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. Analytica Chimica Acta. 49-55 (2017).
  14. Allwood, D. A., Perera, I. K., Perkins, J., Dyer, P. E., Oldershaw, G. A. Preparation of 'near' homogeneous samples for the analysis of matrix-assisted laser desorption/ionisation processes. Applied Surface Science. 103, (3), 231-244 (1996).
  15. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Applied Surface Science. 127, (Supplement C), 226-234 (1998).

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