Analyse cinématique 3D pour l’évaluation fonctionnelle dans le modèle de rat de la blessure d’écrasement de nerf sciatique

Neuroscience

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Summary

Nous introduisons une méthode d’analyse cinématique qui utilise un appareil tridimensionnel de capture de mouvement contenant quatre caméras et un logiciel de traitement de données pour effectuer des évaluations fonctionnelles au cours de la recherche fondamentale impliquant des modèles de rongeurs.

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Wang, T., Ito, A., Tajino, J., Kuroki, H., Aoyama, T. 3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury. J. Vis. Exp. (156), e60267, doi:10.3791/60267 (2020).

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Abstract

Comparé à l’indice fonctionnel sciatique (SFI), l’analyse cinématique est une méthode plus fiable et sensible pour effectuer des évaluations fonctionnelles des modèles sciatiques de rongeur de dommages de nerf. Dans ce protocole, nous décrivons une nouvelle méthode d’analyse cinématique qui emploie un appareil tridimensionnel (3D) de capture de mouvement pour des évaluations fonctionnelles utilisant un modèle sciatique de blessure d’écrasement de nerf de rat. Tout d’abord, le rat est familiarisé avec la marche sur tapis roulant. Les marqueurs sont ensuite fixés aux repères osseux désignés et le rat est fait pour marcher sur le tapis roulant à la vitesse désirée. Pendant ce temps, les mouvements postérieurs des membres du rat sont enregistrés à l’aide de quatre caméras. Selon le logiciel utilisé, les traçons marqueurs sont créés à l’aide de modes automatiques et manuels et les données souhaitées sont produites après des ajustements subtils. Cette méthode d’analyse cinématique, qui utilise un appareil de capture de mouvement 3D, offre de nombreux avantages, y compris une précision et une précision supérieures. Beaucoup plus de paramètres peuvent être étudiés au cours des évaluations fonctionnelles complètes. Cette méthode présente plusieurs lacunes qui nécessitent une prise en considération : le système est coûteux, peut être compliqué à utiliser et peut produire des déviations de données dues au déplacement de la peau. Néanmoins, l’analyse cinématique utilisant un appareil de capture de mouvement 3D est utile pour effectuer des évaluations antérieures et postérieures fonctionnelles de membre. À l’avenir, cette méthode pourrait devenir de plus en plus utile pour générer des évaluations précises de divers traumatismes et maladies.

Introduction

L’indice fonctionnel sciatique (ISF) est la méthode de référence pour effectuer des évaluations fonctionnelles des nerfs sciatiques1. Le SFI a été largement adopté et est fréquemment utilisé dans diverses études d’évaluation fonctionnelle sur les lésions nerveuses sciatiques rat2,3,4,5,6. En dépit de sa popularité, il ya plusieurs problèmes avec SFI, y compris l’automutilation7, risque de contracture conjointe, et le frottis des empreintes8. Ces problèmes affectent sérieusement sa valeur pronostique9. Par conséquent, une autre méthode moins sujette aux erreurs est nécessaire pour remplacer l’ISF.

Une telle méthode alternative est l’analyse cinématique. Cela comprend une analyse complète de la démarche à l’aide de marqueurs de suivi attachés à des repères osseux ou des joints. L’analyse cinématique est de plus en plus utilisée pour les évaluations fonctionnelles9. Cette méthode est progressivement reconnue comme un outil fiable et sensible pour l’évaluation fonctionnelle10 sans les lacunes attribuées à l’ISF11,12.

Dans ce protocole, nous décrivons une série d’analyses cinématiques qui utilisent un appareil de capture de mouvement 3D composé d’un tapis roulant, de quatre caméras couplées chargées de 120 Hz (CCD) et d’un logiciel de traitement des données (voir Tableau des matériaux). Cette méthode d’analyse cinématique diffère de la marche vidéo générale ou de l’analyse de la démarche13,14. Deux caméras sont placées dans des directions différentes pour enregistrer les mouvements postérieurs des membres d’un seul côté. Par la suite, un modèle numérique 3D du membre postérieur est construit en utilisant l’infographie9. Nous pouvons calculer les angles articulaires désignés, tels que la hanche, le genou, la cheville et l’articulation des orteils, en récapitulant de près les dimensions réelles des membres. En outre, nous pouvons déterminer divers paramètres tels que la longueur de foulée/étape et le rapport de la phase de position à la phase de swing. Ces reconstructions sont basées sur un modèle numérique 3D entièrement reconstruit des membres postérieurs, généré à partir de données transmises par deux ensembles de caméras. Même la trajectoire imaginaire du centre de gravité (CoG) peut être calculée automatiquement.

Nous avons utilisé cet appareil de capture de mouvement 3D pour introduire et évaluer plusieurs paramètres cinématiques qui révèlent des changements fonctionnels au fil du temps dans le contexte du modèle de blessure d’écrasement de nerf sciatique de rat.

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Protocol

Le protocole a été approuvé par le comité d’expérimentation animale de l’Université de Kyoto, et toutes les étapes du protocole ont été effectuées conformément aux Lignes directrices du Comité d’expérimentation animale de l’Université de Kyoto (numéro d’approbation : MedKyo17029).

1. Familiariser les rats avec la marche sur tapis roulant

  1. Installez deux bâches en plastique transparentes des deux côtés du tapis roulant pour laisser un rat Lewis mâle de 12 semaines marcher dans une direction droite vers l’avant, puis allumer la grille de choc électrique.
  2. Demandez à chaque rat de marcher sur le tapis roulant. Accélérer graduellement le tapis roulant à la vitesse désirée (20 cm/s ou 12 m/min) et laisser le rat marcher normalement à cette vitesse pendant 5 min. Après chaque séance de marche, offrez une pause repos d’une vingtaine de min. Répétez ce processus 3x par jour, 5 jours par semaine, pendant 1 semaine.
    REMARQUE : Commencez le tapis roulant en marchant 1 semaine avant l’étape 2.
  3. Loger les rats en groupes de trois par cage avec un cycle clair-obscurité de 12 h et leur donner de la nourriture commerciale pour les rats et de l’eau du robinet ad libitum.

2. Exécution de la blessure d’écrasement de nerf sciatique

  1. Placez le rat dans une chambre d’induction d’anesthésie et introduisez une solution d’inhalation d’isoflurane de 5 %.
  2. Fournir une injection intrapéritonéale d’un anesthésique combiné préparé avec 0,15 mg/kg d’hydrochlorure de médetomidine, 2 mg/kg de midazolam et un tartrate de butorphanol de 2,5 mg/kg au rat. Vérifiez l’absence de réflexes de pédale. Ensuite, raser une zone de la gauche plus grand trochanter à la mi-cuisse avec un rasage électrique.
  3. Étendre un morceau de tissu aseptique, placer le rat sur elle, et le faire se trouver dans la position latérale gauche. Placez également des instruments chirurgicaux stériles sur le tissu.
  4. Créez une incision droite du plus grand trochanter au milieu de la cuisse avec une lame chirurgicale no 10. Effectuer ensuite une dissection émoussée entre quadriceps femoris et biceps femoris à l’aide d’un hemostat chirurgical pour exposer le nerf sciatique.
  5. Détachez le nerf sciatique du tissu environnant avec deux paires de microforceps et écrasez le nerf sciatique pendant 10 s, à l’aide d’un hemostat chirurgical standard, pour créer une blessure d’écrasement de 2 mm de long sur le site directement en dessous de la tubéroité fessier.
  6. Effectuer un point épinéraux en nylon 9-0 à l’extrémité proximale de la blessure à l’aide d’une paire de microforceps, puis fermer le muscle et la peau avec 4-0 sutures en nylon.
  7. Fournir une injection intrapéritonéale d’un antagoniste anesthésique préparé avec 0,3 mg/kg d’hydrochlorure d’atipamézole au rat, pour le réveiller dans les 10 minutes. Après que le rat récupère de l’anesthésie, observez les mouvements de l’orteil gauche tandis que le rat est suspendu par la base de sa queue. Si l’orteil ne se propage pas du tout, la chirurgie a été réussie.
  8. Loger les rats individuellement après la chirurgie avec un cycle de 12 h clair-obscurité et de les nourrir de nourriture commerciale pour les rats et l’eau du robinet ad libitum.

3. Fixation des marqueurs

  1. Placez le rat formé dans une chambre d’induction d’anesthésie et introduisez une solution d’inhalation d’isoflurane de 5%. Vérifiez l’absence du réflexe de pédale en pinçant l’orteil.
  2. Permettre au rat d’être anesthésié en permanence à l’aide d’un masque anesthésique (2% solution d’inhalation d’isoflurane). Tandis que le rat reçoit l’anesthésie stable, raser une zone du bas du dos au malléoli bilatéral utilisant un rase électrique.
    CAUTION: Pour éviter d’exposer les chercheurs à la fuite d’isoflurane, assurez-vous que le masque couvre étroitement la tête et le visage du rat.
    REMARQUE : Pour éviter les blessures au rat, raser les cheveux aussi doucement que possible.
  3. Placer le rat en position couchée. Utilisez un stylo marqueur noir pour marquer les repères osseux suivants sur la peau rasée: Une ligne à travers les processus spinous de la lombaire aux vertèbres sacrées, les épines iliaques supérieures antérieures, les plus grands trochanters, les articulations du genou, les malleoli latéraux, le cinquième articulations métatarsés, et la pointe du quatrième orteil.
    REMARQUE : La ligne à travers les processus de pieux est employée pour déterminer si les marqueurs bilatéraux sont axially symétriques.
  4. Utilisez un adhésif liquide pour attacher des marqueurs hémisphériques à ces repères osseux, à l’exception de la ligne à travers les processus spinous de la lombaire aux vertèbres sacrées, et la pointe du quatrième orteil. Utilisez des couleurs distinctes pour chaque autre point de repère pour éviter toute confusion. La pointe du quatrième orteil est marquée d’encre rose.
    CAUTION: Veillez à ne pas égoutter l’adhésif sur la peau exposée de l’opérateur.
  5. Après avoir placé tous les marqueurs, remettre le rat dans la cage. Ne mettez pas le rat sur le tapis roulant jusqu’à ce qu’il récupère complètement de l’anesthésie.
    REMARQUE : Une diminution de la conscience peut sérieusement influencer la marche normale si le rat ne se remet pas complètement de l’anesthésie.

4. Calibration et configuration logicielle

  1. Installez deux feuilles de plastique transparentes des deux côtés du tapis roulant et placez la boîte d’étalonnage au milieu du tapis roulant. Ouvrez le logiciel d’enregistrement, puis cliquez sur l’icône Image Calibration sur l’écran (Fichier supplémentaire 1).
  2. Cliquez sur l’icône Enregistrement pour enregistrer 1/2 s de vidéo à partir de quatre directions à l’aide de 120 caméras Hz CCD. Cliquez à nouveau sur l’icône Enregistrement pour arrêter l’enregistrement.
    REMARQUE : La vidéo sera sauvegardée automatiquement une fois l’enregistrement arrêté.
  3. Ouvrez le fichier vidéo dans le logiciel de calcul. Cliquez et faites glisser les points caractéristiques des modèles 3D de la boîte d’étalonnage dans le coin inférieur droit de l’écran vers les marqueurs correspondants sur les quatre images, qui sont automatiquement transformés à partir de la vidéo dans le modèle d’étalonnage (Fichier supplémentaire 2). Cliquez ensuite sur l’icône Enregistrer.
    REMARQUE : Ne modifiez pas les positions des caméras une fois l’étalonnage terminé.

5. Enregistrement de la marche

  1. Sortez la boîte d’étalonnage du tapis roulant, allumez la grille de choc électrique et placez le rat complètement éveillé sur le tapis roulant. Ouvrez le logiciel d’enregistrement et saisiz les informations de base sur le rat, y compris son numéro de série, sa vitesse de marche et le nom de l’opérateur principal.
  2. Allumez le tapis roulant et fixez la vitesse à 20 cm/s. Après que le rat s’adapte à la vitesse et est capable de marcher normalement, cliquez sur l’icône d’enregistrement sur l’écran pour enregistrer le rat de marche avec les quatre caméras. Une fois que suffisamment d’étapes sont enregistrées (à partir de 10), cliquez à nouveau sur l’icône pour arrêter l’enregistrement et éteignez le tapis roulant.
    REMARQUE : La vidéo sera sauvegardée automatiquement une fois l’enregistrement arrêté.
  3. Remettre le rat dans la chambre d’induction de l’anesthésie pour l’anesthésie. Pendant que le rat est sous anesthésie continue (administré par le masque anesthésique), retirez les marqueurs hémisphériques.
    REMARQUE : Retirez les marqueurs aussi doucement que possible pour éviter de causer de la douleur au rat.
  4. À l’heure indiquée (p. ex., 1 semaine, 3 semaines ou 6 semaines après la chirurgie), effectuez la mesure cinématique sur le rat en répétant les étapes 3.1-5.3. Faire la mesure cinématique qu’une seule fois, au début de l’expérience, pour les rats qui n’ont pas reçu la chirurgie (c.-à-d., le groupe témoin).

6. Traçage des marqueurs

  1. Ouvrez le logiciel de calcul et ouvrez le fichier vidéo sur l’interface.
  2. Cliquez et faites glisser la barre de contrôle bilatérale sur la barre de progression de la vidéo pour vous assurer que seul un enregistrement de marche en 10 étapes est affiché ( Dossiersupplémentaire 3). Cliquez et faites glisser chaque point caractéristique du modèle 3D sur le coin inférieur droit de l’écran au marqueur correspondant sur chacune des quatre photos initiales des vidéos qui ont été prises par les caméras ( Fichiersupplémentaire 4).
  3. Cliquez sur l’icône de traçage automatique pour démarrer le processus de traçage automatique des marqueurs(Fichier supplémentaire 5, Fichier supplémentaire 6). Si le système ne trace pas avec précision un marqueur, cliquez sur l’icône De numérisation manuelle pour passer au mode de traçage manuel(Fichier supplémentaire 7), cliquez sur le point caractéristique de traçage dans le modèle 3D, puis sur le marqueur de réponse dans l’image.
  4. Une fois le marqueur cliqué, assurez-vous que l’image passe à la trame suivante de la vidéo. Maintenant, cliquez continuellement sur le marqueur jusqu’à ce que le processus de traçage des marqueurs soit terminé. Une fois terminé, cliquez sur l’icône Enregistrer.

7. Analyse cinématique

  1. Ouvrez le logiciel d’analyse, puis ouvrez le fichier vidéo traité sur l’interface.
  2. Cliquez sur l’icône De réglage et sélectionnez et ajoutez des paramètres désignés tels que l’angle de la cheville, l’angle des orteils et le déplacement pelvien (axes X et Z) à la liste d’affichage dans la fenêtre contextuelle à droite ( Fichiersupplémentaire 8). Cliquez sur OK, de sorte que les courbes représentant les changements de valeur dans les paramètres apparaissent sur l’interface.
  3. Cliquez sur l’icône Mesure et sélectionnez Traitement Lisse dans son menu de traction. Entrez 20 Hz dans la fenêtre pop-up pour supprimer les fréquences supérieures à 20 Hz dans les courbes (Fichier supplémentaire 9).
  4. Assurez-vous qu’il y a cinq panneaux sur l’interface : la vidéo de marche du rat, le modèle 3D dynamique, les courbes qui représentent les changements de valeur dans les paramètres du cycle de 10 étapes, les courbes qui représentent les changements de valeur moyenne dans les paramètres, et les histogrammes et les diagrammes schématiques qui représentent le rapport de la position et de la phase de variation(Fichier supplémentaire 10).
  5. Cliquez sur le panneau pour les courbes représentant les changements de valeur moyenne dans les paramètres et sélectionnez sortie de données dans le menu de traction(Fichier supplémentaire 11). Ceci produira les valeurs moyennes des angles communs postérieurs de membre, y compris les angles de cheville et d’orteil, le décalage pelvien, et tous les autres paramètres désirés dans les périodes de cycle de 10 étapes.

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Representative Results

Nous avons choisi quatre paramètres pour étudier les changements fonctionnels au fil du temps dans un modèle de blessure d’écrasement de nerf sciatique de rat. Il s’agissait du rapport entre la phase position-swing, le centre de gravité (CoG), les angles de cheville et les angles des orteils dans la phase 9 de la phase9. Vingt-quatre rats ont été assignés au hasard à l’un des quatre groupes : le groupe témoin (C), les rats au premier (1w), au troisième (3w), et au sixième (6w) semaine suivant la blessure gauche d’écrasement de nerf sciatique.

Au moyen d’une analyse cinématique 3D, le rapport moyen de la phase de position ou de swing dans le cycle de 10 étapes a été automatiquement calculé et représenté sur l’interface (Figure 1A-D). Nous avons constaté que le rapport de la phase de position-à-swing a été récupéré après chirurgie.

Le CoG est un point virtuel qui peut être tracé avec un marqueur virtuel par l’appareil de capture de mouvement 3D. Il est situé au point de croix de deux lignes reliant l’une ou l’autre des deux épines iliaques supérieures antérieures à leurs plus grands trochanters contralatéraux. Ainsi, le décalage pelvien en temps réel dans le plan coronal (axes X et Z) entraîne un changement simultané du CoG comme un modèle pelvien construit en 3D est utilisé. Ce changement peut également être mesuré automatiquement. La trajectoire CoG est décrite comme la courbe changeante de la valeur moyenne du décalage pelvien dans les axes X et Z du cycle en 10 étapes. La forme normale de trajectoire de CoG ressemble au signe d’infini (). Nous avons constaté que la forme de la trajectoire CoG n’est revenue à une forme approximativement normale que 6 semaines après la chirurgie (Figure 2A-D).

Les angles normaux de la cheville et de l’orteil dans la phase de « orteil hors » atteignent la valeur maximale pendant la position terminale du cycled’étape 15,mais ces paramètres pourraient être faussement rapportés si le rat a reçu la chirurgie. Néanmoins, l’analyse cinématique 3D nous a permis de déterminer les angles dans la phase de "orteil off" en se référant à la vidéo. La valeur moyenne de l’angle de la cheville ou de l’orteil dans la phase de « décollage » a été calculée à partir du cycle de 10 étapes. Les résultats ont suggéré que les angles de cheville et d’orteil, dans la phase de « bout outre » se soient améliorés dans une direction vers le haut après chirurgie. (Figure 3A-B).

Figure 1
Figure 1 : Position bilatérale et phase de swing. La balançoire droite (magenta), la position droite (rouge), la balançoire gauche (azur) et la position gauche (bleu) sont représentées par leurs barres de couleur respectivement. Les barres jaunes symbolisent les phases de double support. Les panneaux A-D montrent chaque position bilatérale et phase de swing en 10 étapes de cycle pour le groupe témoin (A), 1w (B), 3w (C), et 6w (D) groupes. C - contrôle; 1w - 1 semaine après la chirurgie; 3w - 3 semaines après la chirurgie; 6w - 6 semaines après la chirurgie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Trajectoires CoG. Les panneaux A-D montrent des trajectoires CoG moyennes représentatives pendant les périodes de cycle de 10 étapes pour le groupe témoin (A), 1w (B), 3w (C), et 6w (D) groupes. C - contrôle; 1w - 1 semaine après la chirurgie; 3w - 3 semaines après la chirurgie; 6w - 6 semaines après la chirurgie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Angles de cheville et d’orteil. Les panneaux A et B montrent des changements au fil du temps dans les angles de la cheville et des orteils dans les 10 phases de « toe off » pour le groupe témoin, les groupes de 1w, 3w et 6w (p 'lt; 0.01, par rapport au groupe témoin, 'p’lt;0.01, par rapport au groupe adjacent. Barres d’erreur - erreur standard de la moyenne (SEM); C - contrôle; 1w - 1 semaine après la chirurgie; 3w - 3 semaines après la chirurgie; 6w - 6 semaines après la chirurgie. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Discussion

Dans ce protocole, un rat stable et marchant continuellement est la composante la plus vitale de l’analyse cinématique. La vitesse du tapis roulant a été fixée à 20 cm/s. Cette vitesse de marche n’est en aucun cas considérée comme "élevée" si les rats se déplacent sans contraintes d’espace16. Néanmoins, cette vitesse est trop rapide pour que les rats non formés marchent sur le tapis roulant et entraînerait probablement une démarche anormale et des mouvements non uniformes. Ces événements peuvent sérieusement affecter la fiabilité et l’authenticité des données. Cependant, des vitesses de tapis roulant inférieures à 20 cm/s peuvent amener les rats à cesser de marcher par intermittence, ce qui peut entraîner de grandes déviations et une fiabilité réduite des données. Par conséquent, la formation des rats pour être en mesure de marcher régulièrement dans une ligne droite, vers l’avant sur le tapis roulant est extrêmement important si l’on est d’atteindre une analyse cinématique précise.

En outre, les opérateurs ne doivent pas ignorer les besoins de reconfirmation et d’ajustements fins au cours du processus d’analyse cinématique. Nous avons constaté que la phase d’oscillation représentait 25% du cycle d’étape chez les rats normaux. Cela signifie que les mouvements postérieurs des membres pendant la phase de balançoire se sont accélérés au point où le système de caméra n’a pas été en mesure de capturer avec précision les mouvements en continu et au fil du temps. En outre, la lumière ambiante excessivement lumineuse ou faible, les taches sur les feuilles transparentes de tapis roulant, et les modèles anormaux de mouvement qui se produisent incidemment pendant la marche pourraient avoir comme conséquence une déviation exagérée des étiquettes de traçage des marqueurs attachés aux rats. Ces facteurs pourraient réduire l’exactitude du processus de capture de mouvement. Des ajustements manuels ont été introduits dans le système de traçage des marqueurs pour régler ce problème. À l’aide d’un réglage manuel, des déviations évidentes ou des pertes subtiles de capture de mouvement peuvent être immédiatement corrigées au cours du processus de traçage des marqueurs. En outre, la reconfirmation des changements dans les courbes de plusieurs paramètres traités à l’aide du logiciel d’analyse cinématique a aidé à rechercher et à corriger les défauts dans le processus de traçage des marqueurs. La reconfirmation nous a également permis de générer les données les plus fiables et authentiques.

Par rapport à l’analyse cinématique, les lacunes de l’ISF sont principalement dérivées de sa faible précision et fiabilité, plutôt que des interférences produites par les facteurs susmentionnés. Une étude précédente a également noté que la méthode SFI n’est ni fiable ni reproductible lorsqu’elle est appliquée au cours de la période post-blessure17. D’autre part, la grande précision et la fiabilité de l’analyse cinématique a été largement reconnue. Cependant, de nombreuses applications précédentes n’étaient capables que d’observer et de mesurer les angles désignés, en particulier les angles de cheville10,15,18,19,20. Les limites de l’analyse vidéo bidimensionnelle (2D) empêchent l’étude de paramètres supplémentaires lors des évaluations fonctionnelles.

L’analyse cinématique tridimensionnelle surmonte toutes les lacunes de l’ISF et permet d’enquêter sur de nombreux paramètres supplémentaires. Le modèle numérique 3D est construit à partir d’images capturées par quatre caméras. Par conséquent, cet appareil peut mesurer ou calculer les paramètres avec plus de précision que les méthodes cinématiques 2D conventionnelles. Par conséquent, l’analyse cinématique qui utilise l’appareil de capture de mouvement 3D est très prometteuse en tant que substitut potentiel à d’autres méthodes d’évaluation fonctionnelles.

Cependant, la méthode d’analyse cinématique 3D a plusieurs limites. La formation des rongeurs, l’attachement des marqueurs et le suivi des processus d’examen sont compliqués et prennent beaucoup de temps. Afin d’obtenir des données reproductibles et fiables, l’opérateur doit être bien au courant des étapes critiques requises. Le déplacement de la peau qui se produit pendant la marche des rongeurs est particulièrement susceptible de produire des écarts de données21. En outre, le coût élevé de l’équipement d’analyse cinématique 3D peut entraver sa popularisation et limiter l’utilisation dans les études pertinentes.

Des études antérieures ont révélé que l’analyse cinématique 3D a obtenu des résultats précis et valides dans le contexte du modèle de lésions nerveuses sciatiques de rat9,22. Par conséquent, nous avons des raisons de croire que cette méthode peut être un outil utile pour les évaluations fonctionnelles de divers états de trauma ou de maladie qui impliquent les membres postérieurs, y compris les désordres du système nerveux central et périphérique et les maladies musculo-squelettiques. En outre, en modifiant le positionnement du marqueur, cette méthode peut être utilisée pour évaluer fonctionnellement les mouvements antérieurs des membres. Bien que ces hypothèses nécessitent une vérification plus approfondie par le biais d’expériences futures, nous croyons que l’analyse cinématique à l’aide d’un appareil de capture de mouvement 3D peut inspirer des méthodes d’évaluation fonctionnelles plus prometteuses et jouer un rôle important dans la recherche et les applications cliniques.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à révéler.

Acknowledgments

Cette étude a été soutenue par JSPS KAKENHI Grant Number JP19K19793, JP18H03129, et JP18K19739.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
9-0 nylon suture Bear Medic Corporation. T06A09N20-25
Anesthetic Apparatus for Small Animals SHINANO MFG CO.,LTD. SN-487-0T
ISOFLURANE Inhalation Solution Pfizer Japan Inc. (01)14987114133400
Kine Analyzer KISSEI COMTEC CO.,LTD. N.A. A analysis software
Liquid adhesive KANBO PRAS CORPORATION PT-B180
Micro forceps BRC CO. 16171080
Motion Recorder KISSEI COMTEC CO.,LTD. N.A. A recording software
Standard surgical hemostat Fine Science Tools, Inc. 12501-13
Surgical blade No.10 FEATHER Safety Razor CO., LTD 100D
Surgical hemostat World Precision Instruments 503740
Three-dimensional motion capture apparatus (KinemaTracer for Animal) KISSEI COMTEC CO.,LTD. N.A. A 3D motion analysis system that consists of cameras
Three-dimensional(3D) Calculator KISSEI COMTEC CO.,LTD. N.A. A marker tracing software
Treadmill MUROMACHI KIKAI CO.,LTD MK-685 a treadmill with affialiated the electrical schocker, transparent sheats and a speed control apparatus

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References

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