Rabiat obduksjon teknikker inne stor og liten dyrene

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Målet av denne protokollen er å demonstrere pengeskap obduksjon teknikker inne liten og stor dyrene å få tilfredsstillende tissue eksemplar for rabiat tester.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Jarvis, J. A., Brown, K. T., Appler, K. A., Fitzgerald, D. P., Davis, A. D. Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals. J. Vis. Exp. (149), e59574, doi:10.3791/59574 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Det New York Begrunne avdeling av sunnhet (NYSDOH) rabiat Laboratorium mottar imellom 6 000 å 9 000 prøver årlig og utfører rabiat tester for det hel begrunne, med unntak av New York by. Det rabiat Laboratorium necropsies en variasjon av dyrene oppstiller inne størrelse fra ball å bovids. Det meste av disse prøver er dyrene viser nevrologisk underskriver, imidlertid, mindre enn 10% egentlig test positiv for rabiat; antyde traumer, lesjoner eller andre smittsomme stoffer som årsak til disse symptomene. På grunn av risikoen for aerosolizing udiagnostisert smittsomme midler, gjør rabies Laboratory ikke bruke elektroverktøy eller sager. Tre obduksjon teknikker vil bli presentert for dyr som hodeskaller er UGJENNOMTRENGELIG med saks. Laboratoriet har implementert disse teknikkene for å redusere potensiell eksponering for smittsomme midler, eliminere unødvendig manipulering av prøven og redusere behandlingstiden. Fordelene med en foretrukket teknikk i motsetning til en annen er underlagt opplært individuell behandling av prøven.

Introduction

Arbeider på obduksjon gulvet av en rabiat Laboratorium er iboende farlig. Noen ganger, prøver kommer med innebygd Porcupine pigger, fremmedlegemer inkludert piler/kuler/pellets eller eksponert Ben skår som kan trenge inn i beskyttende shipping wrap. Uriktig emballasje kan føre til lekkasje, og sette enkeltpersoner som pakker ut prøver. I tillegg til fysisk skade, obduksjon teknikere risikoeksponering for ukjente zoonotiske smittsomme stoffer fra CNS og kroppsvæsker av prøvene. I tillegg kan ektoparasitter båret av prøven overføre andre zoonotiske sykdommer, som lopper og flått er ofte sett på innsendte dyr. Avhengig av geografisk plassering og arter involvert sykdommene eksponert variere. Arboviruses som Eastern Equine Encefalitt virus (EEEV) eller West Nile virus (WNV), tick-borne sykdommer inkludert Lyme sykdom eller Tularemia, bakterier forårsaker Q feber eller tuberkulose, og smittsomme prioner navn et lite antall av de mulige farene1 , 2 andre priser , 3i denne.

Hensikten med disse metodene er å demonstrere trygge og effektive obduksjon teknikker ved hjelp av instrumenter som minimerer potensialet for aerosolisering i motsetning til elektroverktøy eller sager4,5. Vanligvis, det obduksjon av liten dyrene inne det rabiat Laboratorium behøver klipping fjerne det hjerne muskelen og benytter en hammer og meisel å åpen det caudal rygg havn av det calvarium6. Fjerne dette området av calvarium eksponerer bak hjernen, inkludert hele lillehjernen og skallen hjernestammen. Modifisert obduksjon teknikker kan utføres på den ventrale delen av skallen, unngå store skallen muskler og tykkere områder av skallen. Disse modifiserte obduksjon teknikkene er imidlertid bare mulig når prøven er uten livmorhals rygg.

Tilsvarende kan hjernevevet i store dyr fjernes ved å skille skallen musklene og åpne caudal rygg delen av skallen7. Betydelig anstrengelse er krevde å utsette det lillehjernen og hjerne stilk idet det hodeskaller av større dyrene er vanligvis tykkere. For å unngå å trenge inn i skallen, er leder av et stort dyr posisjonert slik at ventro-caudal delen av skallen står overfor teknikeren. Ved hjelp av modifiserte instrumenter blir lillehjernen og hjernestammen fjernet gjennom foramen Magnum. Dette ligner på metoden oppkjøpet anbefalt av TSE European Union referanse laboratorium for smittsomme Spongiform encefalopati (TSE) undersøkelser8. Skallen virvler bør fjernes på forhånd for å gi tilgang til foramen Magnum.

Anvendelse av disse teknikkene er gunstig for kvalifiserte teknikere i rabies laboratorier. Som rabies laboratoriet mottar prøver av ulike størrelser, fra juvenile ball til voksen utkast hester9, har teknikeren flere metoder å velge mellom basert på den enkelte omstendighet. Metoden bevist for en stor dyr er likeledes passende for veterinarians hvem utføre necropsies inne feltet, siden skipsfart en hel stor dyr leder for rabiat tester er tungvint og kostbar. Implementering av noen av disse teknikkene vil forbedre sikkerheten ved å redusere potensialet for aerosol produksjon, redusere håndteringen av prøven og spare behandlingstid. Men som feltet ikke har de samme fordelene som et laboratorium satt opp spesifikke for rabies testing, er det viktig at eventuelle endringer gjort i disse prosedyrene fokus på sikkerhet, spesielt bruk av personlig verneutstyr (PPE).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle metodene som er beskrevet ble godkjent av Wadsworth Center institusjonelle Animal Care og use Committee (IACUC).

1. forberedelse

  1. Don PPE, minimum øyebeskyttelse (briller eller ansiktsskjerm), kirurgisk eller N-95 maske, og ikke-latex hansker.
  2. Forbered arbeidsområde, ideelt et bio-Safety kabinett (BSC), med en disponibel arbeidsflate som dekker (f. eks kraft papir eller absorberende pads) og rene obduksjon instrumenter (figur 1).
  3. Plasser prøven på arbeidsflaten og bruk instrumenter for å manipulere den for å vurdere tilstanden til prøven, inkludert bevis på nedbrytning, skade på skallen, potensielle farer (f.eks. Porcupine pigger, skalpell kniver) og kvaliteten på halshogging.

2. ventrale metode

Merk: Når prøven er riktig halshugget på kjeven, vil foramen Magnum og occipital kondylen bli eksponert. Den ventrale metoden er mindre komplisert for å hente lillehjernen og hjernestammen.

  1. Plasser prøven med ventrale IDen opp og nesen regissere distally mot baksiden av BSC.
  2. Hold en Ortopedisk Hammer/hammer i høyre hånd (hvis høyrehendt) og på samme tid holder en councilmen meisel i venstre hånd.
  3. Plasser meisel på en 45 ° vinkel med hjørne punktet på meisel regissere mellom høyre side av timelige bein og occipital bein å lage en "V" åpning.
  4. Strike toppen av meisel med hammeren til de to beina separate. Gjør kuttet til tilstøtende til basisphenoid benet.
  5. Gjenta på venstre side av det timelige benet/occipital benet (fig. 2a).
  6. Bøy "V" området av skallen nedover med meisel. Utsett hele rhombencephalon området av hjernen (lillehjernen og hjernestammen) (figur 2b).
  7. Scoop ut hjernestammen og lillehjernen med saks og tang. Fjern eventuelle gjenværende brikker fra skallen hvis hjernestammen og lillehjernen ikke kom ut i et enkelt stykke.

3. rygg-metode

Merk: Hvis prøven har en dårlig halshogging (foramen Magnum ikke synlig) og nakken ikke kan fjernes lett under obduksjon eller hvis skaden på lillehjernen mistenkes, bør rygg metoden benyttes.

  1. Plasser prøve dorsalt med nesen som styrer distally mot baksiden av BSC.
  2. Ved hjelp av tumor tenacula, grip den venstre timelige muskelen med tenner av tenacula og lås ved å klemme på håndtaket.
  3. Skjær den timelige muskelen ned til bein med skarpe carving kniv.
  4. Roter prøven 180 ° med tenacula og kniv (ikke hånd) og gjenta prosessen på motsatt Temporal muskel. Utsett skallen.
  5. Plasser en meisel på en 45 ° vinkel med hjørne punktet av meisel på midten av skallen ved tidspunktet for parietal og intraparietal bein.
  6. Strike toppen av meisel med en hammer til en horisontal åpning er gjort på den øverste halvdelen av skallen på parietal bein.
  7. Roter prøven 180 ° og gjenta prosessen på motsatt side.
  8. Sett poenget med meisel inn i slutten av cut 1 (figur 3a) og ved 90 ° av horisontal åpning. Strike med hammeren til åpningen når occipital bein (ca 10 cm avhengig av størrelsen på prøven).
  9. Rull prøven og gjenta på motsatt side på slutten av snittet 2.
    Merk: med rygg og nese på prøven plassert mot baksiden av BSC, vil åpningene i skallen ligne en opp-ned "U".
  10. Sett tennene på tenacula inn i skallen på bunnen av "U" og snuse mot seg selv. Utsett den caudal enden av cerebrum og lillehjernen (figur 3b).
  11. Bruk saks som en scoop og snuse ut hele lillehjernen fra innsiden av hulrommet.
  12. Bruk vev tang for å erte ut hjernestammen fra foramen.

4. stor dyr metode

  1. Plasser prøven slik at rygg delen av hodeskallen er i kontakt med den obduksjon overflaten med den caudal delen av hodeskallen og foramen Magnum vendt mot teknikeren.
  2. Sett den modifiserte Stiletto kniven inn i foramen Magnum i mellom ryggmargen og spinal hjernehinnene så langt som mulig.
  3. Score rundt ryggmargen å skille lillehjernen og hjernestammen fra spinal hjernehinnene. Etter at kniven er satt inn gjennom foramen Magnum, forsiktig vinkel kniven til å følge langs skallen så mye som mulig.
  4. Sett inn en kjemi spatel eller tynne, lange håndtert skjeen inn i rommet mellom nevrale vev og spinal hjernehinnene.
  5. Probe rundt ryggmargen og lillehjernen for å sikre at forbindelsen til spinal hjernehinnene har blitt kuttet.
  6. Hold hjernestammen med tang. Med den andre hånden, før skjeen rostrally deretter dorsalt å øse opp lillehjernen. Samtidig trekke tilbake på hjernestammen med tang og scoop ut lillehjernen ved hjelp av skjeen.
    NOTE: den kanskje ta mer enn ettall prøve å komme seg adekvat lillehjernen for rabiat tester.

5. post obduksjon

  1. Kasser alle disponible materialer (hansker, pads, arbeidsområde belegg) og ubrukt vev i biologisk farlige avfall.
  2. Rengjør og desinfisere alle instrumenter med metode tilgjengelig (f.eks. industriell oppvaskmaskin, autoklav, kjemisk desinfeksjonsmiddel, koking).
  3. Rengjør og desinfisere alle arbeidsflater med 20% blekemiddel og/eller 70% etanol.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Alle terrestriske prøver levert med hodeskaller mellom 31 januar 2019 og 28 februar 2019 hadde informasjon om tilstedeværelsen av en hals og metoden for obduksjon samlet. I løpet av den tiden, 170 hoder ble obduksjon med 18 arter representert. 52% (89/170) ble riktig halshugget. De resterende hadde minst en vertebra vedlagt inkludert tre hele kroppen eksemplarer. Den ventrale metoden ble brukt 75% (128/170) av tiden, av dem, halsen var til stede på 49. Prøver som sendes med en hals vil få den fjernet under obduksjon for å muliggjøre den ventrale metoden når det er mulig. Tre store dyr (ku, hjort, gris) ble presentert, og i to tilfeller ble den store dyre protokollen brukt. Det stor dyr protokollen var ikke anvendt på gris fordi ekstra hjerne tissue prøvene var krevde for i tillegg tester. Et ekorn ble levert med en knust hodeskalle og bare skjære bort huden eksponert hjernevev, og dermed ingen av de ovennevnte metodene ble brukt (tabell 1).

Opp på frisk Behold innleveringer, alle tre metoder ville resultere med det krevde tissue for pålitelig rabiat Diagnostic testresultater. Noen ganger, lillehjernen og hjernestammen kan ikke fjernes intakt, men etter å fjerne alt vev fra hindbrain disse vev kan identifiseres og behandles tilsvarende.

Disse tre verdifulle metodene kan ikke kompensere for dårlig prøve kvalitet som er forårsaket før mottak på laboratoriet. Traumer, nedbryting og dårlig halshogging metoder kan påvirke utfallet uavhengig av hvor effektivt prøvene er samlet inn.

Figure 1
Figur 1: instrumenter som brukes i rabies obduksjon. Buet skarp-Butt Mayo saks, glatt-tippet vev dressing tang uten tenner, councilman Ortopedisk bein meisel, ortopedisk Hammer-hammer, låsing tumor-tenacula, Restaurant-kvalitet carving kniv, modifisert Stiletto kniv, kjemi skjeen, og skjerpet spiseskje. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: ventrale metode for obduksjon. (A) plassering av kutt: sted punkt av en meisel ved foten av pilen, skåret i retning av grønn pil og gjenta etter den gule pilen som danner en "V" rundt foramen Magnum. Løsne "V" ned for å avdekke hjernestammen og lillehjernen. (B) hjernestammen (grønn) og lillehjernen (blå) når den utsettes ved hjelp av ventrale metode for obduksjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: rygg obduksjon metode. (A) plassering av kutt: sted punkt av en meisel ved foten av pilen og skjær i retning av pilen i den rekkefølgen bemerket danner en "U". Løsne "U" ned for å avdekke lillehjernen med hjernen stammen under den. (B) lillehjernen (med sirkel) når den utsettes med rygg metoden. Hjernestammen ligger rett under og er ikke synlig før lillehjernen er fjernet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Arter ryggsøylen festet metoden som brukes V = ventrale, D = rygg, LA = stort dyr Totalt Kommentarer
Bjørn nei V 2
Katten nei V 32
Katten nei D 3 2 liten nok til å åpne skallen med saks, hadde 1 Abcess som ble undersøkt utsette toppen av skallen
Katten ja V 11
Katten ja D 8
ku nei La 1
Coyote nei V 1
Coyote ja V 2
Coyote ja D 3
Hjort nei La 1
Hunden nei V 19
Hunden nei D 3
Hunden ja V 2 1 var liten hunden
Hunden ja D 18
Oppspore nei V 1
Fisher nei V 1
flygende ekorn ja D 1 hele kroppen
grå rev nei V 2
grå rev ja V 4
gris ja V 1
Porcupine nei V 1
Vaskebjørn nei V 16
Vaskebjørn nei D 1 Frosset
Vaskebjørn ja V 26
rødrev nei V 2
Skunk nei V 1
Skunk ja V 3
Ekorn nei V 1
Ekorn ja D 1 Full Body, knust hodeskalle, brukt saks for å skjære bort huden til eksponert hjerne hulrom
Wiltersen nei D 1
woodchuck ja D 1 hele kroppen
Totalt 170
Fordeling av total
med nakke 81
ingen nakke 89
ventrale metode 128
rygg metode 39
store dyr metode 2
annen metode 1
ventrale metode med hals 49

Tabell 1: fordeling av prøver som krever fjerning av vev fra skallen presentert fra 31 januar 2019 gjennom 28 februar 2019 ved New York State Department of Health rabiat Laboratory.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Prøvene innleverte for rabiat obduksjon ofte har en historien av klinisk underskriver forenlig med en nevrologisk lidelsen. Tilstedeværelsen av klinisk sykdom kan være forbundet med en rekke lidelser, inkludert zoonotiske sykdommer, øke risikoen for ansatte i et laboratorium ervervet infeksjon. For å redusere disse risikoene, har teknikker blitt gjennomført som reduserer håndtering og manipulering av prøver.

Metodene demonstrert representerer en obduksjon hendelse for å fjerne ønsket vev fra et enkelt dyr bare. Oftere flere eksemplarer er behandlet i et skifte og omsorg er nødvendig for å sikre ingen krysskontaminering mellom prøvene. En ren worksurface (en gangs papir eller pads), et nytt sett med rene, desinfiseres instrumenter, og hansker endringer er obligatoriske. Når vevet er innhentet, kan den enkelte laboratorie protokoll for behandling følges, inkludert å lage sklier for mikroskopi eller RNA-ekstraksjon for molekylære metoder.

Det er flere viktige forutsetninger for vellykket gjennomføring av disse teknikkene i laboratoriet eller feltet. Tidligere rabiat vaksinasjon og PPE er betenkelig for noen necropsying en rabiat har mistanke om dyr. Individer arbeider inne rabiat Laboratorium burde ha deres serum testet enhver seks måneder å sikre en adekvat plan flate av anti-rabiat Antistoffene er gave10. Det er en betydelig å erindre det annet zoonotiske sykdommen, som EEEV, WNV og storfe Spongiform encefalopati (BSE), gave lignende underskriver idet rabiat og kanskje likeledes finnes inne rabiat har mistanke om dyrene11,12.

Hensiktsmessige, godt vedlikeholdte instrumenter er avgjørende for å kunne utføre obduksjon på en sikker måte. Når en prøve er fjernet fra sin Biohazard bag, bør det bare manipuleres med instrumenter, ikke hender, for å redusere potensialet for ulykker. Før små dyr obduksjon, bør teknikeren vurdere tilstanden til prøven for å avgjøre om en foretrukket ventrale tilnærming gjennom bunnen av skallen er mulig. Med store dyr kan det være for tungvint å fullt ut evaluere tilstanden til prøven, da ekstra ryggrad kanskje må fjernes før du henter vev gjennom foramen Magnum.

Begrensningene presenterer seg i alle obduksjon teknikker, inkludert prøvetilstand, vevs kvalitet og mengden gjenværende cervical ryggrad. Cervical ryggsøylen vil ikke påvirke resultatene av rabies analyse, men sterkt nedbrutt vev kan resultere i utilfredsstillende resultater. Flere følsom molekylære metoder i rabies diagnostikk kan tillate vellykket testing i enkelte prøver ikke å bli testet av direkte fluorescerende antistoff analysen (DFA), inkludert alvorlig nedbrutt eksemplarer13. Men ingen mengde følsomhet kan erstatte behovet for riktig vevs prøvetaking.

En vanlig problem inne det rabiat Laboratorium mottar upassende eller mangelfull hjerne tissue for tester når stor dyr necropsies er utført inne feltet. Uten det krevde tissue, og hvis i tillegg vev er ikke til tilgjengelig for resubmission, våre rabiat Laboratorium ville utføre tester på tissue anvendelig bortsett fra er ute av stand til å bekrefte prøven negativ, i stedet det er en utilfredsstillende for tester. Det finnes andre publiserte metoder for feltet vev samlinger som halm metoden eller retro orbital rute14. Begge metodene samler hjernevev uten å måtte åpne skallen. Et strå eller en gangs pipette er satt inn enten gjennom foramen Magnum eller et hull opprettet i øyet socket og presset gjennom hjernen, i hovedsak tar en kjerne prøve og ikke nødvendigvis prøvetaking hele tverrsnitt av hjernestammen. Ettersom disse felt metodene ikke samler prøver på en måte som skal betraktes som tilfredsstillende for testing i laboratoriet, er disse prosessene ikke demonstrert eller utforsket i dette dokumentet.

Inne feltet stor dyr obduksjon kan utfordrende for individer hvem er ikke utdannet å fjerne det korrekt tissue for rabiat tester. I stedet hele hodet av dyret, som kan veie mellom 20-45 kg, er presentert skape tungvint transport for både feltet veterinær og rabies laboratorium teknikere. Hyppig anmoder for lærer opp opp på stor dyr obduksjon teknikk ha blitt innrettet til våre laboratorium. Målet med dette manuskriptet er å distribuere denne informasjonen til enkeltpersoner og grupper hvis arbeid kan dra nytte av disse teknikkene.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Vi er takknemlige til New York State Department of Health Wadsworth Center for å støtte dette prosjektet. Vi ønsker også å erkjenne støtte fra Amy Willsey og Frank Blaisdell av Department of Health Wadsworth Center, og LL Ranch, Altamont, NY.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Chemistry spoon Any
Curved, sharp-blunt mayo scissors Sklar 14-2055 Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt
Large sharp restaurant-quality carving knife Dexter P94848 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Locking tumor-tenacula Diamond Scientific and Surgicals N/A Czerny Tenaculum Forcep
Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) Dexter P94848 Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle
Orthopedic mallet-hammer Mortech N/A Postmortem hammer with hook
Sharp councilman orthopedic bone chisel Shandon 60-5 Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in
Sharpened tablespoon or other long handled spoon Any
Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth Shandon 63-03 Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps
Powder-free non-latex gloves Any
Safety glasses, goggles, or faceshield Any
Surgery or N-95 mask Any
Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc Any

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity - United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59, (25), 769-772 (2010).
  2. McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14, (1), 1-19 (2014).
  3. Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019).
  4. Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 , (3), 425-436 (2017).
  5. Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5, (12), 853-858 (1990).
  6. Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. World Health Organization. 425-427 (1996).
  7. Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
  8. Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. Available from: https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019).
  9. New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019).
  10. CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
  11. Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
  12. Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30, (4), 633-636 (2018).
  13. Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134, (1), 57-62 (2019).
  14. Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. World Health Organization. 67-72 (2018).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics