Avançado de imagem do pulmão Homing linfócitos humanos em um Experimental em modelo Vivo de inflamação alérgica baseada em microscopia de luz-folha

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Summary

O protocolo introduzido aqui permite a caracterização da capacidade pulmonar localizador de linfócitos humanos primários sob condições inflamatórias em vivo. Infiltração pulmonar de enviaram transferidas células imunes humanas em um modelo do rato da inflamação alérgica pode ser fotografada e quantificada por microscopia de fluorescência de luz-folha de tecido pulmonar quimicamente limpo.

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Schulz-Kuhnt, A., Zundler, S., Grüneboom, A., Neufert, C., Wirtz, S., Neurath, M. F., Atreya, I. Advanced Imaging of Lung Homing Human Lymphocytes in an Experimental In Vivo Model of Allergic Inflammation Based on Light-sheet Microscopy. J. Vis. Exp. (146), e59043, doi:10.3791/59043 (2019).

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Abstract

Esmagadora de acumulação de tecido de células do sistema imunológico altamente ativadas representa uma marca registrada de várias doenças inflamatórias crônicas e emergiu como um alvo terapêutico atraente no manejo clínico dos pacientes afetados. Para otimizar ainda mais as estratégias destinadas a terapêutico regulamento de infiltração de tecido patologicamente desequilibrada de células do sistema imunológico pró-inflamatórias, será de grande importância para atingir melhorou introspecções em doenças e órgão-específicas Localização de propriedades de linfócitos periféricos. O protocolo experimental descrito aqui permite monitorar o acúmulo de pulmão de linfócitos humanos fluorescente etiquetados e enviaram transferidos no contexto de inflamação pulmonar induzida por papaína. Em contraste com ensaios in vitro padrão frequentemente utilizados para a análise da migração de células imunes e quimiotaxia, a configuração em vivo agora introduzida leva em conta os aspectos de pulmão específicas de organização do tecido e a influência do complexo inflamatório cenário que ocorrem no organismo vivo murino. Além disso, imagem microscópica tridimensional transversal fluorescência de luz-folha só não fornece dados quantitativos sobre a infiltração de células do sistema imunológico, mas também descreve o padrão de localização da célula imune dentro do pulmão inflamado. Em geral, somos capazes de introduzir uma técnica inovadora de alto valor para a investigação imunológica no campo das doenças pulmonar inflamatória crônica, que pode ser facilmente aplicado, seguindo o protocolo passo a passo fornecido.

Introduction

Desordens inflamatórias clássicos do pulmão, como alérgica asma e doença pulmonar obstrutiva crônica (DPOC), são conhecidos para ser conduzido por um maior recrutamento de linfócitos ativados no tecido pulmonar1,2. Linfócito-lançado citocinas (por exemplo, IL-4, IL-5, IL-9, IL-13, IFN-γ e TNF-α) promover quimiotaxia de células do sistema imunológico inatas e adaptativas, induzir a remodelação das vias respiratórias fibrótica ou danificar diretamente o de parênquima pulmonar2. Até agora, os mecanismos subjacentes responsáveis para o acúmulo patológico de linfócitos no tecido pulmonar não são ainda totalmente compreendidos. Em analogia à impressão de tecido-seletiva de célula T descrito para hospedagens de intestino e pele, pulmonares células dendríticas (DCs) são obviamente capazes de prime periféricas células T para infiltração pulmonar preferencial, pelo menos em parte através da indução de expressão CCR4 na superfície de linfócitos3. Além de CCR4, as células T infiltrando as vias aéreas também são caracterizadas por uma expressão particularmente aumentada dos receptores de chemokine CCR5 e CXCR3 em comparação com as células T no sangue periférico1,4,5. Globalmente, existentes de dados são consistentes com o conceito que homing de pulmão dos linfócitos T sob condições fisiológicas ou inflamatórios envolve uma série de chemokine diferentes receptores e seus respectivos ligantes e assim crucialmente depende uma estreita colaboração controlada a colaboração entre células do sistema imunológico inato e adaptativo1. Especialmente, durante a fase inicial de exposição do patógeno ou alérgeno, células do sistema imunológico inato respondem à estimulação TLR ou do cross-linking IgE mediada pela liberação imediata de diferentes quimioatraentes, como LTB4, CCL1, CCL17, CCL22, CCL20, CXCL10 e PGD21,6,7. Como um exemplo, a interação entre o PGD2 e o receptor quimiotático CRTh2 é conhecido por ser de particular importância para a quimiotaxia de células Th2 e assim apareceu o alvo terapêutico tão promissor no manejo clínico de asma. De fato, pacientes com asma moderada mostraram uma melhoria dos sintomas e um aumento significativo do volume expiratório forçado no primeiro segundo (VEF1) após o tratamento com um antagonista seletivo de CRTh2 em comparação com o placebo grupo8 ,9. Em um estado mais progrediu da resposta inflamatória, já recrutou as células T são capazes de amplificar ainda mais o acúmulo de linfócitos pulmonar através da liberação de IL-4 e IL-13 como potentes estímulos para DCs pulmonares. Posteriormente, essas células inatas mieloide-derivado up-regulam a expressão de CCL17 e CCL22 em um STAT6-dependente maneira1,10,11.  Embora a complexidade do cenário descrito ainda dificulta uma compreensão completa do pulmão de células T de orientação, oferece uma infinidade de alvos moleculares para um controle terapêutico potencialmente otimizado de doenças pulmonares inflamatórias ou alérgicas. Portanto, há uma necessidade urgente de técnicas experimentais inovadoras, capazes de complementar nosso conhecimento no campo da quimiotaxia de células T e hospedagens de pulmão e aprofundar ainda mais.

Devido ao fato de que a orientação do pulmão de linfócitos dentro do corpo humano é influenciada por vários parâmetros celular, humoral e física1, a maioria dos métodos experimentais existentes não é capaz de modelar a toda complexidade deste processo imunológico. Em vez disso, muitos protocolos padrão para a análise do pulmão orientação seletivamente focar um aspecto específico envolvido em cascata de atração de linfócitos, adesão, migração e retenção. Além de uma determinação puramente descritiva do padrão de expressão do mRNA ou proteínas dos receptores integrinas e chemokine em linfócitos periféricos ou pulmão infiltrando e a medida complementar do chemokine respectivos níveis no sangue, lavagem broncoalveolar (BAL) ou tecido pulmonar12,13,14,15, ensaios de cultura de células in vitro bem-estabelecida permitem uma caracterização funcional da aderência dos linfócitos ou quimiotaxia após definidas condições experimentais16,17,18. Em princípio, os ensaios de aderência in vitro estático monitoram a capacidade de ligação de linfócitos culturas uma monocamada endotelial ou lâminas de vidro revestidas com moléculas de adesão endotelial recombinante (por exemplo, MAdCAM-1, VCAM-1), enquanto norma in vitro ensaios de quimiotaxia geralmente são aplicados de forma a quantificar a capacidade dos linfócitos de migrar ao longo de um gradiente de chemokine em um sistema de transwell19. Ambas as configurações em vitro permitem um ajuste controlado e modulação das condições experimentais, mas por outro lado, falta variáveis importantes conhecidas por criticamente o impacto na quimiotaxia in vivo e aderência dos linfócitos. Predominantemente, ensaios de cultura estáticas de célula desconsiderar a influência das forças de cisalhamento causado pelo fluxo de sangue permanente19 e potencialmente negligenciam o envolvimento do meio circundante de imunológico e interação não-linfócitos células imunes, os dois presentes em um organismo vivo. Para superar essas limitações, a interpretação dos resultados adquiridos em ensaios in vitro de quimiotaxia ou aderência estáticos precisa mais validação em experimentos de adesão dinâmico sob condições de fluxo20,21 e em modelos de vivo do órgão inflamatória patologia19. De facto, importante na regulação do pulmão de células T orientação sob condições inflamatórias ou alérgicas poderia-se conclusões de estudos com animais analisando geneticamente modificado ratos em modelos definidos de diferentes doenças pulmonares3, 22 , 23. a comparação quantitativa do pulmão infiltrando linfócitos entre sua ratos e camundongos com deficiência para um gene específico de interesse representa uma ferramenta bem estabelecida e amplamente utilizada para definir o impacto de celular particular caminhos ou receptores no padrão de distribuição de células T orientada para a doença. No entanto, em contraste com antes de que discutidos ensaios de cultura de células in vitro, um estudo design baseado em modelos animais clássicos não possui a capacidade de analisar e monitorar primárias células T humanas, diretamente derivadas do sangue ou BAL de pacientes que sofrem de um pulmão inflamatório doença. Assim, ainda permanece desafiador para validar funcionalmente se uma doença de pulmão para o diagnóstico especificado é capaz de imprimir linfócitos humanos para tropismo preferencial do pulmão e quão longe de parâmetros clínicos podem impacto sobre esse cenário. Recentemente, uma abordagem muito elegante em vivo foi introduzida no contexto de doenças inflamatória intestinal (IBD), que foi capaz de superar a maioria destas limitações e abriu novos caminhos para estudos avançados de translação no linfocito intestinal homing24 . Aproveitando-se dos protocolos para compensação de tecido à base de solvente, seguido por microscopia de fluorescência de luz-folha transversal como uma poderosa ferramenta de geração de imagens, foi possível visualizar a infiltração e a distribuição de pilhas de T humanas enviaram transferidas no intestino de camundongos imunodeficientes colitic24. Em particular, essa configuração experimental implementado duas inovações principais: (1) células do sistema imunológico humano primário podem ser analisado sob condições in vivo experimentalmente definidas; (2) uma área bastante grande do órgão doente (aproximadamente 1,5 x 1,5 cm) pode ser fotografada em qualidade de alta resolução, seguida de reconstrução 3D. Além disso, vários estudos recentes estabeleceram com êxito o uso de tecido à base de solvente limpando e microscopia de fluorescência de luz-folha como ferramentas importantes para o pulmão avançado de imagem25,26. Para beneficiar desta evolução tecnológica no campo da imunologia pulmonar, adotamos o sistema de análise de hospedagens de pulmão.

O protocolo apresentado aqui oferece uma introdução passo a passo como purificar e fluorescente etiqueta primária humana T células para transferência em ratos com inflamação pulmonar induzida e, além disso, descreve em detalhes o processo subsequente de luz-folha fluorescência microscópico imagem latente, incluindo preparação de órgão e processamento de imagem. Em geral, esperamos apoiar estudos translacionais futuros no campo das doenças pulmonares inflamatórias ou alérgicas introduzindo um sofisticado, mas o modelo experimental, no entanto, viável para o monitoramento de hospedagens de pulmão linfócito humano nas condições in vivo.

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Protocol

Foram realizados experimentos envolvendo animais em conformidade com os protocolos aprovados pelas autoridades locais relevantes em Erlangen (Regierung von Unterfranken, Würzburg, Alemanha). Os ratos foram alojados em condições específicas isentos de organismos patogénicos. A coleção de sangue humano foi aprovada pelo Comitê de ético local e o Conselho de revisão institucional da Universidade de Erlangen-Nuremberga. Cada paciente deu consentimento escrito.

1. induzir inflamação alérgica pulmonar em ratos

Nota: Conforme descrito em anteriores estudos27, o seguinte procedimento experimental permite a indução de inflamação alérgica das vias respiratórias em camundongos e, consequentemente, provoca o acúmulo de células do sistema imunológico inatos e adaptativos em BAL. O protocolo descrito foi estabelecido em camundongos C57BL/6J, mas adoção para outras tensões puras padrão deve ser possível.

Consulte a Figura 1A , para obter um resumo do procedimento experimental in vivo.

  1. ANESTHETIZE ratos por injeção intraperitoneal de xilazina/cetamina.
    Nota:
    apenas usar camundongos C57BL/6J mais velhos do que 6 semanas e com um peso corporal de pelo menos 16 g.
    1. Preparar a solução de xilazina/cetamina em PBS (12 mg/mL cetamina; xilazina 1,6 mg/mL) e determinar o peso exato dos ratos.
    2. Injetar o primeiro rato com 8 µ l/g de peso vivo de xilazina/cetamina solução intraperitonealmente e confirmar a anestesia profunda através da ausência de reflexo de pitada a pata antes de prosseguir para a etapa 1.3.
  2. Na hora prepare 5 mg/mL de papaína em PBS. Lentamente, pipete 10 µ l (50 µ g) da solução de papaína na narina. Monitore cuidadosamente o mouse até despertar.
  3. Repita as etapas 1.1 e 1.2 para todos os mouses incluídos no experimento. Execute as etapas 1.1-1.3 em três dias consecutivos.

2. purificar e etiqueta fluorescente CD4 de sangue periférico humano+ células T

Nota: Processos células em condições estéreis.

  1. Recolha 18 mL de sangue total humano de uma veia periférica. Realize a centrifugação gradiente de Ficoll-Hypaque para selecionar a fração de células mononucleares de sangue periférico (PBMC).
    Nota: Coleta e análise de material humano primário precisam ser aprovada pelas autoridades locais de éticas. Somente uma pessoa com uma qualificação médica adequada é permitida para coletar o sangue de uma veia periférica.
    1. Coletar sangue em ácido etilenodiaminotetracético (EDTA)-contendo monovettes (1,6 mg sangue EDTA/mL) para evitar a coagulação.
      Opcional: Use o sangue de buffy coat, um subproduto da doação de sangue enriquecido em leucócitos, em vez de sangue venoso completo.
    2. Transferir o sangue para um tubo cónico de 50 mL e diluir a 1:2 em salina tamponada fosfato (PBS). Cuidadosamente, adicionar 10 mL de Ficoll e médias (densidade 1,077 g/mL) como uma camada de fundo sob o sangue diluído. Centrifugar a amostra (800 x g durante 15 minutos à temperatura ambiente sem freio).
    3. Cuidadosamente remova o tubo de centrífuga e transferir a interfase PBMC, contendo em um novo tubo cónico de 50 mL. Descarte o superior e a camada inferior. Encha o tubo contendo PBMC com PBS e centrífuga (300 x g durante 10 minutos a 4 ° C). Remova o sobrenadante.
      Nota: Opcionalmente, se necessário, realize a lise de eritrócitos remanescentes. Cuidadosamente, adicione 3 mL de tampão de lise (ACP) de amónio-cloreto-potássio (cloreto de amônio de 155 mM, 19mm potássio hidrogênio carbonato e 0,68 mM EDTA; pH 7,27) para a ressuspensão centrifugado e vortex a amostra. Agite os tubos por 3 min. Para remover o tampão de Lise ACP, adicione 40 mL de PBS e centrífuga (300 x g durante 10 minutos a 4 ° C). Descarte o sobrenadante.
  2. Purificar o CD4+ T células através de microbeads CD4.
    Nota: Em geral, existem vários distribuidores de microbeads magnéticos para a purificação de CD4 humano+ células, o que deverá resultar em níveis comparáveis de pureza de célula. Escolha do produto deve ser baseada nas preferências individuais. As seguintes etapas do protocolo (2.2.2–2.2.7) são ajustadas para um produto de Microconta de CD4 definido e separação respectivas colunas como mais indicado na Tabela de materiais. Algumas modificações do protocolo podem ser exigidas no caso que um produto de Microconta de CD4 alternativo está seleccionado.
    1. Resuspenda o pellet PBMC em um mínimo de 80 µ l de PBS contendo 0,5% de soro fetal bovino (FBS) e 2 mM de EDTA (/ FBS/EDTA-tampão PBS) por 107 PBMC. Uso uma população inicial de cerca de 30 x 106 PBMC para acabar-se com cerca de 3 x 106 6 x 106 purificado CD4 humano+ T células.
    2. Adicionar 20 µ l de CD4 microbeads por 107 PBMC, misture delicadamente e incube por 20 min a 4 ° C. Encha o tubo com/FBS/EDTA-tampão PBS (refrigerado até 4 ° C) e centrifugar (300 x g durante 10 minutos a 4 ° C). Remova o sobrenadante.
    3. Coloca uma coluna de separação em um campo magnético. Lave a coluna com 3 mL de PBS/FBS/EDTA-tampão. Ressuspender as células em 500 µ l de PBS/FBS/EDTA-buffer (refrigeração até 4 ° C) e transferir a suspensão de células para a coluna de separação enxaguado colocada dentro de um campo magnético.
    4. Lavar a coluna de separação três vezes com 3 mL de PBS/FBS/EDTA-tampão (refrigerado até 4 ° C) e descartar o efluente.
    5. Remover a coluna de separação de campo magnético e colocá-lo em um tubo de 15 mL. Eluir o CD4+ fração celular em 5 mL de PBS/FBS/EDTA-buffer usando o êmbolo.
    6. Encha o tubo com PBS e centrífuga (300 x g durante 10 minutos a 4 ° C). Remova o sobrenadante. Repita este passo de lavar duas vezes.
    7. Determine o número de células rendidos por um método padrão de escolha (por exemplo, câmara de Neubauer).
  3. Rotular o CD4+ T células com um corante de proliferação celular fluorescente.
    1. Resuspenda CD4+ T células em PBS (até 107 células/mL; não use menos de 500 µ l de PBS).
    2. Preparar uma solução de 6 µM de uma proliferação de célula excitável-luz vermelha tingir (ver Tabela de materiais) em PBS (pré aquecido à temperatura ambiente). Misturar esta solução 1:2 com o antes preparado suspensão de células e vórtice completamente (concentração final de 3 µM).
    3. Incube durante 10 minutos a 37 ° C (protegido da luz). Depois, adicionar cinco volumes de meio RPMI contendo 10% FBS e incubar durante 5 min no gelo (protegido da luz).
    4. Lavagem rotulado células três vezes em RPMI médio contendo 10% FBS (centrifugar x g por 10 min a 4 ° C). Resuspenda as pilhas etiquetadas em PBS, armazenar no gelo e proteger da luz até o uso.
      Nota: Prolongado de armazenamento de células (> 60 min) pode ter um impacto negativo na sobrevivência da pilha.
      Opcional: Determinar a pureza do CD4+ fração e a eficácia do processo de rotulagem celular por citometria de fluxo. Resuspenda 0,5 x 106 a 1 x 106 CD4+ células em 100 µ l de tampão (1% FBS, 2 mM EDTA em PBS) e adicionar um anticorpo de CD4 anti-humano juntamente com um corante fluorescente de escolha. Incubar durante 30 min a 4 ° C. Adicione 1 mL de tampão e centrífuga (300 x g durante 10 minutos a 4 ° C). Descarte o sobrenadante. Prosseguir com a medição de fluxo cytometric da amostra (representativo resultado está representado na Figura 1B, C).

3. enviaram transferir CD4 humano+ T células em papaína-expostos Mmice destinatário

Nota: Consulte a Figura 1A , para obter um resumo da vivo em executou o procedimento experimental. Realizar a transferência de células um dia após a última administração intranasal de papaína.

  1. Ajustar a suspensão de CD4 humano fluorescente etiquetadas+ T células (etapa 2.3.4) a uma concentração de 1 x 107 células/mL de PBS. Preencher 100 µ l de suspensão de células em um 1ml/30 G-seringa.
  2. Coloque cuidadosamente o primeiro papaína-expostos C57BL/6J mouse (passos 1.1-1.3) em um dispositivo de retenção para injeção de veia da cauda. Use a seringa preparada (passo 3.1) para perfurar a veia da cauda e lentamente injete 100 µ l de suspensão de células contendo 1 x 106 rotulado CD4 humano+ células. Não imediatamente puxe a agulha após a injeção, mas espere adicionais 5 segundos para evitar a descarga da suspensão celular.
  3. Solte o mouse do dispositivo de retenção e prosseguir com o próximo animal. Manter pelo menos um animal exposto a papaína, que não sejam objecto de transferência com células fluorescente etiquetadas para servir como controle negativo para microscopia de fluorescência de luz-folha.

4. prepare o tecido pulmonar por microscopia de fluorescência de luz-folha

Nota: As seguintes etapas são executadas 3 h após transferência de fluorescente etiquetado células humanas (passo 3.2). Os procedimentos experimentais descritos, incluindo a colheita do tecido pulmonar, fixação e tecido à base de solvente de compensação foram adaptados de protocolos descritos atualmente24,28.

  1. Sacrifica o mouse por inalação de dióxido de carbono (C02).
  2. Perfundir o pulmão in situ com PBS contendo 5 mM EDTA.
    1. Abra o tórax através de corte ao longo do esterno para expor o coração. Punctate ventrículo direito com uma cânula 21G conectado a um cateter.
    2. Abra o ventrículo esquerdo por um corte e, assim, permitir que o fluido do sangue e da perfusão sair. Lentamente perfundir o pulmão com 20 mL de PBS gelado contendo 5 mM EDTA através do cateter.
  3. Para efetuar a fixação in situ do pulmão, não remova o cateter do ventrículo direito. Lentamente perfundir o pulmão com 2 mL de gelado paraformaldeído 4% (PFA), resolvido em PBS. Remova o cateter e a cânula.
    Nota: Baseado em PFA fixação in situ do tecido pulmonar representa uma técnica bem estabelecida para preparar o tecido do pulmão murino para posterior análise microscópica29,30.
    Atenção: PFA é tóxico e tem que ser feito sob um capuz com cuidado.
  4. Encha o pulmão com agarose 0,75% in situ.
    1. Preparar a agarose 0,75% em PBS e mantê-lo sólido a 50 ° C em um thermo-shaker até o uso. Remover as glândulas salivares do mouse, corte o músculo sternohyoid e expor a traqueia deslizando um fórceps por baixo.
    2. Pontuam a traqueia exposta com uma agulha de 30g e substitui-lo por um cateter de 30g contundente para evitar causar mais danos da traqueia resultando em vazamento indesejado de agarose. Sele a junção entre o cateter inserido e da traqueia usando um porta-agulha.
      Opcional: Combinar o aqui descrito procedimento com coleção de BAL analisar células humanas infiltradas no BAL recentemente descrita em detalhe31 (ver Figura 2,E para resultados representativos).
    3. Com cuidado, encha as vias aéreas com 0,75% de agarose (arrefecido à temperatura do corpo) através do cateter até a revelação completa do pulmão; Espere até a completa solidificação da agarose a. Remover o cateter e colher cuidadosamente o pulmão em um tubo de 2ml escurecida cheio com 4% PFA.
  5. Para fixação adicional incubar a amostra em 4% PFA resolvido em PBS durante 2 h a 4 ° C, sob rotação contínua (31 rpm).
  6. Desidrata-se tecido incubando-se posteriormente a amostra em rotação contínua (31 rpm) a 4 ° C em etanol a 50% (pH 9), etanol 70% (pH 9) e 100% de etanol; cada passo pelo menos 4 h. No final, realizar uma segunda incubação em fresco 100% de etanol para 4 h.
  7. Execute limpeza solvente-baseado do tecido usando cinamato de etila (ECi). Portanto, transferi a amostra para o CSE. Incubar durante a noite em temperatura ambiente (sob constante rotação) até que o tecido aparece translúcido (ver Figura 1D para imagens representativas).
    Nota: As amostras armazenadas em ECi à temperatura ambiente (protegida da luz) são estáveis ao longo de várias semanas a meses.

5. executar a microscopia de fluorescência de luz-folha dos lobos do pulmão murino Wwhole

Nota: Por favor veja a Tabela de materiais para obter detalhes sobre o microscópio de fluorescência de luz-folha e o software correspondente, no qual se baseiam as etapas a seguir. Sistemas comparáveis de outros fabricantes, no entanto, podem ser usados também com modificações específicas do desenvolvedor do protocolo a seguir. Antes de começar, familiarize-se com o manual de instruções específicas do microscópio e siga as instruções técnicas pela pessoa responsável no site.

  1. Configure o microscópio de luz-folha.
    1. Ligue o microscópio de luz-folha e abrir o respectivo software no computador de imagem. Encha a câmara de amostra com ECi filtrado (filtro de 100 µm) e coloque-o na sua posição entre os raios laser.
    2. Use uma pequena gota de cola de estável ao solvente orgânica para manter o pulmão ao titular da amostra. Para manter a profundidade de penetração necessária das folhas de luz tão pequena quanto possível, defina o lóbulo do pulmão vertical. Em seguida, coloque o porta-amostras em sua câmara.
    3. Defina o índice de refração do objectivo de 3.5 quando usando CSE como reagente de compensação.
  2. Ajuste as configurações para o microscópio de luz-folha para detectar células humanas no contexto do órgão inteiro.
    1. Selecione necessários lasers (filtro para medição > ativar checkboxes de lasers exigidos) e escolha intensidades adequadas do software de controle (transmissão controlo laser > use o controle deslizante para definir laser intensidade > aplicam-se). Usar um comprimento de onda de excitação de 488 nm (filtro de 525/50) para detectar autofluorescent do tecido pulmonar e 640 nm (680/30 filtro) para excitar as células humanas rotuladas com um fluoróforo emitem no espectro vermelho.
    2. Concentre-se na amostra animada com 488 nm e adaptar o foco através da ferramenta 'correção cromática' no comprimento de onda de excitação de 640 nm (use o controle deslizante para definir a correção cromática > aplicar).
    3. Escolher um fator de zoom apropriado; Use uma visão baixa ampliação (por exemplo, 6.3 x) para determinar a distribuição geral de pilhas etiquetadas dentro do tecido pulmonar e imagens ampliadas (por exemplo, 32 x) para a localização detalhada.
    4. Selecionar uma largura de folha uniformemente elucidar o órgão inteiro ou uma seção específica do interesse (óptica > use o controle deslizante para definir a largura da folha; geralmente entre 20-40%). Definir a abertura numérica da folha (NA) com maior NA criação de imagens mais nítidas (óptica > use o controle deslizante para definir a folha NA; para um lobo do pulmão murino expandido para seu tamanho fisiológico um nd de 0.025% muitas vezes pode ser usado).
    5. Selecione o número de folhas de luz deve ser usado em 'configurações de medição avançada'. Em caso de iluminação bidirecional, mesclar luz-folhas de esquerda e direita para criar uma imagem homogênea iluminada (Avançado > merge lightsheets > selecione modo de mesclagem > use os controles deslizantes para definir a sobreposição entre as duas folhas de luz).
      Nota: Recomenda-se tirar proveito da iluminação bidirecional da amostra com três luz-folhas cada.
      Opcional: Para aumentar ainda mais a qualidade da imagem, use a operação foco dinâmico. Isso permite que para mover o foco na direção x, durante a aquisição de imagens.
    6. Definir as posições inicial e final da z-pilha a ser medido e definir o tamanho de passo de 5 µm (xyz-tabela Z > varredura gama).
      Nota: Posições inicial e final de uma z-pilha dependem de tamanho e posicionamento do lobo pulmonar dentro da câmara de amostra. No entanto, cerca de 300 a 800 z-pilhas geralmente são adquiridos para um lobo do pulmão único (tamanho de passo de 5 µm).
    7. Salvar os arquivos usando 'configurações de AutoSalvar' e iniciar a medição para capturar imagens. Após terminar de aquisição de dados, limpe o porta-amostras contaminadas com ECi e câmara sob água corrente.
      Nota: Use as mesmas configurações à imagem de vários lóbulos pulmonares que deveriam ser comparados posteriormente.

6. pós-imagem processamento e quantificação de células humanas de pulmão-acumulado

Nota: Por favor consulte Tabela de materiais para obter detalhes sobre o software de imagem de pós para análise 3D, em que se baseiam as etapas a seguir. No entanto, alternativa pós-softwares de imagem pode ser usada também.

  1. Carregar a primeira imagem de um z-pilha (ativar o botão surpass, arquivo > abrir > selecione imagem) para iniciar a abertura de todas as outras imagens de z-pilha escolhida e sua reconstrução 3D automática.
  2. Para garantir a exibição correta de x, y e z de dimensões, verificar tamanhos de voxel e ajustá-las, se necessário (Editar > Propriedades da imagem > inserir manualmente o tamanho de voxel). Para o tamanho de voxel de z, insira o tamanho escolhido da etapa entre duas imagens (aqui 5 µm).
  3. Exibir cada canal em uma cor distinta (Editar > Mostrar visor ajuste). Clique em cada canal um após o outro para definir uma cor de escolha (na Figura 2A, B, C, D , o sinal de autofluorescência é exibido em cinza e rotulado CD4 humano+ células em vermelho).
  4. Ajustar a intensidade, nível de preto e contraste para cada canal (Editar > Mostrar visor ajuste) usando os triângulos nas barras de canal ou ao inserir números exatos nas configurações do canal. Para o ajuste de intensidade, use o triângulo retângulo. Para ajuste de nível de preto, use o triângulo à esquerda e para ajuste de contraste, use o triângulo médio.
    Nota: Uso o pulmão derivado do mouse controle sem transferência de células (passo 3.3) para diferenciar entre sinais concretos derivado de células humanos e fundo inespecíficos.
  5. Para quantificar pilhas etiquetadas dentro do tecido pulmonar usam 'adicionar novos spots' na barra de ferramentas e selecione 'ignorar criação automática, editar manualmente' para a contagem de células manual.
    Nota:
    como alternativa, use a célula automática contando ferramenta sob 'pontos'. No entanto, contagem manual permite diferenciar entre sinais inespecíficos e específicos, mais precisamente.
    1. Para comparar o acúmulo de células humanas em diferentes amostras, definir um cubo de pulmão com um volume específico usando a ferramenta de corte 3D (Editar > Recortar 3D) (aqui 813 μm x 813 μm x 1,000 μm).
    2. Para contar células acumuladas selecione o canal de 640 nm e definir uma escala de' raio' de 10 µm. Em seguida, clique em 'Editar', verifique a 'selecionar' no menu do ponteiro e marcar cada célula com um ponto através de shift-clique com o botão esquerdo do mouse. Encontre o número total de células contadas exibido nas estatísticas.
      Nota: É altamente recomendável contar vários cubos por lobo pulmonar (cinco aqui) para garantir a confiabilidade dos resultados e compensar para seleção de cientista-dependente do volume pulmonar contados (resultados de estratégia e representante de quantificação são retratados em Figura 2D).
  6. Capturar uma imagem usando a ferramenta 'instantâneo' e/ou levar um vídeo usando a ferramenta 'animação'. Salvar arquivos como arquivos de .ims de ajustado (arquivo > Exportar).
    Nota: Para fins de representação, mostrar ou ocultar o quadro marcando ou desmarcando o quadro na barra de ferramentas. Além disso, exibir imagens como projeção de intensidade máxima (MIP) (barra de ferramentas > volume > modo > verificar MIP) ou usar o modo' superfície' (barra de ferramentas > adicionar novas superfícies). O modo' superfície' tem de ser activado separadamente para cada canal destacar a arquitetura do tecido e/ou corpos celulares (imagens representativas são mostradas na Figura 2C).

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Representative Results

O protocolo apresentado descreve um modelo experimental do mouse, que permite o monitoramento e quantificar o acúmulo de linfócitos humanos enviaram transferidos do T no pulmão através de microscopia de fluorescência de luz-folha. Figura 1 A fornece uma visão esquemática das etapas em vivo do programa experimental. Para garantir resultados confiáveis, é de substancial importância para garantir uma boa qualidade de isolados e fluorescente rotulado CD4 humano+ T células, que depois serão transferidas em camundongos. Como representativa retratados em Figura 1B, C, o procedimento descrito acima para enriquecimento de célula com base em Microconta e subsequente fluorescência-rotulagem geralmente resulta em um fluxo de cytometrically determinado CD4+ pureza de célula T > 95% e bem sucedida fluorescência-rotulagem de todos os CD4+ T células. A profundidade de penetração e de qualidade da microscopia de fluorescência de luz-folha depende criticamente um adequado grau de compensação do tecido. Conforme demonstrado na Figura 1D, o protocolo aplicado aqui para tecido ECi-baseado de compensação foi capaz de garantir um elevado nível de transparência do órgão, indicando um índice de refração bem sucedida correspondente. Finalmente, um resultado geral representativo do protocolo experimental descrito em forma de imagens de microscopia de fluorescência de luz-folha totalmente transformados é demonstrado na Figura 2B, C, D e no Vídeo complementar. O sinal de autofluorescent (exibido em cinza) fornece uma ferramenta útil para imagem latente da estrutura anatômica do pulmão. O sinal vermelho representa pulmão acumulado CD4 humano+ T células. Quantificação da imagem de microscopia de fluorescência de luz-folha permite determinar o total acumulado de número de pulmão humano CD4+ T células por área delimitada do tecido pulmonar inflamado. Uma estratégia para a quantificação da infiltração de células humanas é ilustrada na Figura 2,E. A detecção de cytometric do fluxo (opcional) de fluorescente etiquetados células dentro o BAL de ratos destinatários, conforme representado na Figura 2F, pode ser usada como uma técnica suplementar para confirmar a migração de tecido bem sucedida de enviaram transferido o CD4+ T células. Além disso, a preferência de pilhas de T humanas transferidas para acumulação selectiva no tecido de pulmão inflamado o aqui descrito configuração experimental foi ainda mais apoiada pelo fato desse CD4 humano+ T células não podem ser recuperadas na mucosa intestinal do destinatários animais, retratados em Figura 2B (painel direito).

Figure 1
Figura 1 : Visão esquemática do fluxo de trabalho experimental in vivo. Inflamação pulmonar alérgica de (A) foi induzida em camundongos C57BL/6J por inalação de papaína (50 µ g/mouse) em três dias consecutivos (d0, d1 e d2). No dia seguinte (d3), recentemente isolado e fluorescente etiquetado CD4 humano+ T células enviaram foram transferidas em camundongos através da injeção de veia de cauda. Após mais de três horas, os ratos foram sacrificados, seguido de perfusão in situ e fixação dos pulmões. Finalmente, os pulmões foram explantados e mais analisados ex vivo por microscopia de fluorescência de luz-folha. Opcionalmente, BAL pode ser coletado antes explantação de pulmão para executar estendido ex vivo análises de células humanas extravasadas e migradas com êxito. (B) histograma representativo confirmando a pureza do CD4 isolado+ fração de células T, conforme determinado pela citometria de fluxo. As células manchadas por um anti-humano CD4 anticorpo ou do isotipo controle são exibidas em preto e cinza, respectivamente. (C) histograma representativo confirmando a eficácia da fluorescência-rotulagem de CD4 humano+ células antes da transferência adotiva. (D) imagens representativas de um lóbulo do pulmão murino perfundidos antes e após limpeza com ECi. FI, intensidade de fluorescência. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Análise representativa do acúmulo pulmonar de CD4 humano em contexto de inflamação pulmonar vivo em células+ . CD4 humano+ células foram isoladas a partir do sangue periférico utilizando densidade gradiente centrifugação seguida por uma etapa de purificação magnética baseada em Microconta. CD4 humano+ células foram rotuladas usando um corante de proliferação de célula excitável-luz vermelha e injetadas por via intravenosa em ratos expostos a papaína de C57BL/6J. Depois de três horas, os ratos foram sacrificados para coletar e analisar mais o tecido pulmonar através de microscopia de fluorescência de luz-folha. (A) visão representativa de uma reconstrução 3D do tecido pulmonar murino, papaína-exposto (cinza), três horas após a injeção intravenosa de CD4 humano rotulado+ células microscopia (vermelho), como registrado por fluorescência de luz-folha. (B) tecido do pulmão de um rato destinatário três horas depois da transferência de células que mostra como a visão ou o segmento de alta magnificação (painel esquerdo). Obtida de CD4 humano+ células podem ser visualizadas como sinais vermelhos e também foram descritos em sobreposição com o sinal de autofluorescência do tecido pulmonar ou como imagem de canal único. A fim de confirmar a especificidade do sinal detectado, controle do tecido pulmonar sem transferência de células intravenosa serviu como controle negativo (painel central). Em contraste com o tecido do pulmão, não rotulada CD4 humano+ células (vermelho) podem ser detectadas no íleo do mouse mesmo destinatário (painel direito). (C) pós processamento de imagem permite a análise da única fatias do tecido pulmonar, bem como a geração de reconstruções 3D do segmento todo órgão que pode ser também representado como uma projeção de intensidade máxima (MIP) ou no modo de superfície. Imagens representativas são retratadas. Quantificação (D) estratégia é ilustrada exemplarily no pulmão mesmo como já descrito na Figura 2. Cubos definidos do segmento pulmonar analisados foram selecionados e o número de CD4 humano+ células (vermelha) foi quantificada para cada cubo. Resultados de uma quantificação realizada posteriormente (eventos/813 µm x 813 µm x 1,000 µm cubo) são indicados como média ± SEM. (E) como uma opção adicional, deteção de fluxo cytometric de fluorescente etiquetadas células T humanas, no BAL dos animais destinatários pode ser realizada a fim de confirmar a migração de tecido bem sucedida de CD4 humano acumulado+ T células. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Supplementary Video
Vídeo complementar: Apresentando sequência de vídeo representativo acumulado CD4 humano+ células dentro do tecido do pulmão murino. Reconstrução 3D de exibir o pulmão murino acumulado CD4 humano+ células (vermelhas) dentro do contexto do tecido pulmonar (cinza) três horas após a injeção intravenosa na veia da cauda. Imagens são mostradas como MIP no início e no modo de superfície no final. Imagens foram adquiridas através de microscopia de fluorescência de luz-folha e processadas pelo software de imagem de pós para análise 3D. Por favor clique aqui para ver este vídeo. (Botão direito do mouse para fazer o download.)

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Discussion

A configuração experimental descrita aqui fornece a oportunidade de monitorar a capacidade de localização pulmonar de células humanas primárias do imunes sob condições inflamatórias em vivo e desse modo relevante complementa classicamente realizada quimiotaxia e adesão in vitro ensaios. Para tomar em características de órgão anatômico específico conta do pulmão, aspectos importantes da célula imune homing (incluindo distribuição de quimiotaxia e célula dentro do órgão-alvo), assim como a relevância clínica e a possibilidade de transferência de dados adquiridos, tomamos vantagem de três técnicas principais características: (1) a análise de células humanas primárias dentro de um organismo vivo e murino; (2) a indução mediada por papaína de inflamação pulmonar; e (3) microscopia de fluorescência de luz-folha de tecido pulmonar apuradas.

Embora estudos funcionais de enviaram transferido humano imunes células dentro de um organismo vivo e murino podem ser limitadas em alguns aspectos devido a incompatibilidades potencialmente relevantes no receptor-ligante-interações entre ratos e homens, o conceito geral dos modelos de rato humanizado foi estabelecidos com sucesso como uma importante ferramenta experimental no campo da medicina translacional durante as últimas décadas24,32,33,34,35 . Em comparação com modelos animais clássicos, estudos em ratos humanizados oferecem a vantagem de analisar diretamente o paciente-derivado de células imunitárias em um cenário em que vivo e, assim, para identificar alterações funcionais imprimidas por determinada doença32, 36,,37. Sobre a relevância de potenciais incompatibilidades entre definido receptores na superfície das células do sistema imunológico humanas e seus respectivos ligantes murino, ou vice-versa, estudos anteriores já indicaram que humanos CD4+ T células são capazes de interagir eficientemente com as moléculas de adesão murino MAdCAM-1 e VCAM-1, que representam ligandos cruciais para integrina mediada por linfócitos homing32. Nesse sentido, migração de células do sistema imunológico humanas por via intravascular transferidas no tecido do intestino murino poderia com sucesso ser bloqueada em vivo pelo tratamento com o α4β7 usados clinicamente integrina anticorpo vedolizumab32. No entanto, mesmo no caso que um receptor-ligante-interação específica de relevância pode aparecer uma completa incompatibilidade de murino/humano, presumivelmente será possível superar essa limitação por engenharia genética e, por exemplo, por transgénico superexpressão do respectivo ligante humano, fator de crescimento, citocinas ou receptor dentro do organismo murino33,35.

Como uma influência significativa da inflamação crônica sobre a secreção local de quimiocinas, a expressão endotelial de moléculas de adesão e o subsequente acúmulo de linfócitos tem sido descritos em numerosas publicações38,39 ,40, a escolha de um adequado modelo experimental de inflamação pulmonar representou um passo crítico enquanto que institui o acima descrito o protocolo e pode ser adaptado a dependente do contexto clínico de cada estudo individual. A configuração selecionada aqui de inflamação pulmonar alérgica induzida por papaína representa um modelo experimental bem descrito, que é baseado na capacidade da papaína de proteases de cisteína administrada localmente para irritar o epitélio das vias respiratórias e o gatilho a lançamento subsequente de alarmins27,41,42. Curiosamente, exposição acidental a papaína é conhecida por causar o desenvolvimento de asma em seres humanos como bem43. Dependente da dose inalada de papaína, show de ratos expostos um acúmulo de células do sistema imunológico inatos e adaptativos e níveis elevados de citocinas tipo 2 na pulmão27. Enquanto o escalonamento de dose acabou por resultar em um alargamento dos espaços aéreos (fenômeno histológico clássico de DPOC) e uma destruição das paredes dos vasos sanguíneos com hemorragia posterior, moderada dosagem horários foi juntamente com uma proeminente eosinofilia pulmonar e assim imitava uma importante característica histológica da asma humana27. Como nosso objetivo era usar este modelo experimental para gerar um contexto inflamatório para a análise de pulmonar célula imune homing, tentamos cuidadosamente evitar dano induzido por papaína dos vasos sanguíneos, que caso contrário pode resultar em um unphysiological extravasamento de células do sistema imunológico humanos devido a integridade endotelial perturbada. Nesse sentido, selecionamos uma dose intermediária de 50 µ g de papaína por rato por dia no protocolo descrito acima. Embora o desenvolvimento de papaína induzida por inflamação das vias aéreas também ocorre na ausência de B e linfócitos T, pulmão, infiltração de células do sistema imune adaptativas são conhecidos por afetar significativamente o curso da doença27,42. Por exemplo, pilhas de T reguladoras podem ser identificadas como potentes reguladores da via respiratória induzida por papaína eosinofilia27. Em perspectiva, a participação activa dos linfócitos pulmonares na patogênese inflamatório de ratos expostos a papaína implica que o protocolo descrito acima além disso pode habilitar para analisar a capacidade funcional de enviaram transferidos e com sucesso acumulado de pulmão humanas células imunes para modular a patologia pulmonar (por exemplo, através de aquisição fluxo cytometric eosinofílicas contagens em BAL). Além disso, uma administração intranasal adicionalmente realizada de selecionado quimiocinas humanas doenças relevantes apenas antes da transferência de células intravascular pode permitir de analisar o impacto desses mediadores humorais sobre o processo de localização de pulmão de humanos distintos populações de células imunes em um ambiente em que vivo. Da mesma forma, o efeito dos inibidores sobre o processo de localização de pulmão e, posteriormente, na patologia inflamatória pulmonar pode ser estudado.

Uma vantagem particular do procedimento experimental introduzido aqui é a localização exacta e a localização de pulmão infiltrado de células do sistema imunológico humanas pela qualidade de imagem high-end de microscopia de fluorescência de luz-folha. Estudos recentes já demonstraram que a técnica de microscopia de fluorescência de luz-folha representa uma valiosa ferramenta experimental para análise de célula imune intestinal, orientação em pesquisa translacional do IBD e é capaz de superar as limitações principais do imunofluorescência convencional microscopia e fluxo cytometry24,32. Enquanto que análises baseadas em microscopia convencional são geralmente restritas a um muito pequeno e área potencialmente não representativa de citometria de fluxo e órgão não leva em conta o aspecto da organização do tecido, luz-folha de microscopia de fluorescência de tecido quimicamente limpo permite uma profundidade maior penetração sem grande perda de resolução e, portanto, permite uma reconstrução 3D de seções do órgão bastante grande (até 1,5 x 1,5 cm)24,28,44. Com certeza, a qualidade e a validade das reconstruções 3D adquiridas criticamente dependem do desempenho da folga de tecido. No cenário descrito aqui, nós incluímos uma versão ligeiramente adotada do protocolo publicado recentemente para tecido baseado em ECi44de compensação. Em comparação com outras estratégias bem estabelecidas para o tecido à base de solvente, limpando26,45,46, o protocolo baseado em ECi combina as vantagens das propriedades de limpeza excelente, baixa toxicidade das usadas reagentes e uma exigência de tempo moderado44. Como a capacidade de microscopia de fluorescência de luz-folha padrão para resolver estruturas de tecido mais finos como capilares alveolares é ainda limitado mesmo sob óptimas condições de28, de compensação de alguma forma seria difícil diferenciar confiavelmente entre as células imunes intravasculares e já extravasadas. A inclusão de um adicional padrão baseada em fluorescência vaso sanguíneo coloração no protocolo descrito aqui muito provavelmente não seria capaz de superar totalmente essa limitação. Assim, estudos com um foco particular sobre o comportamento de células imunes dentro a microcirculação pulmonar ou seu diapedese preferencialmente podem levar em conta um protocolo recentemente publicado e muito elegante para a imagem latente de pulmão intravital baseado no 2-fóton microscopia47. Neste ambiente experimental, uma janela torácica foi implantada em ratos anestesiados e ventilados, através do qual o pulmão estabilizado pode ser monitorado por um ressonante-digitalização módulo 2-fotão microscopia, permitindo alta resolução de imagem em todo o ciclo respiratório mediante preservada ventilação e perfusão47,48. Esta técnica tem sido aplicada com êxito em vários estudos e foi capaz de Visualizar, por exemplo, biogênese de plaquetas intrapulmonar e a entrada de pulmão de células de tumor49,50em circulação. No entanto, além da exigência de equipamento sofisticado instrumental (por exemplo, sistema de ventilação do mouse) e a necessidade de extensas manipulações invasivas em animais vivos (implantação da janela torácica e microscopia intravital), a principal limitação Este pulmão ao vivo sistema de microscopia é a penetração do eixo z confinados. A imagem de superfície pulmonar realizada apenas permite analisar o exterior 100 µm de4847,tecido do pulmão subpleurais. Dependente do contexto científico, pode ser uma opção valiosa para implementar 2-fotão microscopia dos pulmões explantados como um procedimento adicional para o protocolo descrito acima. Analisar o mesmo pulmão primeiro pela microscopia 2-fóton e, depois, por microscopia de fluorescência de luz-folha pode representar uma estratégia para obter uma visão quantitativa da distribuição e localização de células do sistema imunológico humanas dentro o pulmão murino ( microscopia de fluorescência de luz-folha) e, ao mesmo tempo, obter insights mais detalhadas em processos celulares ou microvasculares (2-fotão microscopia). Na verdade, 2-fotão microscopia de explantes traqueais murino representa uma ferramenta de imagem estabelecida para analisar o comportamento de células imunes no contexto do pulmão experimentalmente induzida inflamação51,52. Em vez de Visualizar pequenos capilares pulmonares, a infiltração de tecido de extravasamento e pulmão bem sucedida de células T humanas transferidas em nosso modelo experimental também pode ser comprovada pela detecção fluorescente etiquetadas células humanas dentro do BAL do destinatário animais através de citometria de fluxo exemplarily como representado na Figura 2,E. Em geral, as análises do compartimento celular BAL representam um método bem estabelecido para caracterizar o influxo de célula imune pulmonar no contexto de doenças respiratórias inflamatória31. Finalmente, outra estratégia de cytometric do fluxo para quantificar o extravasamento de células imunes enviaram transferidos dentro do tecido pulmonar foi descrita por Galkina et al (2005)53 e potencialmente poderia ser combinada com o protocolo descrito aqui. No estudo por Galkina et al., uma única injeção intravenosa de um anticorpo de fluorescência-conjugado anti-CD8, pouco antes de ressecção do pulmão resultou em um exclusivo e completo de rotulagem de antes transferido CD8+ T células dentro do pulmão compartimento vascular, enquanto já extravasado CD8+ T células dentro do interstício pulmonar permanecido imaculado. Análises subsequentes de células do sistema imunológico in vivo rotuladas pulmonares foram realizados fluxo cytometrically após digestão ex vivo de tecido de pulmão53. Claro, o processo de digestão do tecido significa que a separação anatômica entre o intra e o compartimento extravascular pulmonar é revogada e, portanto, há um risco geral de falso-positivo de rotulagem de células do sistema imunológico intersticiais devido ao escapamento de anticorpo entre os dois compartimentos. Este risco pode apenas ser minimizado realizando a digestão do tecido na presença de saturando quantidades de anticorpo não-marcado53 ou, potencialmente, substituindo a análise do fluxo cytometric por microscopia de fluorescência de luz-folha, o que torna possível para evitar completamente a destruição da estrutura do tecido.

Em resumo, o aqui introduziu a combinação de homing in vivo de células do sistema imune primárias fluorescente etiquetadas e microscopia de fluorescência de luz-folha subsequente é capaz confiantemente identificar, quantificar e localizar células imunes humana de pulmão acumulado em um modelo de mouse experimental de inflamação pulmonar.

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Disclosures

Neurath M.F. serviu como um conselheiro para Pentax, Giuliani, MSD, Abbvie, Janssen, Takeda e Boehringer. Os restantes autores não divulgar qualquer conflito.

Acknowledgments

Os autores reconhecem com gratidão financiamento pelo DFG Collaborative Research Centers SFB 1181 e TRR 241. O Optical Imaging centro Erlangen (OICE) e, em particular Ralf Palmisano, Philipp Tripal e Tina Fraaß (projeto Z2 da DFG CRC 1181) são reconhecidos por suporte técnico especializado para geração de imagens microscópicas de fluorescência de luz-folha.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Agarose NEEO Ultra Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 2267.4
AlexaFlour594 anti-human CD45 antibody BioLegend, San Diego, USA 304060
Ammonium chloride Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany K2981
Cannula 21 G Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 301300
Cell proliferation dye eflour670 eBioscience Inc., San Diego, USA 65-0840-85
CD4 MicroBeads, human Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-045-101
EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 8043.1
Potassium-EDTA blood collection tube, 9 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 21066001
Ethly cinnamate (ECi) Sigma-Aldrich, Steinheim, Germany 112372-100G
Ethanol ≥ 99.5% (EtOH) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 5054.3
FBS (fetal bovine serum) Good Forte PAN-Biotech GmbH, Aidenbach, Germany P40-47500
Filter 100 µm  VWR International Germany GmbH, Darmstadt, Germany 732-2758
Imaris Image Analysis Software 9.0.2 Bitplane AG, Zurich, Switzerland n.a.
ImspectorPro software Abberior Instruments GmbH, Göttingen, Germany n.a.
Ketamin  Inresa Arzneimittel GmbH, Freiburg, Germany 3617KET-V
LaVision UltraMicroscope II LaVision BioTec GmbH, Bielefeld, Germany n.a.
MACS MultiStand Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-042-303
Multifly cannula 20 G Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 851638035
30 G needle B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Hessen, Germany 9161502
Neubauer counting chamber neoLab Migge GmbH, Heidelberg, Germany C-1003
Pattex Glue Henkel AG & Co, Düsseldorf, Germany PSK1C
LS column Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-042-401
Lymphocyte Separation Media (Density 1,077 g/mL) anprotec AC-AF-0018
Papain Merck 1,071,440,025
PBS Dulbecco (phosphate buffered saline) Biochrom GmbH, Berlin, Germany L182-10
PerCP/Cy5.5 anti-human CD4 BioLegend, San Diego, USA 317428
PerCP/Cy5.5 mouse IgG2b, κ isotype Ctrl BioLegend, San Diego, USA 400337
PFA (paraformaldehyde) Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany 0335.1
Potassium hydrogen carbonate Carl Roth GmbH + Co. KG, Karlsruhe, Germany P7481
Serological pipette 10 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 86.1254.001 
Syringe 1 mL B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Hessen, Germany 9166017V
Syringe 5 mL Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 260067
Syringe 20 mL Becton, Dickinson and Company, Franklin Lakes, USA 260069
Tube 1.5 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72,706,400
Tube 2 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72.695.400 
Tube 2 mL, brown Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 72,695,001
Tube 15 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 62.554.502 
Tube 50 mL Sarstedt AG & Co., Nümbrecht, Germany 62.547.254 
QuadroMACS Separator Miltenyi Biotech GmbH, Bergisch-Gladbach, Germany 130-090-976
Xylazin (Rompun 2%) Bayer Vital GmbH, Leverkusen, Germany KPOBD32

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References

  1. Medoff, B. D., Thomas, S. Y., Luster, A. D. T cell trafficking in allergic asthma: the ins and outs. Annual Review of Immunology. 26, 205-232 (2008).
  2. Baraldo, S., Lokar Oliani, K., Turato, G., Zuin, R., Saetta, M. The Role of Lymphocytes in the Pathogenesis of Asthma and COPD. Current Medicinal Chemistry. 14, (21), 2250-2256 (2007).
  3. Mikhak, Z., Strassner, J. P., Luster, A. D. Lung dendritic cells imprint T cell lung homing and promote lung immunity through the chemokine receptor CCR4. Journal of Experimental Medicine. 210, (9), 1855-1869 (2013).
  4. Thomas, S. Y., Banerji, A., Medoff, B. D., Lilly, C. M., Luster, A. D. Multiple chemokine receptors, including CCR6 and CXCR3, regulate antigen-induced T cell homing to the human asthmatic airway. Journal of Immunology. 179, (3), 1901-1912 (2007).
  5. Katchar, K., Eklund, A., Grunewald, J. Expression of Th1 markers by lung accumulated T cells in pulmonary sarcoidosis. Journal of Internal Medicine. 254, (6), 564-571 (2003).
  6. Wu, Z., et al. Mast cell FcepsilonRI-induced early growth response 2 regulates CC chemokine ligand 1-dependent CD4+ T cell migration. Journal of Immunology. 190, (9), 4500-4507 (2013).
  7. Hart, P. H. Regulation of the inflammatory response in asthma by mast cell products. Immunology, Cell Biology. 79, (2), 149-153 (2001).
  8. Bice, J. B., Leechawengwongs, E., Montanaro, A. Biologic targeted therapy in allergic asthma. Annals of Allergy & Asthma & Immunology. 112, (2), 108-115 (2014).
  9. Barnes, N., et al. A randomized, double-blind, placebo-controlled study of the CRTH2 antagonist OC000459 in moderate persistent asthma. Clinical & Experimental Allergy. 42, (1), 38-48 (2012).
  10. Medoff, B. D., et al. CD11b+ myeloid cells are the key mediators of Th2 cell homing into the airway in allergic inflammation. Journal of Immunology. 182, (1), 623-635 (2009).
  11. Oeser, K., Maxeiner, J., Symowski, C., Stassen, M., Voehringer, D. T. T cells are the critical source of IL-4/IL-13 in a mouse model of allergic asthma. Allergy. 70, (11), 1440-1449 (2015).
  12. Freeman, C. M., Curtis, J. L., Chensue, S. W. CC chemokine receptor 5 and CXC chemokine receptor 6 expression by lung CD8+ cells correlates with chronic obstructive pulmonary disease severity. The American Journal of Pathology. 171, (3), 767-776 (2007).
  13. Kallinich, T., et al. Chemokine-receptor expression on T cells in lung compartments of challenged asthmatic patients. Clinical & Experimental Allergy. 35, (1), 26-33 (2005).
  14. Vasakova, M., et al. Bronchoalveolar lavage fluid cellular characteristics, functional parameters and cytokine and chemokine levels in interstitial lung diseases. Scandinavian Journal of Immunology. 69, (3), 268-274 (2009).
  15. Campbell, J. J., et al. Expression of chemokine receptors by lung T cells from normal and asthmatic subjects. Journal of Immunology. 166, (4), 2842-2848 (2001).
  16. Halwani, R., et al. IL-17 Enhances Chemotaxis of Primary Human B Cells during Asthma. PLoS One. 9, (12), 114604 (2014).
  17. Agostini, C., et al. Cxcr3 and its ligand CXCL10 are expressed by inflammatory cells infiltrating lung allografts and mediate chemotaxis of T cells at sites of rejection. The American Journal of Pathology. 158, (5), 1703-1711 (2001).
  18. Ainslie, M. P., McNulty, C. A., Huynh, T., Symon, F. A., Wardlaw, A. J. Characterisation of adhesion receptors mediating lymphocyte adhesion to bronchial endothelium provides evidence for a distinct lung homing pathway. Thorax. 57, (12), 1054-1059 (2002).
  19. Radeke, H. H., Ludwig, R. J., Boehncke, W. H. Experimental approaches to lymphocyte migration in dermatology in vitro and in vivo. Experimental Dermatology. 14, (9), 641-666 (2005).
  20. Miles, A., Liaskou, E., Eksteen, B., Lalor, P. F., Adams, D. H. CCL25 and CCL28 promote alpha4 beta7-integrin-dependent adhesion of lymphocytes to MAdCAM-1 under shear flow. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 294, (5), 1257-1267 (2008).
  21. Zundler, S., et al. The alpha4beta1 Homing Pathway Is Essential for Ileal Homing of Crohn's Disease Effector T Cells In vivo. Inflammatory Bowel Diseases. 23, (3), 379-391 (2017).
  22. Verbist, K. C., Cole, C. J., Field, M. B., Klonowski, K. D. A role for IL-15 in the migration of effector CD8 T cells to the lung airways following influenza infection. Journal of Immunology. 186, (1), 174-182 (2011).
  23. Kopf, M., Abel, B., Gallimore, A., Carroll, M., Bachmann, M. F. Complement component C3 promotes T-cell priming and lung migration to control acute influenza virus infection. Nature Medicine. 8, (4), 373-378 (2002).
  24. Zundler, S., et al. Three-Dimensional Cross-Sectional Light-Sheet Microscopy Imaging of the Inflamed Mouse Gut. Gastroenterology. 153, (4), 898-900 (2017).
  25. Mzinza, D. T., et al. Application of light sheet microscopy for qualitative and quantitative analysis of bronchus-associated lymphoid tissue in mice. Cellular & Molecular Immunology. (2018).
  26. Erturk, A., Lafkas, D., Chalouni, C. Imaging cleared intact biological systems at a cellular level by 3DISCO. Journal of Visualized Experiments. (89), 51382 (2014).
  27. Morita, H., et al. An Interleukin-33-Mast Cell-Interleukin-2 Axis Suppresses Papain-Induced Allergic Inflammation by Promoting Regulatory T Cell Numbers. Immunity. 43, (1), 175-186 (2015).
  28. Mann, L., Klingberg, A., Gunzer, M., Hasenberg, M. Quantitative Visualization of Leukocyte Infiltrate in a Murine Model of Fulminant Myocarditis by Light Sheet Microscopy. Journal of Visualized Experiments. (123), 55450 (2017).
  29. Mercer, R. R., et al. Extrapulmonary transport of MWCNT following inhalation exposure. Particle and Fibre Toxicology. 10, 38 (2013).
  30. Minton, C., et al. Demonstration of microvessel networks and endothelial cell phenotypes in the normal murine lung. Journal of Nippon Medical School. 72, (6), 314-315 (2005).
  31. Van Hoecke, L., Job, E. R., Saelens, X., Roose, K. Bronchoalveolar Lavage of Murine Lungs to Analyze Inflammatory Cell Infiltration. Journal of Visualized Experiments. (123), 55398 (2017).
  32. Fischer, A., et al. Differential effects of alpha4beta7 and GPR15 on homing of effector and regulatory T cells from patients with UC to the inflamed gut in vivo. Gut. 65, (10), 1642-1664 (2016).
  33. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, (2), 118-130 (2007).
  34. Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Humanized mice for the study of infectious diseases. Current Opinion in Immunology. 25, (4), 428-435 (2013).
  35. Wege, A. K. Humanized Mouse Models for the Preclinical Assessment of Cancer Immunotherapy. BioDrugs. (2018).
  36. Jespersen, H., et al. Clinical responses to adoptive T-cell transfer can be modeled in an autologous immune-humanized mouse model. Nature Communications. 8, (1), 707 (2017).
  37. Schloder, J., Berges, C., Luessi, F., Jonuleit, H. Dimethyl Fumarate Therapy Significantly Improves the Responsiveness of T Cells in Multiple Sclerosis Patients for Immunoregulation by Regulatory T Cells. International Journal of Molecular Sciences. 18, (2), (2017).
  38. Murdoch, C., Finn, A. Chemokine receptors and their role in inflammation and infectious diseases. Blood. 95, (10), 3032-3043 (2000).
  39. Rivera-Nieves, J., Gorfu, G., Ley, K. Leukocyte adhesion molecules in animal models of inflammatory bowel disease. Inflammatory Bowel Diseases. 14, (12), 1715-1735 (2008).
  40. Zundler, S., Neurath, M. F. Novel Insights into the Mechanisms of Gut Homing and Antiadhesion Therapies in Inflammatory Bowel Diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 23, (4), 617-627 (2017).
  41. Halim, T. Y., Krauss, R. H., Sun, A. C., Takei, F. Lung natural helper cells are a critical source of Th2 cell-type cytokines in protease allergen-induced airway inflammation. Immunity. 36, (3), 451-463 (2012).
  42. Kamijo, S., et al. IL-33-mediated innate response and adaptive immune cells contribute to maximum responses of protease allergen-induced allergic airway inflammation. Journal of Immunology. 190, (9), 4489-4499 (2013).
  43. Milne, J., Brand, S. Occupational asthma after inhalation of dust of the proteolytic enzyme, papain. British Journal of Industrial Medicine. 32, (4), 302-307 (1975).
  44. Klingberg, A., et al. Fully Automated Evaluation of Total Glomerular Number and Capillary Tuft Size in Nephritic Kidneys Using Lightsheet Microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 28, (2), 452-459 (2017).
  45. Ariel, P. A beginner's guide to tissue clearing. The International Journal of Biochemistry, Cell Biology. 84, 35-39 (2017).
  46. Richardson, D. S., Lichtman, J. W. Clarifying Tissue Clearing. Cell. 162, (2), 246-257 (2015).
  47. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8, (1), 91-96 (2011).
  48. Looney, M. R., Bhattacharya, J. Live imaging of the lung. Annual Review of Physiology. 76, 431-445 (2014).
  49. Lefrancais, E., et al. The lung is a site of platelet biogenesis and a reservoir for haematopoietic progenitors. Nature. 544, (7648), 105-109 (2017).
  50. Headley, M. B., et al. Visualization of immediate immune responses to pioneer metastatic cells in the lung. Nature. 531, (7595), 513-517 (2016).
  51. Hammad, H., et al. House dust mite allergen induces asthma via Toll-like receptor 4 triggering of airway structural cells. Nature Medicine. 15, (4), 410-416 (2009).
  52. Bose, O., et al. Mast cells present protrusions into blood vessels upon tracheal allergen challenge in mice. PLoS One. 10, (3), 0118513 (2015).
  53. Galkina, E., et al. Preferential migration of effector CD8+ T cells into the interstitium of the normal lung. Journal of Clinical Investigation. 115, (12), 3473-3483 (2005).

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