I Vivo Elektrofysiologiske måling av sammensatte muskel handling potensial fra Forelimbs i musen modeller av Motor Neuron degenerasjon

Neuroscience
 

Summary

Måling av nerve ledning er en nyttig verktøyet å vurdere musen modeller av neurodegeneration men det er ofte bare brukt for å stimulere sciatic nerve i hindlimbs. Her beskriver vi en teknikk for å måle sammensatte muskel handling potensial (CMAP) i vivo i musen forlemen muskler innerveres av plexus brachialis.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Pollari, E., Prior, R., Robberecht, W., Van Damme, P., Van Den Bosch, L. In Vivo Electrophysiological Measurement of Compound Muscle Action Potential from the Forelimbs in Mouse Models of Motor Neuron Degeneration. J. Vis. Exp. (136), e57741, doi:10.3791/57741 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Vurdere funksjonaliteten til nerve axon gir detaljert informasjon om utviklingen av nevromuskulære lidelser. Elektrofysiologiske recordings gi en følsom tilnærming for å måle nerve gjennomføring hos mennesker og gnager modeller. For å utvide det tekniske muligheter for Elektromyografi i mus, beskrives måling av sammensatte muskel handling potensialer (CMAPs) fra brachialis nerve i forlemen bruker nål elektroder her. CMAP innspillinger etter stimulere sciatic nerve i hindlimbs har vært beskrevet tidligere. Den nylig introduserte metoden gir her evalueringen av nerve ledningsevne på et ekstra område, og dermed gir en dypere oversikt over nevromuskulær funksjonaliteten. Teknikken gir informasjon på både den relative antallet funksjonelle axons og myelination nivå. Denne metoden kan dermed brukes til å vurdere både axonal sykdommer samt demyeliniserende forhold. Denne minimal invasiv metoden krever ikke utvinning av nerve og derfor er det egnet for gjentatte målinger for langsgående oppfølging i samme dyret. Lignende opptak utføres i klinisk oppsett å understreke translasjonsforskning relevansen av metoden.

Introduction

Elektrofysiologi brukes som et diagnostisk verktøy i nevromuskulære lidelser som motor neuron sykdommer, plexopathies, neuropathies, nevromuskulær krysset lidelser og myopathies. I amyotrofisk lateral sklerose (ALS), der påvirkes hovedsakelig motor neurons, gjenspeiles axonal skade og muskler lammelser1 i redusert CMAP amplituder på nerve gjennomføring studier (NCS). Charcot-Marie-Tooth sykdom (CMT) kan både axonal degenerasjon og demyelinisering anslås i eksterne nerver bruker sokkel2. Denne teknikken kan brukes for å bekrefte diagnosen også for å vurdere sykdom progresjon3,4. SOKKEL aktiverer estimering av axonal patologi, som er utledet fra omfanget av handlingen potensial amplituden5, og omfanget av demyelinisering - som resulterer i redusert ledning hastighet, forlenget distale ventetider eller gjennomføring blokker 6.

CMAP måling er en rask og følsom å evaluere nerve gjennomføring både mennesker og mus. Mens pasienter norsk utføres rutinemessig på flere steder for å registrere ulike nerver og muskler, i mus, utføres vanligvis CMAP målene bare for sciatic nerve å vurdere nerve funksjonalitet i hindlimbs. Men i enkelte dyrestudier ville det være en fordel å post CMAP både i forgrunnen- og hindlimbs, for eksempel å følge differensial sykdomsprogresjon mellom forgrunnen- og hindlimbs i ALS musen modeller.

Her introduserer vi en metode for registrering av CMAPs fra forelimbs mus med nål elektroder. I tillegg tilbyr vi en tilnærming for å måle CMAPs fra hindlimbs, likeså med nål elektroder. Måling av CMAPs fra hindlimbs med ring elektroder presentert tidligere7,8. Innspillingen av CMAPs med nål elektrodene er en rask måling metode, det krever ikke barbere av pelsen og fremgangsmåten for å måle både hind- og forelimbs tar bare 10 minutter per dyr for en erfaren forsker. Videre er denne minimal invasiv tilnærming mulig for gjentatte målinger tillate langsgående oppfølging av flere nerver i dyr.

Protocol

Alle dyrene ble plassert under standard betingelser i henhold til retningslinjene KU Leuven - Universitetet i Leuven og tilknyttede europeiske retningslinjene (EU-direktiv 2010/63/EU for dyreforsøk). Alle dyreforsøk ble godkjent av lokale etiske komiteen KU Leuven.

1. dyr forberedelse og anestesi

  1. Indusere anestesi i musen med isoflurane/oksygen innånding. Bruk 4% av isoflurane for induksjon av av bedøvelsen og 2-3% for vedlikehold på 2,5 L/min flyt av oksygen. Juster isoflurane prosenten for vedlikehold av anestesi i henhold til vilkår av musen, dvs, lite og svakt mus krever mindre bedøvelse. Bekreft tilstrekkelig anestesi f.eksved å bruke mildt press hindlimb gå pad å sjekke fraværet av en smerte uttak refleks.
  2. Kontroll musen kroppstemperaturen bruker en termostatstyrt varmeplaten på 37 ° C for å forhindre reduksjon av kroppstemperatur under anestesi.
  3. Tilpass musen med nosecone for vedlikehold av av bedøvelsen. Kontroller at dyret har tilstrekkelig levering av oksygen ved å kontrollere at nosecone ikke blokkerer airways og at dyret er puste jevnt.
  4. Under innspillingen, overvåke om musen er tilstrekkelig anesthetized ved å observere pustefrekvens (ca 1 Hz i anestesi) og fravær av en tilbaketrekning refleks på mildt press. Øke isoflurane konsentrasjonen manuelt hvis anestesi ikke er dypt nok.
  5. Etter målinger, la musen for å gjenopprette på varmeplaten eller i varmen av en infrarød lampe før det har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal recumbency, for ca 2-5 min. Ikke la musen uten tilsyn og i selskap med andre mus før det er helt gjenopprettet etter anestesi.

2. måling av CMAP i Hind- og Forelimbs

Figure 1
Figur 1. Plassering av elektrodene for CMAP målinger. Plasseringen av elektrodene er presentert for hind-(A) og forelimbs (B). Elektrodene er nummerert som følger: 1: anode og 2: katoden stimulere elektroder, 3: aktive elektrode, 4: referanse elektrode og 5: jordelektroden. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Bruk 27 G nål elektrodene for hindlimb og forlemen CMAP målinger. Se figur 1 for anbefalte steder av elektroden posisjonering.
  2. Fest elektrodene på hindlimb som følger.
    1. Plass musen på varmeputen i liggende stilling. Utvide hindlimb på kneet og fest labben på arbeidsgruppen overflaten med teip (figur 1A).
    2. Plasser stimulerende elektrodene subcutaneously på begge sider av ischias hakket med en avstand på ca 2 cm (1 = anode og 2 = katode) mellom elektrodene. Løft huden til å sette inn nålen vinkelrett gjennom huden og skyv ca 5 mm nålen under huden uten punktering underliggende musklene.
    3. Tilsvarende sett opptak elektroden (3) subcutaneously justere gastrocnemius muskelen. Sett inn referanse elektroden (4) subcutaneously ved akillessene i en 30-graders vinkel og la 2-5 mm nålen under huden. Sted på bakken elektroden (5) subcutaneously på siden av musen på en lignende måte som stimulerende elektrodene, men plasseringen av denne elektrode er ikke kritisk for måling.
  3. Fest elektrodene på forelimbs som følger.
    1. Plasser musen på varmeputen i supine posisjon og bruke teip til å utvide både forelimbs på sidene av kroppen (figur 1B).
    2. Plasser stimulerende elektrodene (1 = anode og 2 = katode) subcutaneously på begge sider av forlemen å justere med brachialis nerve. Løft huden til å sette inn nålen vinkelrett gjennom huden og skyv ca 5 mm nålen under huden uten punktering underliggende musklene.
    3. Plass opptak elektroden (3) subcutaneously på biceps brachii muskel ved å løfte huden. Plasser referanse elektrode (4) på gangavstand pads i 3 mm dybde i 30-graders vinkel. Plass bakken elektroden (5) subcutaneously på siden av musen.
      Merk: Elektrodene er i nærheten av hverandre i dette oppsettet. Hindre at elektrodene berøre hverandre som dette forvrenger innspillingen.

3. datainnsamling

  1. Start stimulering ved å trykke knappen tilbakevendende stimulans i kontrolleren enheten og slå intensitet Kontroller bryteren til å øke stimulans. Stimulere alle axons 1 puls/s med 0,1 ms stimulans varighet. Velg riktig hyppighet og varighet fra dropdown menyer i programvaren.
  2. Nå supramaximal stimuli (5-20 mA, i demyeliniserende forhold til 60 mA), bruke økende stimuli ved snu intensitet kontroller knotten til amplituden til CMAP svaret opphører å øke. Derfra videre øke stimulans med 20% slik at CMAP amplituden har nådd sitt maksimale svar. Avslutte stimulering ved å trykke knappen tilbakevendende stimulans igjen.
  3. Bruk verktøyet markør til å angi følgende punkter i opptaket: innvielsen av stimulans, initiering svar, maksimal positivt topp og maksimal negative topp (figur 2).
  4. Avgjøre ventetiden (i ms) som en forsinkelse fra initiering av stimulans initiering av svar (figur 2). Definere initiering av svaret som det første punktet der amplituden begynner å øke. Bruk ventetid for å evaluere demyelinisering i axons.
  5. Mål for amplituden (mV) fra den maksimale negativt maksimum positiv topp (figur 2). Bruk omfanget av amplituden til å relatere antall funksjonelle axons.

Figure 2
Figur 2. Representativt bilde av CMAP svar. Beskrivende CMAP svar som indikerer punktene som brukes for beregning av amplituden og ventetid (A). Ventetid bestemmes forsinkelsen fra stimulering starten på CMAP svaret. Topp-til-peak amplitude måles fra maksimal negative til maksimum positiv toppen av bifasisk bølgen. Representant opptak av en sunn non-transgene dyr (B) og et sykt dyr med lengre ventetid og redusert amplitude (C). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Siden nøyaktig plassering av elektrodene kan påvirke utfallet verdien av innspillingen, erstatte elektrodene og måle den samme nerven for tre ganger bruke supramaximal stimulans for å sikre at den største responsen oppnås. Bruk gjennomsnittet av opptakene.

Representative Results

Elektrofysiologiske målinger av CMAPs med nål elektrodene er en minimal invasiv og veldig følsom å følge nevromuskulær funksjonen over tid. Teknikken er beskrevet kan her vurdering av forlemen nerve ledning i mus, og dermed gir innsikt i funksjonaliteten til nerve.

CMAP amplitudes og ventetider ble målt fra hind og forelimbs løpet sykdom i to musen modeller av ALS, SOD1-G93A9 og PrP-hFUS-WT310 (Figur 3), og i en musemodell av CMT, C61-PMP2211,12 (Figur 4). ALS musen modeller ble skapt av overuttrykte ALS-relaterte menneskelige gener, nemlig enten muterte SOD1 eller vill type Fu. Begge modeller utvikle mus ALS ligner progressiv motor neuron degenerasjon fører til lammelse. I ikke-transgene littermate kontroller endret CMAP amplituden til både hind- og forelimbs ikke over tid (figur 3A). På den annen side, CMAP amplituden på sciatic nerve fra hindlimb ble dramatisk redusert i SOD1-G93A mus, selv før symptomdebut rundt 60 dager (mens første motor symptomene er vanligvis observert i en alder av tre måneder)13 . Amplituden var 90 mV i den alderen i ikke-transgene (ikke-tg) littermates, mens SOD1-G93A mus var bare 30 mV. Det var bare minimal ytterligere nedgang i amplituden som sykdommen kommet til sent symptomatisk Stadium på 150 dager. Nedgangen i CMAP amplitude, og dermed degenerering av axons, ble utsatt i brachialis nerve av forelimbs sammenlignet sciatic nerve fra hindlimbs. I forelimbs, sykdomsprogresjon var også tydeligere som CMAP amplituden redusert fra 70 mV til 30 mV målt før og etter manifestasjonen av motor underskudd i disse musene.

I PrP-hFUS-WT3 musemodell av ALS, utbruddet av motor underskudd starter ca i en alder av 28 dager10, som sammenfaller med oppstart av nedgangen i CMAP amplituden. Dette er en mer akselererende sykdom modell som mus nå sluttstadiet ca i en alder av 65 dager. Nedgangen i CMAP amplituden oppstod raskere i sciatic nerve av hindlimb i forhold til brachialis nerve i forlemen, som indikerer en tidligere axonal degenerasjon i hindlimbs (figur 3D). Denne observasjonen støtter klinisk observasjon i begge modellene musen som hindlimbs er lammet spesielt tidligere enn forelimbs som fortsatt fungere opp på slutten stadier av sykdommen prosessen.

Generelt, var ventetiden fra stimulans til innvielse av handlingen potensialet kortere forelimbs sammenlignet med hindlimbs (figur 3B, E). Dette er bare på grunn av den kortere avstanden mellom den stimulerende og opptak elektrodene. Ventetid gir en indikasjon på hvilket myelination axons. Vår observasjon er at CMAP latencies er langvarig under sykdomsprogresjon i musen modeller av ALS, men ALS ikke er en demyeliniserende sykdom. Dette er mest sannsynlig på grunn av større, raskere gjennomføre motorisk axons.

C61-PMP22 mus overexpressing 3-4 kopier av den menneskelige PMP22 og heterozygot musene recapitulate en svært mild CMT1A sykdom fenotypen med milde demyelinisering og redusert CMAPs, men ingen synlige fenotypen11,12. I 1,5-2 års alder C61-PMP22 mus, CMAP amplituder reduseres og ventetider langvarig både i hindlimbs og forelimbs (Figur 4). Representant opptakene viser redusert amplitude og forsinket respons i forhold til et opptak fra en sunn emne presenteres i figur 2CB, henholdsvis. Den CMAP latencies i forelimbs påvirkes ikke så mye som i bakbeina. Dette stemmer overens med CMT1A pasienter, som ofte pasienter har sterkt redusert eller uoppdagbar CMAPs i nedre lemmer på grunn av patofysiologiske natur CMT som en lengde-avhengige lidelse14. I tillegg er graden av sykdommens alvorlighetsgrad korrelert med CMAP amplitude, i stedet for ventetid eller gjennomføring hastigheten som amplituder korrelerer med graden av axonal integritet14,15. Likevel viser resultatene at denne metoden er følsom nok for Finn demyeliniserende prosessen som dem i CMT1A.

Variasjon i amplituden og ventetid var lavest i ikke-transgene grupper (koeffisient av variasjon 2-15% til 1-13% henholdsvis). I alle transgene tilfeller var det mer variasjon i målinger (variasjonskoeffisienten amplituden 8-51% og ventetid 1-21%), som sannsynligvis er forårsaket av forskjeller i sykdomsprogresjon blant dyrene. I alle tilfeller lignet variasjonen i hind- og forelimbs. Variasjonen i bruk av p og overflate elektrodene er rapportert å være lik16.

Nødvendige stimulans intensiteter ikke varierer sterkt mellom ikke-transgene og ALS modeller (Figur 3 c, F). Likeledes den nødvendige stimulans å nå supramaximal stimulans i disse tilfellene var lignende for forgrunnen- og hindlimbs og varierte mellom 5-12 mA. I CMT, behovet for økt stimulans intensiteter har vært anerkjent17 og samme fenotypen ble sett i C61-PMP22 mus (figur 4C). Fenomenet har blitt forklart av økt elektrisk impedans hypertrofisk endoneurial endringer17.

For å bekrefte at CMAP amplituden innspilt fra forelimbs skyldtes nervestimulering og ikke muskelstimulasjon, utført vi ensidige delvis axotomy på brachialis nerve i 5 måneder gamle ikke-transgene C57BL/6Jax mus (mannlige og kvinnelige) ( Figur 5). Axotomy redusert CMAP amplituden 90 mV til 20 mV, som indikerer at de fleste av axons ble frakoblet i operasjonen. Var det ingen endring i amplituden i kontralateral forlemen eller i hindlimbs. Resultatet indikerer sterkt at svaret i biceps brachii skyldtes nervestimulering og ikke er resultatet muskelstimulasjon.

Figure 3
Figur 3. CMAP amplitude, ventetid og nødvendige stimulans sykdom kurset i hind - og forelimbs i ALS mouse modeller. SOD1-G93A (A-C) og PrP-hFUS-WT3 (D-F) transgene (tg) mus og ikke-transgene (ikke-tg) littermates ble målt ved utbruddet av motor symptomene, symptomatisk scenen, og i den sen-symptomatisk fasen av sykdommen prosessen, i alderen 57, 91 og 147 dager (d) eller på 29, 38 og 53 dager for SOD1-G93A og PrP-hFUS-WT3 mus, henholdsvis. Svart: Ikke-transgene hindlimb, svarte streker: ikke-transgene forlemen, grå: transgene hindlimb, grå stiplede: transgene forlemen. Resultatene presenteres som betyr ± SD. amplituder (A, D) var stabil over tid i ikke-transgene dyr både i hind- og forelimbs. I transgene dyr minket amplituder i sykdommen prosessen. Ventetid (B, E) var mindre påvirket av sykdommen og store forskjeller ble observert mellom hind- og forelimbs, uavhengig av genotype. Variasjon i nødvendige stimulans (C, F) var minimal i alle grupper. SOD1-G93A n = 4 i alle grupper unntatt vs 147 d, N = 3. For PrP-hFUS-WT3 mus i aldersgrupper 29, 38 og 53 er N ikke-vs 4, 5 og 4 og vs 7, 5 og 3, henholdsvis. Symboler betegne forskjellen mellom grupper slik: *: ikke-vs-hindlimb vs vs hindlimb, #: ikke-vs forlemen vs vs forlemen, ¤: ikke-vs-hindlimb vs ikke-vs forlemen, grå *: vs hindlimb vs vs forlemen. Toveis VARIANSANALYSE med Tukey er flere sammenligninger test, *: p < 0,05, **: p < 0,01, ***: p < 0,001, ***: p < 0,0001. #: p < 0,05, ##: p < 0,01, ###: p < 0,001, ### : p < 0,0001. ¤: p < 0,05, ¤¤: p < 0,01, ¤¤¤: p < 0,001, ¤¤¤: p < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4. CMAP amplitude, ventetid og nødvendige stimulans i hind- og forelimbs i CMT1A mus. C61-PMP22 transgene (tg) mus og ikke-transgene (ikke-tg) littermates ble målt på 1,5-2 år. Amplituden (A) ble redusert både i hind- og forelimbs i transgene mus. Ventetid (B) ble forlenget i alle lemmer i CMT mus og selv subtil endring i forelimbs ble oppdaget med dette målet. Krav for stimulans intensitet (C) ble økt i C61-PMP22 mus, som ligner oppdaget fenotypen i CMT1A pasienter. Resultatene presenteres som betyr ± SD, for ikke-vs N = 4 og vs N = 3. Toveis VARIANSANALYSE med Sidak er flere sammenligninger test, **: p < 0,01, ***: p < 0,0001. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 5
Figur 5. Forlemen handling potensialer skyldes nervestimulering. For å utelukke muligheten som observerte CMAP svaret var forårsaket av muskelstimulasjon, ble (delvis) axotomy utført på brachialis nerve. CMAP amplitude (A) og ventetid (B) ble registrert før (pre) og 4 dager etter (post) axotomy av plexus brachialis i voksen ikke-transgene mus. Axotomy redusert CMAP amplituden indikerer at svaret skyldtes nervestimulering. Svart: hindlimb, grå: kontralateral forlemen, grå stiplede: ipsilateral forlemen. Resultatene presenteres som gjennomsnittlig ± SD, N = 2. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Discussion

Følsom opptak metoder er avgjørende for vurdere sykdomsprogresjon og spesielt effekten av en terapi i dyremodeller neuronal lidelser. Avgjøre CMAPs er en minimal invasiv elektrofysiologiske teknikk, som rutinemessig brukes i klinikker og eksperimentelle oppsett for å vurdere nerve ledning nevromuskulær og nevropatisk lidelser3,18. Her beskriver vi en ny søknad for CMAP opptak i mus for å måle nerve gjennomføring i brachialis nerve av forlemen. Presentert metoden gir en mer allsidig og detaljert langsgående vurdering av neuronal funksjon i musen modeller av neurodegeneration.

Spesielt i longitudinelle studier omsorg må tas for å minimere skade på vev nålen elektrodene er litt mer krenkende enn ring elektroder. En mulig ulempe metoden er skade fra piercing en nerve eller muskel. Men etter nøye subkutan plasseringen av elektrodene, kan skader og forstyrrelse av muskler og nerver forebygges. I motsetning til metoden bruker ring elektroder, krever ikke metoden presenteres her barbering av fur fra store deler av kroppen. Som en konsekvens, er det ingen ubehag eller effekt på thermoregulation for dyret.

Plasseringen av elektrodene er avgjørende for riktig og konsistent innspillingen CMAP amplitudes og ventetid. Det anbefales å flytte elektrodene og utføre to til tre målinger på hvert område for å bekrefte at maksimal stimulering og svar er oppnådd. Riktig opptak skal produsere bifasisk kurver som vist i figur 2. For å standardisere metoden, er ikke-transgene mus uten nerve skade de beste modellene å etablere korrekt og konsistent elektroden posisjonering for optimal stimulering. Gjenbrukbare nål elektrodene er egnet for gjentatt bruk hvis de er regelmessig sterilisert, f.eks med glutaraldehyde i 20 minutter mellom dyr og inspisert for skarphet.

I sunn voksen mus er CMAP amplituder med presentert metoden vanligvis 80-100 mV etter stimulerende sciatic nerve og plexus brachialis. Dette er spesielt større enn svarene målt med ring elektroder, fordi det er en høyere impedans forårsaket av huden for ring-elektroder som gir resultater av 20-40 mV8,19,20. I ALS musen modeller redusere CMAP amplituder etter stimulere sciatic nerve eller plexus brachialis i lammet lemmer til 10-30 mV. Omfanget av CMAP amplituden er mindre i ung dyrene siden CMAP amplituden øker under utvikling21.

Metoden som beskrives her er spesielt nyttig i musen modeller av ALS, som denervation, og påfølgende motor underskudd, utføres tidligere i hindlimbs enn i forelimbs13. I tillegg denervation oppdaget metoden reinnervation som bestemmes som forhindret eller tilbakestående nedgang i CMAP amplituden. Den dramatiske nedgangen i CMAP amplituden i musklene i hindlimbs allerede i en alder av symptomdebut hindrer oppfølgingen av ytterligere sykdomsprogresjon; som CMAP amplituder nå svært lave på et tidlig stadium av sykdommen, redusere de ikke ytterligere under sykdommen prosessen. Derimot axonal tap utvikler med lavere tempo i brachialis nerve av forelimbs og presenterer et mer følsomme alternativ for å måle sykdomsprogresjon over en lengre varighet av sykdommen. Videre kunne mindre degenerert forelimbs gi et mer potent område for å vurdere behandlingsmetoder som tar sikte på å styrke axonal funksjon.

Det er klart at presentert teknikken gir nye muligheter for karakterisering av musen modeller av nevromuskulære lidelser. CMAP innspillinger med nål elektroder fra ischias nerven og plexus brachialis er en rask og reproduserbar metode å vurdere axonal tap og demyelination i hind-så vel som forelimbs. Følsomheten til metoden gjør det mulig påvisning av axonal underskudd selv før kjente motor underskudd kan registreres, og dermed lar den tidlige kvantifiseringen av disse feilene. Videre at gjentatte testing reduserer antallet nødvendige dyr og gir en detaljert oversikt over utviklingen av nevromuskulær og nevropatisk sykdommer på ulike steder i en individuell dyr.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Denne forskningen har blitt støttet av KU Leuven ('Åpne fremtiden' og C1), fondet for vitenskapelig forskning Flandern (CVE-Vlaanderen), Thierry Latran stiftelsen, Association Belge contre les sykdommer Nevro-Musculaires (ABMM), muskeldystrofi Association (MDA), den og ALS Association og ALS Liga (Belgia). PVD holder en senior investigatorship av CVE-Vlaanderen. RP ble støttet av tilskudd fra den sentrale Remedial klinikk (CRC) Irland og støttes nasjonale Universitetet i Irland (NUI) og CVE.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir Technomed TE/S61-434 The Needle is 13 mm (0.51") in length, 0.4 mm (27G) in diameter
Natus electrodiagnostic system Natus Neurology UltraPro S100 EMG device
Synergy Natus Neurology version 20.1.0.100 EMG software for UltraPro S100
Physitem Controller Rothacher-Medical GmbH TCAT-2LV Heating pad
combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter with TEC 3 Vaporize Rothacher & Partner CV 30-301-D Isoflurane Vaporizer and flowmeter
Iso-Vet 1000 mg/g  Piramal Healthcare UK Limited AP/DRUGS/220/96 Isoflurane
SOD1-G93A mice The Jackson Laboratory #002726 ALS tg and non-tg control littermates, only females
PrP-hFUS-WT3 mice The Jackson Laboratory #017916  ALS tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females
C57BL/6Jax mice The Jackson Laboratory #000664 Non-tg mice for axotomy, male and female
C61-PMP22 mice Mouse line was generously donated  by Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, Göttingen, Germany). CMT tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Brown, R. H., Al-Chalabi, A. Amyotrophic Lateral Sclerosis. N Engl J Med. 377, (2), 162-172 (2017).
  2. Prior, R., Van Helleputte, L., Benoy, V., Van Den Bosch, L. Defective axonal transport: A common pathological mechanism in inherited and acquired peripheral neuropathies. Neurobiol Dis. 300-320 (2017).
  3. de Carvalho, M., et al. Electrodiagnostic criteria for diagnosis of ALS. Clin Neurophysiol. 119, (3), 497-503 (2008).
  4. Krajewski, K. M., et al. Neurological dysfunction and axonal degeneration in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A. Brain. 123, (Pt 7), 1516-1527 (2000).
  5. Raynor, E. M., Ross, M. H., Shefner, J. M., Preston, D. C. Differentiation between axonal and demyelinating neuropathies: identical segments recorded from proximal and distal muscles. Muscle Nerve. 18, (4), 402-408 (1995).
  6. Zielasek, J., Martini, R., Toyka, K. V. Functional abnormalities in P0-deficient mice resemble human hereditary neuropathies linked to P0 gene mutations. Muscle Nerve. 19, (8), 946-952 (1996).
  7. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Motor Unit Number Estimation (MUNE) Measuring Compound Muscle Action Potential (CMAP) in Mouse Hindlimb Muscles. J Vis Exp. (103), (2015).
  8. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. J Vis Exp. (86), (2014).
  9. Gurney, M. E., et al. Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation. Science. 264, (5166), 1772-1775 (1994).
  10. Mitchell, J. C., et al. Overexpression of human wild-type FUS causes progressive motor neuron degeneration in an age- and dose-dependent fashion. Acta Neuropathol. 125, (2), 273-288 (2013).
  11. Robertson, A. M., et al. Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A. J Anat. 200, (4), 377-390 (2002).
  12. Huxley, C., et al. Correlation between varying levels of PMP22 expression and the degree of demyelination and reduction in nerve conduction velocity in transgenic mice. Hum Mol Genet. 7, (3), 449-458 (1998).
  13. Turner, B. J., Talbot, K. Transgenics, toxicity and therapeutics in rodent models of mutant SOD1-mediated familial ALS. Prog Neurobiol. 85, (1), 94-134 (2008).
  14. Manganelli, F., et al. Nerve conduction velocity in CMT1A: what else can we tell. Eur J Neurol. 23, (10), 1566-1571 (2016).
  15. Cornett, K. M., et al. Phenotypic Variability of Childhood Charcot-Marie-Tooth Disease. JAMA Neurol. 73, (6), 645-651 (2016).
  16. Jacobson, W. C., Gabel, R. H., Brand, R. A. Surface vs. fine-wire electrode ensemble-averaged signals during gait. J Electromyogr Kinesiol. 5, (1), 37-44 (1995).
  17. Parker, V., Warman Chardon, J., Mills, J., Goldsmith, C., Bourque, P. R. Supramaximal Stimulus Intensity as a Diagnostic Tool in Chronic Demyelinating Neuropathy. Neurosci J. 2016, 6796270 (2016).
  18. Benoy, V., et al. Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease. Neurotherapeutics. 14, (2), 417-428 (2017).
  19. Xia, R. H., Yosef, N., Ubogu, E. E. Dorsal caudal tail and sciatic motor nerve conduction studies in adult mice: technical aspects and normative data. Muscle Nerve. 41, (6), 850-856 (2010).
  20. Srivastava, A. K., et al. Mutant HSPB1 overexpression in neurons is sufficient to cause age-related motor neuronopathy in mice. Neurobiol Dis. 47, (2), 163-173 (2012).
  21. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological Biomarkers in Spinal Muscular Atrophy: Preclinical Proof of Concept. Ann Clin Transl Neurol. 1, (1), 34-44 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics