Patiënt-afgeleide Orthotopic xenograft modellen voor humaan Urotheelcelcarcinoom en colorectale kanker tumor groei en spontane metastasen

Cancer Research

Your institution must subscribe to JoVE's Cancer Research section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Dit protocol beschrijft de generatie van door patiënten afgeleide orthotopic xenotransplantaatmodellen is-modellen door intra-vesisch bijbrengen van hoogwaardige urotheelcelcarcinoom cellen of intra-rectale injectie van colorectale kankercellen in niet-zwaarlijvige diabetische/ernstige gecombineerde immunodeficiëntie (NOD/SCID) muizen voor primaire tumorgroei en spontane metastasen onder invloed van lymfeklier stromale cellen, die de progressie van humane gemetastaseerde ziekten nabootst.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Moret, R., Hellmers, L., Zhang, X., Gills, J., Hite, N., Klinger, A., Maresh, G. A., Canter, D., Bardot, S., Margolin, D. A., Li, L. Patient-derived Orthotopic Xenograft Models for Human Urothelial Cell Carcinoma and Colorectal Cancer Tumor Growth and Spontaneous Metastasis. J. Vis. Exp. (147), e59223, doi:10.3791/59223 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Kankerpatiënten hebben slechte prognoses wanneer de lymfeklier (LN) betrokken is bij zowel hoogwaardig urotheliaal celcarcinoom (HG-UCC) van de blaas en colorectale kanker (CRC). Meer dan 50% van de patiënten met spier-invasieve UCC, ondanks curatieve therapie voor klinisch gelokaliseerde ziekte, zal metastasen ontwikkelen en sterven binnen 5 jaar, en gemetastaseerde CRC is een belangrijke oorzaak van kanker-gerelateerde sterfgevallen in de VS. Xenograft-modellen die consequent de UCC en CRC-metastasen nabootsen die bij patiënten worden gezien, zijn nodig. Deze studie is gericht op het genereren van patiënt-afgeleide orthotopic xenotransplantaatmodellen is (pdox) modellen van UCC en CRC voor primaire tumorgroei en spontane metastasen onder invloed van LN stromale cellen die de progressie van humane gemetastaseerde ziekten voor geneesmiddelen screening nabootsen. Verse UCC-en CRC-tumoren werden verkregen uit patiënten met toestemming die resectie voor respectievelijk HG-UCC en colorectale adenocarcinoom ondergingen. Samen met LN stromale Cell (LNSC) analoge HK-cellen waren Luciferase-gelabelde UCC-cellen intra-vesisch (IB) ingeprent in vrouwelijke niet-zwaarlijvige diabetische/ernstige gecombineerde immunodeficiëntie (NOD/SCID) muizen, en CRC-cellen waren intra-rectaal (IR) geïnjecteerd in mannelijke NOD/SCID muizen. Tumor groei en metastase werden wekelijks gemonitord met behulp van bioluminescentie Imaging (BLI). Bij het offeren werden primaire tumoren en muis organen geoogst, gewogen en formaline-vast voor hematoxyline en eosine en immunohistochemie kleuring. In onze unieke pdox-modellen lijken xenotransplantaatmodellen is-tumoren op patiënten pre-implantatie tumoren. In aanwezigheid van HK cellen, beide modellen hebben hoge tumor implantatie tarieven gemeten door BLI en tumor gewichten, 83,3% voor UCC en 96,9% voor CRC, en hoge verre orgaan metastasen tarieven (33,3% gedetecteerd lever of longmetastasen voor UCC en 53,1% voor CRC). Bovendien hebben beide modellen nul sterfte van de procedure. We hebben unieke, reproduceerbare PDOX modellen vastgesteld voor menselijke HG-UCC en CRC, die het mogelijk maken voor tumorvorming, groei en metastase studies. Met deze modellen kan het testen van nieuwe therapeutische geneesmiddelen efficiënt en klinisch-mimetische wijze worden uitgevoerd.

Introduction

Het is aangetoond dat lymfeklier (ln) metastase een slechte prognostische indicator is in veel vaste orgaanmaligniteiten, waaronder hoogwaardig urotheliaal celcarcinoom (UCC) van de blaas en colorectale kanker (CRC)1,2. Meer dan de helft van de patiënten met spier-invasieve UCC (MIUCC), ondanks curatieve therapie voor klinisch gelokaliseerde ziekte, zal metastasen ontwikkelen en sterven binnen 5 jaar. Metastatische CRC is een belangrijke oorzaak van kanker-gerelateerde dood in de VS.

Naar schatting 81.190 nieuwe patiënten en 17.240 kanker specifieke sterfgevallen optreden in 2018 in de Verenigde Staten als gevolg van UCC van de blaas3,4. Terwijl patiënten voornamelijk (70%) aanwezig met niet-spier invasieve ziekte, 30% zal MIUCC5hebben. Ondanks de curatieve therapie (radicale cystectomie [RC] met of zonder systemische chemotherapie) voor klinisch gelokaliseerde ziekte, zal de helft van de patiënten met MIUCC van de blaas nog steeds metastasen ontwikkelen en sterven binnen 5 jaar3. De betrokkenheid van lymfeklieren komt voor bij ongeveer 20% − 25% van de patiënten die RC6,7,8hebben ondergaan. De overlevings ratio van vijf jaar in LN positieve patiënten is minder dan 35%, zelfs na RC, wat de betrokkenheid van LN suggereert als een cruciale negatieve voorspeller voor de prognose bij UCC-patiënten.

Colorectale kanker is de derde meest voorkomende kanker gediagnosticeerd in zowel mannen als vrouwen in de Verenigde Staten. De resultaten van de patiënt zijn grotendeels afhankelijk van de tumor kenmerken en tumor micro-omgeving, zoals de diepte van de invasie, de betrokkenheid van LN en verre orgaan metastasen. Hoewel het sterftecijfer in CRC in het laatste decennium daalde als gevolg van screening en effectieve operaties, wordt geschat dat bijna 50% van de CRC-patiënten metastasen of recidiverende ziekte zal ontwikkelen9.

Kleine diermodellen bieden een snel, reproduceerbaar en modificeerbaar platform om tumorprogressie en verschillende gemetastaseerde patronen te bestuderen. Er zijn momenteel geen beschreven xenotransplantaatmodellen is modellen die consequent CRC en UCC metastasen na gezien bij patiënten. De primaire route van kanker verre metastasen is via lymfatische spreiding. Nieuw onderzoek suggereert dat de LNS bieden tumoren met een unieke micro-omgeving, en zijn niet alleen gewoon stationaire doelen waar kankercellen tijdelijk passeren, maar ook een integrale rol spelen door interactie met kankercellen in het gemetastaseerde proces. Inderdaad, onze studies ontdekten dat, naast het opleiden en bevorderen van tumorprogressie en metastasen, de LN stromale micro Environment ook verantwoordelijk is voor de resistentie van geneesmiddelen in CRC10,11. Ons lab bevestigde onlangs de tumorigene-effecten van LN stromale Cells (lnscs) op CRC en uccs met behulp van patiënt-afgeleide orthotopic xenotransplantaatmodellen is (pdox) Muismodellen12,13.

Het ontwikkelen van pdox modellen biedt een belangrijk platform voor translationeel kankeronderzoek14,15. Door de belangrijkste histologische en genetische kenmerken van hun donor tumor te handhaven, blijven de pdox-modellen stabiel over de passages en maken ze goede platformen voor translationeel kankeronderzoek12,15. PDOX-modellen worden gebruikt voor de evaluatie van preklinische geneesmiddelen, biomarker-identificatie en preklinische evaluatie van gepersonaliseerde geneeskunde strategieën die voorspelling van klinische uitkomsten mogelijk maken. Momenteel zijn er geen beschreven xenotransplantaatmodellen is-modellen die het belang van de betrokkenheid van LN overwegen en in staat zijn om consistent primaire tumor en verre orgaan metastasen te reproduceren in CRC en UCC. In deze studie beschrijven we de ontwikkeling van PDOX-modellen in knik/SCID-muizen met reproductie van gemetastaseerde CRC-en UCC-ziekten met betrokkenheid van LNSC.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle methoden die in deze dierstudies worden beschreven, zijn uitgevoerd volgens de goedgekeurde richtlijnen van het Comité voor de instelling van dierenverzorging en-gebruik van het OCHSNER Health System en in overeenstemming met de richtlijnen voor dierlijk onderzoek. Alle patiënt tumoren voor deze studie werden verzameld van patiënten die kanker resectie operaties ondergaan in overeenstemming met de Onderzoeksraad van het OCHSNER Health System en de ethische normen van het institutioneel Comité voor de menselijke Experimenten. Board-gecertificeerde pathologen bij OCHSNER Health System bepaalden de pathologische diagnoses van patiënt monsters op basis van de microscopische kenmerken van tumorcellen, hun histologische type en Grade Level.

Opmerking: het volgende protocol beschrijft de stappen voor twee afzonderlijke xenotransplantaatmodellen is-modellen, een UCC-model via de elektrocauterisatie van de blaaswand om UCC-cellen te installeren en een intrarectale injectie van CRC-cellen voor studie in een CRC-model. Alle stappen voor de voorbereiding en monitoring van de experimenten zijn identiek voor beide modellen, terwijl secties 7 en 8 specifiek de procedure beschrijven voor respectievelijk UCC-instillatie en CRC-injectie.

1. culturing cellijnen

  1. Laat HK cellen groeien in complete RPMI-1640 medium aangevuld met 10% foetaal runderserum, 2 nM glutamine, 100 U/mL penicillaire G, en 100 mg/mL streptomycine bij 37 °C in een 5% CO2 bevoficeerde incubator.
    Opmerking: HK-cellen zijn normale humane folliculaire dendritische cellen en kunnen worden gekweekt en uitgebreid voor ≤ 15 passages in vitro16.
  2. Om voor te bereiden op een experiment, trypsinize de cellen.
    1. Verwijder media en voeg 2 mL 1% trypsine in de gebalanceerde zoutoplossing (HBSS) van Hank toe aan cellen. Plaats de cellen in de 5% CO2 bevoficeerde incubator bij 37 °c gedurende 4 minuten.
    2. Verzamel cellen van een schotel in een buis van 15 mL met een handheld pipet hulpmiddel met een serologisch Pipet van 10 mL. Voeg 8 mL compleet RPMI-1640 medium toe.
    3. Combineer 40 μL cellen en 40 μL trypaan blauw in een enkele put van een 96 goed plaat. Voeg 10 μL mengsel toe aan een hemocytometer en Tel de levende cellen. Voeg 1.000.000 cellen toe in 25 mL complete RPMI-1640 medium tot een 150 mm steriele weefsel cultuurbehandelde schaal om de cellen te blijven kweken.
      Opmerking: HK celsuspensie bereid in deze stap moet binnen een uur worden gebruikt om te mengen met tumorcellen voor injectie.

2. patiëntenmonster verzameling

  1. Verzamel de UCC-tumoren van ingestemd patiënt 15 (BlCaPt15, pT3b N1 M0) en 37 (BlCaPt37, pT3b pN0 M0) bij resectie chirurgie.
  2. Verzamel CRC-tumoren van ingestemd patiënt 155 (CoCaPt155, T1 N0 M0) en 302 (CoCaPt302, T1 N0 M0) bij resectie chirurgie.

3. uitbreiding van patiënt tumor

  1. Verzamel tumoren op een operatie in koude steriele Mccoy's medium met penicillaire G (500 U/mL) en streptomycine (500 mg/mL).
  2. Implantaat tumoren direct in de linker en rechterflank van 6 − 8 week oude vrouwelijke NOD/SCID muizen.
    1. Mechanisch gehakt weefsels in kleine stukjes (~ 1 mm3) met behulp van kleine chirurgische schaar.
    2. Implantaat weefsel subcutaan aan de linker-en rechterflank met behulp van 13 G beenmerg aspiratie biopsie naalden.
      Opmerking: implantaat een totaal volume van 8 mm3 gelijkmatig verdeeld over beide zijden van de flank.

4. tagging en verrijking van plaats gelabelde tumoren

  1. Meten van de tumorgroei bi-wekelijks met behulp van een digitale Caliper.
  2. Bij 1 cm in diameter, bezorgd tumor. Direct injecteren in tumor met enkelvoudige dosis Luc/rood fluorescerende eiwit (RFP)-lentivirus (50 μL/tumor, 1:30 verdunning van geconcentreerde hoge titer lentivirus Stock) met behulp van een 1 cc spuit met een 27 G naald.
    Opmerking: de tumor van de patiënt bereikt meestal 1 cm in diameter in 1 − 2 maanden. Echter, de groeisnelheid is zeer variabel en op basis van een aantal factoren, met inbegrip van tumor kwaliteit en type.
  3. Monitor tumor wekelijks door bioluminescente beeldvorming (BLI) in levende dieren.
    1. Weeg de muizen af. Injecteer bewuste muis met 150 mg/kg luciferine intraperitoneaal en wacht 5 minuten voor de ondergrond om te circuleren in het lichaam van de muis.
    2. Anesthetiseer de muis met 2,5% Isofluraan in 100% zuurstof, 1 L/min in een inductie kamer.
    3. Plaats de muis op de buik in een bli beeldvormings machine met Isofluraan vloeiend en beeld. Neem opeenvolgende beelden om de aanwezigheid van de positieve tumor gebieden van Luc/RFP te bevestigen (false-Color bio-luminescente afbeelding). Retourneer de muis naar de kooi nadat de installatiekopie is voltooid.

5. Selecteer het juiste deel van de tumor voor enzymatische spijsvertering

  1. Op de dag van de UCC-of CRC-procedure heeft de afbeelding muis met plaats de tumor gelabeld als in stappen 4.3.1 − 4.3.3.
    Opmerking: de tijdsduur voor de subcutane tumor om te groeien hangt af van de snelheid van de tumorgroei en het geplande aantal dieren dat in het experiment moet worden geïnjecteerd.
  2. Oogst tumor van muis flank en beeld.
    1. Euthanize Mouse door CO2 inademing na beeldvorming. Plaats de muis in de CO2 kamer, schakel gas in bij 1,4 L/min tot de ademhalingsstilstand en laat het 3 min. Volg dit met cervicale dislocatie.
    2. Reinig de huid met 70% ethanol. Tent huid direct boven de tumor. Met chirurgische schaar maken een kleine incisie in de huid. Scheiden van de huid van tumor met een schaar.
    3. Verwijder tumor en plaats in een steriele petrischaal. Beeld hele schaal in een beeldvormings machine.
  3. Gebruik steriele schaar of scalpel te scheiden plaats-negatieve secties van plaats positieve secties in de tumor en re-image.
  4. Herhaal dit tot alleen de meeste zeer positieve tumor stukken blijven.

6. enzymatische vertering van tumor

  1. Onder laminaire stroom afzuigkap, gehakt plaats positieve tumor stukken (stap 5,4) in de kleinst mogelijke stukken met behulp van steriele chirurgische schaar en zet ze in een steriele 50 ml conische buis.
    Opmerking: het Mineren van de tumor in de kleinste mogelijke stukken zal meer individuele cellen opleveren.
  2. Bereid de Digest-oplossing voor door 10 mL Collagenase IV (1,5 mg/mL), 80 μL hyaluronidase (20 mg/mL) en 160 μL deoxyribonuclease I (0,1 mg/mL) toe te voegen aan 40 mL HBSS. Meng oplossing door inverteren.
  3. Voeg 35 − 40 mL van de Digest-oplossing toe aan de fijngehakte tumor. Inincuberen bij 37 °C met continue rotatie gedurende 2 uur.
    Opmerking: schud de buis regelmatig gedurende de incubatie om te voorkomen dat tumorweefsel klontert.
  4. Filter volledige spijsvertering door middel van steriele 100 μm celzeef gevolgd door een 40 μm celzeef om vuil te verwijderen. Sla de stroom door en gooi vuil weg.
  5. Was vrije cellen door 20 mL HBSS toe te voegen en centrifugeer bij 329 x g gedurende 5 min. Zuig de supernatant en respendeer pellet op in 30 ml HBSS.
  6. Combineer 10 μL celoplossing en 90 μL trypan Blue in een enkele put van een 96-put. Tel levende cellen met behulp van een hemacytometer.
  7. Breng 1 x 104 tot 1 x 106 tumorcellen per muis over in een steriele 15 ml conische buis. Voeg 3 x 105 HK cellen uit stap 1.2.3 per muis, naar dezelfde buis met tumorcellen.
    Opmerking: gebruik steriele 50 mL conische buis als het totale volume groter is dan 15 mL. Bereken altijd meer doses voor extra dieren per studiegroep voor het verlies van vocht tijdens het gebruik van de spuit. Als een groep bijvoorbeeld 5 muizen bevat, maakt u voldoende cellen voor 6 of 7 muizen.
  8. Centrifugeer bij 329 x g gedurende 5 min. Gooi supernatant weg, hetzij door aspireren of pipetteren.
  9. Respendeer cellen in 50 μL per muis voor het UCC-model of 10 μL per muis voor het CRC-model in volledige RPMI-media. Houd de celsuspensie op het ijs tot het klaar is voor gebruik.

7. UCC-muismodel

  1. Bereiding van muizen voor de procedure
    1. Verkrijg zes tot acht weken oude vrouwelijke NOD/SCID-muis. Scheer de onderrug van de muis met behulp van de Ontharingscrème. Anesthetiseer de muis in een inductie kamer met Isofluraan (2,5% in 100% zuurstof, 1 L/min).
    2. Eenmaal verdoofd, plaats de muis in rugligging positie met zijn snuit in een Isofluraan neuskegel en blote rug stevig geaard op een dispersieve elektrode.
      Opmerking: muis is volledig verdoofd als niet reageert op Teen knijpen.
  2. Instill UCC-cellen bereid in stap 6,9 naar de blaas met behulp van een angio katheter (figuur 1Aa, AB).
    1. Stel een monopolaire elektrocauterie machine in en stel deze in op een vermogen van 4 W. Smeer een 24 G steriele angio katheter met smeer gelei en voeg door de urethra van de vrouwelijke muis.
      Opmerking: er kan een lichte weerstand worden gevoeld. Duw voorzichtig naar voren of verwijder angio katheter en herhaal. Forceer niet. Als de katheter bij binnenkomst buigt, plaatst u een steriele geleiderdraad (zie 7.2.2) halverwege de katheter om stabiliteit te bieden.
    2. Steek de 0,025 "vaste kern rechte geleider draad 1 mm voorbij het uiteinde van de angio katheter volledig in.
      Opmerking: de draad is gemarkeerd met tape voorafgaand aan de procedure om het 1 mm-stoppunt te geven en de consistentie te verzekeren.
    3. Houd de monopolaire pin op de geleidingsdraad voor 1 s, waardoor elektrische irritatie van het blaas slijmvlies mogelijk is.
    4. Bevestig een verse steriele angio katheter aan 1 cc Luer-Lok spuit en trek 200 μL verzamelde cellen op uit stap 6,9.
      Opmerking: ten minste 100 μL gaat verloren van de angio katheter naar de spuit. Compenseren voor verlies volume bij het berekenen van het volume van celsuspensie nodig.
    5. Verwijder geleidingsdraad en angio katheter van de muis urethra. Plaats angio katheter met spuit van cellen die in de urethra zijn bevestigd.
      Opmerking: vooruitgang moet eenvoudiger zijn dan voorheen.
    6. Instill 50 μL cellen in de muis blaas. Wacht een paar seconden voordat u de angio katheter verwijdert, zodat cellen zich aan de blaaswand kunnen hechten.
      Opmerking: cellen blijven in de blaas en ontwikkelen tot een primaire tumor.
  3. Verwijder de muis van Isofluraan neuskegel en aardings kussen. Let op de muis voor 1 h volgende procedure. Kijk naar tekenen van nood, dat wil zeggen, opgejakt, gemoeizame ademhaling, enz.

8. CRC-muismodel

  1. Anesthetize zes-tot-acht-week oude mannelijke NOD/scid muis met Isofluraan (2,5% in 100% zuurstof, 1 L/min) in de inductie kamer. Bevestig sedatie met een teen pinch.
  2. Plaats verdoofd Mouse in rugligging positie onder een ontleed Microscoop, zorg ervoor dat hun snuit aan een Isofluraan neuskegel en om hun voorste ledematen met tape voor stabiliteit te beveiligen.
    Opmerking: Loupes kan worden gebruikt in plaats van een ontleed Microscoop. Een klein voorwerp kan worden gebruikt om de zichtbaarheid en hoek te verbeteren wanneer geplaatst onder de voet van de staart, verheffen van de anus. Meestal worden kleine delen van gaas in een cilinder vorm van 1-inch diameter gerold.
  3. Laat het anale kanaal verwijden met gebogen gesmeerde met stompe getipte tang om de distale anale en rectale mucosa bloot te leggen. Verwijder ontlasting.
  4. Gebruik een steriele 30 G verwijderbare naald op een glazen spuit van 50 μL om 10 μL tumor-en HK-cellen (vanaf stap 6,9) te injecteren in het distale posterieure rectale de van 1 tot 2 mm boven het anale kanaal. De schuine kant van de naald moet worden bedekt door slijmvlies. Let op dat u niet in de bekkenholte passeert.
  5. Verwijder de muis uit de neuskegel van Isofluraan. Let op de muis voor 1 h volgende procedure. Kijk naar tekenen van nood, dat wil zeggen, opgejakt, gemoeizame ademhaling, enz.

9. bioluminescente beeldvorming

  1. Bewaak de primaire tumor, lever en Long gemetastaseerde last wekelijks met behulp van een bioluminescente beeldvormings systeem voor plaats-activiteit.
    1. Verkrijg een muis van UCC of CRC experiment en weeg. Injecteer 150 mg/kg luciferine intraperitoneaal en wacht 5 minuten totdat het substraat in het lichaam van de muis circuleert.
    2. Anesthetize muis met 2,5% Isofluraan in 100% zuurstof, 1 L/min in de inductie kamer.
    3. Plaats de muis in de BLI Imaging machine met neus vast in nosecone. Zorg er bij het blootstellen van de afbeelding voor dat het interessegebied naar de camera kijkt. Voor UCC-en CRC-injectie moet de ventrale zijde de camera voor elke afbeelding zien. Afbeelding muis in liggende positie.

10. oogst organen en tumor

  1. Wanneer de primaire tumor luminescentie glans 1 x 1011 fotonen bereikt of als muizen tekenen van nood vertonen (d.w.z. gewichtsverlies, opgejakte rug, harde/moeizame ademhaling, enz.), euthanctie muizen door co2 inademing (zoals in stap 5.2.1) na luciferine injectie en gehele lichaamsbeeld.
  2. Verwijder de lever en de longen, plaats in een petrischaaltje en afbeelding om eventuele metastasen te identificeren. Verwijder tumor, weeg en beeld. Repareer organen en tumor in 10% neutrale gebufferde formaline voor 48 h bij omgevingstemperatuur.
    Opmerking: Reinig/veeg schaar en Tang tussen elk orgel om overdracht van weefsel te voorkomen.

11. histologische evaluatie

  1. Sluit formaline vaste weefsels in paraffine en snijd de weefsels met een dikte van 5 μm op een microtoom voor hematoxyline en eosine (H & E) en immunohistochemische (IHC) kleuring.
    Opmerking: alle H & E kleuring van paraffine glaasjes werd gedaan in het laboratorium voor de pathologie van het OCHSNER-gezondheidssysteem, en alle IHC-kleuring in dit papier werd uitgevoerd in een onderzoekslaboratorium van het OCHSNER-gezondheidssysteem na het ophalen van hoge temperatuur antigeen met behulp van Ki67 en cytokeratine 20 antilichamen, gevolgd door biotinyleerd secundair antilichaam, en avidin-Biotine-peroxidase complexen volgens de instructies van de fabrikant13,17.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

In het UCC PDOX-model waren de BlCaPt15-of BlCaPt37-cellen van UCC intra-vesisch (IB) ingeprent in de aanwezigheid van HK-cellen in een vrouwelijke NOD/SCID-muis blaas (Figuur 1a). Vijfentwintig van de dertig (83,3%) dieren gegenereerd primaire tumoren en weergegeven tijdafhankelijke primaire tumorgroei op basis van wekelijkse bli (Figuur 1b, C en tabel 1). Evenzo, in het CRC PDOX-model, 31 van 32 (96,9%) muizen groeide primaire tumor wanneer intra-rectally (IR) geïnjecteerd met patiënten ' CoCaPt155 of CoCaPt302 cellen plus HK cellen (figuur 1d-F en tabel 1). Afhankelijk van de tumor van de patiënt had de groei van de muis tumor een verschillende latentieperiode, wat het verschil in de klinische kenmerken van de patiënt weerspiegelt (figuur 1c, F).

In zowel IB en IR modellen, tumor Cell Injection gegenereerd niet alleen orthotopic primaire tumoren (Figuur 2a, B, blauwe pijlen), maar veel muizen getest ook ontwikkeld lever en/of longmetastasen. In 10 van de 30 (33,3%) en 17 van 32 (53,1%) muizen die zijn ingeprent met UCC-cellen en CRC-cellen met HK-cellen, respectievelijk, hebben we verre orgaan metastasen gedetecteerd via ex vivo BLI (Figuur 2a,B en tabel 1).

Om vergelijkbare weefsel morfologie te bevestigen, werden H & E en IHC-kleuring uitgevoerd met het vergelijken van xenotransplantaten en primaire patiënt tumoren. Histopathologie van het blaas carcinoom van de patiënt werd gehandhaafd in xenotransplantaten van BlCaPt15 en BlCaPt37 (Figuur 3a). Resultaten tonen xenotransplantaat tumor overeenkomend met het spier invasieve groeipatroon van de primaire tumoren van de patiënten. Het antilichaam specifiek voor menselijke celproliferatie marker Ki67 werd gebruikt in IHC. Ki67 positieve nucleaire kleuring duidt op zeer proliferatieve, snel groeiende menselijke tumorcellen. De kleuringsresultaten van xenotransplantaten waren vergelijkbaar met die van de originele chirurgische biopsieën. Evenzo geeft H & E kleuring in het IR-model de gelijkenis van de architectuur tussen xenotransplantaten en patiënt tumoren van zowel CoCaPt155 als CoCaPt302. IHC met antilichaam tegen cytokeratine 20 toonde ook een soortgelijk tumorgroei patroon in beide PDOX modellen (Figuur 3b). Zo heeft ons PDOX-model de klinische progressie van de UCC-en CRC-patiënt gerecapitleerd.

Figure 1
Figuur 1: Orthotopic UCC-en CRC-Muismodellen. (a-C) Intra-Vesicle (IB) instillatie van UCC-cellen in muis blaas13. (AA) Een angio katheter werd ingebracht in de blaas van een vrouwelijke NOD/SCID muis en een elektrocauterie shock werd aangebracht op de blaaswand via een geleidingsdraad. (AB) Luciferase Tagged UCC tumorcellen, BlCaPt15 (2 x 104 cellen), of BlCaPt37 (5 x 105 cellen) met de toevoeging van 3 x 105 LN stromale HK cellen, werden INGEPRENT in de NOD/scid muis blaas door de angio katheter. (D-F) Intra-rectale (IR) injectie van CRC-cellen in de submucosale weefsellaag van muis rectum17. D) het anale kanaal werd verwijd met gesmeerde met stompe getipte tang om toegang te geven tot de distale anale en rectale mucosa en een 30 G naald werd ingebracht in de distale posterieure rectale de 1 − 2 mm boven het anale kanaal totdat de schuine kant werd bedekt voordat de injectie plaatsvindt. Luciferase Tagged CRC tumorcellen, CoCaPt155 (5 x 105 cellen), of CoCaPt302 (1 x 104 cellen) met de toevoeging van 3 x 105 HK cellen werden geïnjecteerd. Tumor last werd gemonitord en gekwantificeerd via bioluminescente beeldvorming (BLI; B en E). Tumor groei van plaats Tagged UCC of CRC-cellen werd kinetisch gecontroleerd via bli en geanalyseerd met behulp van beeldanalyse software (C en F). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: PDOX modellen produceren spontane verre orgaan metastasen. Representatieve muizen (toppanelen) uit dezelfde experimenten als in Figuur 1, bijv., intra-vesisch ingeprent met plaats gelabelde UCC tumorcellen, BlCaPt15 of BlCaPt37 cellen met HK cellen (A) of intra-rectaal met plaats Tagged CRC tumor cellen, CoCaPt155 of CoCaPt302 cellen met HK cellen (B) worden weergegeven. Gele pijlen geven muis blaas (a) aan. Foto's genomen op het moment van opoffering duiden orthotopic tumorvorming (blauwe pijlen). Lever, Long, en tumor (middelste panelen) verzameld bij obductie en hun ex vivo bli (onderste panelen) toonde muis lever en longmetastasen evenals tumor met plaats activiteit. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: xenotransplantaat tumoren lijken op patiënt pre-implantatie tumoren. Paraffine ingesloten tumorweefsel van patiënt tumor of tumoren verzameld van muizen in dezelfde experimenten als in Figuur 1 werden gesectioneerd en gekleurd door H & E (a en B) of IHC met antilichamen tegen humane Ki67 (a) of cytokeratine 20 (CK20; B). de bruine kleur duidt op positieve kleuring. H & E kleuring toont tumor nesten ontleden in gladde spierbundels (A). Foto's werden genomen met behulp van een digitale deconvoluting Microscoop en geanalyseerd met een beeldanalyse software. Schaal stangen: 100 μm. Alle beelden werden genomen in de oorspronkelijke vergroting van 200 ×. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Tumor implantaat (%) Long/Levermetastasen (%) Sterfte (%)
UCC, n = 30 83,3 33,3 0
CRC, n = 32 96,9 53,1 0

Tabel 1: samenvatting van tumorvorming, metastase en sterfte in IB-en IR-modellen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Gemetastaseerde ziekte is verantwoordelijk voor de meeste sterfte bij kankerpatiënten. In preklinische therapeutische tests is het van cruciaal belang om Muismodellen te maken die de menselijke tumorgroei het nauwst emuleren met spontane verre orgaan metastasen. Met behulp van Murine modellen met geïmplanteerde patiënt tumor afgeleide kankercellen (xenografts) zorgt voor een beter begrip van de tumor biologie en voorspellende biomarkers, alsmede het testen en voorspellen van Antineoplastische effecten van nieuwe therapieën18. Veel modellen zijn gebruikt om UCC-en CRC-metastasen in murineexperimenten te tonen, zoals intraveneuze staart ader injecties die het vermogen aantonen om een longziekte te produceren19 of subcutane implantatie van tumorcellen of tumor fragmenten in de flank voor gelokaliseerde tumorgroei20,21. Een laboratorium eerder meldde een blaaskanker Murine model met behulp van zoutzuur behandelingen met succes tumor opname bevorderen22. Hoewel deze methoden een betrouwbare lokale groei opleveren en sommige gemetastaseerde activiteiten kunnen aantonen, lijken ze niet specifiek op de natuurlijke loop van kanker die bij mensen is ontwikkeld en maken ze geen gebruik van het gemetastaseerde mechanisme dat wordt gezien bij patiënten18, 23. Andere Murine modellen werden gemeld om na te bootsen tumorgroei door het injecteren van tumorcellen rechtstreeks in organen zoals de lever of mesenterie, maar ze droegen Risico's van tumor cellekkage en niet produceren significante metastasen.

We hebben eerder aangetoond dat de correlatie tussen kanker celinhoud in de primaire tumor en LN betrokkenheid24 en de rol van de kanker cel/LN stromale interactie in de loop van primaire tumorprogressie naar gemetastaseerde ziekte10 , 12 , 17. met onze eerdere werkzaamheden over de invloed van de LN stromale micro environment in gemetastaseerde progressie, hebben we orthotopic modellen (met name de pdox modellen) opgericht die de natuurlijke loop van gemetastaseerde verspreiding nabootsen, technisch reproduceerbaar, behoud van de heterogeniteit van de oorspronkelijke patiënt tumoren, en het genereren van consistente primaire tumor en metastatische resultaten12,13,17. Met behulp van de tumor-verbeterende effecten van de LN stromale micro Environment is belangrijk omdat het een vergelijkbare tumor micro omgeving in humaan UCC en CRC biedt, ontwikkelt alle stappen in de gemetastaseerde Cascade, vermindert kanker cel nummer vereist in het muismodel dat minimaliseert het aantal xenotransplantaatmodellen is-passages, en resulteert in een betrouwbaar model dat de tumorgroei en metastasen in de mens nauwlettend nabootst.

We hebben een unieke methode van IB Electro-stimulatie opgezet met behulp van de co-instillatie van HK-cellen die een betrouwbaar model produceert voor het ontwikkelen van MIUCC. Ons model bootst het natuurlijke verloop van de UCC progressie na door tumor implantatie beginnend in het slijmvlies, leidend in de spier, dan metastaserende naar longen13.

Onze resultaten tonen ook aan dat het IR-model veilig, reproduceerbaar en succesvol is. Het orthotopic CRC-muismodel is voorzien van primaire tumorgroei en spontane verre metastasen12,17. De IR-procedure is snel, gemakkelijk te leren, technisch eenvoudig uit te voeren en niet te stressvol op de dieren. De IB-en IR-groepen hadden een nulsterfte (tabel 1) in de postoperatieve periode vóór de uiteindelijke bli-meting. De techniek vereist echter praktijk. Als de intrarectal-injectie succesvol is, moet er een zichtbare "bubbel" zijn die vormt als de vloeistof in de rectale de wordt ingebracht en zal resulteren in primaire tumorgroei die uiteindelijk voelbaar zal worden zoals weergegeven in Figuur 1. Als de tumor te diep in de bekkenholte is geïnjecteerd, zal het niet worden gehecht aan het colorectale tractus en groeit het zeer groot om het bekken te vullen, soms veroorzaakt obstructie. Als de injectie te ondiep is of helemaal niet in de rectale submucosale laag komt, zal deze uitlekken, wat resulteert in verminderde of afwezige primaire tumorlast.

We hebben unieke, reproduceerbare PDOX modellen voor menselijke HG-UCC en CRC vastgesteld. Deze modellen zorgen voor tumorvorming en metastase studies. We kunnen deze modellen nu gebruiken als de primaire methode om de LN stromale micro Environment en zijn interactie met primaire tumoren van de patiënt te blijven bestuderen. Deze modellen zullen ons ook toelaten om therapieën die interfereren met de Pro-tumorigenic effecten van de LNSC op primaire tumor onderzoeken. Met deze modellen kan het testen van nieuwe therapeutische geneesmiddelen efficiënt en klinisch-mimetische manieren worden uitgevoerd.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door het OCHSNER Translational Medicine-onderzoeksinitiatief Grant 2014. De auteurs verklaren geen belangenconflict.

Acknowledgments

De auteurs bedanken Brian Reuter, Danielle Bertoni, Peter Miller, en Shannon McChesney die hebben bijgedragen aan het initiëren van deze studies voor hun uitstekende technische ondersteuning. De auteurs bedanken ook Heather Green Matrana, Margaret Variano, Sunil Talwar en Maria Latsis voor hulp bij patiënten met toestemming en het verstrekken van tumor specimens.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Avidin-biotin-peroxidase Vector Labs Inc PK-6100
Biotinylated secondary antibody Vector Labs Inc BA-1000
Collagenase IV (1.5 mg/mL) Worthington Biochemical Corporation LS004189
Deoxyribonuclease I (0.1 mg/mL) Sigma D4263
D-Luciferin (150 mg/kg) Perkin Elmer 122796
Formalin (10% neutral buffered) Leica 46129
glutamine (2 nM) Fisher Scientific 35050061
Hair Removal Cream Church & Dwight Co., Inc 1 (800) 248-8820
Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) Fisher Scientific SH30016.02
Hyaluronidase (20 mg/mL) Sigma H3884
Isoflurane Henry Schein Animal Health 108333
Luc/RFP-lentivirus From our collaborators. See reference 13: Gills, J. et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729, doi:10.18632/oncotarget.26024 (2018).
McCoy’s medium Life Technologies 110862
penicillin/streptomycin 100 mL (100 U/mL) Fisher Scientific 15140-122
RPMI-1640 Medium American Type Culture Collection 110636
Trypan Blue Sigma T6146
Trypsin/EDTA Life Technologies 15400-054
Name Company Catalog Number Comments
Gas
100% Oxygen Airgas Inc OX USP200
100% CO2 Airgas Inc CD USPE
Name Company Catalog Number Comments
Mice
6-8 week old NOD/SCID Mice (male) Jackson Lab 001303
6-8 week old NOD/SCID Mice (female) Jackson Lab 001303
Name Company Catalog Number Comments
Immunohistochemistry
Hematoxylin Sigma GHS232
Ki-67 Rabbit Monoclonal Antibody Thermo Scientific RM-9106-S
Name Company Catalog Number Comments
Tools
40 µm cell strainer Fisher Scientific 08-771-1
100 µm cell strainer Fisher Scientific 08-771-19
15 mL Conical Tube Sarstedt 11799
50 mL Conical tube Sarstedt 15762
150 mm Tissue Culture Dish USA Scientific Inc CC7682-3614
96 Well plate USA Scientific Inc CC7682-7596
Forceps Symmetry Surgical Inc 06-0011
Surgical scissors Symmetry Surgical Inc 02-2011
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
5% CO2 humidified incubator Thermo Scientific 3110
Bioluminescent (BLI) Imaging Machine Perkin Elmer CLS136334
BLI Imaging Machine Software Perkin Elmer CLS136334
Centrifuge Beckman 366830
Deconvoluting Microscope Intelligent Imaging Innovations Marianas
Deconvoluting Microscope Imaging Software Intelligent Imaging Innovations +1 (303) 607-9429 x1
Digital caliper Fowler Tools and Instruments 54-115-330
Dissecting microscope Precision Instruments LLC (504) 228-0076
Electrosurgical generator ValleyLab FORCE1C20
Isoflurane Induction Chamber Perkin Elmer 119038
Microtome American Optical Corporation 829
Pipet Aid Fisher Healthcare 13-681-15E
Serological pipet (10 mL) Sarstedt 86.1254.001

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sundlisaeter, E., et al. Lymphangiogenesis in colorectal cancer--prognostic and therapeutic aspects. International Journal of Cancer. Journal international du cancer. 121, 1401-1409 (2007).
  2. Gout, S., Huot, J. Role of cancer microenvironment in metastasis: focus on colon cancer. Cancer Microenvironment. 1, 69-83 (2008).
  3. National Cancer Institute. SEER Stat Fact Sheets: Bladder Cancer. Available from: http://seer.cancer.gov/statfacts/html/urinb.html (2018).
  4. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2018. CA: a Cancer Journal for Clinicians. 68, 7-30 (2018).
  5. Hautmann, R. E., de Petriconi, R. C., Pfeiffer, C., Volkmer, B. G. Radical cystectomy for urothelial carcinoma of the bladder without neoadjuvant or adjuvant therapy: long-term results in 1100 patients. European Urology. 61, 1039-1047 (2012).
  6. Stein, J. P., et al. Radical cystectomy in the treatment of invasive bladder cancer: long-term results in 1,054 patients. Journal of Clinical Oncology. 19, 666-675 (2001).
  7. Lerner, S. P., et al. The rationale for en bloc pelvic lymph node dissection for bladder cancer patients with nodal metastases: long-term results. The Journal of Urology. 149, discussion 764-755 758-764 (1993).
  8. Poulsen, A. L., Horn, T., Steven, K. Radical cystectomy: extending the limits of pelvic lymph node dissection improves survival for patients with bladder cancer confined to the bladder wall. The Journal of Urology. 160, 2015-2019 (2020).
  9. National Cancer Institute. SEER Stat Fact Sheets: Colon and Rectum Cancer. Available from: http://seer.cancer.gov/statfacts/html/colorect.html (2017).
  10. Margolin, D. A., et al. Lymph node stromal cells enhance drug-resistant colon cancer cell tumor formation through SDF-1alpha/CXCR4 paracrine signaling. Neoplasia. 13, 874-886 (2011).
  11. Vermeulen, L., et al. Wnt activity defines colon cancer stem cells and is regulated by the microenvironment. Nature Cell Biology. 12, 468-476 (2010).
  12. Margolin, D. A., et al. The critical roles of tumor-initiating cells and the lymph node stromal microenvironment in human colorectal cancer extranodal metastasis using a unique humanized orthotopic mouse model. FASEB Journal. 29, 3571-3581 (2015).
  13. Gills, J., et al. A patient-derived orthotopic xenograft model enabling human high-grade urothelial cell carcinoma of the bladder tumor implantation, growth, angiogenesis, and metastasis. Oncotarget. 9, 32718-32729 (2018).
  14. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4, 998-1013 (2014).
  15. Hiroshima, Y., et al. Patient-derived mouse models of cancer need to be orthotopic in order to evaluate targeted anti-metastatic therapy. Oncotarget. 7, 71696-71702 (2016).
  16. Kim, H. S., Zhang, X., Klyushnenkova, E., Choi, Y. S. Stimulation of germinal center B lymphocyte proliferation by an FDC-like cell line, HK. The Journal of Immunology. 155, 1101-1109 (1995).
  17. Hite, N., et al. An Optimal Orthotopic Mouse Model for Human Colorectal Cancer Primary Tumor Growth and Spontaneous Metastasis. Diseases of the Colon and Rectum. 61, 698-705 (2018).
  18. Jager, W., et al. Ultrasound-guided intramural inoculation of orthotopic bladder cancer xenografts: a novel high-precision approach. PloS One. 8, e59536 (2013).
  19. Schirner, M., et al. Integrin alpha5beta1: a potent inhibitor of experimental lung metastasis. Clinical & Experimental Metastasis. 16, 427-435 (1998).
  20. Ricci-Vitiani, L., et al. Identification and expansion of human colon-cancer-initiating cells. Nature. 445, 111-115 (2007).
  21. Todaro, M., et al. Colon cancer stem cells dictate tumor growth and resist cell death by production of interleukin-4. Cell Stem Cell. 1, 389-402 (2007).
  22. Lee, J. S., et al. Tumor establishment features of orthotopic murine bladder cancer models. Korean Journal of Urology. 53, 396-400 (2012).
  23. Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU International. 100, 1377-1384 (2007).
  24. Silinsky, J., et al. CD 133+ and CXCR4+ colon cancer cells as a marker for lymph node metastasis. The Journal of Surgical Research. 185, 113-118 (2013).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics