用于评估细胞运动和相关信号事件的机械控制的单细胞Durotaxis测定

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

机械力对于控制细胞迁移非常重要。该协议演示了弹性水凝胶的使用,可以使用玻璃微移液器和微操纵器变形,以刺激具有局部刚度梯度的细胞,从而引起细胞结构和迁移的变化。

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Svec, K. V., Patterson, J. B., Naim, N., Howe, A. K. Single Cell Durotaxis Assay for Assessing Mechanical Control of Cellular Movement and Related Signaling Events. J. Vis. Exp. (150), e59995, doi:10.3791/59995 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

杜罗拉茨是细胞感知和响应紧张梯度的过程。为了在体外研究这个过程,必须操纵细胞基础基板的刚度。虽然具有分级刚度和长期迁移检测的水凝胶已证明在durotaxis研究中有用,但是对基质张力局部变化的即时急性反应允许对单个细胞运动和亚细胞信号事件进行重点研究。为了重复测试细胞对底层基底刚度的感知和反应能力,采用了一种改进的方法,用于对在可变形水凝胶上培养的单个细胞应用增加张力的急性梯度,从而实现实时操作刚度梯度的强度和方向传授给有问题的细胞。此外,通过微调测定的细节和参数,如微移液器的形状和尺寸或应用梯度的相对位置、位置和方向,可以优化测定,以进行机械研究。敏感细胞类型和系统。这些参数可以改变,以可靠地改变应用的刺激,并扩展测定的功能和多功能性。这种方法允许检查长期的柔化运动,以及细胞信号和形态动力学的更直接的变化,以响应不断变化的刚度。

Introduction

在过去的几十年里,细胞环境的机械特性的重要性在细胞生物学中得到了越来越多的认可。不同的组织和细胞外基质具有不同的相对刚度,当细胞在全身迁移时,它们会导航这些变化,使用这些机械特性来引导它们1,2,3,4,5,6,7.细胞使用给定组织的刚度在发育、伤口愈合和癌症转移等过程中告知其活动行为。然而,允许感觉和响应这些机械输入的分子机制在很大程度上仍然未知1,2,3,4,5,6,7.

为了研究细胞对物理环境线索的反应机制,必须操纵基底基体附着细胞的刚度或刚度。2000年,罗春敏、王玉丽及其同事研制出一种测定8,通过拉伸可变形的细胞外基质(ECM)涂层聚丙烯酰胺,直接测试单个细胞对机械线索变化的移动反应。水凝胶,细胞被镀。细胞表现出对向更硬基质迁移的偏好,他们称之为"杜罗塔克"。

自2000年提交原始报告以来,还采用了许多其他技术来研究杜罗塔。通过将凝胶铸造在硬质特征(如聚苯乙烯珠9或硬聚合物柱10)上,或通过在玻璃盖玻片11的边缘聚合基板来制造陡峭的刚度梯度,从而形成机械性'步进边界'。或者,采用较浅但固定刚度梯度的水凝胶由多种方法制成,例如微流体装置12、13或并排水凝胶溶液液滴创建的交联物梯度不同的刚度 8 ,或水凝胶与光活联处理与分级紫外线光曝光,以创建线性刚度梯度 14 , 15 。这些技术已经被用来研究随着时间的推移,大量的二维细胞运动。然而,这些特征通常是在细胞电镀之前制造的,在实验过程中,它们的性能保持一致,依靠随机细胞运动对机械梯度进行采样。这些技术都无法观察细胞行为在急性机械刺激下的快速变化。

为了观察细胞对机械环境急剧变化的反应,单细胞durotaxis测定具有几个优点。在这些测定中,通过用玻璃微移液器将底层基板从细胞中拉出,从而引入细胞基质张力的方向梯度,从而给单个细胞一种急性的机械刺激。然后,活细胞相对比显微镜观察移动行为的变化,如迁移的速度或方向。这种方法有助于直接观察机械刺激和细胞迁移之间的因果关系,因为它允许快速、反复地操作张力梯度的方向和幅度,并评估其细胞实时反应。此外,该方法还可用于机械刺激细胞表达荧光融合蛋白或生物传感器,以可视化被怀疑参与机械感应和杜罗塔斯。

这项技术已被研究杜罗塔克8,16的小组使用,并在这里描述,因为它已被豪实验室改造,以研究SKOV-3卵巢癌细胞的杜罗法行为和分子机制,下杜罗塔17。此外,还描述了一种改进方法,用于在细胞培养表面附近用单层甚至荧光微球制造水凝胶;这有利于微移液器生成的应变梯度的可视化和优化,并可能允许通过牵引力显微镜评估细胞收缩性。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. 用嵌入式荧光微球制造可变形的聚丙烯酰胺水凝胶

注:方向描述直径为 22 μm、厚度约为 66 μm 的 25 kPa 水凝胶的聚合。可以修改每个或所有这些参数,并在表 1和备注17中找到这样做的方向。

  1. 激活玻璃底餐具或盖玻片
    1. 准备结合硅烷工作溶液,用于激活玻璃底成像盘或适合活细胞成像室的盖玻片。混合 950 μL 的 95% 乙醇、50 μL 的冰川醋酸和 5 μL 的结合硅烷(y-甲氧丙烯氧氧硅烷)。
      注:与顶盖玻片相比,使用更大的底盖玻片在制备凝胶时将留出额外的工作空间,并有助于在后面的步骤中定位玻璃微移液器。此外,如果使用盖玻片而不是玻璃底成像盘,请按照以下部分所述清洁盖玻片。
    2. 用电晕棒激活玻璃表面 20 s,并立即覆盖 50 μL 的粘结硅烷工作溶液。让溶液干燥10分钟。
    3. 用95%乙醇冲洗两次,然后用异丙醇冲洗两次,然后让盖玻片通风约20分钟。
      注:激活的玻璃可在干燥器中存放长达一周。
  2. 清洁顶盖唇
    1. 在 70°C 下孵育 2% HCl 30 分钟,然后在 ddH2O 中洗涤 10 分钟,清洁 22 mm 顶部盖玻片。
    2. 在 2% 的比色皿溶液中孵育盖玻片,在 50°C 下将浓缩液浓缩在 ddH2O 中 30 分钟,然后在 ddH2O 中洗涤 10 分钟两次。
    3. 在90°C下孵育ddH2O的盖玻片30分钟,然后在70°C下在70°C中孵育10分钟,然后在60°C下晾干至少2小时。
      注:清洁的盖玻片可以无限期地存放在清洁的干燥器中。
  3. 荧光微球/珠沉积在顶部盖玻片上
    1. 在超声波水浴中将荧光微球的库存溶液声波1小时。将珠子1:200在100%乙醇中稀释,再用声波1小时制作工作珠溶液。
    2. 在珠子溶液完成声波处理前15分钟,将盖玻片垂直放置在陶瓷盖玻片支架中,并在桌面等离子清洗器中用室内空气等离子体处理3分钟,彻底清洁盖玻片。
    3. 为了便于处理并防止在后续步骤中滑动盖玻片,将一块片片片放在 60 mm 培养皿盖或类似容器中。将盖玻片放在稳定器中,轻轻向下敲击,确保片胶和盖玻片之间保持良好的接触。
    4. 对于 22 mm 盖玻片,将 150 μL 的工作珠溶液添加到盖玻片顶部。立即从盖玻片侧面吸出乙醇溶液,将珠子留在盖玻片上。让盖玻片通风。
      注:添加的工作珠溶液的量应为+4 μL/cm2,并可缩放以适应任何尺寸的盖玻片。
  4. 铸造带嵌入式荧光珠的水凝胶
    1. 制备丙烯酰胺和二丙烯酰胺的水凝胶溶液。根据表1混合溶液,然后加入2.5 μL的10%APS和0.5 μL的TEMED。混合好。立即移动到下一步。
      注:水凝胶溶液混合物可以通过改变丙烯酰胺与二丙烯酰胺的比例来改变杨的模量或刚度,如表1所示。这些值已验证,可在豪实验室使用原子力显微镜,但应在机构内确认。
    2. 制作水凝胶溶液后,立即将 25 μL 滴到玻璃底盘或底盖玻片的激活侧,然后立即将镀珠涂层盖玻片放在溶液上,珠侧向下。将跌落与盖玻片的远侧接触,然后缓慢降低,有助于避免在水凝胶中捕获气泡。
      注:水凝胶的高度应位于目标透镜的工作距离内,以备后续实验使用。水凝胶高度为 66 μm,适用于大多数系统。水凝胶的大小可以通过根据盖玻片的大小添加更多或更少的水凝胶溶液来缩放。要计算水凝胶溶液的适当体积,请使用圆柱体体积的方程,V = μr2h,其中r是盖玻片半径,h 是所需的水凝胶高度。 通常,此计算可以相当准确地预测水凝胶的实际高度,通过在顶部和底部制备带有珠涂层盖玻片的凝胶并使用共聚焦显微镜测量两个珠平面之间的距离来测量。然而,据观察,水凝胶的实际高度可能偏离此计算 ±20 μm(例如,取决于顶部玻璃盖玻片的厚度和制造商)。建议使用上述方法直接测量凝胶高度。
    3. 让凝胶聚合30分钟,然后用钳子轻轻取出顶盖滑。向盘中添加 50 mM HEPES pH 8.5 可促进去除。在 50 mM HEPES pH 8.5 中洗涤 5 分钟,三次。
  5. 水凝胶活化和细胞外基质涂层
    1. 在 50 mM HEPES pH 8.5 中孵育 0.4 mM Sulfo-SANPAH(磺酸二氮酰胺 6-(4'-azido-2'-硝基苯甲酸酯)六溴二苯酚,激活水凝胶表面。立即暴露在封闭区域的紫外线电弧灯中。
      注:在激活前保护 Sulfo-SANPAH 免受光光照射。对于 400 W 灯,将凝胶放置在灯箱内,将凝胶与灯泡 10 厘米分开,并亮起 100 s。Sulfo-SANPAH 溶液将从亮橙色变为深棕色。
    2. 在 50 mM HEPES pH 8.5 中洗涤 5 分钟,三次。
      注:水合凝胶可在4°C下储存长达一周。
    3. 在50 mM HEPES pH 8.5中孵育活性水凝胶20μg/mL纤维素,在37°C下孵育1小时。
    4. 在磷酸盐缓冲盐水(PBS)中吸气纤维奈酸溶液,洗涤5分钟三次。在低体积的PBS组织培养罩下,在紫外线照射下对水凝胶和盘子盖进行15分钟的消毒。在无菌PBS中洗一次。
      注:其他类型的ECM蛋白可用于涂覆水凝胶,包括胶原蛋白和层宁。

2. 电镀电池

  1. 加入含有21,000个细胞的3 mL培养基,以填充60毫米的培养皿,最终细胞密度为±1000细胞/cm2。根据需要调整播种密度,以防止拥挤,并允许单个细胞自由移动。
  2. 在成像之前,让细胞在37°C下恢复至少4小时,长达18小时。在添加成像介质之前,使用成像介质进行两次成像,为成像做好准备。在成像前,让细胞平衡至少30分钟。
    注:提前筛选媒体条件,以确定将优化所用细胞系迁移的条件。对于SKOV-3细胞,不含苯酚红的DMEM,含有20 mM HEPES和12.5纳克/mL表皮生长因子,可刺激最大迁移。Ref52细胞的最佳条件是Ringer的缓冲液,具有10%的胎儿牛血清(FBS)和25纳克/mL血小板衍生的生长因子。

3. 玻璃微移器的制备:移液器拉拔和锻造

  1. 在两步工艺中拉出 100 mm 长的硼硅酸盐玻璃微移管,其外部为 1.0 mm,内部直径为 0.58 mm,以获得超过 2 mm 的分片,在第一毫米内降至 ±50 μm,并在最后一毫米内延伸到一个直径为 10 μm 的长直径管。
  2. 负载将移液拉入微锻造。将移液器塑造成一个 15 μm 钝尖,该尖端被封闭在 250 μm 截面的末端,从移液器的其余部分以 ±35° 角弯曲。弯曲处的近似直径应约为 30 μm,以增强刀尖的强度。
    注:可以调整尖头尺寸以正确施加所需的力(参见步骤 5)。在第一步65°C下拉动微移液器3毫米,第二步60°C,产生步骤3.1中描述的尺寸。使用不同移液拉拔器的结果可能会有所不同。
  3. 使用前用70%乙醇对微管器进行消毒。

4. 定位微操作器和微移液器

  1. 取出盘子盖,将盘子加载到显微镜台和中央。使用 10 倍或类似的低放大倍率目标。用矿物油覆盖介质,防止介质蒸发。
  2. 插入拉移液器
    1. 将拉杆插入微移液器护套,将钩子朝下朝向盘子。当降低到凝胶时,钩尖将是最低点。
    2. 将护套插入微操作器并进行调整,直到移液器尖端在 X 和 Y 方向上居中于物镜。
    3. 使用粗机械手降低移液器,直到它接触液体表面。
  3. 使用相对比度或明场,将显微镜聚焦在凝胶顶部的珠层上。这将是参考平面。
  4. 确保目标没有击中样品或阶段的危险,将焦点放在凝胶上方以找到微移液器的尖端,使用 X 和 Y 方向上的粗操纵器进行小调整,在焦平面上投射阴影。只有在确定移液器的尖端位于视场时,才降低微移液器。
  5. 通过旋转护套中的移液器或旋转微操作器中的护套,确保微移液器的钝尖指向下,直到尖端垂直于焦平面。根据需要重复步骤 4.4 和 4.5。聚焦移液头。
  6. 向下聚焦到凝胶的顶部珠层,以测量移液器离凝胶表面有多远。聚焦回到凝胶和移液头之间的部分平面。缓慢降低移液管以到达中间焦平面。
  7. 重复步骤4.6,直到聚焦在水凝胶上时,可以欣赏微移液器尖端的微弱阴影。增加到下一个最高放大倍率。
  8. 降低微操作器,直到微移液器尖端的阴影和折射在珠层焦平面内得到欣赏。
  9. 将放大倍数增加到实验中使用的放大倍数。降低移液器,直到其悬停在水凝胶表面正上方。

5. 校准微操作器和力生成

  1. 在相位或亮场中,降低悬停微移液器以接触水凝胶表面。观察移液器与水凝胶接触时的外观。继续降低 Z 中的微移液,直到 X 和 Y 的调整导致水凝胶在这些方向上的拉扯和偏转。使用微球或附近的细胞作为受托标记。
    注:如果微操作器连接到相电容臂或工作台,而不是样品级本身,在移动阶段之前务必分离凝胶,以避免破坏移液器或干扰细胞。如果移液中断,则返回步骤 3 和步骤 4
  2. 找到一个没有细胞的区域来啮合凝胶。向各个方向拉动,并熟悉微操作转化为凝胶变形的方式。
  3. 拍摄珠场的荧光图像,无需操作,移液者与凝胶接触,并接合移液拉凝胶。重复几次,对微操作器上的刻度线、移液器尖端在拉取的每个阶段的相位或亮场中的外观以及尖端使用该操作移动的距离进行很好的笔记。
  4. 使用前所述的ImageJ,通过将空珠场与无移液啮合的珠场、珠场与凝胶啮合的珠子场进行比较,计算应用于珠子的相对珠位和力。拉凝胶。
  5. 要微调张力刺激,请使用不同的微移液尖尺寸、与细胞的距离或微操作器从初始接触点拉来的距离来比较力的应用。微移液器尖端尺寸对力应用的影响为用户提供了极大的灵活性,但也表明需要为新的微移液器生成力图,即使尺寸和形状与先前校准的吸头非常相似。

6. 进行杜罗塔斯测定

  1. 在进行实验之前,练习将凝胶放在细胞附近,并在重新定位微操作器时观察细胞的变形。
  2. 监测一组具有明显极性且看起来移动30分钟的细胞,以识别以定向方式移动的细胞。
  3. 选择以单个清晰方向移动的单元格,然后以所需的帧速率再监视 30 分钟。
  4. 如果需要确定对细胞施加的力或细胞施加的张力,则每次采集时捕获珠场图像。如果细胞在监测过程中改变其方向,请选择另一个细胞进行监测,因为这将使得很难确定刺激的效果。
  5. 将水凝胶与水凝胶在离细胞约 50 μm 的地方接合。将移液器置于前缘近侧前面,并移动微操作器,使凝胶正交到细胞的移动方向。观察细胞随时间而对刚度的急性局部梯度的反应。
    注:此处提供的时间在监测SKOV3或Ref52成纤维细胞时是有效的,但是,间隔和整体时间过程应进行调整,以适应所观察到的细胞类型和生物事件。如果与荧光显微镜配对,在步骤 6.5. 之前暂停荧光采集,使用相对比度或明场定位微移液器和拉取器,并在之后立即重新启动荧光采集。
  6. 如果移液移移器滑动,或者渐变被其他放松或释放,则通过重复步骤 6.2 和 6.3 找到新单元格。

7. 确定杜罗战术迁移响应

  1. 使用 ImageJ19或其他图像分析程序,通过在 0 分钟和 30 分钟后监视器(反映单元格的原始轨迹)和中间的单元格中间线之间绘制一条线来计算转角。前缘和刺激后80分钟,测量这两条线之间的角度。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

通过制备微移液器(图1)和如上所述的拉力生成(图2图3)标准化,为多个细胞系确定了最佳的二维战术条件。使用这种技术,如图4所述,SKOV-3卵巢癌细胞17和Ref52大鼠胚胎纤维细胞(图5)都朝着玻璃微移液器应用的梯度增加的刚度方向发展。除了杜罗塔,这种方法还可用于使用荧光生物传感器和标记来研究动态信号事件。例如,在焦力粘附结构内的结构和信号可以在杜罗战术刺激时观察到。Vinculin张力传感器(VinTS)是一种基于FRET的生物传感器,可对焦附着力进行局部化,允许荧光观察焦附着力动态,并测量这些结构内张力的变化19。Ref52细胞在125 kPa聚丙烯酰胺凝胶上瞬时表达VinTS,显示在40分钟的拉伸方向上形成焦粘附(图6A)。FRET 分析20显示,局部到焦点粘附的 vinculin 在呈现急性杜罗战术刺激时,会立即在张力上发生变化(图 6B),将这种测定的效用扩展到亚细胞的观察信号事件,以响应杜罗战术刺激。

Figure 1
图 1.典型拉拔 (A) 和锻造 (B) 微移液器的示意图。A) 微移液器使用两步协议进行拉拔,以实现从 1 mm 到 10 μm 超过 2 mm 的分光。 (B) 微移液器然后加载到微锻造中,其尖端弯曲、封闭和缩短,以便最后 250 μm 的微移液器以 ±35° 角弯曲,锥度从 ±30 μm 到圆角,尺寸为 ±15 μm。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 2
图 2.与采用多L-莱辛的传统方法相比,乙醇涂层后的珠场得到改善。使用黄绿色、红色和深红色荧光珠的代表性水凝胶珠场,采用聚-L-莱茵和乙醇(EtOH)蒸发盖玻片涂层方法。刻度条: 25 μm。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 3
图 3.生成力图,用于示例杜罗战术拉伸。A) 荧光微球前后的位置(分别为绿色和红色)用微移液器(位于面板右边缘以外)使水凝胶变形。刻度条: 25 μm。ImageJ 中牵引力显微镜插件生成的空珠场和拉珠场之间的位移矢量 (B) 和位移热图 (C) 突出显示珠子偏转和水凝胶应变的梯度.请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 4
图 4.杜罗塔斯测定的原理和偏转角度的测定。A) 观察细胞至少30分钟,以确定其原始轨迹.(B) 微移液器与细胞的轨迹正交,距离细胞边缘50μm。水凝胶由微移液器接合,因此移动微移液器会对水凝胶表面施加力。(C) 微移液器从细胞中再拉 20 μm,与细胞的轨迹正交,形成尖锐的局部张力梯度(以蓝色表示),向微移液器增大。(D) 单元格在导航应用的渐变时随时间观察。(E) 在 ImageJ 或图像分析程序中,原始轨迹(虚线)由从第一帧的中间穿过前缘中心的线进行标记。最终轨迹(实线)由允许单元格导航应用张力渐变后绘制的线标记。这两条线对刺激的角度称为"转弯角度",此处以 #标记。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 5
图 5.大鼠胚胎纤维细胞向杜罗塔克基质刚度增加的区域移动。时间课程显示 Ref52 单元在拉取前 10 分钟(面板 1),在拉取前 1 分钟(面板 2),在拉取时(面板 3),以及拉动后 1 小时(面板 4) 的杜罗法化运动。箭头表示拉伸方向。刻度条:50 μm。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 6
图 6.使用荧光标记或生物传感器在杜罗战术刺激期间的蛋白质定位和活性。Ref52细胞瞬时表达Vinculin张力传感器(VinTS)19迁移在125 kPa聚丙烯酰胺凝胶上呈现急性杜罗法刺激。A) 刺激后,当细胞沿着刚度梯度重新定向时,新的焦部粘附在拉伸方向上形成。在两个10分钟期间,从机械刺激前20分钟开始,刺激后21分钟,监测细胞形态(上)和焦点粘附形成(底部)。红色表示时间段内的第一个时间点,绿色表示 10 分钟后的时间点。在 10 分钟内形成的新焦点以绿色显示。在刺激之前,新的焦部粘附在旅行方向上。刺激后,新的焦部粘附在拉伸方向上。箭头表示拉伸方向。箭头表示在这 10 分钟内形成的具有焦点粘附的区域。刻度条: 25 μm。(B) FRET 对 VinTS 荧光的分析表明,近邻到杜罗战术拉伸的焦部粘附内张力发生变化。拉伸前后细胞膜的轮廓在刺激时突出细胞变形。箭头表示在拉伸时在 FRET 比率发生变化的焦部粘附示例。刻度条:10 μm。请点击此处查看此图的较大版本。

所需的水凝胶刚度 3 千帕 25 千帕 125 千帕
7.5% 丙烯酰胺 100 μL 100 μL 160 μL
0.5% 比氏酰胺 10 μL 100 μL 100 μL
ddH2O 287 μL 197 μL 137 μL

表 1.丙烯酰胺凝胶溶液。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

这里演示的是一个可重复的单细胞durotaxis测定,允许评估细胞在响应急性机械提示时改变其迁移行为的能力。该技术还可用于荧光显微镜和适当的融合蛋白或生物传感器,以检查亚细胞信号和细胞骨骼事件在机械刺激的几秒钟内或超过较长的时间刻度杜罗法运动。了解细胞与其环境的关系涉及研究该环境的化学和机械方面的影响。虽然可能难以掌握,但这种杜罗塔斯测定可以广泛用于理解细胞对其机械微环境变化的反应。

相对于现有方法的重要性

如前所述,这种基于微移液的二维式刺激方法具有很强的可操作性,允许对机械刺激进行高度的时空控制,这是与其他技术(如预成型的线性或刚性的步进梯度。通过跟踪嵌入在水凝胶中的荧光珠位,在细胞培养表面附近,可以直观地显示传递应变梯度的大小和方向。

将这些基准标记限制在区域性表面正下方的单个图层可提高此跟踪的准确性。位于偏转平面下方的微球(由微移液器或牵引力显微镜,通过细胞收缩性进行),如在水凝胶中均匀混合微球时,其移动量将小于平面内微球,这可能导致低估应用力。此外,这种修饰比将珠子覆盖在预成型凝胶21顶部的极薄聚丙烯酰胺层中或通过重力辅助沉降 22 带到水凝胶表面的方法更容易执行,也更可靠与前面描述的方法17、23相比,在水凝胶中产生更均匀的珠子分布。

修改和未来应用

此测定的细节可以修改,以最适合感兴趣的细胞系。例如,各种细胞外基质分子(例如胶原蛋白I、胶原蛋白IV、层宁)或其他粘合剂配体可用于水凝胶功能化。此外,通过调整丙烯酰胺与二丙烯酰胺的比例,可以很容易地提高或降低水凝胶的起始刚度(见表1)。通过改变微移液头的尺寸和拉力的大小,可以优化此测定,为相关细胞类型提供可重复和有效的杜罗战术刺激。

关键步骤和故障排除

在水凝胶操作之前,只应刺激遵循稳定、线性迁移轨迹的细胞,以确保轨迹的变化是由于机械刺激而不是随机波动造成的。必须小心制造玻璃微移液器,使水凝胶表面不打滑,但在拉扯时不撕裂凝胶。在实验过程中,对水凝胶应用稳定、恒定的拉伸以获得清洁的结果非常重要,这意味着在遇到细胞之前,应练习用户放置和移动微移液器。任何导致张力梯度变化的微移液器的无意移动都可能影响细胞的抗流能力。同样,对凝胶的操作应与每个新微移液器一起操作,因为移液形状的微小变化可能导致移液器/凝胶相互作用变化。

在放大倍率之前,如果未能将微移液器置于微观视野内,则会导致易碎玻璃尖端意外断裂。在用微操作器降低微移液器之前,确保尖端的高度和 X-Y 位置已知。始终监控微移液器的位置,以降低破损风险。建议将放大率降低回到 10 倍,因为微操作器和移液器护套的轻微移动可能导致新加载的微移器位置发生较大明显变化。微移液器。

在找到要观察的细胞之前,首先测试微移液器,以确认它按预期方式接合水凝胶,并且适合应用所需的拉伸。找到适合实验和细胞类型的尖端尺寸对于成功应用杜罗战术刺激至关重要。微移液器的末端应圆润,使其不会穿过凝胶,但不要太圆,无法抓住它。如果移液器不能有效地拉凝胶,它可能会沿着表面滑动。微移液器尖端的形状可能过于圆润,无法与凝胶表面正确接合。应调整微移液器尖端的尺寸,直到始终如一地实现牢固、稳定的接触。在某些情况下,当微移液器滑过凝胶表面时,可能需要将微移液器进一步降低到水凝胶中,以获得更大的牵引力。如果微移液器通过凝胶撕裂,尖端可能太细或太锋利。凝胶撕裂可能还表明在拉动时施加了过多的力。微移液器应稍微升高,以减少凝胶变形和拉较短的距离。

通常,如果细胞或细胞边缘被微移液器拉出焦点,微管的尖端离细胞太近,或者拉伸太强。将微移液器从细胞中移远,仅使 X-Y 平面中的细胞稍微变形。将细胞移出焦点不仅会使细胞事件无法监测并导致光学畸变,而且会导致细胞比二维张力梯度预期的更多刺激。

最重要的是,仅记录和分析具有一致的二维战术操作且将人为错误降至最低的响应至关重要。如果尖端的降低不精确,或者微移液器重新定位,实验结果将云化。由于这种测定是复杂的,许多步骤容易出错,因此必须注意每一步,以避免细胞刺激的无意变化。任何步骤都失败可能导致不一致的拉伸应用和不可靠的结果。

限制

应考虑此技术存在一些限制。最突出的是,玻璃微移液器的精确锻造和操作可以为新用户带来陡峭的学习曲线。此外,水凝胶拉力的位置和幅度必须针对不同的细胞系进行优化。检查水凝胶操作前后的荧光珠位移有助于该技术的这一方面。此外,虽然该技术允许对单个单元中的杜罗战术行为进行高时空观察,但这使得它成为低通量的测定。因此,必须指出,这种测定还可以辅之以其他具有较低可操作性但高通量的技术,例如使用具有预成型梯度的水力凝胶来分析较大的二维法行为。细胞种群一次。总之,单细胞训练分析测定提供的机械线索的超前时间控制,使得它对于分析导致许多不同细胞类型的二维行为的分子机制非常有用。条件。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

没有。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acrylamide 40 %  National Diagnostic EC-810
Ammonium Persulfate  Fisher BP179-25
BD20A High frequency generator Electro Technic Products 12011A 115 V - Handheld Corona Wand
Bind Silane (y-methacryloxypropyltrimethoxysilane) ( Sigma Aldrich M6514
Bis-acrylamide 2%  National Diagnostic EC-820
Borosilicate glass capillaries World Precision Instruments 1B100-4
Branson 2510 Ultrasonic Cleaner Bransonic 40 kHz frequency
Coarse Manipulator Narshige MC35A
DMEM Corning 10-013-CV
DMEM without phenol red Sigma Aldrich D5030
Dual-Stage Glass Micropipette Puller Narshige PC-10
Epidermal Growth Factor Peprotech AF-100-15
Ethanol Pharmco-aaper 111000200
Fetal Bovine Serum (Qualified One Shot) Gibco A31606-02
Fibronectin  EMD Millipore FC010
Fluospheres Carboxylate 0.2 um  Invitrogen F8810, F8807, F8811
Fugene 6 Roche 1815091 1.5 μg DNA / 6 μL fugene 6 per 35 mm dish
Glacial Acetic Acid Fisher Chemical A38SI-212
Glass Bottom Dish CellVis D60-60-1.5-N
Glass Coverslip Electron Microscopy Sciences 72224-01 22 mm, #1.5
HCl JT Baker 9535-03
Hellmanex III Special cleaning concentrate Sigma Aldrich Z805939 Used at 2% in ddH2O for cleaning coverslips
HEPES powder Sigma Aldrich H3375 Make 50mM HEPES buffer, pH 8.5
Intelli-Ray 400 Shuttered UV Flood Light Uviton International UV0338
Isopropanol Fisher Chemical A417-4
Microforge Narshige MF900
Micromanipulator Narshige MHW3
Mineral Oil Sigma Aldrich M5904
Nanopure Life Science UV/UF System Barnstead D11931 ddH2O
Nikon Eclipse Ti Nikon
OptiMEM Invitrogen 31985062
Parafilm M Bemis Company, Inc PM-992
PBS 139 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 28.6 mM Na2HPO4, 1.6 mM KH2PO4, pH 7.4
Platelet Derived Growth Factor-BB (PDGF-BB) Sigma Aldrich P4056
Ref52 Rat embryonic fibroblast cell line; Culture in DMEM + 10% FBS
Ringer's Buffer 134 mM NaCl, 5.4 mM KCl, 1 mM MgSO4, 2.4 mM CaCl2, 20 mM HEPES, 5 mM D-Glucose, pH 7.4
SKOV-3 American Type Culture Collection Culture in DMEM + 10% FBS
Sulfo-SANPAH  Covachem  12414-1
Tabletop Plasma Cleaner Harrick Plasma PDC-32G
TEMED  Sigma Aldrich T9281-50

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Acerbi, I., et al. Human breast cancer invasion and aggression correlates with ECM stiffening and immune cell infiltration. Integrative Biology (Camb. 7, (10), 1120-1134 (2015).
  2. Mekhdjian, A. H., et al. Integrin-mediated traction force enhances paxillin molecular associations and adhesion dynamics that increase the invasiveness of tumor cells into a three-dimensional extracellular matrix. Molecular Biology of the Cell. 28, (11), 1467-1488 (2017).
  3. Paszek, M. J., et al. Tensional homeostasis and the malignant phenotype. Cancer Cell. 8, (3), 241-254 (2005).
  4. Lange, J. R., Fabry, B. Cell and tissue mechanics in cell migration. Experimental Cell Research. 319, (16), 2418-2423 (2013).
  5. Davidson, L. A., Oster, G. F., Keller, R. E., Koehl, M. A. Measurements of mechanical properties of the blastula wall reveal which hypothesized mechanisms of primary invagination are physically plausible in the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Developmental Biology. 209, (2), 221-238 (1999).
  6. Li, D., et al. Role of mechanical factors in fate decisions of stem cells. Regenerative Medicine. 6, (2), 229-240 (2011).
  7. Handorf, A. M., Zhou, Y., Halanski, M. A., Li, W. J. Tissue stiffness dictates development, homeostasis, and disease progression. Organogenesis. 11, (1), 1-15 (2015).
  8. Lo, C. M., Wang, H. B., Dembo, M., Wang, Y. L. Cell movement is guided by the rigidity of the substrate. Biophysical Journal. 79, (1), 144-152 (2000).
  9. Kuo, C. H., Xian, J., Brenton, J. D., Franze, K., Sivaniah, E. Complex stiffness gradient substrates for studying mechanotactic cell migration. Advanced Materials. 24, (45), 6059-6064 (2012).
  10. Breckenridge, M. T., Desai, R. A., Yang, M. T., Fu, J., Chen, C. S. Substrates with engineered step changes in rigidity induce traction force polarity and durotaxis. Cell and Molecular Bioengineering. 7, (1), 26-34 (2014).
  11. Goreczny, G. J., Wormer, D. B., Turner, C. E. A Simplified System for Evaluating Cell Mechanosensing and Durotaxis In Vitro. Journal of Visualized Experiments. (102), e52949 (2015).
  12. Hartman, C. D., Isenberg, B. C., Chua, S. G., Wong, J. Y. Vascular smooth muscle cell durotaxis depends on extracellular matrix composition. Proceedings of the National Acadademy of Sciences of the United States of America. 113, (40), 11190-11195 (2016).
  13. Vincent, L. G., Choi, Y. S., Alonso-Latorre, B., del Alamo, J. C., Engler, A. J. Mesenchymal stem cell durotaxis depends on substrate stiffness gradient strength. Biotechnology Journal. 8, (4), 472-484 (2013).
  14. Sunyer, R., Jin, A. J., Nossal, R., Sackett, D. L. Fabrication of hydrogels with steep stiffness gradients for studying cell mechanical response. PLoS One. 7, (10), e46107 (2012).
  15. Martinez, J. S., Lehaf, A. M., Schlenoff, J. B., Keller, T. C. 3rd Cell durotaxis on polyelectrolyte multilayers with photogenerated gradients of modulus. Biomacromolecules. 14, (5), 1311-1320 (2013).
  16. Plotnikov, S. V., Pasapera, A. M., Sabass, B., Waterman, C. M. Force fluctuations within focal adhesions mediate ECM-rigidity sensing to guide directed cell migration. Cell. 151, (7), 1513-1527 (2012).
  17. McKenzie, A. J., et al. The mechanical microenvironment regulates ovarian cancer cell morphology, migration, and spheroid disaggregation. Scientific Reports. 8, (1), 7228 (2018).
  18. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9, (7), 676-682 (2012).
  19. Grashoff, C., et al. Measuring mechanical tension across vinculin reveals regulation of focal adhesion dynamics. Nature. 466, (7303), 263-266 (2010).
  20. McKenzie, A. J., Campbell, S. L., Howe, A. K. Protein kinase A activity and anchoring are required for ovarian cancer cell migration and invasion. PLoS One. 6, (10), e26552 (2011).
  21. Kandow, C. E., Georges, P. C., Janmey, P. A., Beningo, K. A. Polyacrylamide hydrogels for cell mechanics: steps toward optimization and alternative uses. Methods in Cell Biology. 83, 29-46 (2007).
  22. Plotnikov, S. V., Sabass, B., Schwarz, U. S., Waterman, C. M. High-resolution traction force microscopy. Methods in Cell Biology. 123, 367-394 (2014).
  23. Knoll, S. G., Ali, M. Y., Saif, M. T. A novel method for localizing reporter fluorescent beads near the cell culture surface for traction force microscopy. Journal of Visualized Experiments. (91), 51873 (2014).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics