Genteknologi Dictyostelium discoideum cellene basert på valget og vekst på bakterier

Genetics
 

Summary

Dictyostelium discoideum er en populær modell organisme å studere komplekse cellulære prosesser som celle migrasjon, endocytose og utvikling. Nytten av organismen er avhengig av muligheten for genetisk manipulasjon. Her presenterer vi metoder for å transfect Dictyostelium discoideum celler som eksisterende begrensningene av dyrking celler i flytende medier.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Paschke, P., Knecht, D. A., Williams, T. D., Thomason, P. A., Insall, R. H., Chubb, J. R., Kay, R. R., Veltman, D. M. Genetic Engineering of Dictyostelium discoideum Cells Based on Selection and Growth on Bacteria. J. Vis. Exp. (143), e58981, doi:10.3791/58981 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Dictyostelium discoideum er en spennende modell organisme for studier av celle differensiering prosesser under utvikling, celle signalisering og andre viktige mobilnettet biologi spørsmål. Teknologien å manipulere genetisk Dictyostelium celler er godt utviklet. Transfections utføres med ulike valgbare markører og markør re sykling, inkludert homologe rekombinasjon og insertional mutagenese. Dette støttes av et godt kommentert genom. Men disse tilnærmingene er optimalisert for axenic cellelinjer vokser i flytende kulturer og er vanskelig å bruke for ikke-axenic vill-type celler, som beiter på bakterier. Den mutasjoner som finnes i axenic stammer forstyrre Ras signalering, forårsaker overdreven macropinocytosis kreves for fôring, og svekke celle migrasjon, som forundrer tolkningen av signaltransduksjon og chemotaxis eksperimenter i disse stammer. Tidligere forsøk på å manipulere genetisk ikke-axenic celler har manglet effektivitet og nødvendige komplekse eksperimentelle prosedyrer. Vi har utviklet en enkel transfection protokoll som, for første gang, overvinner disse begrensningene. Disse rekke store forbedringer Dictyostelium molekylær arvelighetsforskning gjør at vill-type celler kan manipuleres like enkelt som standard laboratorium stammer. I tillegg til fordelene for å studere uskadet signalisering og motilitet prosesser, kan mutanter som forstyrrer macropinocytosis-baserte vekst nå være lett isolert. Videre er hele hva arbeidsflyten betraktelig, med rekombinant celler som kan genereres i dager i stedet for uker. En annen fordel er at molekylær arvelighetsforskning videre kan utføres med fersk isolert vill-type Dictyostelium prøver fra miljøet. Dette kan bidra til å utvide omfanget av tilnærminger brukt i disse forskningsområder.

Introduction

Dictyostelium slekten er jord-levende sosiale amoeba som hovedsakelig lever bakterier. Plasseres i rekken Amoebozoa, et stort antall arter har vært isolert som kan grupperes i fire forskjellige klader1. Arten Dictyostelium discoideum (D. discoideum) har blitt en populær modell organisme å studere komplekse cellulære prosesser som celle migrasjon og fagocytose. Kontrollere og standardisere eksperimentelle forhold, axenic cellen linjer har blitt utviklet som kan vokse i komplekse eller definert flytende medium i fravær av bakterier2. Av særlig betydning er Ax2, Ax3, Ax4 stammer, som ble alle generert i 1970 og stammer fra en enkelt vill isolere NC43. Verktøy for genetisk engineering ble utviklet i disse axenic stammer, som resulterer i første publiserte knockout i 19874,5. Protokollene ble ytterligere utviklet og optimalisert for bruk under axenic forhold6,7.

Tilpasning av disse protokollene å vill-type D. discoideum stammer som ikke kan vokse i flytende kjøttkraft forsøkt av flere laboratorier. Men har dette ikke blitt fullt vellykket siden transfection protokollene er komplekse og mangler effektivitet delvis på grunn av antall bakterier som vask for selektiv reagenser8,9. Som et resultat, kommer i hovedsak alle molekylære data på D. discoideum fra etterkommere av en enkelt vill-type isolere. Vi ønsket å overkomme denne begrensningen og utvikle en metode for å endre genetisk D. discoideum celler uavhengig av deres evne til å vokse i flytende medium. Behovet for slik metode kan forklares av observasjon at det ble antatt i fortiden som mutasjoner tillater axenic vekst var hovedsakelig nøytrale og ikke svekke celle fysiologi. Denne antagelsen er bare delvis riktig. Generelt finnes det to bemerkelsesverdige forskjeller; først isolerte mellom forskjellige axenic stammer, og andre, når disse axenic stammer sammenlignes med ikke-axenic vill isolerer8,9.

Kanskje er den mest kritiske faktoren viktige axenic genet, øksB, som ble identifisert nylig som RasGAP NF1. NF1 som en RasGAP viktigste funksjon er å hindre Ras aktivitet3. Sletting av enzymet i alle axenic stammer fører til overdreven Ras aktivitet manifestert som dannelsen av store aktive Ras patcher. Disse forstørret Ras-oppdateringene føre til Oppsamling av PIP3 i plasma membranen. De vises tilfeldige flekker av PIP3 og aktive Ras er en mal for dannelsen av en sirkulær krusning som til slutt lukker og fører til dannelse av macropinosomes10. Konsekvensen er overdreven økning i macropinocytic aktivitet. Macropinocytosis er en begrepsordbok-drevet prosess. En konkurranse for cellen cytoskjelett komponenter for dannelsen av macropinosomes eller eukaryotene er resultatet. Dens innvirkning på celle atferd gjenspeiles i den nesten komplette forebygging av chemotaxis av vegetative celler folat11. Svær forstørret PIP3 patcher er meget vedvarende. Selv i starved celler, PIP3 patcher fortsatt og kan feiltolkes som eukaryotene, hvilke kanne anledning problemer tolke studier på chemotaxis til leiren.

I noen tilfeller er NF1 mutasjon eksperimentelt nyttig. Dette fører oss til en andre motivasjon for å utvikle en transfection metode for bacterially vokste D. discoideum celler, siden økningen i macropinocytosis rate gjør axenic celler verdifulle for å undersøke grunnleggende sider ved denne prosessen12 . Imidlertid mutasjon i genene kreves for macropinocytosis, for eksempel Ras- og PI3-kinaser10, har nesten avskaffet axenic vekst, noe som gjør det nødvendig å manipulere disse cellene gjennom vekst på bakterier. En annen grunn som gjengir bakterier-baserte transfections verdifulle er den økende bruken av Dictyostelids å utforske spørsmål i utviklingen av flere cellularity13,14, kin anerkjennelse15,16: og altruistiske mobilnettet atferd, som hovedsakelig avhenger av bruken av fersk isolert vill-type isolerer17. Alle nevnte forskningsområder kan ordnes med effektive metoder for genetisk manipulering av vill isolert, som er ikke-axenic og vokser ikke i flytende kjøttkraft.

Våre protokoller brukes overvinne beskrives begrensningene. Til sammen har muligheten til å utføre genetisk manipulasjon med bakteriell vokst D. discoideum celler har fordeler for alle Dictyostelium forskere, selv om det er bare økte hastigheten på utvelgelsesprosessen grunn raskere veksten av amoeba (4 h dobling tid) på bakterier i forhold til veksten i axenic medier (10 h dobling tid).

Protocol

1. forberedelse av celler og materialer

  1. SorMC buffer forberedelse
    1. Klargjør 100 mL 100 x SorMC (Sorensen buffer inkludert MgCl2 og CaCl2) buffer ved oppløsning 20.36 g KH2PO4 (15 mM) og 5.47 g Na2HPO4·7 H2O (2 mM) i 100 mL ddH2O vann. Rør løsningen ved romtemperatur (RT) og bringe volumet til 100 mL med dH2O.
      Merk: Den resulterende bufferen har en pH 6 og trenger ikke lenger justere.
    2. Produser 1000 mL 1 x arbeider løsning i ddH2O. legge 50 µL hver av MgCl2 og CaCl2 å oppnå siste konsentrasjoner av 50 µM. Filteret sterilisere løsningen bruker filtere 0.22 µm.
      Merk: Legge til MgCl2 og CaCl2 til 1 x bufferen å unngå utfelling av salter i 100 x lagerløsning.
    3. Alternativt, forberede KK2 buffer (2,2 g KH2PO4 og 0,7 g K2HPO4 1 L buffer) med 50 µM MgCl2 og 50 µM CaCl2 (heretter referert til som KK2MC). Bruk denne bufferen i stedet for SorMC.
  2. Utarbeidelse av bakterier som matkilde for D. discoideum
    1. Bruk en enkelt koloni av K. aerogenes og vaksinere 1 L LB-middels (lysogeny buljong). Bruk en 2 L kolbe. La bakterier vokse over natten på 37 ° C med skjelvende på 220 rpm.
      Merk: Hvis store mengder bakterier er nødvendig, bruker rikere media som 2xTY (gjærekstrakt tryptone medium) eller SOB (super optimal buljong) i stedet for LB. I tilfelle av K. aerogenes bakterier ikke er tillatt på grunn av sikkerhet begrensninger, kan BL21 E. coli brukes i stedet.
    2. Høste celler dagen ved å spinne dem ned i to 500 mL sentrifuge rør ~ 6,600 x g for 20 min. vask bakterier en gang med 500 mL SorMC buffer.
    3. Resuspend pellet i 20 mL av SorMC. Sjekk OD600 (optisk tetthet på 600 nm) med et fotometer. Fortynn med samme bufferen til et OD600 på rundt 100.
      Merk: K. aerogenes bakterier er vanskelig å pellets, så en relativt høy hastighet for spinne ned bakterier er nødvendig for å unngå tap av mat bakterier. Den resulterende bakteriell lagerløsning kan lagres i opptil 4 måneder i kjøleskapet i 4 ° C og vedlikeholde sin nytteverdi som matkilde for D. discoideum. 1 L overnatting K. aerogenes suspensjon vokst i LB medium vanligvis gir 20 mL et OD600 på rundt 100.
      Forsiktig: For å sikre at forberedt bakterier monokultur av K. aerogenes, kan du utføre alle trinnene under en hette.
  3. Utarbeidelse av H40 electroporation buffer
    1. Forberede 100 mL buffer løsning oppløse 0.952 g av HEPES i ddH2O vann og legge til 100 µL av MgCl2 fra en 1 M lagerløsning. Justere pH 7 bruker KOH for titrering. Sterilisere bufferen med 0.22 µm filter eller autoclave. Bruk syre-fri HEPES og ikke natrium salt.
  4. Utføre plasmider forberedelse etter produsentens protokoll og bruke settene oppsummert i Tabellen for materiale. Bruk plasmider oppsummert i tabell 1.
    Merk: Kvaliteten på DNA brukes til hva er avgjørende. Valg av D. discoideum transfectants vokser på bakterier har spesifikke krav for arrangører kjøring utvalg og uttrykk kassetten (se diskusjon).
plasmider navn motstand/utvalg i bakterier motstand/utvalg i Dictyostelium Tag
extrachromosomal uttrykk plasmider
pDM1203 Ampicilin G418 nei
pDM1207 Ampicilin G418 N-terminal GFP
pDM1208 Ampicilin G418 N-terminal mCherry
pPI159 Ampicilin G418 N-terminal mNeon
pPI437 Ampicilin G418 N-terminal mScarlet
pPI54 Ampicilin G418 N-terminal mTurquoise2
pDM1209 Ampicilin G418 C-terminal GFP
pDM1210 Ampicilin G418 C-terminal mCherry
pPI143 Ampicilin G418 C-terminal mNeon
pPI459 Ampicilin G418 C-terminal mScarlet
pPI142 Ampicilin G418 C-terminal mTurquoise2
shuttle plasmider
pDM344 Ampicilin nei nei
pDM1019 Ampicilin nei N-terminal GFP
pDM1018 Ampicilin nei N-terminal mCherry
pPI152 Ampicilin nei N-terminal mNeon
pPI418 Ampicilin nei N-terminal mScarlet
pPI150 Ampicilin nei N-terminal mTurquoise2
pDM1021 Ampicilin nei C-terminal GFP
pDM1020 Ampicilin nei C-terminal mCherry
pPI153 Ampicilin nei C-terminal mNeon
pPI457 Ampicilin nei C-terminal mScarlet
pPI151 Ampicilin nei C-terminal mTurquoise2
induserbart extrachromosomal uttrykk plasmider
pDM1038 Ampicilin Hygromycin nei
pDM1047 Ampicilin Hygromycin N-terminal GFP
pDM1046 Ampicilin Hygromycin N-terminal mCherry
pPI450 Ampicilin Hygromycin N-terminal mNeon
pPI452 Ampicilin Hygromycin N-terminal mScarlet
pPI449 Ampicilin Hygromycin N-terminal mTurquoise2
pDM1049 Ampicilin Hygromycin C-terminal GFP
pDM1048 Ampicilin Hygromycin C-terminal mCherry
pPI470 Ampicilin Hygromycin C-terminal mNeon
pPI460 Ampicilin Hygromycin C-terminal mScarlet
pPI469 Ampicilin Hygromycin C-terminal mTurquoise2
act5 trygg havn målretting plasmider
pDM1501 Ampicilin Hygromycin nei
pDM1513 Ampicilin Hygromycin N-terminal GFP
pDM1514 Ampicilin Hygromycin N-terminal mCherry
pPI231 Ampicilin Hygromycin N-terminal mNeon
pPI419 Ampicilin Hygromycin N-terminal mScarlet
pPI228 Ampicilin Hygromycin N-terminal mTurquoise2
pDM1515 Ampicilin Hygromycin C-terminal GFP
pDM1516 Ampicilin Hygromycin C-terminal mCherry
pPI230 Ampicilin Hygromycin C-terminal mNeon
pPI458 Ampicilin Hygromycin C-terminal mScarlet
pPI229 Ampicilin Hygromycin C-terminal mTurquoise2
REMI uttrykk plasmider
pDM1220 Ampicilin Hygromycin nei
pDM1351 Ampicilin Hygromycin N-terminal GFP
pDM1259 Ampicilin Hygromycin N-terminal mCherry
pPI465 Ampicilin Hygromycin N-terminal mNeon
pPI468 Ampicilin Hygromycin N-terminal mScarlet
pPI466 Ampicilin Hygromycin N-terminal mTurquoise2
pDM1352 Ampicilin Hygromycin C-terminal GFP
pDM1305 Ampicilin Hygromycin C-terminal mCherry
pPI471 Ampicilin Hygromycin C-terminal mNeon
pPI467 Ampicilin Hygromycin C-terminal mScarlet
pPI472 Ampicilin Hygromycin C-terminal mTurquoise2
målrettet i rammen plasmider
pDM1355 Ampicilin Hygromycin C-terminal GFP
pPI461 Ampicilin Hygromycin C-terminal mCherry
pPI462 Ampicilin Hygromycin C-terminal mNeon
pPI464 Ampicilin Hygromycin C-terminal mScarlet
pPI463 Ampicilin Hygromycin C-terminal mTurquoise2
knock-out plasmider
pDM1079 Ampicilin Blasticidin nei
pDM1080 Ampicilin Nourseothricin nei
pDM1081 Ampicilin Hygromycin nei
pDM1082 Ampicilin G418 nei
Grobunn uttrykk plasmider
pDM1483 Ampicilin Nourseothricin nei
pDM1489 Ampicilin Hygromycin nei
pDM1488 Ampicilin G418 nei

Tabell 1: Plasmider liste for ikke-axenic transfections.

  1. Sette opp Dictyostelium celler for hva
    1. Vokse K. aerogenes til samløpet i SM medium (næringsrike medium) overnatting på RT. kulturer kan lagres opp til 2 uker på 4 ° C.
    2. Legge til 400 µL av denne bakteriell suspensjon på en SM agar plate (pepton 10 g/L, gjær pakke 1 g/L, glukose 10 g/L; KH2PO4 1,9 finans; K2HPO4 x 3 H2O, 1,3 finans; MgSO4 vannfri 0.49 finans; 1,7% agar) og jevnt. Ta en steril loop og vaksinere med Dictyostelium celler. Spre cellene på en kanten av tallerkenen.
    3. Inkuber plate i 22 ° C i 2 dager for å sikre tilstrekkelig stor vekst soner for hva.
      Merk: For Dictyostelium stammer ikke gjøre stor vekst soner (f.eks Ax3, DH1 eller JH10), eller bruk for uerfarne eksperimentelle, fjerne plater i stedet. Følg instruksjonene i trinn 1.5.4 til 1.5.6 for dette.
    4. Ta en steril loop og vaksinere med Dictyostelium celler (ca 2-4 x 105 celler). Overføre cellene til 800 µL av en tett K. aerogenes suspensjon i SM. Mix celler av pipettering opp og ned.
    5. Overføre 400 µL, 200 µL, 100 µL og 50 µL på fersk SM agar plater. Legge til hver plate 400 µL av ekstra SM K. aerogenes suspensjon, jevnt og tørr.
    6. Inkuber platene på 22 ° C i ca 2 dager til platene blir gjennomsiktig.
      Merk: På grunn av deres vekst raskere, bakterier produsere først en confluent plen, og amoebae "klart senere" platen av bakterier. Tiden som kreves for denne prosessen kan variere avhengig av belastningen bakgrunnen og evne til mutant celler å vokse på bakterier.

2. hva Dictyostelium celler basert på bakteriell valg

Figure 1
Figur 1 : Arbeidsflyt for transfection bakterier dyrket Dictyostelium celler. Trinnene for hva er oppført som følger. Vokse D. discoideum celler på en SM plate seeded med K. aerogenes bakterier (rød). Høste celler fra fôring foran (grønn), unngå celler som allerede utvikler (mørk grønn). Vask cellene i H40. Resuspend cellene til en siste tetthet av 2-4 x 107 celler/mL. Bland celle suspensjon med 1-2 µg DNA. Overføre blandingen til en electroporation cuvette og puls celler. Overføre cellene rett etter electroporation til en parabolen med SorMC og bakterier. At cellene å gjenopprette for 5t ør valgbar markøren. For extrachromosomal plasmider, legge valget direkte til parabolen. Transfectants er vanligvis synlige etter ~ 2 dager. For linearisert konstruksjoner som mål for enkel integrering i genomet, sette opp tre fortynninger som angitt og legge til valget. Bakterier er Hentet fra OD600 = 100 lagerløsning. Bland rør godt og overføre cellene i 96-brønnen flat bunn vev kultur platene. Bruk to plater per fortynning. Pipetter 150 µL av cellen suspensjon i hver brønn. Det tar ca 5 dager til tett koloniene er synlige. De røde Vis et eksempel på hvor vanlig er transformert celler innhentet (øvre panel endret fra forrige publisering22). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. For å forberede plater med K. aerogenes suspensjon, legge 10 mL SorMC bufferen som inneholder K. aerogenes bakterier til en tetthet OD600 = 2 (Legg til 200 µL av de forberedt OD600 = 100 K. aerogenes lager løsning for ønsket bakterier konsentrasjon) i en 10 cm vev kultur behandlet Petriskål.
    Merk: Denne platen er senere nødvendig å dyrke den transfekterte D. discoideum celler. Alternativt, en 6-og vev-kultur plate kan brukes. Ved transfection av extrachromosomal plasmider er 6-og vev-kultur plate mer ressurs-effektiv. Bruk 2 mL K. aerogenes SorMC (OD600 = 2) suspensjon per brønn.
  2. Utarbeidelse av Dictyostelium celler
    1. Bruker en 10 µL disponibel inokuleringen sløyfe, skrape celler fra sonene vekst (ca. 3 cm) kultur plate (kanten av det utviskede området) eller fjerne platen. Overføre celler i en 1,5 mL tube som inneholder 1 mL av iskalde H40 buffer.
      Merk: Timingen av å høste celler fra fjerne plater er avgjørende. Høsting for tidlig gir for lite en mengde celler, mens høsting til avdøde øker utviklet risikoen for gir delvis celler.
    2. Vask cellene av snurrende ned i 2 minutter på 1000 x g eller flash-spinning 2 s 10 000 x g. Forkast nedbryting og resuspend celler i H40 buffer til en siste tetthet av 2-4 x 107 celler/mL. Holde cellene kaldt under hele hva prosedyren. Bruk en isen vann slurry for å sikre direkte kontakt rør og is.
  3. Electroporation
    1. Legge til 100 µL av celler i et rør med 1-2 µg DNA. Bland forsiktig ved pipettering opp og ned.
    2. Overføre cell/DNA blandingen til pre kjølt electroporation søppel (2 mm hull).
    3. Puls celler ved hjelp av følgende square-bølge innstillinger: 350 V, 8 ms, 2 pulser og 1 s puls intervall.
      Merk: Ikke Legg mer enn 2 µg DNA. Høyere beløp er giftig for celler og redusere transfection effektivitet. Totalen lagt DNA volumet ikke bør overstige 5 µL.
    4. Overføre celler umiddelbart til tidligere forberedt 10 cm Petriskål med K. aerogenes SorMC, og at cellene å gjenopprette for 5 h.
      Merk: Merk cellene i Petriskål under en invertert mikroskop. Celler vises rundt rett etter electroporation, men kommer tilbake til sin amoeboid form etter ca 30 min, når de har hatt nok tid til å koble riktig til overflaten.
  4. Utvalg av transfectants: avhengig av om hva er rettet til å generere et bank-out, banker, eller act5 banke-i eller uttrykke et fluorescerende reporter protein fra en extrachromosomal plasmider, utføre utvelgelsesprosessen gjennom en av følgende beskrevet metoder.
    Merk: I motsetning axenically voksen celler er bacterially voksen celler svært motstandsdyktig mot blasticidin. Utvalg, derfor alltid utføres ved hjelp av G418 eller hygromycin (se diskusjon).
    1. Fortrenging knock-ins og act5 bank-moduler
      1. Koble cellene nøye fra Petriskål av gjentatte ganger tvang væsken fra en pipette på overflaten.
      2. Sette opp tre fortynninger i SorMC K. aerogenes suspensjon (OD600 = 2) og legge til selektiv agent etter motstand brukes (se figur 1).
      3. Lav fortynning: Bland 9 mL av cellen suspensjon med 20,4 mL SorMC og 600 µL av K. aerogenes lagerløsning.
      4. Middels fortynning: Bland 900 µL av cellen suspensjon med 28,5 mL SorMC og 600 µL av K. aerogenes lagerløsning.
      5. Høy fortynning: Bland 90 µL av cellen suspensjon med 29.3 mL SorMC og 600 µL av K. aerogenes lagerløsning.
      6. Legge til 30 µL av valgbar merketråden (100 x lagerløsning).
      7. Distribuere forberedt fortynninger i 96-brønnen flat bunn vev kultur platene av pipettering 150 µL av cellen suspensjon i hver brønn.
        Merk: Denne prosedyren skal skjermen enkelt kloner i stedet for bestander. Valget tar ca 5-7 dager, avhengig av Konstruer brukes.
    2. Extrachromosomal plasmider
      1. Legge til valgbar markøren direkte 10 mL parabolen (se figur 1).
        Merk: Det er ikke nødvendig å definere fortynninger, siden det ikke er noe ønske for klonal populasjoner. Utvelgelsesprosessen for extrachromosomal plasmider er raskere på grunn av høy kopi tall i D. discoideum celler. Transfectants kan forventes etter 32 h til 2 dager.
        Advarsel: Antibiotika som brukes som velges markør er giftig. Bruk hansker.
  5. Skjermen fått kloner for positiv tranfectants. For banke ut eller slå inn forsøk, følger du instruksjonene i trinn 2.5.1. Sjekk hva suksess for extrachromosomal plasmider ved å følge instruksjonene i trinn 2.5.2.
    1. Fortrenging knock-ins og act5 bank-ins, utføre innledende skjermen via PCR å bekrefte integrering av Konstruer i riktig genomisk locus.
      Merk: For å maksimere sannsynligheten for klonal befolkninger, bruk den høyeste fortynning mulig som gir transfectants etter valget. Mål for plater som er en maksimalt en tredjedel av okkupert.
      1. For å utvide klonal befolkninger, overføre kloner som har vokst opp etter utvalg fra 96-brønns vev-kultur plate i en 12-vel vev-kultur plate å vokse nok celler for isolering av genomisk DNA. Angi hver brønn med 1 mL av SorMC K. aerogenes (OD600 = 2) og frisk valgbar markør.
        Merk: 1 dag er vanligvis tilstrekkelig for å oppnå en confluent likeledes egnet for DNA isolasjon.
      2. For å utføre mini genomisk DNA isolasjon, høste celler i en confluent godt og isolere genomisk DNA ved hjelp av en mini DNA utvinning kit følge instruksjonene fra produsenten.
      3. Bruke isolert genomisk DNA med egnet primere og Taq-polymerase (se Tabell of Materials) til PCR skjermen for positiv integrands.
        Merk: Etter bekreftelse av positiv integrering i riktig genomisk locus, skal en Sør blot analyse utføres. Dette sikrer større tillit at ekstra innsetting hendelser i uspesifikke genomisk regioner ikke har skjedd.
    2. For fluorescerende reporter proteiner, visuelt identifisere positive fluorescerende cellene og kontakt fluorescens mikroskop. Du kan også utføre en western blot med egnet antistoffer for biokjemisk identifisering.
PCR programmet
Trinn temperatur tid
Første rødsprit 94 ° C 30 s
30 sykluser 94 ° C 15-30 s
42 ° C 15-60 s
68 ° C 1 min/kb
Endelig utvidelse 68 ° C 5 min
Hold 4-10 ° C
Reaksjon sammensetning
komponent 25 μL reaksjon siste konsentrasjon
10 µM frem Primer 0,5 ΜL 0,2 ΜM
10 µM omvendt Primer 0,5 ΜL 0,2 ΜM
Malen DNA variabel (ca. 5 µL) < 1000 ng
2 x Master Mix med Standard Buffer inkludert utvalg (se tabell av materialer) 12.5 ΜL 1 x
Nuclease-fritt vann til 25 µL < 1000 ng

Tabell 2: PCR programmet og prøve komposisjon for forsterkningen på D. discoideum genomisk DNA.

Representative Results

Extrachromosomal plasmider brukes for reporter studier, som mål å identifisere lokaliseringen av visse proteiner i en celle eller endringer i cellestruktur mutant celler. For mange tilnærminger, slik som overvåking av cellen syklus, er det avgjørende å uttrykke to journalister samtidig. Dette er nå mulig å bruke dual reporter extrachromosomal plasmider systemet (tabell 1). På dag 1, celler var transfekterte før du legger til valgbar markøren G418 etter 5t (figur 1). I eksemplet, NC4, DdB, Ax2 og uavhengig avledede vill isolert V12M2 og WS2162 (supplerende tabell 1) var transfekterte med plasmider pPI289, som koder for GFP-TubulinA, en markør for piskehale som henger og mCherry-PCNA, et protein som er brukes for overvåking cellen syklus (figur 2A). Etter 32 h, ble cellene observert under mikroskopet. Fleste cellene uttrykte begge fluorescerende-merket fusion proteiner, rapporter konsekvent med tidligere uttrykket av to journalister fra samme plasmider viser lignende uttrykk nivå, som er nesten umulig ved to forskjellige plasmider 18,19. En representant celle for hver celle linje (NC4, DdB, Ax2, V12M2 og WS2162) uttrykker ønsket dobbelt reporteren er vist i figur 2B. Hva effektiviteten oppsummeres i figur2 C. NC4-avledet cellelinjer viser beste transfection effektiviteten. Men for cellelinjer V12M2 og WS2162, ble en stor rekke transfectants oppnådd.

Figure 2
Figur 2 : Uttrykk for en extrachromosomal plasmider. (A) Extrachromosomal plasmider er direkte transfekterte i sirkulær form. Som et eksempel vises dobbelt reporter pPI289. NgoMIV nettsteder viser innsetting av andre reporteren extrachromosomal uttrykk plasmider. (B) Z-projeksjon av en representant celle uttrykke GFP-TubulinA (cytoplasmatiske) og mCherry-PCNA (hovedsakelig kjernefysisk) for fem ulike vill-type cellelinjer brukes (NC4, DdB, Ax2, V12M2, WS2162). (C) på transfection effektivitet for de fem linjene i (B) ble beregnet. Vist er gjennomsnittet av to eksperimenter. Feilfelt viser ± SD. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Integrering av en målretting vektor i et angitt genomisk locus er mer utfordrende og krever mer forsiktig analyse av genererte cellen linje. I Figur 3forsøkes en act5- mCherry KI i NC4. Først må plasmider være linearized for å øke frekvensen av rekombinasjon hendelser etter hva. For dette kuttes plasmider pDM1514 med NgoMIV. To band er innhentet etter running sammendraget på en agarose gel. 4127 bp bandet inneholder den ønskede konstruksjonen (Figur 3). Hva, fordøyd DNA må trekkes fra gel og renset med en gel utvinning utstyr følger produsentens instruksjoner.

Figure 3
Figur 3 : Utarbeidelse av act5 bank-i og DNA for transfection. Et eksempel på bruk av en handle5 knock plasmider pDM1514 vises. Trinnene for forberedelse er oppført som følger. (A) før electroporation, linearize plasmider bruker angitt NgoMIV områdene. (B, C) Løpe det kutt plasmider på en agarose gel til de to forventede bandene er riktig atskilt. Kuttet ut 4127 bp bandet inneholder rekombinasjon armene, mCherry og motstand-kassetten, og gel ekstra DNA. DNA er nå klar for hva. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Renset DNA ble brukt for hva NC4 celler. Etter 5-6 dager utvalg, ble kloner innhentet. Representant transfection effektivitet og hvor mye positiv identifiserte kloner for flere act5 banke-forsøk oppsummeres i tabell 3. To kloner av NC4 hva var tilfeldig valgt og analyseres av PCR (Figur 4A), og viste begge spådd bandet mønstrene forventet av et banke og ble ytterligere godkjent med sørlige blot analyse for å sikre en enkel integrering hendelse av Konstruer i genomet20. Blot viser en klar eneste integrering i ønsket act5 locus (Figur 4B). Generert NC4::act5-mCherry celle linjen kan nå brukes i eksperimenter.

Figure 4
Figur 4 : Validering av act5- mCherry KIs i NC4. (A) ordningen og kontroll PCRene for validering av positiv integrasjoner i act5 locus. De angitte primerne ble brukt til å analysere to uavhengige kloner og foreldre. Begge kloner viser forventet bandene for motstand-kassett og nedstrøms (P1) eller oppstrøms primer (P2), som ikke finnes i foreldrenes belastningen. Primer kombinasjonen (P1/P2) bekrefter riktig integrering av mCherry og motstand kassett i act5 locus. Vill-type NC4 viser det forventede 2800 bp bandet, mens både KI kloner mangler dette bandet og i stedet vise et PCR-produkt om 1400 base parene større. (B) ordningen for brukte begrensning fordøye og sørlige blot. Begge knock-kloner Vis mindre 3400 bp bandet, som er et resultat av integrasjonen av Konstruer i handle5 locus, spesielt den ekstra Bcljeg området i hygromycin motstand kassetten. Vill-type kontroll viser forventet 5,8 kb som følge av de to nedstrøms ligger Bcljeg nettsteder. Blot ble beskåret og skjøtes klarhet. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

målrettet konstruksjon i act5 locus plasmider navn antall okkuperte brønner Antall merkede kloner Positiv kloner Riktig kloner (%) Dictyostelium belastning brukes Hva effektivitet (transfectants / 2 x 10 ^ 6/1 µg DNA)
LifeAct-mCherry pPI226 7 7 1 14.2 AX2 3,5 x 10 ^ -6
LifeAct-GFP pPI227 12 12 5 41,6 AX2 6 x 10 ^ -6
GFP pDM1513 3 3 2 66,6 AX2 1.5 x 10 ^ -6
mCherry pDM1514 3 3 1 33,3 AX2 1.5 x 10 ^ -6
GFP pDM1513 66 9 5 55,5 AX2 3.3 x 10 ^-5
mCherry pDM1514 221 12 10 83.3 AX2 1.1 x 10 ^ -4
H2B-mCherry pPI420 3 3 1 33,3 AX2 1.5 x 10 ^ -6
H2B-mCherry pPI420 7 7 6 85.7 AX2 3,5 x 10 ^ -6
mCherry pDM1514 10 10 7 70 DEGRAVS 5 x 10 ^ -6
mCherry pDM1514 240 12 11 91,6 DEGRAVS 1.2 x 10 ^ -4
mCherry pDM1514 320 12 12 100 NC4 1.6 x 10 ^ -4

Tabell 3: Transfection effektivitet og mengden oppnådd positive transfectants for generering av act5 KIs i forskjellige belastning bakgrunner 22 .

Handle5 locus tilbyr relativt homogene uttrykk for integrert reporter21. Generert NC4::act5-mCherry cellene tillate blanding eksperimenter utført med andre act5 banke-moduler ved hjelp av et annet fluorescerende protein som GFP. For å understreke den store fordelen av dette systemet, vises blande eksperimenter med Ax2::act5-GFP . På grunn av manglende evne til å transfect ikke-axenic vill-type celler, kan denne type tilnærming ikke utføres før. Mix eksperimenter er et viktig verktøy for å analysere celle oppførsel, fordi de tillater en direkte sammenligning mellom forskjellige linjer har identiske eksperimentelle forhold. NC4 celler vokse raskere på bakteriell plener enn Ax2 celler (figur 5et). Dette kan skyldes en høyere kapasitet til å phagocytose bakterier eller forbedret evne til å flytte og vise chemotaxis mot en matkilde. Bruker under agar folat chemotaxis analysen, ble direkte sammenligning av en befolkning på NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFP utført, viser at NC4::act5-mCherry er mye mer effektiv i folat sensing. Etter 4 h kunne flere NC4::act5-mCherry -celler krype under agarose enn Ax2::act5-GFP celler (figur 5B). Analysere standard beregninger av chemotaxis for cellene migrerer under agarose avslørt at NC4::act5-mCherry celler var raskere og viste sterkere chemotactic respons enn Ax2::act5-GFP celler (figur 5C-E ).

Figure 5
Figur 5 : Bruke handle5 KIs for avbildningsbasert chemotaxis blanding eksperimenter. (A) NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFP uttrykke angitt fluorescerende protein fra handle5 locus ble analysert mulighet til å vokse på en bakteriell plen. Etter 4 dager, plakk diameter oppstått fra enslig belagt Dictyostelium celler ble målt. Non-axenic act5:: NC4 celler gjøre betydelig større plaketter enn axenic Ax2::act5-GFP -celler (mener ± SD, *** p < 0,0001, n = 3, skalere bar 5 mm). (B) For bruk av under agarose folat chemotaxis analysen22 direkte sammenligne chemotactic evnene av NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFP brukes i (A), bakterier-vokst amoebae av både stammer ble blandet en 50/50 mellom. Cellene kunne krype under agarose. Etter 4 h, ble celler som var migrere opp folat forløpningen fotografert med AC confocal mikroskop. Antall NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFP celler ble deretter bestemt. NC4::act5-mCherry celler var mer effektive i sensing folat. Om 10 ganger mer NC4::act5-mCherry celler ble funnet i forhold til Ax2::act5-GFP celler (mener ± SD, *** p < 0,0001, n = 6, skala bar 100 µm). (C, D) Cellene ble filmet for 60 min, og deres fart og chemotactic indeksen ble beregnet. Etter pre utvalg av de mest chemotactically forståelsesfull cellene (bare de overført under agarose), celler Ax2::act5-GFP viste lavere verdier for både celle fart og chemotaxis. Femti celler per celle linje ble analysert. (gjennomsnittlig ± SD, * p < 0,01, n = 3). (E) spor fra NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFPact5 knock-ins tegnes over 60 min., viser mer rettet bevegelse mot kilden chemoattractent NC4::act5-mCherry -celler (gjennomsnittlig ± SD, ** * p < 0,0001, n = 6). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Act5 bank i cellen linjene kan også brukes til flowcytometri. Som med vekst på bakterier, er det store forskjeller i utvikling mellom axenic stammer og ikke-axenic wild-typer. Etter utvikling, frukt likene av NC4 celler er nesten dobbelt så stor som avledet fra Ax2 celler. Hvis celler er blandet, er en middels størrelse frukt kroppen oppnådd. Analysere bidraget både cellen linjer mer kvantitativt, ble flowcytometri brukt. Disse analysene viste tydelig at middels størrelse frukt organer er på grunn av ulike nivåer av bidrag fra begge linjer. Mens NC4::act5-mCherry celler består av ca 75% av målt spores, bidro Ax2::act5-GFP bare 25%, avslører en potensiell fitness fordel for ikke-axenic stammer (figur 6). Siden analysen ikke overvåker befolkningen stilk cellen, er det to muligheter til å forklare ubalansen i utvikling mellom Ax2 og NC4. En mulighet er at Ax2 celler bidrar hovedsakelig til befolkningen stilk cellen, i stedet for å skrive inn spore celle befolkningen. Eventuelt flere NC4 celler kan angi utviklingsmessige syklusen, med Ax2 relativt forsinket, og de er dermed ikke bidra til montering av en frukt kroppen. Muligheten til å transfect ikke-axenic vill-type celler ytterligere utvikler andre tilnærminger og forenkler eksperimentelle prosedyrer.

Figure 6
Figur 6: Act5 KIs tillater analyse av blanding eksperimenter ved hjelp av flowcytometri. (A) NC4::act5-mCherry og Ax2::act5-GFP ble utviklet separat eller i en 50/50 blanding på ikke-næringsstoffer agar plater. NC4::act5-mCherry cellene danner større koloniform enn Ax2::act5-GFP. Mix viser en middels størrelse (skala bar 5 mm). AC confocal fluorescens * lys antyder et høyere beløp av NC4::act5-mCherry sporer i spore hodene avledet fra mikser. (B) å kvantifisere denne observasjonen, mengder sporer i høstet spore hoder blande eksperimentet i (A) ble analysert av flowcytometri. Ca 75% av spores stammer fra NC4::act5-mCherry celler, med kun 25% fra Ax2::act5-GFP celler. (C) representant distribusjon av sporer fra begge linjer i et flow cytometri scatter. Omtrent 0,05% viser positiv mCherry og GFP signaler, antyder at parasexual fusion prosesser har skjedd eller at sporer stikker til hverandre. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Cellen linje Genetisk bakgrunn Referansenummeret Publisert før Type
AX2 (Ka) DBS0235521 Bloomfield et al., 2008 Wild type
NC4 (S) Bloomfield et al., 2008 Wild type
act5::mCherry klone 5 NC4 HM1912 Paschke et al., 2018 act5 bank-i
act5::GFP klone 2 AX2 HM1930 Paschke et al., 2018 act5 bank-i
V12M2 Bloomfield et al., 2008 Wild type
WS2162 Bloomfield et al., 2008 Wild type

Supplerende tabell 1: annerledes belastninger av Dictyostelium studerte.

Discussion

Bruk av ikke-axenic, vill-type Dictyostelium celler har vært svært begrenset så langt i molekylær forskning. Metoder for genteknologi av disse stammer har manglet pålitelighet og effektivitet23, hindrer deres generelle adopsjon. Genererte materialer og protokoller presenteres her kan brukes for D. discoideum belastning uavhengig av dens evne til å vokse i flytende medium. Det bør nevnes at denne protokollen er optimalisert for NC4-avledet cellelinjer. Hva effektivitet for fersk isolert stammer fra naturen skiller seg fra NC4, som vi har sett før, og er vist her over for V12M2 og WS21628,9. Electroporation forholdene synes spesielt å ha en betydelig innflytelse på transfection effektivitet og kan kreve ytterligere optimalisering for noen stammer. Generelt, en tilstrekkelig mengde transfectants har blitt observert i alle stammer testet så langt viser at disse metodene er gjennomførbar. Antall positive transfectants får NC4-avledet stammer er høyere enn andre ikke-axenic vill-type stammer, men i alle tilfeller, hentes tilstrekkelig antall transfectants slik at videre studier. Dette, samt enkelheten av våre protokollen, er den store forbedringen i forhold til tidligere forsøk8,9.

Disse nye protokoller for ikke-axenic dekker alle standard genetisk prosedyrer og legge ytterligere fordeler, siden transfections kan utføres raskt og effektivt parallelt. Positiv kloner kan fås i dager i stedet for uker, siden vekst på bakterier halvdeler divisjon tiden. Nyetablerte plasmider også arbeide under axenic forhold og kan rutinemessig brukes under begge vekst betingelsene, som er en annen avansement dette methology22. Som introdusert i protokollen, plasmider brukes til valg på bakterier har spesielle krav som er avgjørende for suksess for transfection. Spesielt er arrangørene kjøring uttrykk og motstand kassettene viktig for vellykket transfection. De brukte act6 (begrepsordbok 6) promoter24 for kjøring motstand eller uttrykk kassettene mangler effektivitet når celler er dyrket på bakterier. I systemet vårt plasmider kjører svært aktiv act15 (begrepsordbok 15) selskapet alle uttrykk kassetter, mens motstand kassettene er under kontroll av en coA (coactosin A) promoter, som begge er aktiv under axenic forhold og i celler dyrket på bakterier. Krav for uttrykket av reporteren konstruerer og banke i og Bank-out konstruksjoner gjør det nødvendig å bruke plasmider repertoaret, men dessverre begrenser bruken av vektorer allerede opprettet som bruker ineffektiv act6 promoter.

Promotoren effektivitet er spesielt viktig for transfections som en enkelt integrering hendelse i riktig genomisk locus. På grunn av våre forbedring av arrangørene kjøring genuttrykk motstand, produseres nok motstand protein enkelt locus integrasjoner. En stor bekymring var favoriserer av flere integrasjoner i genomet når du bruker hygromycin eller G418 som beskrevet. Ingen favorisering av flere integrasjoner har observert så langt, som rapportert tidligere for G418 valg med eldre promoter systemer25. Dette betyr at både hygromycin og G418 er egnet valgbar markører for generering av ren fortrenging og knock-ins. Dessverre, valgbar markør blasticidin fungerer ikke under ikke-axenic forhold. Dette er en stor ulempe av vår metode, siden blasticidin motstand kassetten er rutinemessig brukes til å generere knock-out konstruksjoner i D. discoideum. Konstruksjoner som var allerede generert med blasticidin motstand kassetter må være rederived med en av gjennomførbar valgbar markører. En annen mulighet å overkomme denne begrensningen er å kombinere de nylig etablerte axenic D. discoideum CRISPR teknologi med denne transfection protokollen26. Generering av egnet, enkelt guide RNAs (sgRNAs) er enklere og raskere enn gjenoppbyggingen av fullført banke ut konstruksjoner. For fremtidige retninger, muligheten til å generere flere fortrenging bruker CRISPR/Cas9 kombinert med denne transfection protokollen er tiltalende og kan bane vei for mange forskere i Dictyostelium samfunnet. Imidlertid bør workability av etablerte forbigående uttrykk brukt for CRISPR/Cas9 i axenic voksen celler bli nøye undersøkt.

Act5 bank i systemet presentert tilbyr en pålitelig og sikker integrering system for generering av stabil cellelinjer i D. discoideum, med fordelen av lignende nettsteder i andre organismer22. Også avhengig av en enkelt integrering hendelse i genomet og tilbyr mange muligheter for forskjellige forsknings-retninger. Act5 selskapet er sterkt aktiv og garanterer nesten homogen uttrykk27 uavhengig av dyrking. Fluorescerende reporter proteiner kan enkelt integreres i denne trygg havn locus bruker utviklet målretting plasmider. Dette kan være nyttig, for eksempel for celle-sporing formål, som vist her i en blanding eksperiment. Cellene viser minimal celle til celle uttrykk variasjon, som kan hjelpe i automatiserte celle sporing. Viktigere, vises innsetting av en ønsket rekkefølge i handle5 locus svært nøytral28,29. Som uttrykket ikke avhenger på merketråd valgbar å opprettholde protein uttrykk, sett i tilfeldig baneformasjonene eller extrachromosomal vektor-bærende linjer, kan act5 systemet være nyttig for redning eksperimenter, også. Siden cellelinjer homogen, kan alle celler analyseres. Dette er ikke mulig å bruke en extrachromosomal plasmider uttrykk, der det er betydelig heterogenitet i uttrykk.

I tillegg til disse generelle forbedringer for alle stammer gir muligheten til å bruke ikke-axenic vill-type celler for molekylær forskning en vurdering av effektene av akkumulert mutasjoner i gjeldende laboratorium stammer. Flere genetiske rearrangements har blitt funnet siden innføringen av den Ax2 stammen i 1970, som vist av tidligere publiserte microarray analyser26. Syntetisk fenotyper er observert på grunn av disse mutasjonene. For eksempel viser en rapporterte phg2 mutant redusert vedheft i én laboratorium belastning bakgrunn og økt vedheft i en annen3. Slike motstridende data kan nå løses ved å gjenta eksperimentet i felles stamfar belastningen (i dette tilfellet DdB). Styrken i denne tilnærmingen har nylig vist for de små GTPase RasS30,31.

Muligheten til å utføre genetiske eksperimenter i D. discoideum belastning utvider potensialet i nye forsknings-retninger som avhenger av bruken av vill isolert, spesielt de som involverer sosiale utviklingen, kin anerkjennelse og seksuell syklus22.

Disclosures

Forfatterne har ingen konflikter av interesse å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne takker Kay lab for inngang til denne metoden og LMB mikroskopi og flyt cytometri fasiliteter for utmerket vitenskapelig og teknisk støtte. Dette arbeidet ble finansiert av Medical Research Council grant MC_U105115237 til R. R. Kay, BBSRC (bioteknologi og Biological Sciences Research Council) grant BB/K009699/1 til R. R. Kay, kreftforskning Storbritannia gi A15672 til R. H. Insall, Wellcome Trust Senior Fellowship 202867/Z/16/Z Jonathan R Chubb og MRC finansiering (MC_U12266B) til MRC LMCB University enheten på UCL.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Equipment
Eppendorf Microcentrifuges 5424/5424R ThermoScientific 05-400-002
Eppendorf 5702R Centrifuges with A-4-38 Model Rotor ThermoScientific 12823252
Eppendorf Mastercycler Nexus Thermal Cyclers Sigma Aldrich EP6331000025
Gene Pulser X Cell, including CE & PC modules BioRad 1652660
Safety Cabinet Foruna - SCANLAF Labogene
BioPhotometer Plus Eppendorf
CLSM 710 Zeiss
Media & Agaroses
LoFlo Medium Formedium LF0501
Seakem GTG Agarose Lonza 50071
Low EEO Agarose BioGene 300-200
Purified Agar Oxoid LP0028
SM broth Formedium SMB0102
2x LB broth Formedium LBD0102
Chemicals
SYBR Safe DNA Gel Stain ThermoScientific S33102
1 Kb Plus DNA Ladder ThermoScientific 10787018
1 Kb DNA Ladder NEB N3232L
HEPES free acid Sigma Aldrich/Merck 391340 EMD
KH2PO4 VWR P/4800/53
Na2HPO4 * 2 H2O VWR 10028-24-7
MgCl2 * 6 H2O Sigma Aldrich/Merck 5982 EMD
CaCl2 * 2 H2O Sigma Aldrich 442909
Folic Acid Sigma Aldrich F7876
KOH VWR 26668.263
Cultur Dishes
96 Well Cell Culture Cluster, Flat Bottom with Low Evaporation Lid, Tissue Culture Treated Corning Incorporated 3595
6 Well Cell Culture Cluster, Flat Bottom with Lid, Tissue Culture Treated Corning Incorporated 3516
100 x 20 mm style Tissue Culture Dish, Tissue Culture Treated Corning Incorporated 353003
50 mm Glass Bottom Microwell Dishes No1.5 MatTek Corporation P50G-1.5-30-F
Antibiotics
Geneticin G418-sulphate Gibco by Life Technologies 11811-023
Hygromycin B Gold InvivoGen ant-hg-1
Additional Consumables
2 mm gap electroporation cuvettes, long electrode Geneflow Limited E6-0062
10 µL Inoculating Loop, Blue 10 Micro L ThermoScientific 129399
Spreader, L-shaped, sterile greiner bio-one 730190
Combitips advanced 5 mL Eppendorf BIOPUR 30089669
Kits
ZR Plasmid Miniprep Classic Zymoresearch D4016
Quick DNA Miniprep Kit Zymoresearch D3025
Zymoclean DNA Recovery Kit Zymoresearch D40002
Enzymes
Restriction enzymes NEB
OneTaq 2X Master Mix with Standard Buffer NEB M0482L
T4 DNA Ligase NEB M0202S
PrimeSTAR Max DNA Polymerase TakaraBio R045A

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Schaap, P. Evolutionary crossroads in developmental biology: Dictyostelium discoideum. Development. 138, (3), 387-396 (2011).
  2. Sussman, R., Sussman, M. Cultivation of Dictyostelium discoideum in axenic culture. Biochemical and Biophysical Research Communications. 29, 53-55 (1967).
  3. Bloomfield, G., Tanaka, Y., Skelton, J., Ivens, A., Kay, R. R. Widespread duplications in the genomes of laboratory stocks of Dictyostelium discoideum. Genome Biology. 9, (4), 75 (2008).
  4. Witke, W., Nellen, W., Noegel, A. Homologous recombination in the Dictyostelium alpha-actinin gene leads to an altered mRNA and lack of the protein. The EMBO Journal. 6, 4143-4148 (1987).
  5. De Lozanne, A., Spudich, J. A. Disruption of the Dictyostelium myosin heavy chain gene by homologous recombination. Science. 236, 1086-1091 (1987).
  6. Howard, P. K., Ahern, K. G., Firtel, R. A. Establishment of a transient expression system for Dictyostelium discoideum. Nucleic Acids Research. 16, 2613-2623 (1988).
  7. Knecht, D., Pang, K. M. Electroporation of Dictyostelium discoideum. Methods in Molecular Biology. 47, 321-330 (1995).
  8. Wetterauer, B., et al. Wild-type strains of Dictyostelium discoideum can be transformed using a novel selection cassette driven by the promoter of the ribosomal V18 gene. Plasmid. 36, 169-181 (1996).
  9. Lloyd, M. M., Ceccarelli, A., Williams, J. G. Establishment of conditions for the transformation of nonaxenic Dictyostelium strains. Developmental Genetics. 11, 391-395 (1990).
  10. Bloomfield, G., et al. Neurofibromin controls macropinocytosis and phagocytosis in Dictyostelium. eLife. 4, (2015).
  11. Veltman, D. M., et al. A plasma membrane template for macropinocytic cups. eLife. 5, (2016).
  12. Veltman, D. M., Lemieux, M. G., Knecht, D. A., Insall, R. H. PIP(3)-dependent macropinocytosis is incompatible with chemotaxis. The Journal of Cell Biology. 204, (4), 497-505 (2014).
  13. Hoeller, O., Kay, R. R. Chemotaxis in the absence of PIP3 gradients. Current Biology. 17, 813-817 (2007).
  14. Chubb, J. R., Wilkins, A., Thomas, G. M., Insall, R. H. The Dictyostelium RasS protein is required for macropinocytosis, phagocytosis and the control of cell movement. Journal of Cell Science. 113, 709-719 (2000).
  15. Schaap, P., et al. Molecular phylogeny and evolution of morphology in the social amoebas. Science. 314, 661-663 (2006).
  16. Du, Q., Kawabe, Y., Schilde, C., Chen, Z. H., Schaap, P. The Evolution of Aggregative Multicellularity and Cell-Cell Communication in the Dictyostelia. Journal of Molecular Biology. 427, (23), 3722-3733 (2015).
  17. Hirose, S., Benabentos, R., Ho, H. I., Kuspa, A., Shaulsky, G. Self-recognition in social amoebae is mediated by allelic pairs of tiger genes. Science. 333, (6041), 467-470 (2011).
  18. Strassmann, J. E., Queller, D. C. Evolution of cooperation and control of cheating in a social microbe. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, (2), 10855-10862 (2011).
  19. Wolf, J. B., et al. Fitness Trade-offs Result in the Illusion of Social Success. Current Biology. 25, (8), 1086-1090 (2015).
  20. Veltman, D. M., Akar, G., Bosgraaf, L., Van Haastert, P. J. A new set of small, extrachromosomal expression vectors for Dictyostelium discoideum. Plasmid. 61, (2), 110-118 (2009).
  21. Southern, E. M. Detection of specific sequences among DNA fragments separated by gel electrophoresis. Journal of Molecular Biology. 98, (3), 503-517 (1975).
  22. Paschke, P., et al. Rapid and efficient genetic engineering of both wild type and axenic strains of Dictyostelium discoideum. PLoS One. 13, (5), 0196809 (2018).
  23. Woznica, D., Knecht, D. A. Under-agarose chemotaxis of Dictyostelium discoideum. Methods in Molecular Biology. 346, 311-325 (2006).
  24. Dubin, M., Nellen, W. A versatile set of tagged expression vectors to monitor protein localisation and function in Dictyostelium. Gene. 465, (1-2), 1-8 (2010).
  25. de Hostos, E. L., et al. Dictyostelium mutants lacking the cytoskeletal protein coronin are defective in cytokinesis and cell motility. Journal of Cell Biology. 120, 163-173 (1993).
  26. Sekine, R., Kawata, T., Muramoto, T. CRISPR/Cas9 mediated targeting of multiple genes in Dictyostelium. Scientific Reports. 8, (1), 8471 (2018).
  27. Sadelain, M., Papapetrou, E. P., Bushman, F. D. Safe harbours for the integration of new DNA in the human genome. Nature Reviews Cancer. 12, (1), 51-58 (2011).
  28. Rosengarten, R. D., et al. Leaps and lulls in the developmental transcriptome of Dictyostelium discoideum. BMC Genomics. 16, 294 (2015).
  29. Tunnacliffe, E., Corrigan, A. M., Chubb, J. R. Promoter-mediated diversification of transcriptional bursting dynamics following gene duplication. Proc Natl Acad Sci USA. 115, (33), 8364-8369 (2018).
  30. Gebbie, L., et al. Phg2, a kinase involved in adhesion and focal site modeling in Dictyostelium. Molecular Biology of the Cell. 15, 3915-3925 (2004).
  31. Jeon, T. J., Lee, D. J., Merlot, S., Weeks, G., Firtel, R. A. Rap1 controls cell adhesion and cell motility through the regulation of myosin II. Journal of Cell Biology. 176, 1021-1033 (2007).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics