F1の分離-寄生原生トリパノソーマから atp アーゼ

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Biochemistry

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Summary

このプロトコルを記述する F1の浄化-atp アーゼトリパノソーマの培養昆虫ステージから。手順により、高純度、均一な、アクティブな複合体の構造と酵素の研究に最適です。

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Gahura, O., Zíková, A. Isolation of F1-ATPase from the Parasitic Protist Trypanosoma brucei. J. Vis. Exp. (143), e58334, doi:10.3791/58334 (2019).

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Abstract

F1-atp アーゼは F 型 ATP 合成酵素、アデノシン三リン酸 (ATP) を生成する生物膜を渡るプロトン動機力を使用する酵素膜外因性触媒 subcomplex。そのまま F1の分離-ネイティブ ソースから atp アーゼは酵素のタンパク質組成、速度論的パラメーター、および阻害剤への感受性を特徴付けるための必須の前提条件です。高純度、均一の F1-atp アーゼは構造研究、ATP 合成と加水分解の分子メカニズムに洞察力を提供する使用ことができます。この資料は、F1の浄化のための手順を説明します-トリパノソーマ、アフリカ trypanosomiases の病原 ATPase。F1-atp アーゼは体外で培養した培養 trypanosomes から低張性溶解して得られるミトコンドリアの小胞から分離。小胞は超音波と F1により機械的に断片化されます-atp アーゼはクロロホルム抽出法によるミトコンドリア内膜から解放されます。酵素複合体は連続陰イオン交換とサイズ排除クロマトグラフィーによってさらに純化されます。高感度質量分析技術を示した浄化された複雑な事実上すべての蛋白質の汚染物を欠いているし、したがって、x 線結晶構造解析や電子顕微鏡による構造決定のための適した材料を表します。孤立した F1-ATPase は、ATP の加水分解活性は、アジ化ナトリウム、F 型 ATP 合成酵素の強力な阻害剤で完全に抑制することができますを展示します。精製した複合体は、室温で少なくとも 3 日間安定性とアクティブを維持します。アンモニウムの硫酸塩の沈殿物は、長期保存のために使用されます。同じようなプロシージャは、F1の浄化のために使用されている型 Atpase 細菌や酵母、哺乳類と植物組織から。したがって、提案するプロトコルは、F1のためのガイドラインとして使用できる-他の生物からの atp アーゼの隔離。

Introduction

F 型 ATP 合成酵素は膜結合型細菌、ミトコンドリア、葉緑体の ATP の形成と膜をエネルギー伝達を渡るカップル プロトン透過経路が多蛋白質複合体を回転させます。ATP 合成の回転機構の分子の詳細は、精製された細菌やミトコンドリア ATP 合成酵素とその subcomplexes1の構造の研究のために主に知られています。F 型 ATP 合成酵素は膜組み込みと膜外因性基に編成されます。F1として知られている膜外因性部-atp アーゼ、ATP または逆の反応にアデノシン二リン酸 (ADP) のリン酸化が発生する 3 つの触媒部位が含まれています。F1-膜固有の部位から実験的 atp アーゼがリリースされる加水分解、しかしない、ATP を合成する能力を維持しながらことができます。Foと呼ばれる膜結合型部門は、酵素の中央部分の回転を駆動するタンパク質輸送を仲介します。F1と Foセクターは、中枢および末梢の茎によって接続されます。

1F を浄化するために、最初の試み-ATPase 出芽酵母とウシ心筋ミトコンドリア日付 1960 年代に戻る。これらのプロトコルが使用される抽出アンモニウムまたはプロタミン硫酸塩沈殿物、続いてオプション クロマトグラフィー ステップと熱処理2,3,4 分画の超音波によって中断されたミトコンドリア ,5,6。浄化は大幅改善、F1を容易に解放するクロロホルムの使用で簡素化-ミトコンドリア膜 ATPase の断片7。クロロホルム抽出、F1の抽出に使用された様々 な動物、植物、細菌の源 (例えばラット肝8トウモロコシ9アルムのニンジン10、および大腸菌大腸菌型 Atpase 11)。さらにクロロホルム リリース F1の精製-atp アーゼ アフィニティまたはサイズ排除クロマトグラフィー (SEC) で得られた x 線結晶構造解析による高分解能構造解析に適していた、非常に純粋なタンパク質複合体、として1F の構造によって文書化-ウシ心筋12,13酵母14ATPase。F1-atp アーゼ構造も耕しにくい生物から決定した、したがって、最初の生物学的材料の量は限られていた。この場合は、F1-atp アーゼのサブユニットが人工的に表現し、エシェリヒア属大腸菌、複雑に組み立てし、全く異種酵素の親和性クロマトグラフィー経由でタグ サブユニットを精製しました。このようなアプローチは、F1の決定につながった-2 好熱性細菌種や株中等度好熱15 Caldalkalibacillus thermarum16,からの atp アーゼの構造17です。 ただし、この方法は適していませんむしろ真核生物の F1型 Atpase それは原核生物 protheosynthetic 装置、翻訳処理、および複雑なアセンブリに依存しているので。

クロロホルムを用いた抽出 F1を分離に使用していた型 Atpase 単細胞ミナミハタンポ寄生虫cruzi18t. グリコシルホスファチジルイノシトール19アメリカを引き起こす重要な哺乳類の病原体から、アフリカの trypanosomiases、それぞれ、およびイネ昆虫寄生虫クリシジアファシクラータ20から。これらの浄化は、F1の簡単な説明だけに主導型 Atpase、組成、構造、および複合体の酵素学的性質を完全に特徴づける下流のアプリケーションが使われていませんので。F1の最適化方法について説明します- t. 血の培養昆虫のライフ サイクル段階から atp アーゼ浄化。メソッドは、ウシおよび酵母 F1型 Atpase21,22の隔離のための確立したプロトコルに基づいて開発です。プロシージャには、高純度、均一酵素体外酵素と阻害アッセイ、適した質量23、および構造決定24によって詳細なプロテオーム解析が得られます。浄化のプロトコルと F1の知識-atp アーゼ構造の原子レベルが低分子阻害剤を識別し、アフリカの trypanosomiases の新薬の開発を支援する画面をデザインする可能性を開きます。さらに、プロトコルが F1を浄化するために合わせることができる-他の生物から atp アーゼ。

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Protocol

1. バッファーとソリューション

  1. 次に挙げたソリューションを準備します。液体クロマトグラフィーのすべてのバッファーをドガします。ちょうど使用する前に ADP、benzamidine、およびプロテアーゼ阻害剤を追加します。
    1. アミノカプロン酸 (ACA)、およびプロテアーゼ阻害剤 (10 μ M amastatin 50 μ M bestatin 50 μ M ペプスタチン、50 μ M leupeptin、50 μ M diprotin A) 塩酸 (トリス-HCl) ph 値 8.0 0.25 M ショ糖 5 mM 5 mM benzamidine のバッファー a: 50 mM Tris バッファーを準備します。
    2. バッファー b: 50 mM トリス塩酸 pH 8.0、0.25 M ショ糖、4 mM エチレンジアミン四酢酸 (EDTA)、benzamidine 5 mM、5 mM、ACA 1 mM ADP、およびプロテアーゼ阻害剤 (10 μ M amastatin 50 μ M bestatin 50 μ M ペプスタチン、50 μ M leupeptin、50 μ M diprotin A) を準備します。
    3. Q 列バッファーの準備: 1 mM ADP、ACA、5 mM 5 mM benzamidine 10 mM MgSO420 mM トリス塩酸 pH 8.0、4 mM EDTA。
    4. Q カラム溶出バッファーを準備: 1 M NaCl を Q 列バッファー。
    5. 秒のバッファーを準備: 20 mM トリス塩酸 pH 8.0、10 mM MgSO4, 100 mM の NaCl、1 mM ADP。
    6. クロロホルム飽和 2 M トリス-HCl pH 8.5 を準備します。クロロホルムをミックス 2 M トリス-HCl pH 8.5 スクリュー キャップ ボトルで約 1:1 の比率で、振る、有機および水様段階別を聞かせてし、pH 指示薬紙のストリップと上方の水層の pH を測定します。常温で保存します。使用の直前にもう一度シェイクさせ別のフェーズ。下層のクロロホルムを使用します。
      注意: クロロホルムは揮発性と眼や皮膚に刺激を与えるです。発煙のフードで働いてください。振るときは、安全眼鏡を使用します。

2. サブ ミトコンドリア粒子の調製

  1. 低張性換散25 1 x 1011から 5 mL の氷冷バッファー A. 維持手順 3.2 まで冷蔵して、サンプルの procyclic t. グリコシルホスファチジルイノシトールの 2 x 10 の11セルによって分離ミトコンドリアの小胞 (mitoplasts) を再懸濁します。
  2. ビシンコニン酸 (BCA) 蛋白質の試金26製造元の指示に従って、懸濁液のタンパク質濃度を決定します。
    1. 純水ウシ血清アルブミン (BSA) の希釈系列を使用して、標準曲線を作成します。少量の 20-100 倍超純水 BSA の範囲の基準に適合する試料を希釈します。
    2. サンプルの総蛋白量を計算し、追加のバッファー A. で薄めて 16 mg/mL に蛋白質の集中をもたらす
  3. 7 懸濁液の超音波処理によって逆小胞と膜部分に mitoplasts をフラグメント 15 x 直径 3.9 mm、陰極とインパルスあたり 70 〜 100 J の総エネルギーと s。超音波ホモジナイザーでエネルギー出力が表示されない場合は、最大電力の 50% での最適化を開始します。30 の氷のサンプルをインキュベート衝動間 s。超音波処理後、懸濁液に少し暗くなります。
  4. 16 時間 54,000 × g、4 ° C で 5 時間 98,000 x g の遠心によるフラグメントの膜堆積物上清をデカントしクロロホルム抽出を続行またはフラッシュ凍結沈殿物を液体窒素で、-80 ° C で保存

3 F1のリリース-クロロホルムによる膜 ATPase

  1. 小さな Dounce ホモジナイザーを用いてバッファー B にミトコンドリア膜のペレットを再懸濁します。バッファー B のボリュームに基づいてバッファーの合計使用手順 2.1 と 2.2 を使用して、次の数式で計算: ボリューム (バッファー B) x 12/21 ボリューム (バッファー A) を =。懸濁液を 15 または 50 mL の円錐管に転送します。
  2. 氷からサンプルを削除し、さあ今からサンプルと室温で使用するすべてのソリューションを維持します。
  3. クロロホルム飽和 2 M トリス-HCl pH 8.5; を追加します。懸濁液の半分の量を追加するクロロホルムのボリュームに相当します。キャップをしめてください。丁度 20 のため精力的にそれを振る s. はすぐに部屋の温度で 5 分間の 8,400 x g でそれを遠心分離します。
  4. 1.6 mL マイクロ チューブに上部曇り水相を転送します。プロテアーゼ阻害剤 (10 μ M amastatin、50 μ M の bestatin、50 μ M ペプスタチン、50 μ M leupeptin、50 μ M diprotin A) クロロホルム処理により除去阻害剤を交換するを追加します。室温で 30 分間 13,000 x gでサンプルを遠心します。新鮮なチューブに上清を転送し、不溶性物質を削除する遠心分離を繰り返します。

4 陰イオン交換クロマトグラフィー

  1. 吸光度 280 まで 5 mL/min の流速で Q 列のバッファーを持つ高速蛋白質液体クロマトグラフィー システムに接続されている 5 mL 陰イオン交換 (Q) コラムを平衡させ nm と導電率 (約 50 mL のバッファー) を安定させます。
  2. ステップ 3.3 吸光度まで待機を 1 mL/分の流量で釣合い列に 280 から上澄みを読み込む nm がバック グラウンドで安定します。Q カラム溶出のバッファーを 0% から 100% 収集の 1 mL の一部分を 0.5 mL/分の流量での 25 mL 線形グラデーションを適用します。
  3. PH 8.0 でプルマン atpase 活性アッセイ2 ATP 加水分解活性の主要な溶出ピークに対応する個々 の分数の試金します。反応混合物の 1 mL あたり各画分の 10 μ L を使用します。ATPase 活性を示す画分をプールします。必要に応じて、ナトリウム ドデシルりん酸ポリアクリルアミドゲル電気泳動 (SDS-PAGE) の各分画の 10 μ L を分離し、個々 の F1を視覚化するブルーでゲルを染色-atp アーゼ サブユニットと汚染蛋白質。
  4. 集中スピン列を用いた 200-500 μ L に 100,000 MWCO PES フィルター膜限外濾過法によるプールのサンプルは秒または室温で一晩サンプル ストアに進みます。

5. サイズ排除クロマトグラフィー

  1. 0.5 mL/min の流速で秒バッファーの少なくとも 48 ml (2 列ボリューム) 液体クロマトグラフィー システムに接続されている秒コラムを平衡させ。
  2. 列にサンプルを適用し、収集 0.25 mL 分数 0.25 mL/分の流量でクロマトグラフィーを実行します。
  3. SDS-PAGE の紫外280 nm吸光度トレースのピークに対応し、ブルーで、それらを染色した分数の 10 μ L を実行します。最初の主要なピークを含む F1-atp アーゼ。プルマン分子アッセイによって ATP 加水分解活性とアジ化感度のピークに対応する分数の試金します。BCA アッセイによってタンパク質濃度を決定します。
  4. 精製 F1を維持-常温 ATPase 下流用浄化後 3 d でそれを使用しています。また、> 1.5 mg/mL、沈殿物飽和硫酸アンモニウムを混合することによってそれを pH 8.0 (ボリューム x 1.2) に調整する 100,000 MWCO PES フィルターを回転カラムを使用するサンプルを集中し、4 ° C で保存

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Representative Results

典型的な精製 (図 1) から始まるミトコンドリア小胞 (mitoplasts) 2 x 1011 procyclic に hypotonically 分離 1 x 1011からパーコールに分離された標準で培養したt. グリコシルホスファチジルイノシトールセル25グルコースが豊富な SDM 79 中27。スピン、超音波によって、mitoplasts が断片化しているし、行列を含む上清が破棄されます。ミトコンドリアの膜は F1をリリースするクロロホルムと扱われる-atp アーゼ。遠心分離の後有機相および析出中間期は破棄されます。水性相は強陰イオン交換器 (図 2 a) 第四級アンモニウム イオン交換クロマトグラフィーによる分画しました。主な溶出に対応する分数はピークし、F1を含む-atp アーゼがプールされて、集中しています。この材料は、秒、残留不純物を排除するために、入力として機能します。主要な汚染物質はジヒドロリポイル脱水素酵素、図 2 bに濃い緑のバーでマーク、離散ピークとして SEC カラムからた。F1-atp アーゼを示して最初の支配的な主に対称ピーク (図 2 b)。

浄化の進行状況は、BCA 蛋白質の試金 (または別の共通蛋白質の試金) 続いて、SDS-PAGE と ATPase 活性のモニタリングします。試金2, NADH の結合反応の吸光度の減少に基づいて再生成するプルマン ATP ATP 加水分解反応の速度を測定します。アジ化ナトリウム、F1の確立された抑制剤-F1の割合を決定する 2 mM 濃度の atp アーゼを使用-atp アーゼ-特定の ATP 加水分解。通常、入力の材料には、ミトコンドリア膜小胞のソースとして使用されているセルの数によって、ミトコンドリアのタンパク質の約 150-300 mg が含まれています。合計の ATPase 活性のアジ化敏感な割合はこの段階で約 30% から 40% です。クロロホルム抽出後サンプルの ATPase 活性の 90% 以上は1F に貢献-atp アーゼ。精製 F1- atp アーゼがアジ化治療 (最小限の残留 ATPase 背景 ATP 自己分解に起因する活動) にほぼ完全に敏感と 1 のおおよその収率と入力のタンパク質量の 1% の周りを表します -1.5 mg の F1-1 x 10 の11セル (表 1) あたり ATPase。分離精製 F1の後の典型的なバンド パターン-ATPase 染色ブルー続いて SDS ページのゲルには図 2に示すように。タンパク質は、ペプチド質量フィンガー プリントと様々 な質量分析アプローチ23詳しく特徴によって識別されました。散発的な弱いバンド β サブユニットのバンド上に見える α3β3 ♥ (二量体およびオリゴマーの α と β サブユニット) の subcomplexes を表し、任意の汚染物質を高感度質量分析による検出を欠いています。精製 F1-atp アーゼを保存ことができます数日室温で秒バッファー内に及ぶ。また、F1-atp アーゼ ≥2 mg/mL に濃縮することができます ph 8.0 に調節し、4 ° C で保存秒バッファー内飽和硫酸アンモニウムの等量によって投げ落とされる沈殿後少なくとも 6 ヶ月間、任意のサブユニットの明らかな劣化はありませんと活性酵素が秒バッファーまたは同様のソリューションで沈殿させた材料を redissolving で得られます。ただし、経験的に定められるように、1 ヶ月を超えるストレージは、結晶化適していません。

Figure 1
図 1: 精製法のスキームこの図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください

Figure 2
図 2: クロロホルム リリース F1の 2 段階精製-液体クロマトグラフィーによる atp アーゼ。(A) 陰イオン交換クロマトグラフィー (上部パネル) と選択した画分の溶出プロファイル Coomassie 青い色素 (下段) で染色 10%-20% トリス-グリシンの SDS ページのゲルの分離します。青のトレース: 紫外線吸光度 280 nm;赤のトレース: 溶出バッファー内の塩化ナトリウム濃度入力: F1-クロロホルムが発表した atp アーゼFT 通過。(B) 秒 (上部パネル) と選択した画分の溶出プロファイル Coomassie 青い色素 (下段) で染色 SDS ページのゲルの分離します。入力: プール F1を含む陰イオン交換クロマトグラフィーから分数-atp アーゼ。パネルABで色分けされたバーは、SDS-PAGE によって分析された溶出プロファイルで分数やそれぞれのジェルに対応するレーンをマークします。(C) 分離 F1の個々 の蛋白質のアイデンティティ-ATPase 質量分析によって識別されます。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください

蛋白濃度 (mg/mL) 総蛋白 (mg) 入力素材 (%) の割合 アクティビティ
(ΜmolATP mg-1-1x x)
アジ化感度 (%)
バッファー A のミトコンドリア膜小胞 16.2 170 100 1.3 25-35
バッファー B にミトコンドリアの膜 18.6 97 57 2.4 35-45
クロロホルム抽出画分 2.5 7.9 4.7 12 91-95
F1-Q 列後 atp アーゼ - 2.2 1.3 23 92-96
F1-ゲル濾過後 atp アーゼ - 1.6 0.93 48 93-98

表 1: 典型的な進行状況と1F の収量の例-1 x 1011 procyclic t. 血細胞から分離したミトコンドリアから atp アーゼ浄化。

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Discussion

F1のプロトコル- t. グリコシルホスファチジルイノシトールからの atp アーゼの浄化は、F1の分離に基づいて以前に発行された法を開発した-他種13,14ATPase 複合体。遺伝的変更がメソッドに必要ない (例えば、タグ付け) と存在のすべてのサブユニットとの完全にアクティブな複合体が得られます。重要なステップは、F1のクロロホルム促進リリース-酵素の膜に接続された部分から atp アーゼ。これまで説明したすべての真核生物の種から精製にはサブユニット α、β、γ、δ、ε 3:3:1:1:1 の化学量論にリリースされた subcomplex が含まれています。T. グリコシルホスファチジルイノシトールF1の-atp アーゼにサブユニット p18、euglenozoan 原生生物23に限定新規コンポーネントの追加の 3 つのコピーが含まれています。さらに、euglenozoan の α サブユニットは生両方安定して複雑な24,28,29に関連付けられた 2 つのフラグメントに分割されます。サブユニット リンク F1OSCP (タンパク質のオリゴマイシン感受性授与)、-30周辺の茎部分が存在しないリリースされた複雑なから F1に一致してである-クロロホルムによって atp アーゼ浄化他種13,14から抽出。

クロロホルム リリース F1-atp アーゼは更に液体クロマトグラフィーによる精製します。牛 F1-atp アーゼ、クロマトグラフィーの 1 つだけのステップは、サイズ排除クロマトグラフィー、高純度、アクティブな複雑な31を取得するだけで十分します。しかし、 t. グリコシルホスファチジルイノシトールF1の浄化のため十分な単一秒設定ではありませんでした-F1の濃縮分数として、atp アーゼ-atp アーゼに付加的な蛋白質の汚染物質、主にデルタ-1-ピロリン-5-カルボン酸が含まれている。脱水素酵素。したがって、陰イオン交換クロマトグラフィーが最初そして主要な浄化ステップとして SEC 前に導入され、以降の研磨処理手順として SEC。結晶化実験のため Superdex 200 増加列の使用は良質の結晶成長をできる材料を提供この列から必要不可欠であることが分かった。列の解像度には結晶化を妨害する不完全な複合体の小さい割合の分離が有効になっている可能性が高いです。しかし、結晶化以外のアプリケーション、Superdex 200 列を用いた分離だった均等に満足。

F1を保護するために-atp アーゼの複雑な部分の分解によって不明な protease(s)、ミトコンドリアに存在ライセート、A と B の初期バッファーにプロテアーゼ阻害剤の広い範囲が含まれているからです。F1のタンパク質分解阻害剤が個々 の影響-atp アーゼのサブユニットはテストされていないと、ほとんどの場合、阻害剤のいくつかの存在は冗長。秒ステップの阻害剤が追加されませんもう、F1から汚染のプロテアーゼが削除されます-クロロホルム抽出クロマトグラフィーまず ATPase サンプル。

必然的に1F の部分的な損失につながる多段階のプロトコル-atp アーゼ。最も重要な損失 (25-45% の合計額) は、陰イオン交換クロマトグラフィーの後膜限外濾過法によるスピン列上の濃度段階発生します。F1-atp アーゼ可能性が高いスピン列の膜に付着します。したがって、高純度、濃縮サンプル (例えば、酵素試金および抑制画面)、F1を要求しないいくつかのダウン ストリーム アプリケーションの-atp アーゼは陰イオン交換クロマトグラフィー (図を参照後すぐに使用できます2 b、入力レーン)。

F1の浄化-細部で異なった有機体からの atp アーゼが異なりますので、一般的なワークフローは変わりません。したがって、このプロトコルは、1F の開発のためのガイドラインとして利用できます-組織や細胞の大規模な超などの他の豊富なソースの atp アーゼの隔離のプロトコル。

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Disclosures

著者が明らかに何もありません。

Acknowledgments

教育省 ERC CZ によって資金が供給されたこの仕事 LL1205、18-17529S、チェコ共和国の助成機関補助金を付与し、ERDF/ESF プロジェクト (号の寄生虫の病原性と病原性の研究センターCZ.02.1.01/0.0/0.0/16_019/0000759)。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chemicals
Adenosin Diphosphate Disodium Salt (ADP) Applichem A0948
Amastatin Hydrochloride Glantham Life Sciences GA1330
Aminocaproic Acid Applichem A2266
BCA Protein Assay Kit ThermoFischer Scientific/Pierce 23225
Benzamidine Hydrochloride Calbiochem 199001
Bestatin Hydrochloride Sigma Aldrich/Merck B8385
Chloroform Any supplier
cOmplete Tablets, Mini EDTA-free Roche 4693159001 Protease inhibitor cocktail tablets
Ethylenediaminetetraacetic Acid (EDTA) Any supplier
Hydrochloric Acid Any supplier For pH adjustment
Ile-Pro-Ile Sigma Aldrich/Merck I9759 Alias Diprotin A
Leupeptin Sigma Aldrich/Merck L2884
Magnesium Sulfate Heptahydrate Any supplier
Pepstatin A Sigma Aldrich/Merck P5318
Protein Electrophoresis System Any supplier
Sodium Chloride Any supplier
Sucrose Any supplier
Tris Any supplier
Name Company Catalog Number Comments
Consumables
Centrifuge Tubes for SW60Ti, Polyallomer Beckman Coulture 328874
DounceTissues Homogenizer 2 mL Any supplier
Glass Vacuum Filtration Device Sartorius 516-7017 Degasing solutions for liquid chromatography
HiTrap Q HP, 5 mL GE Healthcare Life Sciences 17115401 Anion exchange chromatography column
Regenaretad Cellulose Membrane Filters, pore size 0.45 μm, diameter 47 mm Sartorius 18406--47------N Degasing solutions for liquid chromatography
Superdex 200 Increase 10/300 GL GE Healthcare Life Sciences 29091596 Size-exclusion chromatography column
Vivaspin 6 MWCO 100 kDa PES Sartorius VS0641
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
AKTA Pure 25 GE Healthcare Life Sciences 29018224 Or similar FPLC system
Spectrophotometer Shimadzu UV-1601 Shimadzu Or similar spectrophotometer with kinetic assay mode
Ultracentrifuge Beckman Optima with SW60Ti Rotor Beckman Coulture Or similar ultracentrifuge and rotor
Ultrasonic Homogenizer with Thin Probe, Model 3000 BioLogics 0-127-0001 Or similar ultrasonic homogenizer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Walker, J. E. Structure, mechanism and regulation of ATP synthases. Mechanisms of Primary Energy Transduction in Biology. Wikström, M. The Royal Society of Chemistry. Croydon, UK. 338-373 (2017).
  2. Pullman, M. E., Penefsky, H. S., Datta, A., Racker, E. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation. I. Purification and properties of soluble dinitrophenol-stimulated adenosine triphosphatase. The Journal of Biological Chemistry. 235, 3322-3329 (1960).
  3. Schatz, G., Penefsky, H. S., Racker, E. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation. XIV. The Journal of Biological Chemistry. 242, (10), 2552-2560 (1967).
  4. Racker, E., Horstman, L. L. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation. 13. Structure and function of submitochondrial particles completely resolved with respect to coupling factor. The Journal of Biological Chemistry. 242, (10), 2547-2551 (1967).
  5. Senior, A. E., Brooks, J. C. Studies on the mitochondrial oligomycin-insensitive ATPase. I. An improved method of purification and the behavior of the enzyme in solutions of various depolymerizing agents. Archives of Biochemistry and Biophysics. 140, (1), 257-266 (1970).
  6. Tzagoloff, A., Meagher, P. Assembly of the mitochondrial membrane system. V. Properties of a dispersed preparation of the rutamycin-sensitive adenosine triphosphatase of yeast mitochondria. The Journal of Biological Chemistry. 246, (23), 7328-7336 (1971).
  7. Beechey, R. B., Hubbard, S. A., Linnett, P. E., Mitchell, A. D., Munn, E. A. A simple and rapid method for the preparation of adenosine triphosphatase from submitochondrial particles. Biochemical Journal. 148, (3), 533-537 (1975).
  8. Tyler, D. D., Webb, P. R. Purification and properties of the adenosine triphosphatase released from the liver mitochondrial membrane by chloroform. Biochemical Journal. 178, (2), 289-297 (1979).
  9. Hack, E., Leaver, C. J. The alpha-subunit of the maize F1-ATPase is synthesised in the mitochondrion. The EMBO Journal. 2, (10), 1783-1789 (1983).
  10. Dunn, P. P., Slabas, A. R., Moore, A. L. Purification of F1-ATPase from cuckoo-pint (Arum maculatum) mitochondria. A comparison of subunit composition with that of rat liver F1-ATPase. Biochemical Journal. 225, (3), 821-824 (1985).
  11. Satre, M., Bof, M., Vignais, P. V. Interaction of Escherichia coli adenosine triphosphatase with aurovertin and citreoviridin: inhibition and fluorescence studies. Journal of Bacteriology. 142, (3), 768-776 (1980).
  12. Abrahams, J. P., Leslie, A. G., Lutter, R., Walker, J. E. Structure at 2.8 Å resolution of F1ATPase from bovine heart mitochondria. Nature. 370, (6491), 621-628 (1994).
  13. Lutter, R., et al. Crystallization of F1-ATPase from bovine heart mitochondria. Journal of Molecular Biology. 229, (3), 787-790 (1993).
  14. Kabaleeswaran, V., Puri, N., Walker, J. E., Leslie, A. G., Mueller, D. M. Novel features of the rotary catalytic mechanism revealed in the structure of yeast F1-ATPase. The EMBO Journal. 25, (22), 5433-5442 (2006).
  15. Shirakihara, Y., et al. Structure of a thermophilic F1-ATPase inhibited by an epsilon-subunit: deeper insight into the epsilon-inhibition mechanism. The FEBS Journal. 282, (15), 2895-2913 (2015).
  16. Stocker, A., Keis, S., Cook, G. M., Dimroth, P. Purification, crystallization, and properties of F1-ATPase complexes from the thermoalkaliphilic Bacillus sp. strain TA2.A1. Journal of Structural Biology. 152, (2), 140-145 (2005).
  17. Ferguson, S. A., Cook, G. M., Montgomery, M. G., Leslie, A. G., Walker, J. E. Regulation of the thermoalkaliphilic F1-ATPase from Caldalkalibacillus thermarum. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113, (39), 10860-10865 (2016).
  18. Cataldi de Flombaum, M. A., Frasch, A. C. C., Stoppani, A. O. M. Adenosine triphosphatase from Trypanosoma cruzi: purification and properties. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Comparative Biochemistry. 65, (1), 103-109 (1980).
  19. Williams, N., Frank, P. H. The mitochondrial ATP synthase of Trypanosoma brucei: isolation and characterization of the intact F1 moiety. Molecular and Biochemical Parasitology. 43, (1), 125-132 (1990).
  20. Higa, A. I., Cazzulo, J. J. Mg2+-activated adenosine triphosphatase from Crithidia fasciculata: purification and inhibition by suramin and efrapeptin. Molecular and Biochemical Parasitology. 3, (6), 357-367 (1981).
  21. Walker, J. E., et al. Primary structure and subunit stoichiometry of F1-ATPase from bovine mitochondria. Journal of Molecular Biology. 184, (4), 677-701 (1985).
  22. Mueller, D. M., et al. Ni-chelate-affinity purification and crystallization of the yeast mitochondrial F1-ATPase. Protein Expression and Purification. 37, (2), 479-485 (2004).
  23. Gahura, O., et al. The F1-ATPase from Trypanosoma brucei is elaborated by three copies of an additional p18-subunit. The FEBS Journal. 285, (3), 614-628 (2018).
  24. Montgomery, M. G., Gahura, O., Leslie, A. G. W., Zikova, A., Walker, J. E. ATP synthase from Trypanosoma brucei has an elaborated canonical F1-domain and conventional catalytic sites. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115, (9), 2102-2107 (2018).
  25. Schneider, A., Charriere, F., Pusnik, M., Horn, E. K. Isolation of mitochondria from procyclic Trypanosoma brucei. Methods in Molecular Biology. 372, 67-80 (2007).
  26. Smith, P. K., et al. Measurement of protein using bicinchoninic acid. Analytical Biochemistry. 150, (1), 76-85 (1985).
  27. Wirtz, E., Leal, S., Ochatt, C., Cross, G. A. A tightly regulated inducible expression system for conditional gene knock-outs and dominant-negative genetics in Trypanosoma brucei. Molecular and Biochemical Parasitology. 99, (1), 89-101 (1999).
  28. Speijer, D., et al. Characterization of the respiratory chain from cultured Crithidia fasciculata. Molecular and Biochemical Parasitology. 85, (2), 171-186 (1997).
  29. Nelson, R. E., Aphasizheva, I., Falick, A. M., Nebohacova, M., Simpson, L. The I-complex in Leishmania tarentolae is an uniquely-structured F1-ATPase. Molecular and Biochemical Parasitology. 135, (2), 221-224 (2004).
  30. Carbajo, R. J., et al. How the N-terminal domain of the OSCP subunit of bovine F1Fo-ATP synthase interacts with the N-terminal region of an alpha subunit. Journal of Molecular Biology. 368, (2), 310-318 (2007).
  31. Bowler, M. W., Montgomery, M. G., Leslie, A. G., Walker, J. E. Ground state structure of F1-ATPase from bovine heart mitochondria at 1.9 Å resolution. The Journal of Biological Chemistry. 282, (19), 14238-14242 (2007).

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