Détection d’un Panel de micro-ARN Custom circulant chez les Patients atteints de Cancer Colorectal métastatique

Cancer Research

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Summary

Nous présentons un protocole pour évaluer les niveaux d’expression des microARN (miARN) en circulation dans les échantillons de plasma de patients atteints de cancer. En particulier, nous avons utilisé un kit disponible dans le commerce pour faire circuler l’extraction de miRNA et transcriptase inverse. Enfin, nous avons analysé un panel de 24 miARN sélectionnés à l’aide de plaques personnalisées sonde préalablement repéré en temps réel.

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Canale, M., Marisi, G., Passardi, A., Scarpi, E., Ulivi, P. Detection of a Circulating MicroRNA Custom Panel in Patients with Metastatic Colorectal Cancer. J. Vis. Exp. (145), e58615, doi:10.3791/58615 (2019).

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Abstract

Il est un intérêt croissant pour liquide biopsie pour le diagnostic du cancer, de pronostic et de suivi thérapeutique, créer le besoin pour des biomarqueurs fiables et utiles pour la pratique clinique. Nous présentons ici un protocole pour extraire, reverse transcrire et évaluer les niveaux d’expression des miARN provenant d’échantillons de plasma de patients atteints de cancer colorectal (CCR) en circulation. microARN (miARN) sont une classe d’ARN non codants des 18-25 nucléotides de long qui régulent l’expression de gènes cibles au niveau traductionnel et jouent un rôle important, y compris celle de la fonction pro - et anti-angiogéniques, dans la physiopathologie de différents organes. miARN est stables dans les fluides biologiques tels que le sérum et le plasma, ce qui les rend idéal circulant de biomarqueurs pour la prise de diagnostic, pronostic et le traitement du cancer et de surveillance. MiRNA extraction en circulation a été réalisée à l’aide d’une méthode rapide et efficace qui implique des méthodes organiques et basée sur les colonnes. MiRNA fut, nous avons utilisé une procédure multi-étapes qui considère la polyadénylation en 3' et la ligature d’un adaptateur à 5' de la miARN matures, suivie de pré-amplification miRNA aléatoire. Nous avons sélectionné un panneau personnalisé 24-miRNA à tester par quantitative PCR en temps réel (qRT-PCR) et repéré les sondes miRNA sur plaques personnalisées de tableau. Nous avons effectué qRT-PCR plaque fonctionne sur un système de PCR en temps réel. MiARN de ménage pour la normalisation ont été sélectionnés à l’aide du logiciel GeNorm (version 3.2). Données ont été analysées à l’aide du logiciel de la suite Expression (v 1.1) et les analyses statistiques ont été réalisées. La méthode s’est avérée fiable et techniquement solide et pourrait être utile pour évaluer les niveaux de biomarqueurs dans les échantillons liquides tels que le plasma ou le sérum.

Introduction

CRC représente la troisième plus fréquemment diagnostiqué une tumeur maligne et la quatrième cause de décès liés au cancer dans le monde. A ce jour, (B) le bevacizumab, un anticorps monoclonal dirigé contre le facteur de croissance vasculaire endothéliale (VEGF) et (C) le cetuximab ou panitumumab (P), des anticorps monoclonaux dirigés contre le récepteur du facteur de croissance épidermique (EGFR), ont été approuvées pour traitement de première ligne en combinaison avec la chimiothérapie (CT).

Mutations dans les gènes de K-RAS et N-RAS sont les seuls biomarqueurs cliniquement utiles capables d’identifier les patients qui sont moins susceptibles de bénéficier de CT base anti-EGFR. Bien que plusieurs études ont été menées pour rechercher les biomarqueurs qui sont prédictifs de réponse au CT axée sur la B, il y a toujours un manque considérable de médicaments fiables et efficaces pour une utilisation en pratique clinique1.

miARN est de petits ARN (18-25 nucléotides de long) qui réglementent la traduction des gènes cibles et joue un rôle essentiel dans de nombreux processus physiopathologiques, y compris l’embryogenèse et cancérogenèse. Ces molécules sont très stables dans les liquides biologiques comme le plasma/sérum, urine et crachats, ce qui les rend robustes biomarqueurs à utiliser pour l’échantillonnage non invasif2. Utilisant un panel des miARN impliqués dans la voie angiogénique, notre objectif était d’identifier les nouvelles circulant biomarqueurs capables de prédire l’issue clinique chez les patients atteints de cancer Colorectal métastatique (mCRC) traités par un traitement à base de B CT.

Nous avons analysé une série de 52 mCRC patients traités par CT B-basée dans la prospective multicentrique randomisée de phase III du procès « italien du procès dans Advanced Cancer Colorectal » (ITACa). Le présent protocole a été approuvé par le Comité d’éthique Local (Comitato Etico zone Vasta e Scientifico Romagnolo Istituto per lo Studio e la Cura dei Tumori (IRST) IRCCS, n° 674) sur 19th septembre 2007. Tous les patients ont donné le consentement éclairé avant le prélèvement d’échantillons de sang. Pour chaque patient, les échantillons de sang veineux ont été recueillies avant traitement et à la première évaluation clinique (après 8 semaines) pour évaluer le niveau de référence miRNA expression et sa modulation pendant le traitement par rapport aux résultats pour les patients.

Grâce à une recherche de la littérature, nous avons sélectionné des 21 miARN en corrélation avec le processus angiogénique qui sont connus pour être détectable dans le plasma humain : a-miR-107, a-miR-126-3 p. p a-miR-145-5, a-miR-194-5, a-miR-199 - 5P, a-miR - 200 b - 3P, a-miR - 20 b - 5p , a-miR-21-5 p, a-miR-210-3 p, p a-miR-221-3, a-miR-24-3 p, p a-miR - 27 a - 3 p. a-miR - 29 b - 3, a-miR-335-5, p a-miR-424-5, a-miR-497-5 p, p a-miR - 520d - 3 p. a-miR - 92 a - 3, a-miR-17-5 et a-miR-155-5 p. Nous avons également sélectionné p a-miR-223-3 et a-mir-484 pour normalisation endogène3,4,5,6et cel-miR-39 épuré de c. elegans comme spike-in pour la normalisation exogène. Tous les normalisations de données ont été réalisées à l’aide de la méthode de ̄(ΔΔCt) 2 ̂.

La détection des miARN en circulation présente quelques difficultés techniques car les molécules sont présents en très faibles quantités dans le plasma et leur amplification est chimiquement difficile compte tenu de leur courte séquence. Pour ces raisons, nous avons choisi une procédure qui tient compte tant organique d’extraction avec le phénol et une méthodologie basée sur les colonnes de fibre de verre. MiRNA extraction en circulation est un sujet d’actualité dans le domaine des liquide biopsie, et nous avons choisi une trousse commerciale qui a montré l’un des plus fiables en termes de quantité et qualité des rendements récupéré7,8. Nous avons sélectionné un protocole pour inverser transcrire des miARN par l’ajout d’un adaptateur à 5' et une queue poly (a) à 3' de la miRNA mature pour améliorer la sélectivité et la spécificité de la réaction.

Étant donné la robustesse de la méthode, nous avons conçu des plaques personnalisées avec des sondes pré tachetés de RT-PCR évaluer chaque échantillon en double exemplaire et analysé 2 patients dans chaque assiette, comme illustré à la Figure 1.

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Protocol

Remarque : Exécuter toutes les étapes suivantes sous une hotte de laboratoire stérilisé selon les bonnes pratiques de laboratoire (bpl).

1. stockage et collecte de plasma

  1. Collecter 3 mL d’échantillon de sang périphérique dans un tube EDTA K3E.
  2. Centrifuger le tube à température ambiante comprise entre 1 880 x g pendant 15 min.
  3. Récupérer le plasma surnageant dans des parties aliquotes de 450 µL.
  4. Conserver les échantillons à-80 ° C jusqu'à l’utilisation.
    Remarque : Processus le tube de sang périphérique dans les 2 h suivant le prélèvement. Lorsque vous récupérez le plasma du tube, ne pas déranger la couche lymphocytaire.

2. extraction des miARN provenant d’échantillons de Plasma (Table des matières) en circulation

  1. Préparer toutes les solutions nécessaires et les laisser décongeler pour les étapes de l’extraction.
    1. Ajouter 375 µL de 2-mercaptoéthanol à la solution de x denaturating 2 et bien mélanger.
    2. Ajouter 21 mL d’éthanol 100 % ACS à la solution de lavage miRNA I et mélanger bien.
    3. Ajouter 40 mL d’éthanol 100 % ACS à la solution de lavage 2/3 et bien mélanger.
    4. Permettre un plasma aliquote à décongeler à température ambiante et puis commencer les étapes de l’extraction.
  2. Extraction organique
    1. Transférer 400 µL de l’échantillon de plasma dans un tube de 2 mL de RNase-libre.
    2. Ajouter 400 µL de solution de x denaturating 2, mélanger au vortex et centrifuger brièvement.
    3. Ajouter 4 µL de 1 nM spike-in, mélanger au vortex et centrifuger brièvement.
    4. Ajouter 800 µL d’acide phénol-chloroforme.
    5. Vortexer pendant 60 s et centrifuger à vitesse maximale (≥ 10, 000 x g) pendant 15 min.
    6. Transférer la phase aqueuse supérieure à un nouveau tube. Ne pas déranger l’interphase. Noter le volume récupéré et jeter le tube contenant la phase non-fait.
      Remarque : Le 2 x solution de dénaturation est stockée à 4 ° C et peut se solidifier à cette température. Avant utilisation, chaud la solution à 37 ° C, agitant occasionnellement pendant 10-15 min. Veillez à retirer la phase inférieure contenant l’acid phénol-chloroforme, pas le tampon de fait qui se trouve sur le dessus du mélange. Préchauffer la solution d’élution ou une eau exempte de nucléase à 95 ° C. Soyez prudent chauffer un volume suffisant de solution (100 µL par exemple + 10 % excès).
  3. Enrichissement de RNA petit
    1. Ajouter 1/3 volume d’éthanol 100 % à la phase aqueuse de l’étape 2.2.6 et bien mélanger.
    2. Placez une cartouche de filtre dans un tube de prélèvement frais pour chaque échantillon.
    3. Transférer jusqu'à 700 µL de lysat d’étape 2.3.1 et d’éthanol dans la cartouche du filtre et centrifuger à 10 000 x g pendant 30 s.
    4. S’il y a > 700 µL du mélange gauche, placer le filtrat dans un tube frais et répétez l’étape 2.3.3 ; Répétez jusqu'à ce que tout le mélange ait franchi la cartouche du filtre.
    5. Mesurer le volume total de l’accréditif.
    6. Ajouter 2/3 volume d’éthanol à 100 % pour le filtrat et bien mélanger.
    7. Placer une deuxième cartouche de filtre dans un tube de prélèvement de frais.
    8. Transférer jusqu'à 700 µL du volume de l’échantillon dans la cartouche et centrifuger à 10 000 x g pendant 30 s. jeter le cheminement.
    9. Répétez l’étape 2.3.8 tout le mélange s’écouler de la cartouche filtrante.
    10. Appliquer 700 µL de solution de lavage miRNA 1 à la cartouche de filtre et centrifuger la cartouche du filtre avec le tube de prélèvement à 10 000 x g pendant 15 s. jeter le cheminement. Placez la cartouche filtrante dans le même tube de prélèvement.
    11. Demander 500 µL de solution de lavage 2/3 de la cartouche filtrante et centrifuger la cartouche du filtre avec le tube de prélèvement à 10 000 x g 15 s. jeter le cheminement. Placez la cartouche de filtre dans un tube de prélèvement de frais.
    12. Placez la cartouche de filtre dans un tube de prélèvement frais et répétez l’étape 2.3.11 avec 500 µL de solution de lavage 2/3. Jeter le cheminement et transférer la cartouche de filtre dans un tube de prélèvement de frais.
    13. Centrifuger les tubes avec les cartouches de filtre à 10 000 x g pendant 1 min.
    14. Transférer la cartouche de filtre dans un tube de prélèvement des frais de 1,5 mL et ajouter 100 µL de solution d’élution préchauffé (95 ° C) ou de l’eau exempte de nucléase.
    15. Centrifuger à 10 000 x g pendant 30 s pour récupérer des miARN et conserver à-80 ° C.
      Remarque : Un précipité blanc peut se former dans la solution de lavage 2/3. Il s’agit d’excès EDTA libéré de la solution. Éviter de tirer vers le haut de ces cristaux lors du pipetage.

3. effectuer la Transcription inverse et miRNA pré-amplification (Table des matières)

  1. Effectuer la réaction de polyadénylation
    1. Fondre tous les réactifs sur la glace, puis brièvement vortex et centrifugeuse pour filer vers le bas le contenu. En outre, le dégel 50 % PEG 8000, lui permettant d’atteindre la température ambiante.
    2. Préparer le mélange réactionnel dans un tube à centrifuger 0,5 mL, obtention d’un volume final de 3 µL de réaction cocktail pour chaque échantillon. Utiliser les volumes suivants, ainsi que 10 % du volume excédentaire pour chaque réactif.
    3. Ajouter 1,7 µL d’eau exempte de RNase, 0,5 µL de mémoire tampon poly (a) 10 x, 0,5 µL d’ATP de 10 mM et enfin 0,3 µL 5 U/µL PolyA enzyme.
    4. Brièvement vortex et centrifuger le mélange cocktail pour filer vers le bas le contenu.
    5. Transférer 2 µL de l’échantillon à chaque puits de la plaque de réaction ou de tube à essais et ajouter 3 µL de la réaction de cocktail. Brièvement le vortex et centrifuger à tourner vers le bas le contenu.
    6. Placer les plaque/tubes dans un thermocycleur et effectuez les opérations suivantes.
    7. Incuber à 37 ° C pendant 45 min (polyadénylation étape).
    8. Incuber à 65 ° C pendant 10 min (réaction d’arrêt), avec une cale suivante à 4 ° C.
  2. Effectuer la réaction de ligature.
    1. Préparer le mélange réactionnel dans un tube à centrifuger avec les volumes suivants pour chaque échantillon et 10 % du volume en excès.
    2. Ajouter 0,4 µL d’eau exempte de RNase, 3 µL de 5 x tampon de DNA ligase, 0,6 µL de 25 x adaptateur de ligature, 4,5 µL 50 % PEG 8000 et enfin 1,5 µL de ligase RNA.
    3. Brièvement vortex et centrifuger le mélange cocktail pour filer vers le bas le contenu.
    4. Ajouter 10 µL du mélange dans chaque tube de puits/réaction contenant le produit de résidus de poly (a). Mélanger par un agitateur de plaque à 1 900 tr/min pendant 1 min ou brièvement vortex et la centrifuger le contenu.
    5. Placer les tubes de plaque/réaction dans un thermocycleur avec les paramètres suivants : incubation à 60 ° C pendant 60 min, avec une suite tenir à 4 ° C.
      NOTE : 50 % PEG 8000 est très visqueux. Utiliser à température ambiante, aspiration et distribution lentement. Après chaque aspiration et distribution étape, tenez le plugger pendant 10 s pour permettre le réactif s’écouler en haut et en bas.
  3. Effectuer la réaction de transcription inverse.
    1. Préparer le mélange réactionnel dans un tube à centrifuger, avec les volumes suivants pour chaque échantillon et 10 % du volume en excès.
    2. Ajouter 3,3 µL d’eau exempte de RNase, 6 µL de 5 x tampon RT, 1,2 µL du mélange dNTP (25 mM), 1,5 µL de 20 x amorces universelles RT et enfin 3 µL de 10 x mélange enzymatique RT.
    3. Brièvement vortex et centrifuger le mélange cocktail pour filer vers le bas le contenu.
    4. Ajouter 15 µL du mélange dans chaque tube de puits/réaction contenant le produit de la ligature. Mélanger par un agitateur de plaque à 1 900 tr/min pendant 1 min ou brièvement vortex et la centrifuger le contenu.
    5. Placer les tubes de plaque/réaction dans un thermocycleur avec les paramètres suivants.
    6. Incuber à 42 ° C pendant 15 min (transcriptase inverse).
    7. Incuber à 85 ° C pendant 5 min (réaction d’arrêt), avec une cale suivante à 4 ° C.
      Remarque : Le produit de la RT peut maintenant être stocké à-20 ° C et demeurera stable jusqu'à 2 mois.
  4. Effectuer la réaction de miR-Amp (Table des matières).
    1. Préparer le mélange réactionnel dans un tube à centrifuger avec les volumes suivants pour chaque échantillon et 10 % du volume en excès.
    2. Ajouter 17,5 µL d’eau exempte de RNase et 25 µL du mélange maître miR-ampli 2 x 2,5 µL de 20 x mix amorce miR-Amp.
    3. Brièvement vortex et centrifuger le mélange cocktail pour filer vers le bas le contenu.
    4. Pour chaque échantillon, transfert 45 µL du mélange réaction à chaque puits d’une nouvelle plaque de réaction ou d’un tube à essais. Ajouter 5 µL du produit RT dans chaque tube de puits ou de la réaction. Mélanger par un agitateur de plaque à 1 900 tr/min pendant 1 min ou brièvement vortex et la centrifuger le contenu.
    5. Placer les tubes de plaque/réaction dans un thermocycleur et exécuter comme indiqué dans le tableau 1.

4. effectuer la PCR en temps réel

  1. Diluer chaque cDNA échantillon 01:10 dans un tampon de TE x 0,1.
  2. Calculer le nombre de puits/répétitions pour chaque échantillon. Préparer le mélange réactionnel dans un tube à centrifuger avec les volumes suivants pour chaque échantillon, ajouter 10 % du volume en excès.
  3. Ajouter 4 µL d’eau exempte de RNase, 10 µL de 2 x rapide avancée mélange principal (Table des matières) et enfin 5 µL de cDNA dilué.
  4. Mélanger au vortex et centrifuger brièvement pour faire tourner vers le bas le contenu.
  5. Transfert 19 µL du mélange de réaction pour chaque puits, sceller la plaque et centrifuger brièvement.
  6. Effectuer le protocole thermique (tableau 2) sur un système de RT-PCR.

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Representative Results

Nous avons analysé un panel des miARN circulant axés sur l’angiogenèse en ce qui concerne la survie sans progression (PFS), dans l’ensemble la survie (OS) et réponse objective taux (ORR) dans une mCRC 52 patients traités par CT B-basée. L’évaluation de tels biomarqueurs dans les échantillons de plasma est difficile en raison de difficultés techniques. Nous avons utilisé des méthodes établies pour miRNA extraction des échantillons de plasma patient, transcription inverse et préamplification. Suite aux instructions du fabricant et avec seulement quelques modifications qui s’imposent, surtout dans les étapes de l’extraction, nous avons évalué avec succès tous nos objectifs dans la population de patients (Figure 2).

En particulier, nous avons analysé les 2 échantillons de plasma/patient, corrélant baseline et thérapie-modified miRNA expression avec des résultats pour les patients.

Nous avons effectué des dilutions de cel-miR-39 au prix de 0,05 nM, 0,5 nM, 5 nm et 17:00 dans 800 µL de plasma échantillon (400 µL de plasma plus 400 µL de solution de 2 x denaturating) pour déterminer la concentration de spike-à utiliser. Comme illustré à la Figure 4, le contrôle exogène a montré cycle seuil des valeurs (Ct) qui étaient en harmonie avec les dilutions en série, ce qui indique la robustesse de l’ensemble du protocole (extraction, transcription inverse et évaluation qRT-PCR). En outre, ces dilutions en série nous a permis de choisir la concentration de spike-in qui n’interférerait pas avec la transcription inverse de toutes les cibles miARN.

Cette méthode permet de corréler des miARN de base présentant des caractéristiques pathologiques cliniques. En particulier, nous avons constaté qu’a-miR-199 - 5p, p a-miR-335-5 et a-miR - 520d - 3P étaient significativement augmenté dans en ce qui concerne les lésions côté droit côté gauche (p = 0,03, p = 0,006 et p = 0,008, respectivement). À l’inverse, a-miR-21-5 p a été significativement diminuée chez les patients RAS muté (K-RAS, p = 0,01 et N-RAS, p = 0,008), tandis qu’a-miR-221-3 p a augmenté (p = 0,05, p = 0,01, K et N-RAS, respectivement).

En comparant les niveaux d’expression de miRNA entre base et première évaluation clinique, nous avons observé qu’une augmentation des niveaux d’expression a-miR-155-5 p a été associée à PFS plus courtes (p = 0,04) et OS (p = 0,02). En particulier, chez les patients avec une augmentation ≥ 30 % a-miR-155-5 p, PFS était de 9,5 mois (IC à 95 %, 6,8-18,7) et OS a été de 15,9 mois (IC à 95 %, 8,4, ne pas atteint) par rapport à 22,3 (IC à 95 %, 10,2-25,5) et 42,9 mois (IC à 95 %, 24,8, ne pas atteint) pour ceux qui ont un < 30 % augmenter (Figure 3). La valeur médiane de la variation dans la série de cas (30 %) a été défini comme le point de coupure. Basales circulants des miARN ont été termes dichotomiques dans « élevée » ou « faible » selon les valeurs médianes9.

Figure 1
Figure 1 : conception de schéma personnalisé. Des sondes ont été préalablement repérés dans chaque puits. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : exemples de qRT-PCR amplification parcelles. (A) Amplification plot d’une plaque personnalisée unique qRT-PCR. Tous les marqueurs étaient évaluables dans les deux échantillons de plaque unique. (B) qRT-PCR d’a-miR-17-5 p dans la série de cas dans l’ensemble. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : résultats expérimentaux et cliniques par rapport à a-miR-155-5 p. Valeurs de (A) Ct pour a-miR-155-5 p. Terrain de amplification d’a-miR-155-5 p dans la série de cas dans l’ensemble. PFS (B) et les OS des patients ≥ 30 % ou < 30 % augmentation en circulation a-miR-155-5 p. PFS a calculé que le temps entre la date de randomisation et la date de la première preuve documentée de la progression tumorale, dernière évaluation tumorale ou la mort en l’absence de progression de la maladie. OS a calculé que le temps entre la date de randomisation et la date du décès de toute cause ou de la dernière visite de suivi. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : dilution en série résultats expérimentaux forcel-miR-39. (A) qRT-PCR pour les dilutions successives du cel-miR-39, (B) relative Cts. dilution d’ont été effectués à 5 nM, 0,5 nM, 0,05 nM et 17:00 dans les échantillons de plasma chez le même patient. Cette linéarité de test nous a permis de sélectionner la meilleure concentration d’utiliser dans la série de cas dans l’ensemble. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Étape Température Durée Cycles
Activation des enzymes 95 ° C 5 min 1
Dénaturer 95 ° C 3 s 14
Recuire/prolonger 60 ° C 30 s
Arrêter la réaction 99 ° C 10 min 1
Maintenez 4 ° C Maintenez

Tableau 1 : Protocole thermique de la réaction de mir-AMP.

Étape Température Durée Cycles
Activation des enzymes 95 ° C 20 s 1
Dénaturer 95 ° C 3 s 40
Recuire/prolonger 60 ° C 30 s
Maintenez 4 ° C Maintenez

Tableau 2 : Protocole thermique de qRT-PCR.

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Discussion

miARN est petit RNAs (18-25 nucléotides de long) qui lie la région 3' UTR de leurs cibles ARN messager et inhibant et/ou dégradant il non codantes. Ils peuvent donc être considérés régulateurs d’expression de gène au niveau traductionnel. Au cours de la dernière décennie, plusieurs miARN ont été corrélés avec le déclenchement du cancer et le développement, ce qui les rend utiles biomarqueurs cliniques pour le diagnostic, le pronostic et la thérapie. Protégés par des ribonucléases, miARN est présents sous une forme stable dans les liquides biologiques comme le sang, plasma, sérum, urine et la salive, ce qui a conduit à un intérêt croissant pour leur utilité potentielle en pratique clinique10.

Malgré cela, l’évaluation des miARN en circulation est une tâche difficile et les difficultés concernant le prélèvement d’échantillons, l’extraction de la cible, choix de plate-forme et normalisation globale sont sujets âprement débattues au sein de la communauté scientifique.

Pour le prélèvement d’échantillons et de stockage, pré-analytique variables sont étroitement liés au plasma et de traitement. Nous nous sommes concentrés sur des échantillons de plasma au lieu du sérum, qu’il y ait suffisamment de preuves des concentrations plus élevées de miRNA dans le second, peut-être en raison de la libération de ces molécules au cours de la coagulation processus10,11,12 . Pour répondre à la question de la libération des acides nucléiques cellulaires dérivant de la lyse des cellules de sang, nous avons centrifugé les échantillons dans les 2 h suivant le prélèvement de sang. Nous avons aussi utilisé les tubes EDTA K3E parce que les autres anticoagulants sont connus pour interférer avec les étapes de l’amplification (c.-à-d., héparine) et peuvent déclencher une hémolyse (c.-à-d., citrate). Comme il est essentiel pour éviter la contamination de plaquettes et de lymphocytes dans la phase pré-analytique, nous avons retiré le plasma du tube très lentement et ne pas aspirer de la dernière ~ 50 µL de l’échantillon dans le tube.

Diverses études ont montré la supériorité des méthodes d’extraction basée sur les colonnes sur la guanidine/phénol/chloroforme-protocoles basés sur11,13, mais Al Khoury isolé effectivement bonne qualité petits ARN du sérum à l’aide de ces réactifs sans contamination14. La trousse commerciale, que nous avons utilisé successivement effectue les deux méthodes d’extraction, permettant des rendements de miRNA approprié en termes de concentrations de pointe-à. Seulement, nous avons effectué une modification en ce qui concerne les instructions du fabricant, c.-à-d., les tubes de prélèvement frais servaient toujours après chaque lavage de filtre cartouche à éliminer/réduire le risque de contamination de réactif. Afin d’identifier la meilleure concentration d’épi-en dans nos échantillons et ainsi éviter toute interférence avec des réactions subséquentes, nous avons effectué tout d’abord l’ensemble du protocole sans ajouter le cel-miR-39 lors de l’étape d’extraction afin d’évaluer les niveaux d’expression médian de nos objectifs. Nous avons ensuite effectué de novo miRNA extraction des échantillons de plasma du patient même en utilisant une dilution en série de cel-miR-39 pour identifier la meilleure concentration pour ajouter à des échantillons de plasma de nos séries de cas (Figure 4). Il faut cependant souligner que la concentration optimale de cel-miR-39, pour les échantillons qu’une seule, ne soit pas nécessairement la meilleure concentration pour la série de cas dans l’ensemble à cause d’une série de variables internes tels que les habitudes de l’âge, le sexe ou la vie, qui pourrait influencer absolue miRNA expression dans le sang.

amplification et miRNA transcription réverse représentent 2 étapes critiques. Des deux principales techniques pour la détection de miRNA (c.-à-d..qRT-PCR et microarray), nous avons choisi qRT-PCR, compte tenu de sa grande sensibilité et notre besoin d’évaluer seulement un panneau sélectionné des miARN (une limitation majeure de cette méthode est son faible débit)15. Nous avons utilisé la chimie de transcription inverse 3' polyA tailing et 5' ligature adaptateur séquences d’étendre le miARN mature et permettre un recuit des amorces universelles de RT. Fondée sur la seule reconnaissance de paires de bases, l’adaptateur de ligature 5' permettrait d’éviter les préjugés communs tels que ceux liés à l’incompatibilité de 5'. Ce kit comprend également une étape de pré amplification qui est requise pour les échantillons de faible rendement, comme le plasma. Bien que nécessaire, cette étape pourrait présenter certains préjugés amplification avant l’étape de détection.

Dans ce protocole, nous avons analysé un panel de 24 miARN sélectionnés en corrélation avec l’angiogenèse. En particulier, nous avons choisi des plaques personnalisées sonde préalablement repéré et suivi les instructions du fabricant pour les passes qRT-PCR. Les principales questions concernant miRNA qRT-PCR sont le choix des gènes de référence et leur normalisation de l’analyse ultérieure des données.

Bien que de nombreuses études ont été menées afin d’identifier le meilleures miRNA à utiliser pour la normalisation, aucun consensus uniforme n’a été atteint. Pour combler cette lacune, nous avons effectué une recherche documentaire pour identifier les miARN circulante qui peut être utilisé comme gènes de référence dans notre série de cas.

Nous également sélectionné les 4 miARN avec des preuves solides d’une expression stable dans les échantillons de plasma provenant de patients mCRC et les a testés dans une petite partie de notre série de cas. Les miARN plus stable 2 ont été identifiés par analyse GeNorm gènes domestiques de référence.

En conclusion, l’évaluation des miARN dans des échantillons de sang périphérique en circulation a un certain nombre de difficultés connues. Cependant, nous croyons que les méthodologies que nous utilisons sont fiables et robustes, permettant une étude approfondie et précise de ces biomarqueurs qui ont le potentiel de changer le scénario de traitement du cancer colorectal.

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Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt à divulguer.

Acknowledgments

Cette étude a été partiellement financée par Roche S.p.A. et l’agence italienne du médicament (AIFA).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Rnase-free Safe-lock 1.5 mL tubes Eppendorf 0030 123.328
Rnase-free Safe-lock 2 mL tubes Eppendorf 0030 123.344
Rnase-free 20 µL tips Starlab S1123-1810
Rnase-free 200 µL tips Starlab S1120-8810
Rnase-free 1,000 µL tips Starlab S1122-1830
mirVana PARIS RNA and Native Protein Purification Kit Thermo Fisher AM1556
TaqMan Advanced miRNA cDNA Synthesis Kit Thermo Fisher A28007
100% ethanol anidrous ACS grade Carlo Erba Reagents 414605
2-mercapto-ethanol Sigma-Aldrich M3148
TaqMan Fast Advanced Master Mix Thermo Fisher 4444558
TaqMan Advanced miRNA Assays Thermo Fisher A25576
7500 Real-Time PCR System Applied Biosystems 4406984
0.2-2, 1-10, 2-20, 20-200, 100-1,000 µL laboratory pipettes
Benchtop microcentrifuge
Vortex
Benchtop heating block
Fume hood
0.2 mL PCR tubes

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References

  1. Luo, H. -Y., Xu, R. -H. Predictive and prognostic biomarkers with therapeutic targets in advanced colorectal cancer. World journal of gastroenterology. 20, (14), 3858-3874 (2014).
  2. Toiyama, Y., Okugawa, Y., Fleshman, J., Richard, C., Goel, A. MicroRNAs as potential liquid biopsy biomarkers in colorectal Cancer: A systematic review. BBA Reviews on Cancer. 5, (6), (2018).
  3. Kok, M. G. M., Halliani, A., Moerland, P. D., Meijers, J. C. M., Creemers, E. E., Pinto-Sietsma, S. J. Normalization panels for the reliable quantification of circulating microRNAs by RT-qPCR. FASEB Journal. 29, (9), 3853-3862 (2015).
  4. Marabita, F., De Candia, P., Torri, A., Tegnér, J., Abrignani, S., Rossi, R. L. Normalization of circulating microRNA expression data obtained by quantitative real-time RT-PCR. Briefings in Bioinformatics. 17, (2), 204-212 (2016).
  5. Danese, E., et al. Reference miRNAs for colorectal cancer: Analysis and verification of current data. Scientific Reports. 7, (1), 1-12 (2017).
  6. Zheng, G., et al. Identification and validation of reference genes for qPCR detection of serum microRNAs in colorectal adenocarcinoma patients. PLoS ONE. 8, (12), 1-10 (2013).
  7. Lv, W., et al. Optimization of the Original TRIzol-Based Technique Improves the Extraction of Circulating MicroRNA from Serum Samples. Clinical laboratory. 61, (12), 1953-1960 (2015).
  8. Tan, G. W., Khoo, A. S. B., Tan, L. P. Evaluation of extraction kits and RT-qPCR systems adapted to high-throughput platform for circulating miRNAs. Scientific reports. 5, 9430 (2015).
  9. Altman, D. G., McShane, L. M., Sauerbrei, W., Taube, S. E. Reporting Recommendations for Tumor Marker Prognostic Studies (REMARK): explanation and elaboration. PLoS medicine. 9, (5), (2012).
  10. Tiberio, P., Callari, M., Angeloni, V., Daidone, M. G., Appierto, V. Challenges in using circulating miRNAs as cancer biomarkers. BioMed Research International. 2015, (2015).
  11. Kroh, E. M., Parkin, R. K., Mitchell, P. S., Tewari, M. Analysis of circulating microRNA biomarkers in plasma and serum using quantitative reverse transcription-PCR (qRT-PCR). Methods (San Diego, Calif). 50, (4), 298-301 (2010).
  12. Cheng, H. H., et al. Plasma Processing Conditions Substantially Influence Circulating microRNA Biomarker Levels. PLoS ONE. 8, (6), 1-11 (2013).
  13. Moret, I., et al. Assessing an improved protocol for plasma microRNA extraction. PloS one. 8, (12), (2013).
  14. Khoury, S., Ajuyah, P., Tran, N. Isolation of small noncoding RNAs from human serum). Journal of visualized experiments JoVE. (88), e51443 (2014).
  15. Schwarzenbach, H., Nishida, N., Calin, G. A., Pantel, K. Clinical relevance of circulating cell-free microRNAs in cancer. Nature Reviews Clinical Oncology. 11, (3), 145-156 (2014).

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