中大脳動脈から膜電位を記録する微小電極浸入法

Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

この記事の主な目的は、マイクロ電極衝撃法を用いて中大脳動脈から膜電位(V m)を記録する方法の詳細を提供することである。カニューアル化された中大脳動脈は、筋原性のトーンを得るために平衡化され、血管壁は、高抵抗マイクロ電極を使用して突き刺さる。

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Reed, J. T., Sontakke, S. P., Pabbidi, M. R. Microelectrode Impalement Method to Record Membrane Potential from a Cannulated Middle Cerebral Artery. J. Vis. Exp. (149), e59072, doi:10.3791/59072 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

血管平滑筋細胞の膜電位(Vm)は血管の緊張を決定し、したがって臓器への血流を決定する。イオンチャネルおよび疾患状態でVmを調節する電気原性ポンプの発現および機能の変化は、Vm、血管緊張、および血流を変化させる可能性がある。したがって、電気生理学の基本的な理解と、健康な状態や病気状態でVmを正確に記録するために必要な方法が不可欠である。この方法は、Vmを復元するために異なる薬理学的薬剤を使用してVmを調節することを可能にする。いくつかの方法がありますが、それぞれ長所と短所がありますが、この記事では、マイクロ電極の衝撃法を用いて中大脳動脈などのカニューズ抵抗血管からVmを記録するプロトコルを提供します。中大脳動脈は筋次室内で筋原性のトーンを得ることが可能であり、血管壁は高抵抗のマイクロ電極を使用して突き刺さる。Vm信号は、電気計を介して収集され、デジタル化され、分析されます。この方法は、細胞を損傷することなく、膜抵抗を変更することなく、血管壁のVmの正確な読み取りを提供します。

Introduction

細胞の膜電位(Vm)とは、血漿膜全体のイオン電荷の相対的な差と、これらのイオンに対する膜の相対的な透過性を指す。Vmはイオンの微分分布によって生成され、イオンチャネルおよびポンプによって維持される。K+、 Na+、および Clなどのイオン チャネルは、休止 Vmに実質的に寄与します。血管平滑筋細胞(VSMC)は、4種類以上のK+チャンネル1、2種類の電圧ゲートCa2+チャンネル(VGCC)2、2種類以上のCl-チャネル3を発現する。4,5、店舗運営Ca2+チャネル6、ストレッチ活性化陽イオンチャネル7、8、および電気原性ナトリウム-カリウムATPaseポンプ9は、その全てがプラズマ膜内にあり、そのすべてがVmの規制に関与する.

VSMCのVmは内気圧に依存する。非加圧血管では、Vmは-50から-65 mVまで変化しますが、加圧動脈セグメントでは、Vmは-37から-47 mV10の範囲です。血管内圧の上昇は、VSMCが脱分極11を引き起こし、VGCC開口の閾値を減少させ、筋因性トーン12の発症に寄与するカルシウム流入を増加させる。逆に、受動血管または非加圧血管において、膜過分化は、高いK+チャネル活性に起因して、VGCCが開くことを防ぎ、その結果、カルシウム入り口が限られ、細胞内カルシウムの減少に寄与し、血管の調子13.したがって、内気圧の変化によるVmは血管緊張発達に重要な役割を果たしているように見え、VGCCおよびK+チャネルの両方がVmの調節において重要な役割を果たしている。

Vmは、血管の種類と種によって異なります。Vmは、モルモット優れた腸間膜動脈ストリップ14、60mmHgルーメン圧力12におけるラット中脳動脈における-45±1 mV、および-35±1 mVのラット・パレンキマル動脈における40mmHgルーメン圧15における-54±1mVである。伸ばされていないラットリンパ筋に記録された残りのVmは、-48±2 mV16である。脳VSMCのVmは末梢動脈よりも陰性である。これに対し、ネコ中脳動脈は約-70mVのVmを持つことが報告され、腸間膜および冠動脈はそれぞれ-49と-58 mV、それぞれ17、18を持つことが報告された。血管床間のVmの違いは、イオンチャネルおよび電気原性ナトリウムカリウムポンプの発現および機能の違いを反映しうる。

Vmの増減は、それぞれ膜脱分極および過分極と呼ばれる。Vmにおけるこれらの変化は、イオンチャネルゲーティング、細胞シグナル伝達、筋肉収縮、作用電位伝播を含む多くの生理学的プロセスにおいて中心的な役割を果たす。一定の圧力では、K+チャネルを活性化する多くの内因性および合成血管拡張化合物が膜過分極を引き起こし、その結果、血管拡張1、13を生じる。逆に、持続的な膜脱分極は、アゴニスト誘発または受容体媒介血管収縮19において不可欠である。Vmは、VGCC13を介して Ca2+流入を規制するだけでなく、内部ストア 20、21およびCa2+の感度から Ca2+のリリースに影響を与える重要な変数です。収縮装置22.

異なる細胞タイプからVmを記録する方法はいくつかありますが、カニュート容器のマイクロ電極衝撃法から収集されたデータは、単離されたVSMCから得られたデータよりも生理学的であるように見えます。現在のクランプ法を用いて単離されたVSMCから記録された場合、VmはVSMC24における自発的過過極極と見なされる。分離されたVSMCはシンシチウムに含まれ、シリーズ抵抗の変化はVmの振動挙動に寄与する可能性がある。一方、Vmが無傷の血管から記録された場合、振動挙動は観察されず、おそらく動脈内の同期体であり、安定したVmにつながる血管全体に要約されるVSMC間の細胞接触によるものである。24.したがって、標準的なマイクロ電極衝撃技術を用いて加圧容器からのVmの測定は、生理学的条件に比較的近い。

カニュート血管からのVmの記録は、同期しているVSMCのVmが血管の緊張と血流の主要な決定要因の1つであり、Vmの変調が拡張する方法を提供することができるので、重要な情報を提供することができます。血管を収縮させる。したがって、Vmの記録に関わる方法論を理解することが不可欠である。本論文では、微小電極浸漬法を用いた中脳動脈(MCA)からのVmの細胞内記録について述べている。このプロトコルは、MCA、マイクロ電極を調作し、電気計をセットアップし、Vmを記録する衝撃法を実行する方法を説明します。また、代表的なデータ、この方法を使用する際に発生した一般的な問題、および潜在的な問題について説明します。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

オスのラットはUMMCの動物ケア施設に収容され、実験動物ケア協会(AAALAC)の評価と認定が承認されています。動物は研究を通じて食べ物と水に自由にアクセスできました。動物は、24±2°Cの温度、湿度レベル60〜80%および12時間の光/暗いサイクルで制御された環境で維持された。すべてのプロトコルは、UMMCの動物ケアと使用委員会によって承認されました。

1. 設備の準備

  1. 二重チャネル差動電気計アンプ(材料の表を参照)を容器室の近くおよび所望の位置に置きます。
  2. アンプチャネルAまたはBの出力をBNC-BNCケーブルでデジタイザのチャンネル入力に接続します。
  3. マイクロマニピュレータにプローブを取り付け、顕微鏡とミオグラフの近くに置きます。記録設定は、振動のないテーブルに取り付けなければなりません。
  4. 説明されているように、アンプの前面にノブとスイッチを置き、この実験用に設定する位置に置きます。
  5. 適切な電極を介してアンプの回路地面に浴場の接地を接続します。同様に、ケージがアンプのシャーシに接地されていることを確認します。

2. マイクロ電極の調製と組み立て

  1. ホウケイ酸塩ガラスマイクロ電極(材料の表を参照)を使用し、8-10ミリメートルテーパ、<1 μmの直径と3 M KClで満たされたときに80-120 MΩの抵抗を持つためにガラス先端を引っ張ります。
    1. 次の設定を使用して、標準のプーラーを使用して短い段階的テーパを実現します: 熱 = 650。速度 = 20;プル = 25;時間= 250とより高い抵抗と小さな先端のために2回ループします。設定は器具固有のものとして、材料の表を参照してください。
      注:先端の直径<1 μmは、突き刺されたときに細胞への損傷を最小限に抑えます。
  2. マイクロファイバーシリンジを使用してマイクロ電極を3M KClで充填します(材料の表を参照)。
    1. マイクロ電極に3M KClを注入しながらマイクロファイバーシリンジのプランジャーをゆっくりと引き上げ、流体が充填するスペースを確保し、マイクロ電極内部の気泡の形成を防ぎます。
    2. マイクロ電極を満タンにし、マイクロ電極ホルダーに入れる前に気泡がないことを確認してください。気泡が存在する場合は、指でマイクロ電極を軽くタップして気泡を取り除きます。
  3. ケアを行使し、しっかりと退屈な穴を通してホルダーに電極シャンクを押し込みます。余分な液体が存在する場合は、組織でそれを削除します。
  4. 電極ホルダーアセンブリをアンププローブに接続します。電極試験を行い、入力オフセットを調整し、ゼロ設定を確認し、アンプマニュアルに応じてプローブ入力漏れを確認します。
  5. 表 1に示すように、電極試験を使用して電極抵抗を測定します。
  6. 作動電極は、チャネル出力で1 mV/MΩの正のDC電圧シフトを表示します。一方、チャンネル出力とメーターに大きな電圧が現れた場合、これはブロック電極または壊れた電極を示します。
  7. 記録ソフトウェアを開き、ファイルに名前を割り当て、保存ソフトウェアで将来の分析のために保存します。

3. 中大脳動脈の分離とカネレーション

  1. 試薬を調製する。
    1. 表2に記載されているように、正常および低カルシウム生理塩溶液(PSS)を調記する。
  2. 筋グラフを準備します。
    1. ミオグラフ室(材料の表を参照)を蒸留水で何度もすすいで、破片をなく。通常のPSSの5 mLでチャンバをロードします。
    2. 5-10 mLシリンジを使用して濾過された通常のPSSで両方のガラスカニューレを充填します。気泡を入れずにカニューレ全体と付属のチューブを注意深く充填してください。
    3. 鈍い鉗子を使用してそれぞれ半結び目で2つのモノフィラメントナイロン縫合糸(10-0、0.02ミリメートル)を準備します。
    4. 解剖顕微鏡下で解剖鉗子を使用して先端からわずか離れた両方のカニューレに部分的に閉じた縫合結び目を置きます。後でこれらの結び目は滑り落ち、容器をしっかり止めるためにカニューレの動脈の端に注意深く結びつくだろう。
  3. 中大脳動脈を分離し、カニューレする。
    1. 2~4%吸入イソファルランを用いてスプラーグドーリーラットに深い麻酔を誘導する。
    2. 深い麻酔下でギロチンを使用してラットを切断します。
    3. 骨カッターとはさみを使って頭蓋骨を慎重に取り外します。
    4. 頭蓋骨から脳を取り出し、氷の上に低カルシウムPSSの5 mLに置く。
    5. スプリングハサミと鉗子を使用して、脳から内径100~200μmのラット中脳動脈(MCA)の分岐していない部分を同定し、解剖する。
    6. MCAを細かい鉗子を使用してガラスカニューレに取り付け、通常のPSSを含む筋グラフの縫合糸を締め付けることによって安全にする。
    7. 遠位カニューレを閉じて、MCA 内に流れが入らないようにします。
    8. 流入ピペットをPSSを保持する貯水池に接続して、インライン圧力トランスデューサで監視される内ルミナル圧力の制御を可能にします。
    9. 電荷結合デバイスカメラ(材料表を参照)を使用して、カニューテッドMCAを反転顕微鏡とイメージングソフトウェアに取り付けたカヌラリゼーションMCAを視覚化します。
    10. MCA の軸長を、剛体またはフラクシッドで見えないおおよその長さに設定します。
    11. O 2(95%)で浴液を平衡化CO2 (5%)37 °Cで十分な酸素化、温度を提供し、7.4でpHを維持する。
  4. インパール(細胞血漿膜に浸透)血管平滑筋細胞。
    1. 地上電極を接続し、ミオグラフのPSSに浸しておきます。
    2. 容器室を照らし、顕微鏡を通して、浴室溶液中のマイクロ電極の先端を可視化します。
      注:あるいは、イメージングソフトウェアを有するコンピュータ上のMCAおよびマイクロ電極を可視化することができる。
    3. マイクロマニピュレータのコントロールを使用して、微小電極の先端を血管の外壁に近づけます。マイクロマニピュレータとマイクロ電極の先端は、組織に対して安定した位置にある必要があります。
      注:実験を開始する前に、膜電圧が安定していることを確認してください。測定電圧が不安定な場合、電極とセルとの間の接続はシールされず、漏れを示す。
    4. 録音を開始します。
    5. マイクロ電極の先端を容器に向かってゆっくりと動かし、マイクロマニピュレータのコースまたは細かい制御を使用して容器の中心を目指す。
      注:時折、マイクロ電極先端が筋線膜に接触すると、記録中の小さなたわみが観察されることがある。
    6. 先端が血管に近接しているとき、マイクロマニピュレータを使用して電極を前方に進め、筋肉の膜を突き刺す。
    7. この時点で、記録されているVmの変化を観察し始めることができます。マイクロ電極が細胞の膜を押し付けるときは、マイクロマニピュレータに触れないでください。
      注:記録電極と基準電極の電圧差は、血管内圧またはその他の興奮性または抑制刺激のレベルに応じて、0 mV から -40 mV から -75 mV の間に減少します。これらの測定値は、現在の細胞の膜電位差を特徴付します。
    8. 正確な測定を得るためにVSMCを傷つけることなく、容器の異なる領域の単一の容器に複数の衝撃を行います。
    9. 記録後、マニピュレータを使用して、マイクロ電極を1つの迅速な動きで除去します。
    10. 記録を停止し、さらなる分析のためにデータファイルを保存します。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

提示された方法は、Vmをカニューレド容器に記録するために確実に使用することができる。MCAを脳から分離する方法を説明する簡単な手順を図1Aに示す。頭蓋骨から脳を分離した後、MCAを解剖し、低カルシウムPSSを含むペトリ皿に入れた。取り付けられた結合組織の一部も、分離中のMCAの損傷を防ぐためにスプリングハサミと鉗子を使用してMCAと一緒に解剖した。慎重に、結合組織も除去され、解剖されたMCAは筋グラフに移る準備ができていた。MCAはカニューレに取り付けられ、筋グラフのカニューレの両端に縫合結び目を使用して結ばれた。一般的なマイクロ電極インパレメント法の設定の概略図を図 1Bに示します。3M KClで満たされたマイクロ電極をプローブ内のホルダーを介して電気計に接続した。電気計のチャンネル出力は、BNC-BNCケーブルを用いてデジタイザのアナログ入力チャンネルに接続した。デジタイザ出力は、記録ソフトウェア内の信号を可視化するためにオシロスコープにさらに接続されました。地面は、ミオグラフ内の電気計のシャーシから浴液に拡張されたAgClペレットワイヤーを使用して確立されます。最後に、コンピュータモニタ上の記録ソフトウェアでデジタルトレースを可視化した。

その後、MCAを新たに調製した温かいPSSでインキュベートし、60mmHgに加圧した。Vm記録には、利得音の容器のみが使用されました。容器が有意なトーンを得た後、微小電極は血管壁に進入した。動脈の直径および動脈の衝撃は、ビデオ顕微鏡を用いて可視化した。インパレメントは、負の値への急速な偏向がある場合に成功すると考えられ、Vmは≥30sに対して安定しており、電圧は図212、15に示すように電極の除去時に突然0mVに戻ります。我々の結果は、60 mmHgに加圧されたMCAにおいて、Vmが~-43.2±2.9mVであることを示唆している。

正常な衝撃およびVm安定化の後、Vmを変化させる薬物を浴中に浸透させ、Vmの変化を記録した。脱分極に20mM KClを用い、合成大伝導カリウムチャネルオープナーである20 μM NS1619を用いて膜を過分極させた。我々の結果は、KClを用いたチャンバの灌流が膜を約5.8±0.18mV脱分極させたことを示唆している。一方、NS1619との灌流は、膜を〜3.8±0.4mVで過分極した。

Figure 1
図1:中大脳動脈の単離とマイクロ電極衝撃法を用いる膜電位の記録の図。(A) ばねはさみを使って、点線に沿って脳や結合組織を切る。2つのガラスカニューレの間にMCAを移して取り付け、PSSで満たされた筋グラフ室の縫合糸を使用してそれを固定する。(B) 3M KCl で満たされたマイクロ電極をホルダーに挿入し、プローブに接続します。プローブから電気計、およびBNCケーブルを介してデジタイザへの膜電位移動の変化(BNCケーブルは、電気計のチャンネル出力とデジタイザのアナログ入力に接続されます)。デジタル化された電位は、モニタの記録ソフトウェアに表示されます。地面は、ミオグラフ内の電気計から浴液に接続されたAgClペレットワイヤーを使用して確立されます。MCA = 中大脳動脈;PSS = 生理塩溶液;AgCl = 塩化銀。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 2
図2:中大脳動脈からの微小電極衝撃法を用いた膜電位の記録Vmの代表的なトレース .電極入力時に負の値に対する突然の偏向がある場合、Vmは≥30 sに対して安定しており、電極の除去時に電圧が突然0mVに戻る場合、インパレメントは成功したと見なされます。X 軸は時間を表し、Y 軸は膜電位を表します。点線は、容器の衝撃の前に調整されたベースラインを表します。秒 = 秒。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 3
図3:血管活性剤にさらされた場合のマイクロ電極衝撃法を用いて膜電位の変化を記録する。Vmは、血管活性剤への曝露前後の中脳動脈のカニュートレート中脳動脈からのマイクロ電極浸入法を用いて記録した。サンプルトレースは、20 μM NS1619(大きな伝導性カリウムチャネルアゴニスト)に応答して(A)脱分極を表します。(C) KClおよびNS1619の適用前後のVmの変化の概要棒グラフ。点線は休息Vmを表します。括弧内の数字は、スタディで使用された血管の数を表します。なお、Vmは薬物が洗い流されるとすぐにベースラインに達した。誤差バーは、平均の標準誤差を表します。秒 = 秒。この図のより大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

電極抵抗を測定する電気計の設定
メーター入力 チャネル A または B
位置切り替え インチ
メーター範囲 200 mV に切り替える
電極 お風呂の中で
モード 電極試験に作動
メーター表示 1 mV/MΩ

表1:電極抵抗を測定する電気計の設定

化学 物質 低カルシウム PSS mM 通常の PSS mM 会社 カタログ
1 塩化 ナトリウム 119.00年 119.00年 シグマ S7653
2 Kcl 4.70 4.70 シグマ P4504
3 MgSO4 1.17 1.17 シグマ M7506
4 クル2 0.05 1.60年 シグマ C3881
5 Hepes 5.00 5.00 シグマ H7006
6 グルコース 10.00年 10.00年 シグマ G7021
7 NaH2PO4 1.18件 1.18件 シグマ S0751
8 ナーコ3 18.00円 18.00円 シグマ S5761
pH: 7.4 pH: 7.4

表2:低カルシウムおよび正常な生理塩溶液の調製に用いられる試薬。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

この記事では、カニューレト容器調製物からVmを記録するために鋭いマイクロ電極の衝撃法を使用する方法に関する必要な手順を提供します。この方法は広く使用され、実験的な質問の広い範囲に答えるVmの高品質で一貫した記録を提供しています。

メソッドを確実に成功させるために、いくつかの重要な考慮事項とトラブルシューティング手順について説明します。マイクロ電極の品質(その鮮明さと抵抗)とそれが浸透する細胞プロセスは、Vmの安定性と精度に影響を与えます。信号が連続的にドリフトする場合、またはアンプの記録範囲の上または下にある場合は、電極がブロックされているか、先端が壊れている可能性が最も高いです。衝撃が部分的、不十分、またはセルに損傷を与えるだけの場合、記録された電位は0 mVに戻り、不安定な信号または信号なしになります。場合によっては、セルの内容物が非常に高い抵抗電極を遮断することもできる。これらの問題はすべて、電極を新しい電極に置き換えるだけで克服できます。

成功した衝撃を与えるには、細胞膜の総抵抗が変化しないことを確認し、測定された膜電位が電極と膜の間に漏れなく安定していることを確認する必要があります。電極が安定したマイクロマニピュレータによって細胞に向かって進むことが重要である。セルの数マイクロメートル以内に進むと、先端電位が変化し、検出された電圧にわずかなたわみが生じます。電極の先端や細胞膜の伸張を避けるためには、電極の急速な進歩が必要である。成功した衝撃は、膜電位の急激な低下に続いて、膜の休止電位の周りの安定化によって特徴付けられます。潜在的な読み取り値が変動する場合、電極の先端が膜を破壊し、ナトリウムが細胞に漏れ出し、細胞から漏れ出し、進行性脱分極が生じる可能性があります。この方法のもう 1 つの問題は、接合電位と電極先端電位が Vm記録に不要なアーティファクトを追加できることです。ジャンクション電位は、異なる導体が接触したときに発生します。接合電位には、液体金属と液体の 2 つのタイプがあります。液体金属接合部は、プローブの先端がマイクロピペット内の電解質に接触したときに形成される。液体-液体接合部は、液体接合電位とも呼ばれ、異なる濃度の2つの溶液が接触したときに発生します。溶液間のイオンの拡散は、電位の発達に寄与する。また、液体と相互作用するガラス電極先端の特性は、先端電位を生成することができます。ジャンクションと先端電位を最小限に抑えるために、お風呂で測定された電位をゼロにすることで、不要なバイアスを低減できます。インパレンスの間、平滑筋ではなく内皮が誤っていくつかの実験でサンプリングされる可能性を排除することはできません。しかし、研究は、内皮およびVSMC層が小動脈に電気的に結合され、同様のVm応答23を示していることを示している。

最終的に、このプロセスの 3 つの手順は、記録を成功させるために重要です。まず、船舶を適切に準備し、その過程で損傷を受けないようにする必要があります。第二に、マイクロ電極は、右の電気的特性に引っ張られる必要があります。最後に、先端を壊すことなく膜の急速な衝撃は正確な結果のために重要である。研究者は、電気生理学、実行可能なマイクロ電極の作成方法、および電気計のセットアップと使用方法を理解する必要があります。

その重要性にもかかわらず、この方法にはさまざまな制限があります。まず、すべての機器を調達するための総コストが高いです(~$30-40,000)。第二に、これらの実験には新鮮な容器が必要です。したがって、動物は実験ごとに安楽死させ、全体的なコストを増大させる。第三に、脳動脈の解剖、血管のカナンスは退屈で高価であり、学習曲線を有する。第4に、マイクロ電極の準備、衝撃、および記録Vmは、電気生理学の完全な理解を必要とする。最後に、ラボでこのセットアップを確立するには、専任のスタッフ、時間、労力が必要です。

Vmは、血管の緊張と臓器への血流を決定する重要な電気生理学的特性である。Vmは、ニューロン、内皮および血液成分から放出されるいくつかの血管活性化学物質によって変化させることができる。血管収縮器は膜を脱分極するが、拡張子は膜を過分極する。K+チャネル、VGCC、カリウムATPaseナトリウム、Ca 2+ATPase、Cl-チャネル、店舗運営およびストレッチチャネルを含むいくつかのタンパク質は、Vmを調節する。疾患状態におけるこれらのタンパク質のいずれかの変化は、潜在的にVmを変更することができ、したがって血管の緊張と血流.マイクロ電極の衝撃法は、血管収縮器および膨張器に応答してVmの変化と同様に休息を記録するのに有用である。したがって、この方法は、疾患に関連する正常および変化したVmを理解するために確実に使用することができ、Vm、血管緊張および血流を調節するように設計された薬理学的薬剤の開発に有用であり得る。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

著者は何も開示していない。

Acknowledgments

この研究は、UMMCの内部支援研究プログラム(IRSP)からの助成金、マリカルジュナ・R・パビディに授与されたAHAサイエンティスト開発助成金(13SDG14000006)の助成金によって一部支援されました。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Dissection instruments
Aneshetic Vaporiser Parkland scientific V3000PK
Dissection microscope Nikon Instruments Inc., NY Eclipse Ti-S
Kleine Guillotine Type 7575 Harvard Apparatus, MA 73-198
Littauer Bone Cutter Fine science tools 16152-15
Moria MC40 Ultra Fine Forceps Fine science tools 11370-40
Surgical scissors Sharp-Blunt Fine science tools 14008-14
Suture Harvard Apparatus 72-3287
Vannas Spring Scissors Fine science tools 15018-10
Electrophysiology Instruments
Charge-coupled device camera Qimaging, , BC Retiga 2000R
Differential electrometer amplifier WPI FD223A
In-line pressure transducer Harvard Apparatus, MA MA1 72-4496
Micromanipulator Thor labs PCS-5400
Microelectrodes Warner Instruments LLC, CT G200-6,
Micro Fil (Microfiber syringe) WPI MF28G67-5
Microelectrode holder WPI MEH1SF
Myograph Living Systems Instrumentation, VT CH-1-SH
Puller Sutter Instrument, San Rafael, CA P-97
Vibration-free table TMC 3435-14
Softwares
Clampex 10 Molecular devices
p Clamp 10 Molecular devices
Imaging software Nikon, NY NIS-elements
Chemicals
NaCl Sigma S7653
KCl Sigma P4504
MgSO4 Sigma M7506
CaCl2 Sigma C3881
HEPES Sigma H7006
Glucose Sigma G7021
NaH2PO4 Sigma S0751
NaHCO3 Sigma S5761

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Nelson, M. T., Quayle, J. M. Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle. American Journal of Physiology. 268, C799-C822 (1995).
  2. Hughes, A. D. Calcium channels in vascular smooth muscle cells. Journal of Vascular Research. 32, (6), 353-370 (1995).
  3. Large, W. A., Wang, Q. Characteristics and physiological role of the Ca(2+)-activated Cl- conductance in smooth muscle. American Journal of Physiology. 271, (2 Pt 1), C435-C454 (1996).
  4. Nelson, M. T., Conway, M. A., Knot, H. J., Brayden, J. E. Chloride channel blockers inhibit myogenic tone in rat cerebral arteries. Journal of Physiology. 502, (Pt 2), 259-264 (1997).
  5. Yamazaki, J., et al. Functional and molecular expression of volume-regulated chloride channels in canine vascular smooth muscle cells. Journal of Physiology. 507, (Pt 3), 729-736 (1998).
  6. Gibson, A., McFadzean, I., Wallace, P., Wayman, C. P. Capacitative Ca2+ entry and the regulation of smooth muscle tone. Trends in Pharmacol Sciences. 19, (7), 266-269 (1998).
  7. Davis, M. J., Donovitz, J. A., Hood, J. D. Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells. American Journal of Physiology. 262, (4 Pt 1), C1083-C1088 (1992).
  8. Setoguchi, M., Ohya, Y., Abe, I., Fujishima, M. Stretch-activated whole-cell currents in smooth muscle cells from mesenteric resistance artery of guinea-pig. Journal of Physiology. 501, (Pt 2), 343-353 (1997).
  9. Shelly, D. A., et al. Na(+) pump alpha 2-isoform specifically couples to contractility in vascular smooth muscle: evidence from gene-targeted neonatal mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286, (4), C813-C820 (2004).
  10. Coca, A., Garay, R. Ionic Transport in Hypertension New Perspectives. Taylor & Francis. (1993).
  11. Harder, D. R. Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery. Circulation Research. 55, (2), 197-202 (1984).
  12. Knot, H. J., Nelson, M. T. Regulation of arterial diameter and wall [Ca2+] in cerebral arteries of rat by membrane potential and intravascular pressure. Journal of Physiology. 508, (Pt 1), 199-209 (1998).
  13. Nelson, M. T., Patlak, J. B., Worley, J. F., Standen, N. B. Calcium channels, potassium channels, and voltage dependence of arterial smooth muscle tone. American Journal of Physiology. 259, C3-C18 (1990).
  14. Harder, D. R., Sperelakis, N. Action potentials induced in guinea pig arterial smooth muscle by tetraethylammonium. American Journal of Physiology. 237, (1), C75-C80 (1979).
  15. Nystoriak, M. A., et al. Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300, (3), H803-H812 (2011).
  16. Yvonder Weid, P., Lee, S., Imtiaz, M. S., Zawieja, D. C., Davis, M. J. Electrophysiological properties of rat mesenteric lymphatic vessels and their regulation by stretch. Lymphatic Research and Biology. 12, (2), 66-75 (2014).
  17. Harder, D. R. Comparison of electrical properties of middle cerebral and mesenteric artery in cat. American Journal of Physiology. 239, (1), C23-C26 (1980).
  18. Harder, D. R. Heterogeneity of membrane properties in vascular muscle cells from various vascular beds. Federation Proceedings. 42, (2), 253-256 (1983).
  19. Cogolludo, A., et al. Serotonin inhibits voltage-gated K+ currents in pulmonary artery smooth muscle cells: role of 5-HT2A receptors, caveolin-1, and KV1.5 channel internalization. Circulation Research. 98, (7), 931-938 (2006).
  20. Ganitkevich, V., Isenberg, G. Membrane potential modulates inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated Ca2+ transients in guinea-pig coronary myocytes. Journal of Physiology. 470, 35-44 (1993).
  21. Yamagishi, T., Yanagisawa, T., Taira, N. K+ channel openers, cromakalim and Ki4032, inhibit agonist-induced Ca2+ release in canine coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 346, (6), 691-700 (1992).
  22. Okada, Y., Yanagisawa, T., Taira, N. BRL 38227 (levcromakalim)-induced hyperpolarization reduces the sensitivity to Ca2+ of contractile elements in caninse coronary artery. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 347, (4), 438-444 (1993).
  23. Xia, J., Little, T. L., Duling, B. R. Cellular pathways of the conducted electrical response in arterioles of hamster cheek pouch in vitro. American Journal of Physiology. 269, (6 Pt 2), H2031-H2038 (1995).
  24. Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. Calcium sparks in smooth muscle. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 278, (2), C235-C256 (2000).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics