Deteksjon av virus fra Bioaerosols bruker Anion Exchange harpiks

JoVE Journal
Environment

Your institution must subscribe to JoVE's Environment section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

En anion utveksle harpiks-basert metode, tilpasset væske impingement-baserte bioaerosol utvalg av virus er demonstrert. Når kombinert med nedstrøms molekylær deteksjon, gir metoden lettvinte og følsom deteksjon av virus fra bioaerosols.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Schaeffer, J. W., Chandler, J. C., Davidson, M., Magzamen, S. L., Pérez-Méndez, A., Reynolds, S. J., Goodridge, L. D., Volckens, J., Franklin, A. B., Shriner, S. A., Bisha, B. Detection of Viruses from Bioaerosols Using Anion Exchange Resin. J. Vis. Exp. (138), e58111, doi:10.3791/58111 (2018).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Denne protokollen demonstrerer en tilpasset bioaerosol sampling metoden for virus. I dette systemet kombinert anion exchange harpiks med flytende impingement-baserte luften prøvetaking enheter for effektiv konsentrasjon av negativt ladet virus fra bioaerosols. Dermed fungerer harpiks som et ekstra konsentrasjon skritt i bioaerosol prøvetaking arbeidsflyten. Nukleinsyre utvinning av viral partikler utføres deretter direkte fra anion exchange harpiks, med resulterende prøven egnet for molekylær analyser. Videre, denne protokollen beskriver en spesialbygd bioaerosol kammer generere virusinfisert bioaerosols under ulike miljøforhold og tillater kontinuerlig overvåking av miljøvariabler som temperatur, fuktighet, vindhastighet og aerosol masse konsentrasjon. Den største fordelen med å bruke denne protokollen er økt følsomhet av viral deteksjon, som vurdert via direkte sammenligning til en uendret konvensjonelle flytende impinger. Andre fordeler inkluderer potensial til å satse mangfoldig negativt ladet virus, lavpris anion exchange harpiks (~$0.14 per prøve), og brukervennlighet. Ulemper inkludere manglende evne til denne protokollen å vurdere infectivity av harpiks-adsorbert virus partikler, og potensielt behov for optimalisering av flytende prøvetaking bufferen brukes innenfor impinger.

Introduction

Formålet med denne metoden er å gi en svært følsom bioaerosol prøvetaking plattform for å lette molekylær deteksjon av negativt ladet virus fra bioaerosols. Mikroorganismer, inkludert virus partikler, kan overleve i bioaerosols over lengre tid1. Bioaerosols kan reise over relativt lange distanser og opprettholde levedyktighet og infectivity, noe som gjenspeiles av et utbrudd av Legionærsyken ' som stammer fra industrielle kjøletårn ligger i en avstand på 6 km fra de berørte personene og resulterte i 18 dødsfall2. Indirekte overføring av virus til mennesker formidlet av bioaerosols kan forekomme i flere innstillinger, og er blitt demonstrert for norovirus utbrudd i skoler og restauranter3,4. Tilsvarende kan bioaerosol overføring av virus oppstå i landbruket innstillinger som i svin og fjørfe gårder, med denne overføring ruten blir vurdert som en viktig faktor i bevegelsen av virus mellom produksjon fasiliteter5, 6 , 7 , 8 , 9.

Effektiv utvalg av virusinfisert bioaerosols gir bedring i rask diagnostikk og beredskap for utbruddet forebygging, som vist i demonstrasjoner i hvilke H5 influensa en virus ble oppdaget fra bioaerosols i levende dyr markeder i Kina og USA10,11. Dagens bioaerosol prøvetaking teknologi innebærer en rekke ulike partikkelstørrelse fange prinsipper, og kan grovt deles inn i impingers, sykloner, impactors og filtre12. Det er utenfor omfanget av denne protokollen til å grundig dekke alle fordelene og ulempene ved disse plattformene for prøvetaking av virus fra bioaerosols; Imidlertid kan man konstatere at fleste av disse prøvetaking enhetene ikke er optimalisert for innsamling av virus og bacteriophages13. Videre er infectivity virus partikler ofte påvirket negativt, med flytende impingers vurdert å opprettholde viral infectivity mer effektivt enn prøvetaking enheter som solid impactors eller filtre14. En ulempe med flytende impingement er imidlertid målet fortynning effekt, som oppstår fordi virus er samlet i relativt store mengder (vanligvis ≥20 mL) av væske i samling fartøyet. En annen viktig ulempe innebærer suboptimal effektiviteten av flytende impingers å konsentrere partikler < 0,5 µM i størrelse15. Imidlertid kan fange effektiviteten av disse enhetene forbedres ved immobilisering på solid matriser, som immobilisering kan forbedre viral nukleinsyrer og viral infectivity16,17.

Vi har tidligere vist at anion exchange harpiks er et effektivt verktøy for fangst og konsentrasjonen av virus fra flytende matriser, inkludert F-RNA bacteriophages, hepatitt b-viruset, human adenovirus og rotavirus18,19 ,20. Som definert av produsenten, er anion exchange harpiks benyttet i dette arbeidet en macroreticular polystyren sterk base anion exchange harpiks functionalized kvartær Amin grupper megle attraksjon og erobringen av anioner i flytende medium21 . Følgelig forventes anion exchange harpiks å fange virus med net-negativ overflaten kostnader, inkludert mange enteric virus, influensavirus og andre virus som er relevant for offentligheten og dyr sunnhet.

Gjeldende protokollen omfatter tillegg av anion exchange harpiks til en flytende impinger. I dette systemet fungerer harpiks som en sekundær konsentrasjon skritt for virus partikler fanget i impinger væsken. Nukleinsyrer kan deretter direkte elut i små volumer, gir en konsentrert utvalg for molekylær analyser. Dermed er den største fordelen med denne metoden forbedringen i virus oppdagelsen følsomhet, primært gjennom reduksjon i eksempel volum. I tillegg, på grunn av iboende uspesifisert erobringen av negativt ladet virus, metoden er trolig gjelder for deteksjon av mange virus av interesse. Her er metoden demonstrert for vaksine stammer av en type B influensavirus og FRNA coliphage MS2 (MS2). Disse virusene oppdages senere ved hjelp av standard qRT PCR analyser som beskrevet tidligere22. End-point brukeren bør ikke forvente å møte vanskeligheter med å utføre denne metoden fordi endringer er eksisterende utstyr ikke utgjør store forstyrrelser konvensjonelle flyten av bioaerosol prøvetaking og analyse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. installasjon av Bioaerosol Chamber (se figur 2)

  1. Pre-belaste de flytende impingers med 20 mL 0,01 M fosfat bufret saltvann, pH 7.5 (PBS).
    1. Legg til 0,5 g anion exchange harpiks og suspendere i PBS av en av de flytende impingers, med en annen flytende impinger som en kontroll.
  2. Posisjon flytende impingers parallelt inne i bioaerosol kammeret klemme står med aerosol viker mot forstøveren.
    Merk: Se figur 2 for ytterligere detaljer.
  3. Co finne en direkte lese aerosol skjerm nær de flytende impingers å måle masse konsentrasjon (mg/m3) av bioaerosol.
  4. Co Finn flere direkte lese instrumentation (inneluft kvalitet skjerm og termiske optimalt) nær de flytende impingers å overvåke miljøvariabler, som temperatur, relativ fuktighet og vind fart, innenfor bioaerosol kammeret.
  5. Kjøre aksial fans i hjørnene av bioaerosol kammeret til rette blanding av aerosol.
    Merk: Aksial fans kjøre på en fast hastighet og er ikke justerbar.

2. modellen Bioaerosolization eksperimenter (se fig. 3)

  1. Utføre seriell, 10 ganger fortynninger av MS2 bacteriophage og influensa vaksine til ønsket konsentrasjoner i fosfat-bufret saltvann (PBS).
    Merk: for å vise metoden her, 103.5 FFU/mL av type A og B influensa virus vaksine påkjenningene og 105 PFU/mL MS2 bacteriophage benyttes. For å bestemme titers for inocula, er bacteriophages overført i Escherichia coli HS (pFamp) R og nummerert som beskrevet tidligere20. Kommersielle vaksinen inneholder kjente mengder fire live dempes influensa viruset stammer, to type en influensavirus og to type B influensavirus, uttrykt i fluorescerende fokus enheter eller FFU.
  2. Forberede inocula i glass fartøyet av en 6-jet kollisjon forstøveren ved å opprette suspensjoner av ønsket konsentrasjoner av virus partikler i 100 mL PBS og installere innenfor egendefinerte bioaerosol kammeret.
  3. Starte instrumentering for å måle variabler innenfor bioaerosol kammeret, som temperatur, % relativ fuktighet, karbondioksid konsentrasjon, og vindhastighet (generert ved hjelp av en aksial fan). Bruke en direkte lese aerosol-skjerm spore masse konsentrasjon innenfor bioaerosol kammeret og konsistens innenfor og mellom forsøkene.
  4. Seal bioaerosol kammeret og rense for 10 min med HEPA-filtrert luft.
  5. Levere filtrert, tørket luft til forstøveren opererer på 6,9 kPa.
  6. Generere en mål konsentrasjon av viral bioaerosols (via forstøveren) i hver bioaerosol kammeret prøve. For denne demonstrasjonen genereres bioaerosols med en konsentrasjon av 5 mg/m3 .
  7. Når målet masse konsentrasjonen av aerosoler er nådd, stoppe tåke.
  8. Operere en luften prøvetaking pumpe hver flytende impinger som er kalibrert til en strømningshastighet på 12,5 L/min. gjennomføre kalibrering bruker et primære flyt standard før og etter hver prøvetaking hendelse for å sikre konsekvens i prøvetaking volum. Forsyning fortynning air bruker en HEPA-filtrert linje nær forstøveren og opprettholde konstant trykk i kammeret.
  9. Aktivt prøve bioaerosol kammeret atmosfæren for en periode på 40 min å oppnå et utvalg volum på 500 L per prøve.
    Merk: Utvalg for 40 min på 12,5 L/min med to pumper parallelt tillater utvalg av 1000 L på bioaerosol. Dermed forsøket er ferdig, er det forventet at mesteparten av luften i det bioaerosol kammeret har blitt samplet og slippes ut i miljøet via et HEPA-filtrert system. Dette er dokumentert av nedgangen i partikkel konsentrasjon. Etter eksperiment, overflater er dekontaminert med 10% husholdning blekemiddel og 70% etanol. Indikatorer brukes i denne demonstrasjonen; men hvis kjent sykdomsfremkallende organismer brukes i dette systemet, kan ekstra biosikkerhet tiltak iverksettes etter behov.

3. nukleinsyre utvinning og qRT PCR

  1. Isolere nukleinsyrer direkte fra anion exchange harpiks og for sammenligningsformål, fra væsken brukes innen de flytende impingers. I dette eksemplet en RNA isolasjon prosedyren er beskrevet, men en lignende protokoll kan brukes for DNA virus.
    1. Nukleinsyre isolasjon fra anion exchange harpiks.
      1. Overføre alle anion exchange harpiks inneholder væsken av flytende impinger slik konisk sterilt 50 mL.
      2. Tillate skal utligne, og sakte Dekanter flytende prøven fra anion exchange harpiks. Bruk en 1 mL pipette tips for å fjerne alle resterende væsken fra anion exchange harpiks.
      3. Fra en viral RNA isolering kit, legge til 560 µL av viral lyseringsbuffer inneholder carrier RNA direkte til anion exchange harpiks og ruge i 10 min ved romtemperatur med periodiske miksing.
      4. Bruke en 1 mL pipette tips, overføre viral lysate (viral lyseringsbuffer) til en bakteriefri 1.5 mL konisk rør og fortsette med RNA isolasjon ved hjelp av en viral RNA isolering kit (se Tabell for materiale) i henhold til produsentens instruksjoner, bortsett fra at RNA er elut i et totalt volum på 60 µL av elueringsbufferen.
    2. Nukleinsyre isolasjon fra flytende impingers.
      1. Pipetter 140 µL av flytende utvalget i et sterilt 1,5 mL konisk rør og utføre RNA isolasjon ved hjelp av viral RNA isolering kit i henhold til produsentens instruksjoner, med unntak av eluting RNA i et totalt volum på 60 µL av elueringsbufferen.
        Merk: 140 µL er maksimal eksempel volumet som kan behandles med bestemte viral RNA isolering kit ansatt her i en enkeltsteg forberedelse.
  2. Utføre qRT PCR for søking etter MS2 og influensa A og B virus som beskrevet tidligere23,24. I denne demonstrasjon, 5 µL av nukleinsyre eluates brukes for qRT PCR.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figur 1 viser prinsippet bak avgift-basert fangst av virus fra bioaerosols via inkludering av harpiks i vannbasert impingers. Figur 2 viser oppsettet av spesialbygde bioaerosol kammeret. Figur 3 beskriver trinnene involvert i å sette opp aerosolization eksperiment og tiltak å sikre kvalitetskontroll. Figur 4 viser forsterkning kurver for qRT PCR deteksjon av negativt ladet virus tatt fra bioaerosols. Tabell 1 viser primere og sonder brukes for qRT PCR for eksempel virus brukt i denne studien.

Bruke MS2 og influensa virus innenfor influensavaksine som modeller i egendefinerte bioaerosol kammeret, de flytende impingers endret med anion exchange harpiks tillatt for ca 3 x 9 x forbedring i virus oppdagelsen, avhengig av spesifikt virus, sammenlignet med direkte testing impingement flytende22. Som vist i representant qRT PCR forsterkning kurver (Figur 4), oppdagelsen av typen en influensavirus kan oppnås til 3.26 sykluser før når anion exchange harpiks ble brukt i forhold til direkte testing av impingement væsken. Tatt i betraktning at i en qRT-PCR som er 100% effektiv, en gevinst på en Ct tilsvarer en 2-fold økning i målet konsentrasjon, er denne forskjellen tilsvarende en 9,58 x forbedring i gjenkjenning.

Figure 1
Figur 1: flytende impingement kombinert med anion exchange harpiks. Hver av modifisert bioaerosol prøvetaking enhetene opptar en anion exchange harpiks i sin design. Hver harpiks perle er en 0.5 til 1.0 mm kule med en porøs overflate, en egenskap som øker anion exchange areal. Funksjonell kvartær ammonium grupper tillater for fangst av ioner i væske medier, formidling av virus med net-negativ overflaten kostnader, inkludert MS2 coliphages og influensa virus, som brukes i denne protokollen som modell organismer (en hale bacteriophage trekkes her som eksempel fanget virus). Nukleinsyre isolasjon utføres deretter direkte fra harpiks (bruker kommersielt tilgjengelige kits), med prøven egnet for mest molekylær oppdagelsen strategier (qRT-PCR ansatt her). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: egendefinert bioaerosol kammeret skjematisk. A: 6-jet forstøveren levert med filtrert og tørket luft ved genererer trykk av 6,9 kPa; B: aksial fans å lette uniform bioaaerosol blanding; C: aerosol skjermen til å identifisere de relative bioaerosol konsentrasjonene; D: flytende impinger med harpiks; E: flytende impinger uten harpiks; F: termisk optimalt å måle vindhastighet; G: luften kvalitet skjermen å måle andre miljøvariabler inkludert temperatur, karbondioksid og prosent relativ fuktighet; H: aktive prøvetaking pumper kalibrert til 12,5 L/min; I: pneumatisk forseglet hanske porter for plassering utstyr for prøvetaking innenfor bioaerosol kammeret; J: observasjon-vinduet. Dette tallet var på nytt fra tidligere arbeid, med tillatelse fra utgiveren22. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: arbeidsflyten av bioaerosolization eksperimentet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: Anion exchange harpiks forbedrer qRT PCR basert påvisning av negativt ladet virus i bioaerosols. I dette eksemplet type A influensavirus på en inoculum konsentrasjon av 103.5 FFU/mL var aerosolized i egendefinerte bioaerosol kammeret til bioaerosol masse konsentrasjonen nådd 5 mg/m3. Væske impingers med og uten harpiks var samtidig engasjert hvert utvalg (500 L) fra bioaerosol. Viral RNA ble innhentet fra anion exchange harpiks eller fra væsken av impinger og assayed av qRT PCR. Forsøket ble gjentatt i tre eksemplarer. Nukleinsyrer fra harpiks prøver ble oppdaget på en gjennomsnittlig Ct av 26.76, mens impinger flytende prøver ble oppdaget på en gjennomsnittlig Ct av 30.02 (ΔCt av 3.26). Denne forskjellen i Ct tilsvarer en 9,58 x forbedring i detection bruke anion exchange harpiks. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Virus Primer navn Primer sekvens Referanse
MS2 GI Fwd 5-ATCCATTTTGGTAACGCCG-3 " 23
GI Probe 5'-(6-FAM)-TAGGCATCTACGGGGACGA-(BBQ)-3'
GI Rev 5-TGCAATCTCACTGGGACATAT-3 "
IAC Fwd (46F) 5-GACATCGATATGGGTGCCG-3 "
IAC Probe 5'-(Cy5) - CACATTCACCAGGGAGACGCATGAGA-(BBQ) -3 "
IAC Rev (186R) 5-CGAGACGATGCAGCCATTC-3 "
Angi A influensavirus CDC universell influensa virus videresende primer 5'-GAC CRA TCC TGT CAC CTC TGA C-3' 24
CDC universell influensa virus reversere primer 5'-AGG GCA TTY TGG ACA AAK CGT CTA-3 "
CDC universell influensa A virus sonde 5'-(FAM) - TGC AGT CCT CGC TCA CTG GGC ACG-(BHQ1) -3 "
type B influensavirus CDC universell influensa B virus frem primer 5-TCCTCAACTCACTCTTCGAGCG-3 " 24
CDC universell B influensavirus reversere primer 5-CGGTGCTCTTGACCAAATTGG-3 "
CDC universell influensa B virus sonde 5'-(JOE) - CCAATTCGAGCAGCTGAAACTGCGGTG-(BHQ1) -3 "

Tabell 1: primere og sonder brukt i denne studien. Alle primer og sonder var fra Friedman et al. 201123 og Selvaraju & Selvarangan 201024.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne protokollen definerer en metode for følsom viral fangst fra bioaerosols bruker endret flytende impingers. Metoden er optimalisert for deteksjon og kvantifisering av viral belastning i bioaerosols. Bestemte modifikasjonen demonstrert her omfatter tillegg av anion exchange harpiks til væske i en felles flytende impinger. Denne metoden ble utviklet for sin enkelhet i nedstrøms prøve behandling, mens andre prøve behandling teknikker som sentrifugering, filtrering og nedbør-baserte metoder ikke tilbyr slike en fordel. Utvinning av nukleinsyrer utføres direkte fra harpiks, obviating behovet for høyt volum elutions og flere eksempel forberedelsene, til slutt bidrar til forbedret oppdagelsen følsomhet av metoden via reduksjon i effektiv utvalget volum. Videre har det vært vist at immobilisering av virus partikler på solid flater kan bidra til økt stabilitet av viral nukleinsyre eller oppbevaring av viral infectivity17,25. Immobilisering ytterligere bidra til økt fangst effektivitet ved å redusere tap som følge av reaerosolization16. Metoden kan lett kombineres med nedstrøms molekylær analyser (qRT-PCR demonstrert her). Anion exchange harpiksen kan feltet-utdraget og sendt til en referanse laboratorium for analyse, mens luften prøvetaking utstyr kan bo dedikert til overvåking innen prøvetaking. Som prinsippet bak prosedyren innebærer uspesifisert fangst av virus bærer en netto negativ overflaten kostnad, er metoden forventet å være mottakelig for oppdaging av flere patogene virus av betydning for helse og veterinary medisin. Som vurdert av Michen og Graule26, har et stort antall virus viktig å offentligheten og dyr sunnhet net-negativ overflaten kostnader, med par kjente unntak, for eksempel enkelte stammer av rotaviruses og polioviruses.

Denne protokollen evalueres ikke direkte effekten av miljøforhold på følsomheten av oppdagelse. men når luften prøvetaking er utført i innstillinger, er det tenkelig at variabler som relativ fuktighet og temperatur kan påvirke samling effektivitet over flere typer luft samplere12. Dermed kan forhold innenfor bioaerosol kammeret endres for å passe parameterne miljømessige behov. Metoden anion exchange harpiks har vist seg å effektivt konsentrere seg flere virus fra vannprøver med et bredt spekter av mekanisk-egenskaper, som indikerer at forstyrrelser fra partikler, bakterier og andre miljømessige forurensninger forventes å være minimal18. I tillegg krever samling buffere optimalisering for bestemte virus, som i noen tilfeller har vist som optimalisere samling bufferen kan føre til bedre oppbevaring av viral stabilitet27. En hovedavdeling ulempen av metoden som presenteres er at den ikke kan bestemme viral infectivity. En annen ulempe med denne protokollen er manglende evne til å vurdere potensielt negative effektene av tåke og luft prøvetaking viral stabilitet, inkludert uttørking, klipping og uspesifikk adsorpsjon bioaerosol kammeret overflater22.

Endret bioaerosol prøvetaking enhetene kan være mottakelig for feltbaserte prøvetaking i flere innstillinger, inkludert sykehus, skoler, landbruket operasjoner og andre arenaer. Fordi endringer er gjort til eksisterende luften prøvetaking utstyr, er det forventet endret enhetene ville være lett adoptable av operatører øyeblikket prøvetaking bioaerosols virus. Protokollen er demonstrert her i en spesialbygd bioaerosol kammer med MS2 og influensa virus, som er nyttig mål for metodeutvikling skyldes det faktum at de representerer eksempler på ikke-innhyllet og innhyllet virus, MS2 er anerkjent som en surrogat enteric virus og er vanligvis brukes i evalueringen av impingers,22,,26,,27,,28,,29.

Videre arbeidet vil innebære optimalisering av prøvetaking forhold (dvs. luft prøvetaking hastighet, samling buffere) og inkludering av flere relevante virus i testing protokoller.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av finansiering fra CDC/NIOSH høye slettene Intermountain senter for landbruket helse og sikkerhet (5U54OH008085) og Colorado Bioscience Discovery evaluering Grant Program (14BGF-16).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Escherichia coli bacteriophage MS2 (ATCC 15597-B1) American Type Culture Collection ATCC 15597-B1
FluMist Quadrivalent AstraZeneca Contact manufacturer Viral constitutents of this vaccine are subject to change on an annual basis
CFX96 Touch Real-Time PCR Detection System Bio-Rad 1855195
Primers and probes Integrated DNA Technologies NA
0.2 µM sterile filter NA NA
1 L pyrex bottles or equivalent NA NA
1 mL pipet tips NA NA
1 mL pipettor NA NA
50 mL serological pipet NA NA
PCR tubes NA NA
Pipet-aid or equivalent NA NA
QIAamp Viral RNA Mini Kit Qiagen 52904
QuantiTect Probe RT-PCR Kit Qiagen 204443
Amberlite IRA-900 chloride form Sigma-Aldrich 216585-500G
Phosphate buffered saline Sigma-Aldrich P5368-10PAK
Water (molecular biology grade) Sigma-Aldrich W4502-1L
Eppendorf DNA LoBind Microcentrifuge Tubes ThermoFisher 13-698-791
Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes  ThermoFisher 14-432-22
Falcon Polypropylene Centrifuge Tubes ThermoFisher 05-538-62
SuperScript III Platinum One-Step qRT-PCR Kit w/ROX ThermoFisher 11745100
SKC Biosampler 20 mL, 3-piece glass set SKC Inc. 225-9593
Vac-u-Go sample pumps SKC Inc. 228-9695
Collison nebulizer (6-jet) BGI Inc. NA
HEPA capsule PALL 12144
Q-TRAK indoor air quality monitor 8554 TSI Inc. NA
Alnor velometer thermal anemometer AVM440-A TSI Inc. NA
SidePak AM510 personal aerosol monitor TSI Inc. NA
Bioaerosol chamber NA NA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pirtle, E. C., Beran, G. W. Virus survival in the environment. Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics). 10, (3), 733-748 (1991).
  2. Nguyen, T. M., et al. A community-wide outbreak of legionnaires disease linked to industrial cooling towers--how far can contaminated aerosols spread? The Journal of Infectious Diseases. 193, (1), 102-111 (2006).
  3. Marks, P. J., et al. Evidence for airborne transmission of Norwalk-like virus (NLV) in a hotel restaurant. Epidemiology and Infection. 124, (3), 481-487 (2000).
  4. Marks, P. J., et al. A school outbreak of Norwalk-like virus: Evidence for airborne transmission. Epidemiology and Infection. 131, (1), 727-736 (2003).
  5. Corzo, C. A., Culhane, M., Dee, S., Morrison, R. B., Torremorell, M. Airborne detection and quantification of swine influenza a virus in air samples collected inside, outside and downwind from swine barns. PLoS One. 8, (8), e71444 (2013).
  6. Anderson, B. D., et al. Bioaerosol sampling in modern agriculture: A novel approach for emerging pathogen surveillance. The Journal of Infectious Diseases. 214, (4), 537-545 (2016).
  7. Hietala, S. K., Hullinger, P. J., Crossley, B. M., Kinde, H., Ardans, A. A. Environmental air sampling to detect exotic Newcastle disease virus in two California commercial poultry flocks. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 17, (2), 198-200 (2005).
  8. Jonges, M., et al. Wind-mediated spread of low-pathogenic avian influenza virus into the environment during outbreaks at commercial poultry farms. PLoS One. 10, (5), e0125401 (2015).
  9. Otake, S., Dee, S. A., Jacobson, L., Torremorell, M., Pijoan, C. Evaluation of aerosol transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus under controlled field conditions. The Veterinary Record. 150, (26), 804-808 (2002).
  10. Wu, Y., et al. Aerosolized avian influenza A (H5N6) virus isolated from a live poultry market, China. The Journal of Infection. 74, (1), 89-91 (2017).
  11. Choi, M. J., et al. Live animal markets in Minnesota: A potential source for emergence of novel influenza A viruses and interspecies transmission. Clinical Infectious Diseases. 61, (9), 1355-1362 (2015).
  12. Haig, C. W., Mackay, W. G., Walker, J. T., Williams, C. Bioaerosol sampling: Sampling mechanisms, bioefficiency and field studies. The Journal of Hospical Infection. 93, (3), 242-255 (2016).
  13. Anderson, B. D., Lednicky, J. A., Torremorell, M., Gray, G. C. The use of bioaerosol aampling for airborne virus surveillance in swine production facilities: A mini review. Frontiers in Veterinary Science. 4, 121 (2017).
  14. Verreault, D., Moineau, S., Duchaine, C. Methods for sampling of airborne viruses. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 72, (3), 413-444 (2008).
  15. Hogan, C. J. Jr Sampling methodologies and dosage assessment techniques for submicrometre and ultrafine virus aerosol particles. Journal of Applied Microbiology. 99, (6), 1422-1434 (2005).
  16. Yu, K. -P., Chen, Y. -P., Gong, J. -Y., Chen, Y. -C., Cheng, C. -C. Improving the collection efficiency of the liquid impinger for ultrafine particles and viral aerosols by applying granular bed filtration. Journal of Aerosol Science. 101, 133-143 (2016).
  17. Perez-Mendez, A., et al. Evaluation of a simple and cost effective filter paper-based shipping and storage medium for environmental sampling of F-RNA coliphages. J Virol Methods. 194, (1-2), 60-66 (2013).
  18. Chandler, J. C., et al. Field-based evaluation of a male-specific (F+) RNA coliphage concentration method. Journal of Virological Methods. 239, 9-16 (2017).
  19. Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Concentration of enteric viruses from tap water using an anion exchange resin-based method. Journal of Virological Methods. 206, 95-98 (2014).
  20. Perez-Mendez, A., Chandler, J. C., Bisha, B., Goodridge, L. D. Evaluation of an anion exchange resin-based method for concentration of F-RNA coliphages (enteric virus indicators) from water samples. Journal of Virological Methods. 204, 109-115 (2014).
  21. Kammerer, J., Carle, R., Kammerer, D. R. Adsorption and ion exchange: Basic principles and their application in food processing. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 59, (1), 22-42 (2011).
  22. Chandler, J. C., et al. A method for the improved detection of aerosolized influenza viruses and the male-specific (F+) RNA coliphage MS2. Journal of Virological Methods. 246, 38-41 (2017).
  23. Friedman, S. D., Cooper, E. M., Calci, K. R., Genthner, F. J. Design and assessment of a real time reverse transcription-PCR method to genotype single-stranded RNA male-specific coliphages (Family Leviviridae). Journal of Virological Methods. 173, (2), 196-202 (2011).
  24. Selvaraju, S. B., Selvarangan, R. Evaluation of three influenza A and B real-time reverse transcription-PCR assays and a new 2009 H1N1 assay for detection of influenza viruses. Journal of Clinical Microbiology. 48, (11), 3870-3875 (2010).
  25. Cademartiri, R., et al. Immobilization of bacteriophages on modified silica particles. Biomaterials. 31, (7), 1904-1910 (2010).
  26. Michen, B., Graule, T. Isoelectric points of viruses. Journal of Appled Microbiology. 109, (2), 388-397 (2010).
  27. Turgeon, N., Toulouse, M. J., Martel, B., Moineau, S., Duchaine, C. Comparison of five bacteriophages as models for viral aerosol studies. Applied and Environmental Microbiology. 80, (14), 4242-4250 (2014).
  28. Vergara, G. G., et al. Evaluation of FRNA coliphages as indicators of human enteric viruses in a tropical urban freshwater catchment. Water Research. 79, 39-47 (2015).
  29. Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L. 3rd, Jaykus, L. A. Aerosolization of a human norovirus surrogate, bacteriophage MS2, during simulated vomiting. PLoS One. 10, (8), e0134277 (2015).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.

    Usage Statistics