Determinação da taxa de fertilização do ovo de Bemisia tabaci usando uma técnica citogenética

Genetics

Your institution must subscribe to JoVE's Genetics section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Apresentamos uma técnica citogenética simples usando ′ 4, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) para determinar a taxa de fertilização e principal razão sexual do haplodiploid invasiva Praga Bemisia tabaci.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Bondy, E. C., Hunter, M. S. Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique. J. Vis. Exp. (146), e59213, doi:10.3791/59213 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Umas poucas espécies de sugadores de seiva whiteflies são algumas das mais danosas pragas terrestres em todo o mundo devido o que eles causem danos à lavoura e vírus de planta que eles vector. Apesar de numerosos estudos da biologia destas espécies em diferentes ambientes, um parâmetro chave história de vida, relações de sexo de prole, tem recebido pouca atenção, no entanto, é importante para prever a dinâmica populacional. A proporção sexual primária (proporção sexual em oviposição) de Bemisia tabaci nunca foi relatada, mas podem ser encontrada, determinando a taxa de fertilização do ovo deste insecto haplodiploid. A técnica envolve a dechorionation de ovos com água sanitária, uma série de etapas de fixação e a aplicação da geral DNA fluorescente mancha, DAPI (4, 6-diamidino-2-phenylindole, um corante fluorescente de DNA-ligando), para ligar a pró-núcleos masculinos e femininos. Aqui, apresentamos a técnica e um exemplo de sua aplicação, para testar se uma bactéria endossimbiótica, Rickettsia SP. nr. bellii, influenciado a proporção sexual primária de b. tabaci. Esse método pode auxiliar nos estudos de população da whiteflies, ou para determinar se a alocação de sexo existe com certos estímulos ambientais.

Introduction

O estudo da alocação de sexo, ou o investimento relativo em prole masculina e feminina, é uma pedra angular da ecologia comportamental1,2,3. Além de seu poder para testar modelos adaptáveis de comportamento, saber que a estratégia de alocação de sexo de um organismo pode melhorar modelos de sua dinâmica populacional. Em muitas espécies, alocação de sexo é controlada por mães. Para determinar a alocação de sexo, é importante determinar a proporção sexual primária ou a proporção de fêmeas no momento da deposição do ovo. Embora a proporção sexual na emergência de adultos pode fornecer pistas para alocação de sexo, diferencial do desenvolvimento mortalidade entre machos e fêmeas juvenis pode comumente inclinar a proporção sexual adulta substancialmente. Em algumas espécies de Hymenoptera, a ordem de insetos que contém formigas, abelhas e vespas, determinou-se a proporção sexual primária com ensaios citogenéticos, manchando os embriões para exibir genético DNA. Porque hymenopterans são haplodiploid, um ovo masculino incipiente é haploide e contém apenas o pronucleus feminino (n), enquanto os óvulos femininos incipientes são diploides e contêm pró-núcleos masculinos e femininos (2n). Embora Aleyrodidae, sap-alimentação da família dos Hemiptera (Hemiptera) conhecido como whiteflies, são também haplodiploid, não houve um ensaio estabelecido para encontrar a proporção sexual primária nesses insetos. Este é talvez surpreendente dada a intensidade do estudo das poucas pragas sérias cosmopolitas nesta família e a importância das relações de sexo em interações competitivas de whiteflies4,5,6,7 ,8,9,10 e na dinâmica da população em geral. Em haplodiploid insetos também, relações de sexo são ilimitadas por sistemas de determinação do sexo, permitindo a possibilidade de fertilização seletiva e lábil razões sexuais que variam de acordo com o meio ambiente2. Aqui apresentamos uma técnica para determinar a proporção sexual primária do complexo espécie de whiteflies, conhecidos coletivamente como a mosca branca sweetpotato, b. tabaci. Este nome de uma espécie engloba mais de 28 espécies no mundo11e inclui alguns dos mais danosas pragas invasoras global12,13. A aplicação desta técnica para determinar os padrões de alocação de sexo no b. tabaci e outro Aleyrodidae permitirá uma investigação mais rigorosa das variáveis, incluindo temperatura, planta hospedeira, bactérias endossimbióticas ou planta/mosca branca patógenos, que possam influenciar razões sexuais primárias de mosca branca e dinâmica da população de mosca branca.

Nós somos inconscientes de qualquer técnicas de ovo de coloração comparáveis de b. tabaci. O protocolo é conveniente em comparação com métodos de coloração utilizados para outros ovos de inseto14 como omite uma etapa de fixação durante a noite e, portanto, pode ser concluída dentro de 3 h. Como um exemplo de um aplicativo, uma bactéria endossimbiótica, Rickettsia SP. nr. bellii, está associado com viés feminino em nossas linhas de laboratório de b. tabaci Médio Oriente-Ásia menor 1 (MEAM1)15,16. Em uma linha de laboratório da b. tabaci MEAM1 ("MAC1," recolhidos no centro agrícola de Maricopa), testamos se Rickettsia-infectados (R.+) fêmeas fertilizam mais ovos do que os não infectados fêmeas (R.).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Nota: Certifique-se de que todo o trabalho é realizado à temperatura ambiente em uma área bem ventilada ou sob uma coifa. Todos os 'gotas' neste protocolo são definidas como 5 – 20 µ l, dependendo da preferência do operador.

1. configuração inicial

  1. Permita whiteflies femininos ovipositar em folhas limpas. Gaiolas de clip ou folhas cortadas para caber no ágar em um prato de Petri são exemplos de arenas de oviposição. Faça um buraco coberto na gaiola de clip ou capa de Petri para inserir e remover os adultos. Alternativamente, rapidamente colocou um vaso de adultos coletados no gelo e, em seguida, depositá-los na folha. Limite o tempo entre a oviposição e fixação de ovo para não mais de 60 min, para assegurar a observação da transição de esperma para o pronucleus paterna em ovos.
    Nota: Ovos não retirados da folha podem ser criados até a idade adulta para gravar rácios de sexo adultos.
  2. Antes ou durante a oviposição de mosca branca, prepare uma lâmina de microscópio, limpando-a com água e sabão, secá-lo bem e então esticando um pedaço de filme de parafina em uma extremidade, certificando-se de que não quebrar a superfície da película de parafina (Figura 1).
    Nota: O filme de parafina é hidrofóbico e semi opaco, permitindo que líquidos para formar gotas e ovos para ser mais facilmente visto.

2. Dechorionation

  1. Com um vidro Pasteur pipeta, adicione gotas de solução de água sanitária (0,83% de hipoclorito de sódio) para o filme de parafina.
    Nota: É mais fácil de acompanhar ovos se apenas 2-3 ovos são em cada gota. Como alternativa, para gerenciar um número de ovo grande, recolha os ovos em gotas de 1x tampão fosfato salino (PBS).
    Atenção: Bleach é corrosivo; usar luvas quando manusear alvejante e não inale.
  2. Remova os whiteflies adultos da folha.
  3. Coloque a folha sob um microscópio para ver os ovos claramente e recolher os ovos isoladamente e, cuidadosamente, com uma sonda fina. Para fazer uma sonda, inserir um pin de nadel minuten a 45° ou um ângulo de trabalho confortável com uma ponta de pipeta derretida (Figura 2).
  4. Transferi os ovos para lixívia ou 1X PBS. Se usar 1X PBS, retire o 1X PBS com um vidro Pasteur Pipetar uma vez todos os ovos são coletados e, em seguida, adicionem água sanitária para os ovos.
    Nota: Quando a coleta de ovos, lentamente, levante o ovo de sua base até o pedicelo é removido da folha. O pedicelo é pegajoso, e o ovo comumente vai ficar com a ponta da sonda até que é mergulhado em água sanitária.
    Nota: Recomenda-se usar pipetas Pasteur de vidro separado para todos os reagentes, e as pipetas podem ser modificadas com calor para fazer as pontas mais estreitas e reduzir o risco de aspiração acidentalmente os ovos da mosca branca. Para evitar contaminação e resíduos, limpe as pipetas com água desionizada após cada utilização.
  5. Espere por 10 min. Se houver interesse na embriogênese em ovos mais de 1h, deixe os ovos em água sanitária para até 15 min.
    Nota: Para os ovos que são velhos até 1h, 10 min é suficiente.

3. fixação

Nota: Estas etapas são tiradas de um protocolo himenóptera17.

  1. Remover a água sanitária (que contém os fragmentos de córion) com um pipeta Pasteur de vidro e descartá-lo. Adicione gotas de ácido acético com um vidro Pasteur pipeta e esperem 3 min.
    Atenção: Prosseguir com este passo sob uma coifa. Ácido acético glacial é corrosivo; desgaste luvas quando manipular o ácido acético glacial e não inale, especialmente em combinação com a lixívia residual.
  2. Remover o ácido acético glacial com um pipeta Pasteur de vidro e adicione gotas de solução de Clarke (3:1 de etanol absoluto: ácido acético glacial) com um vidro Pasteur pipeta. Espere até que a maioria da solução tenha evaporado (ou 10 min máx).
  3. Adicione gotas de etanol a 70% para os ovos com uma pipeta Pasteur de vidro e espere até que a maioria do etanol tenha evaporado (ou max 10 min).

4. coloração

  1. Remover qualquer etanol residual com um pipeta Pasteur de vidro e adicione gotas de 1X PBS aos ovos com um copo de pipeta Pasteur para obter o pH próximo de 7,0. Conjunto da corrediça do microscópio em uma câmara de umidade para evitar a dessecação, por exemplo, em uma caixa de ponta de pipeta vazio com uma toalha de papel molhada dentro (Figura 3). Espere pelo menos 30 min.
    Nota: Este é o melhor ponto se houver necessidade de uma pausa, enquanto a câmara de umidade pode evitar a dessecação.
  2. Remover a PBS 1x com uma pipeta Pasteur, de vidro e adicione gotas de 0,1 μg/mL DAPI, uma mancha fluorescente de DNA, com um vidro Pasteur pipeta. Definir o microscópio em uma câmara escura de umidade e espere pelo menos 15 min.
    Atenção: DAPI é um irritante, então lidar com isso com luvas.

5. lavar roupa

  1. Remova o DAPI com um pipeta Pasteur de vidro.
  2. Adicione gotas de 1 x TBST (5 x solução feita a partir de 30 g de Tris, 43,8 g de NaCl, 5 mL de polissorbato 20 e 1,0 g de NaN3 [pH 7.5] e trouxe para 1 L com água de grau PCR) para os ovos com um copo de Pasteur pipeta. Espere 5 minutos antes de retirar o 1 x TBST com um pipeta Pasteur de vidro. Repita essa etapa 2 vezes.

6. montagem

  1. Após a lavagem final, pipete cuidadosamente todos os ovos do filme de parafina em uma parte limpa da lâmina de microscópio. Remover o excesso 1 x TBST; em seguida, adicionar 20 µ l de mídia de montagem (glicerol 80% e 20% 1 x TBST com 2% de n-propil-galato) e colocar um slide de capa limpa em cima dos ovos.
  2. Para armazenamento a longo prazo, selar o slide de capa com esmaltes claros e, em seguida, armazenar o slide no escuro a 2 ° C ou visualizá-la imediatamente sob um microscópio fluorescente.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Para testar se Rickettsia afeta a taxa de fertilização das fêmeas de MEAM1 de b. tabaci , nós criados Rickettsia-infectado (R.+) ou não infectados (R.) b. tabaci em plantas de feijão-caupi (Vigna unguiculata) em separar as gaiolas em 27 ° C, umidade relativa de 70% e um fotoperíodo escuro h luz/8 de 16 h. R+ e R 4º ínstar whiteflies foram cuidadosamente retirados das folhas e isolados em tubos de tira 200 µ l. Quando adultos surgiram, foram coletados em grupos de 50% de fêmeas e transferido para folhas limpas em placas de Petri (n = ~50-100/leaf) para 4 dias de acasalamento. Grupos de aproximadamente 20 fêmeas e vários machos foram transferidos para um disco de folha limpa (um para R adultos, uma para adultos R+ ) em placas de Petri 35mm descansando no ágar de 1%. A tampa da placa de Petri tinha sido cortada e a malha de tecido fino, usada para contenção também impediu a condensação excessiva. Depois de aproximadamente 45 min, todos os adultos foram retirados, alguns dos ovos foram colhidas para determinar a taxa de fertilização e os ovos que não foram coletados foram criados para a vida adulta para calcular a proporção de sexo adulta. Uma coorte para um único dia, tanto para R+ e R whiteflies, definiu-se como um bloco. Havia sete blocos para calcular a taxa de fertilização ou principal razão sexual, enquanto houve seis blocos para cálculo do rácio de sexo adulto, como havia pouca ovos sobras de um bloco para trás à idade adulta. Um modelo linear generalizado foi usado no pacote estatístico R para determinar se as taxas de fertilização ou rácios de sexo adultos foram significativamente influenciados pela Rickettsia infecção e/ou bloco. As variáveis de resposta foram a proporção de fertilizado ovos/todos os ovos, ou a proporção de adultos femininos/todos adultos, respectivamente, enquanto variáveis explicativas foram o bloco e o status de infecção Rickettsia .

Ovo dechorionation seguido por DAPI coloração nuclear permitiu a atribuição inequívoca de fertilização (e o sexo do embrião) quando observado com um microscópio fluorescente (Figura 4). Para este experimento, 90 ovos postos por RMEAM1 deb. tabaci fêmeas e 82 ovos por fêmeas de R+MEAM1 deb. tabaci foram marcados. Quanto aos ovos criados até a idade adulta, 60 R e 95 R+ de adultos foram marcados. Enquanto um viés feminino em rácios de sexo adultos tem sido demonstrado consistentemente em anteriores estudos15,18,19, no atual estudo, adult R+ razões sexuais (69% fêmeas, medianos) eram fêmea-inclinado em comparação com R as fêmeas de (50% fêmeas, medianos), mas as proporções de sexo nos dois tratamentos não foram significativamente diferentes (χ2 = 1,02, df = 1, p = 0,31; A Figura 5). Os rácios de sexo Rprimários (ovos fertilizados de 60%, medianos) eram fêmea-inclinado em comparação com R+ sexo rácios (44% fertilizado ovos, medianos), mas também não foram significativamente diferentes (χ2 = 0,51, df = 1, p = 0,47), proporcionando não provas para maiores taxas de fertilização por fêmeas R+ (Figura 5). Bloco também não teve um efeito significativo no primário (χ2 = 0,29, df = 1, p = 0,59) ou adulto (χ2 = 1,20, df = 1, p = 0,27) proporção sexual.

Figure 1
Figura 1: foto de uma lâmina de microscópio com película de parafina e gotas de água sanitária. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: um exemplo de uma sonda, formada com o calor, de uma ponta da pipeta e minuten nadeln pin. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: exemplo de uma câmara de umidade, formado a partir de uma caixa de ponta da pipeta vazio e uma toalha de papel molhada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Imagens de microscópio fluorescente de ovos de b. tabaci . (um) MEAM1 de b. tabaci incipiente, fertilizado óvulo feminino. (b) Unfertilized, incipiente ovo masculino. Os ovos foram fixados em menos de 1h após a oviposição e corados com DAPI. A base de cada ovo é fluoresce devido ao DNA bacteriano (Portiera, Hamiltonellae possivelmente Rickettsia) na célula progenitora bacteriome, que está incluída no ovo colocado20,21. Em cada ovo, a fêmea pronucleus é perto do centro do ovo e o ovo feminino apenas, o esperma é visível como uma raia brilhante perto do ápice do ovo perto do que é presumivelmente uma micrópila autofluorescing. As imagens são screenshots, tirado de um Z-pilha gerada vídeo, produzido por um laser confocal microscópio invertido. As barras da escala foram estimadas a partir de imagens anteriores do microscópio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Primários e adultos sexo rácios de Rickettsia-infectados ou não infectados b. tabaci. Caixa e whisker parcelas do principal sexo rácio (percentagem de ovos fertilizados, ou percentagem de zigotos femininos) em preto, em comparação com a proporção de sexo adulta (percentagem de fêmeas adultas) na cor cinzenta, da Rickettsia-(R.+) de infectados e não infectados (R -) MEAM1 de b. tabaci , linha genética "MAC1". As parcelas de caixa e whisker mostram a mediana como a linha média, a média como um sinal de adição e quartis superiores e inferiores, como as linhas que fazem as extremidades da caixa, e o intervalo é representado nas linhas exteriores estendendo-se da caixa. Para os ovos de R marcados: n = 90; para os ovos de R+ marcados: n = 82. Para Radultos contados: n = 60; para R+ adultos contados: n = 95. Em uma análise logística da relação sexual primária (proporção de ovos fertilizados) realizada no pacote estatístico R, sem efeitos significativos foram encontrados por bloco (n = 7, χ2 = 0,29, df = 1, p = 0,59) ou para Rickettsia infecção (χ2 = 0,51, df = 1, p = 0,47). Rácios de sexo adultos, como influenciado pelo bloco (n = 6) e o status da infecção Rickettsia , da mesma forma, foram analisados. Aqui também, não há efeitos significativos foram encontrados por bloco (χ2 = 1,20, df = 1, p = 0,27) ou por infecção de Rickettsia2 = 1,02, df = 1, p = 0,31). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Este protocolo é o primeiro a capturar a taxa de fertilização ou primária proporção sexual de b. tabaci. O desafio do presente protocolo é que ele requer pesquisadores aprender a lidar com os ovos da mosca branca rapidamente, garantindo que não mais de 1h se passou desde que os ovos foram oviposited até que eles são fixos. Durante experimentos preliminares, os ovos que foram corrigidos em 3h ou mais postoviposition eram muito velhos para observar a fecundação, como syngamy tinha ocorrido e divisões mitóticas estavam em andamento. Entre 1 a 3 h, os pró-núcleos assumiu uma forma mais arredondada. Enquanto a presença de dois núcleos indica um óvulo fertilizado, um pouco mais tarde, a aposição dos dois núcleos em preparação para syngamycan parecem ser um núcleo e mais tarde outra vez, os dois produtos da primeira divisão mitótica são encontrados em ovos tanto masculinos como femininos. Portanto, a distinção entre os sexos não é clara a estes pontos de tempo mais tarde, e aconselhamos que limitar o intervalo de oviposição para fixação de 1 h como uma medida conservadora. Também é difícil para aprender a ser gentil com os ovos com cada transferência de líquido para que eles não são aspirados acidentalmente para a pipeta. No momento da visualização dos ovos sob um microscópio fluorescente, alguns dos ovos podem ter quebrado durante o protocolo, para que os ovos não podem ser sexados e contados como os pró-núcleos e gema pode ter escapado. Caso contrário, uma vez que o operador se torna confortável com essas etapas, o protocolo pode ser completado convenientemente dentro de 3 h, não exige uma etapa de fixação durante a noite. Também é flexível, em que ele pode ser modificado para manchar os ovos mais antigos, para os pesquisadores interessados na captura de desenvolvimento.

Uma aplicação do presente protocolo inclui pesquisas sobre alocação de sexo. Embora muitas dezenas de estudos de biologia da mosca branca relataram proporções de sexo adultas em diferentes ambientes, relações de sexo adultas confundir atribuição do sexo da mãe com sexo específico do desenvolvimento mortalidade de ninfas e tornar impossível determinar a causa de qualquer padrão de proporção sexual. A técnica citogenética descrita aqui permite a possibilidade de mosca branca compreensão padrões de alocação de sexo mais geralmente. Enquanto as dispersivos grandes populações de b. tabaci e outras pragas como a mosca branca com efeito de estufa, Bemisia Resumo, pode ser previsto que resultam na proporção de 1:1 sexo, como muitas vezes expostas no laboratório configurações22, 23, podemos também prever que interferência reprodutiva endossimbiontes e potencialmente qualidade de planta do anfitrião poderiam influenciar principais razões sexuais. Que estes mesmos fatores também poderiam influenciar padrões de mortalidade específica por sexo durante o desenvolvimento, desviando sistematicamente a proporção sexual estima, ressalta a necessidade de uma medida direta da relação primária do sexo.

Enquanto viés feminino associado com infecção por Rickettsia tem sido consistentemente encontrados na linha genética "MAC1"15,18,19, os rácios de sexo adultos não eram significativamente femininos tendencioso no estudo atual. O sexo primário rácios observados com a técnica de citogenética não eram significativamente ou tendencioso. Nós recenseadas as razões sexuais primárias e adultas de fêmeas de b. tabaci em apenas 1 dia, no início de um tal de oviposição, quando as fêmeas foram 4 a 5 dias de idade, então estudou as proporções do sexo pode não ter representado os rácios de sexo que observamos ao longo de períodos mais longos. No entanto, a técnica tornou possível determinar a taxa de fertilização ou primária proporção sexual e, neste caso, mostrou uma correspondência entre os rácios de sexo adultos e primários.

Determinando a fecundação pode também ser valioso em instâncias em que pesquisadores podem querer determinar o tipo de isolamento reprodutivo entre as populações de mosca branca. Embora tenha sido um assunto de alguma controvérsia12,24,25, é hoje geralmente aceite que o nome de b. tabaci refere-se a dezenas de espécies crípticas, com provas sendo fornecida por ambos divergência genética e cruzar os testes em que algumas fêmeas são produzidos12,25. Nestes estudos, o que seria de interesse saber onde ocorre o isolamento. Esperma é transferida e heterospecific esperma fertilizar os ovos, ou são acasalamentos tentativas malsucedida? Sobre a determinação da relação primária do sexo, esta técnica pode determinar se a proporção sexual primária é influenciada por endossimbiontes, egoístas elementos genéticos ou um dos muitos outros fatores, incluindo coespecíficos, competidores, predadores, parasitoides, patógenos, a planta hospedeira ou efeitos abióticos.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não têm nada para divulgar.

Acknowledgments

Esta pesquisa foi financiada por uma concessão de NSF (DEB-1020460) para M.S.H. e um subsídio de USDA AFRI (2010-03752) para M.S.H. Os autores graças a Brennan Zehr para coloração de ovos de mosca branca com muita habilidade e Zen. Os autores agradecer a Mike Riehle permitindo o uso de seu microscópio fluorescente para a imagem latente. Os autores agradecer Suzanne Kelly e Marco Gebiola as imagens de ovo. Os autores Obrigado Suzanne Kelly e Jimmy Conway para ajudar nos momentos cruciais durante os experimentos.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1x PBS Any
1x TBST Any 5x solution made from 30 g Tris, 43.8 g NaCl, 5 mL Tween-20 and 1.0 g NaN3 pH 7.5, and brought to 1 L with PCR grade water
Bleach Clorox Any household bleach will work as long as it can be diluted to 0.83% Sodium hypochlorite
Clear nail polish Any
DAPI dilactate Santa Cruz Biotechnology sc300415
Ethanol Any Dilute to 70% EtOH
Fluorescent microscope Nikon Nikon Eclipse 50i was used in this experiment, but any fluorescent microscope with 340/380 nm excitation filter and at least 4-10x magnification can be used
Glacial acetic acid Mallinckrodt UN2789
Glycerol Any
Microscope Wild A Wild M5A microscope was used for this experiment, but any microscope where the operator can clearly see the whitefly eggs can be used
Microscope slide covers Any Methods are for 18 mm x 18 mm sized slide covers. More mounting media will need to be added for larger slide covers.
Microscope slides Any
Minuten nadel pins BioQuip 1208SA Minuten nadel pins are optional for fashioning as probes with pipette tips
NaCl Any
NaN3 Any
n-propyl-gallate Sigma/Santa Cruz Biotechnology P3130/sc-250794
Parafilm Bemis
Pasteur pipettes Fisher Scientific 13-678-20A Fisherbrand Disposable Borosilicate glass Pasteur pipettes 5.75 in. A Bunsen burner may also be needed if operator would like to lengthen and narrow pipettes
PCR grade water Any
Pipette tips Any Pipette tips are optional for fashioning as probes with minuten nadel pins
Small dropper bulb Any Must fit on Pasteur pipette
Tris Any
Tween-20 Any

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Charnov, E. L. Sex ratio in spatially structured populations. The Theory of Sex Allocation. May, R. M. Princeton University Press. Princeton, NJ. 67-92 (1982).
  2. Godfray, H. C. J. Parasitoids: behavioral and evolutionary ecology. Princeton University Press. Princeton, NJ. (1994).
  3. Bourke, A. F. G., Franks, N. R. Social Evolution in Ants. Princeton University Press. Princeton, NJ. (1995).
  4. Pascal, S., Callejas, C. Intra- and interspecific competition between biotypes B and Q of Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae) from Spain. Bulletin of Entomological Research. 94, (4), 369-375 (2004).
  5. Liu, S. -S., et al. Asymmetric mating interactions drive widespread invasion and displacement in a whitefly. Science. 318, (5857), 1769-1772 (2007).
  6. Crowder, D. W., Sitvarin, M. I., Carrière, Y. Mate discrimination in invasive whitefly species. Journal of Insect Behavior. 23, (5), 364-380 (2010).
  7. Crowder, D. W., Sitvarin, M. I., Carrière, Y. Plasticity in mating behaviour drives asymmetric reproductive interference in whiteflies. Animal Behaviour. 79, (3), 579-587 (2010).
  8. Tsueda, H., Tsuchida, K. Reproductive differences between Q and B whiteflies, Bemisia tabaci, on three host plants and negative interactions in mixed cohorts. Entomologia Experimentalis et Applicata. 141, 197-207 (2011).
  9. Wang, P., Crowder, D. W., Liu, S. -S. Roles of mating behavioural interactions and life history traits in the competition between alien and indigenous whiteflies. Bulletin of Entomological Research. 102, (4), 395-405 (2012).
  10. Sun, D. -B., Li, J., Liu, Y. -Q., Crowder, D. W., Liu, S. -S. Effects of reproductive interference on the competitive displacement between two invasive whiteflies. Bulletin of Entomological Research. 104, (3), 334-346 (2014).
  11. Liu, S. -S., Colvin, J., De Barro, P. J. Species concepts as applied to the whitefly Bemisia tabaci systematics: how many species are there? Journal of Integrative Agriculture. 11, (2), 176-186 (2012).
  12. Invasive Species Specialist Group. Global Invasive Species Database. Available from: http://iucngisd.org/gisd/100_worst.php (2018).
  13. Gilbertson, R. L., Batuman, O., Webster, C. G., Adkins, S. Role of the insect supervectors Bemisia tabaci and Frankliniella occidentalis in the emergence and global spread of plant viruses. Annual Review of Virology. 2, (1), 67-93 (2015).
  14. Giorgini, M., et al. Rickettsia symbionts cause parthenogenetic reproduction in the parasitoid wasp Pingala soemius (Hymenoptera: Eulophidae). Applied and Environmental Microbiology. 76, (8), 2589-2599 (2010).
  15. Himler, A. G., et al. Rapid spread of a bacterial symbiont in an invasive whitefly is driven by fitness benefits and female bias. Science. 332, (6026), 254-256 (2011).
  16. Cass, B. N., et al. Dynamics of the endosymbiont Rickettsia in an insect pest. Microbial Ecology. 70, (1), 287-297 (2015).
  17. Vavre, F., de Jong, J. H., Stouthamer, R. Cytogenetic mechanism and genetic consequences of thelytoky in the wasp Trichogramma cacoeciae. Heredity. 93, (6), 592-596 (2004).
  18. Cass, B. N., et al. Conditional fitness benefits of the Rickettsia bacterial symbiont in an insect pest. Oecologia. 180, (1), 169-179 (2016).
  19. Hunter, M. S., Asiimwe, P., Himler, A. G., Kelly, S. E. Host nuclear genotype influences phenotype of a conditional mutualist symbiont. Journal of Evolutionary Biology. 30, 141-149 (2017).
  20. Gottlieb, Y., et al. Inherited intracellular ecosystem: symbiotic bacteria share bacteriocytes in whiteflies. FASEB Journal. 22, (7), 2591-2599 (2008).
  21. Luan, J., Sun, X., Fei, Z., Douglas, A. E. Maternal inheritance of a single somatic animal cell displayed by the bacteriocyte in the whitefly Bemisia tabaci. Current Biology. 28, (3), 459-465 (2018).
  22. Guo, J. -Y., Cong, L., Wan, F. -H. Multiple generation effects of high temperature on the development and fecundity of Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae) biotype B. Insect Science. 20, (4), 541-549 (2013).
  23. Cui, X., Wan, F., Xie, M., Liu, T. Effects of heat shock on survival and reproduction of two whitefly species, Trialeurodes vaporariorum and Bemisia tabaci biotype B. Journal of Insect Science. 8, (24), (2008).
  24. Boykin, L. M. Bemisia tabaci nomenclature: Lessons learned. Pest Management Science. 70, (10), 1454-1459 (2014).
  25. Qin, L., Pan, L. -L., Liu, S. -S. Further insight into reproductive incompatibility between putative cryptic species of the Bemisia tabaci whitefly complex. Insect Science. 23, (2), 215-224 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics