In vivo Optical cálcio Imaging de aprendizagem induzida por plasticidade sináptica em Drosophila melanogaster

Neuroscience

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Summary

Aqui nós apresentamos um protocolo com que o cálcio pre-e/ou pós-sináptica pode ser visualizado no contexto da aprendizagem e da memória de Drosophila . A imagem latente in vivo do cálcio que usa sensores synaptically localizados do cálcio é combinada com um paradigma olfactory clássico do condicionamento tal que a plasticidade sináptica subjacente este tipo de aprendizagem associativa possa ser determinada.

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Hancock, C. E., Bilz, F., Fiala, A. In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (152), e60288, doi:10.3791/60288 (2019).

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Abstract

Décadas de pesquisa em muitos organismos modelo levaram ao conceito atual de plasticidade sináptica subjacente aprendizagem e formação de memória. Mudanças induzidas pela aprendizagem na transmissão sináptica são muitas vezes distribuídas em muitos neurônios e níveis de processamento no cérebro. Portanto, os métodos para visualizar a plasticidade sináptica dependente da aprendizagem através dos neurônios são necessários. A mosca de fruto Drosophila melanogaster representa um organismo modelo particularmente favorável para estudar os circuitos neuronais de aprendizagem subjacente. O protocolo aqui apresentado demonstra uma maneira em que os processos subjacentes à formação de memórias olfatório associativas, ou seja, atividade sináptica e suas mudanças, podem ser monitorados in vivo. Usando a ampla gama de ferramentas genéticas disponíveis na Drosophila, é possível expressar especificamente indicadores de cálcio geneticamente codificados em populações de células determinadas e até mesmo células individuais. Fixando uma mosca no lugar, e abrindo a cápsula principal, é possível visualizar a dinâmica do cálcio nestas pilhas ao entregar estímulos olfactory. Além disso, demonstramos uma set-up em que a mosca pode ser submetida, simultaneamente, a choques eléctricos para o corpo. Isto fornece um sistema em que as moscas podem submeter-se ao condicionamento olfactory clássico-por meio de que um odor previamente ingênuo é aprendido para ser associado com a punição de choque elétrico-ao mesmo tempo que a respresentação deste odor (e outros odores não treinados) é observada no cérebro através de microscopia de dois fótons. Nosso laboratório relatou previamente a geração de sensores synaptically localizados do cálcio, que permite que um confinar os sinais fluorescentes do cálcio aos compartimentos pre-ou pós-sináptica. A microscopia de dois fótons fornece uma maneira de resolver espacialmente estruturas finas. Nós exemplificamos isso, concentrando-se em neurônios integrando informações do corpo do cogumelo, um centro de ordem superior do cérebro do inseto. Globalmente, este protocolo fornece um método para examinar as conexões sinápticas entre os neurônios cuja atividade é modulada como resultado do aprendizado olfativo.

Introduction

Decifrar onde e como a informação é adquirida no cérebro através da aprendizagem e, posteriormente, armazenada como memória constitui uma das tarefas mais desafiadoras na neurociência1. A pesquisa neurocientífica levou ao conceito de mudança na transmissão sináptica como substrato neuronal que está subjacente à formação de aprendizagem e memória2,3. É supor que, durante a aprendizagem, as conexões sináptica entre os conjuntos neuronal que são ativos durante a percepção de um estímulo tornam-se modificados de modo que seu teste padrão combinado da atividade possa ser recuperado durante a recordação da memória, assim instruindo ação comportamental futura4. Estas "células Engram" e suas sinapses são muitas vezes distribuídas entre as regiões cerebrais e os níveis de processamento, o que dificulta a atribuição de alterações observadas na transmissão sináptica para a aprendizagem de uma tarefa ou um estímulo. Para localizar e Visualizar essas alterações sinápticas que são causalmente ligadas a uma tarefa de aprendizado específica, uma precisa de um sistema de modelo adequado que permita confinar precisamente essas sinapses.

Para tal empreendimento, a Drosophila melanogaster é particularmente adequada porque combina a simplicidade relativa do cérebro, a riqueza comportamental e a acessibilidade experimental. Entre os organismos modelo bem estabelecidos, a Drosophila está situada entre o nematódeo C. elegans e mamíferos geneticamente tratável como camundongos em termos de complexidade neuronal. O número estereotipado de neurônios (~ 300) e o repertório comportamental limitado é observado em C. elegans. Os mamíferos, por outro lado, têm milhões de neurônios e uma complexidade comportamental surpreendente. O cérebro da mosca da fruta é, com o seu ~ 100.000, neurônios significativamente menores do que os cérebros da maioria dos vertebrados, e muitos dos neurônios são individualmente identificáveis5. No entanto, a Drosophila demonstrar um amplo espectro de comportamentos complexos, incluindo uma capacidade de apresentar formação olfatória associativa robusta e de memória, descrita pela primeira vez há mais de 40 anos6. No decorrer deste procedimento de condicionamento clássico, grupos de moscas são submetidos a um odor como o estímulo condicionado (CS+), enquanto eles recebem um choque elétrico punindo como o estímulo não condicionado (EUA). Um segundo odor (CS-) é então apresentado sem qualquer punição. Assim, os animais aprendem a evitar o odor associado com a punição, que pode ser testado em uma situação de escolha subsequente entre os dois odores, CS+ e cs-. O trabalho na dissecação do substrato neuronal subjacente a esse comportamento na Drosophila identificou os corpos de cogumelos (MB) como o local primário do "Engram"7,8,9,10 e, portanto, o circuito desta região cerebral foi e é objeto de intensa pesquisa, a fim de desvendar a lógica pela qual um engrama de memória é adquirido e armazenado (recentemente revisado em11,12).

A Drosophila MB consiste em ~ 2.000 neurônios intrínsecos (células de Kenyon) por hemisfério, organizados em projeções axonais paralelas13. Os axônios dos neurônios de projeção olfativa são estendidos ao protocerebra lateral e aos calyces do MB, o local de entrada dendrítico principal do MB e recebem a entrada olfactory dos lóbulos sensilas. O feixe longo, paralelo dos axônios de pilhas de Kenyon constituem o pedúnculo e os lóbulos. A maioria das células de Kenyon bifurcate formando β/β'-lóbulos horizontais, estendendo uma colateral para a linha média do cérebro, e os lobos verticais α/α'-por estender a segunda garantia projetando na direção dorsal-anterior. O outro grupo de células de Kenyon forma os γ-lóbulos horizontais13 do MB onde o processo de aprendizagem e a formação subseqüente da memória a curto prazo podiam ser localizados10. Os lóbulos MB recebem entrada aferente e proporcionam saída eferente, ambos tipicamente restritos a distintas sub-regiões compartimental ao longo dos axônios da célula de Kenyon14,15,16. Em particular, os neurônios de entrada de MB dopaminérgicos aferentes têm sido mostrados para mediar os efeitos baseados em valor, por exemplo, PUNITIVOS, reforçando na aprendizagem olfatória associativa15,17. Os neurônios de saída de MB eferentes estereotípicos e individualmente identificáveis dos lóbulos de corpo de cogumelo integram informações em um grande número de células Kenyon, segmentam diversas áreas cerebrais e carregam informações apetitoso ou aversivas de comportamento-instrutiva15 . Esta arquitetura neuronal conduziu a um conceito da organização do Engram associativo. Os odores são codificados relativamente precisamente por conjuntos escassamente ativados de células de Kenyon. A atividade coincidente destes conjuntos de células de Kenyon e liberação de dopamina-evocado por punindo estímulos-modula transmissão de células de Kenyon presynapses em MB neurônios de saída, de tal forma que os animais irão subsequentemente evitar este cheiro particular10 ,12. Nós usamos este engrama rather precisamente definido e localizado como um caso paradigmática para ilustrar como estas mudanças aprendizagem-dependentes na atividade sináptica podem ser determinadas e monitoradas.

O valor de Drosophila como um sistema modelo confia fortemente na caixa de ferramentas genética incomparável que permite que um expresse transgenes para identificar, monitorar, e controlar únicos neurônios dentro dos circuitos complexos18. O advento de técnicas de monitoramento de atividade neuronal-como a imagem de cálcio, discutido aqui-permitiu a determinação de padrões de atividade neuronal em resposta a um estímulo específico. Combinando a expressão Gal4-driven específica de indicadores genetically codificados do cálcio (GECIs) com estimulação olfactory, uma pode visualizar a dinâmica odor-evocada do cálcio dos neurônios do interesse19. Neste protocolo, mostra-se que, ao acoplar essa técnica com um paradigma de condicionamento clássico, é possível examinar essas respostas olfativas no contexto da aprendizagem. A plasticidade induzida pela aprendizagem pode ser mais dissecada usando GECIs que não são apenas localizadas a um único Neuron específico, mas também a subcompartimentos específicos de um Neuron. Pech et al.20 estabeleceram uma seleção de ferramentas que permitem exatamente isso. Alvejando o GCaMP321 ao pre-ou ao postsynapse-através da ligação ao vertebrados synaptophysin ou ao Homer de d, respectivamente20-a modulação diferencial destes locais pode ser distinguida. Esta localização confere, neste contexto, uma vantagem sobre a maioria dos GECIs que estão presentes em todo o citosol-por exemplo, GCaMP22, GCaMP321, ou GCaMP623 -porque significa que os transientes pré e pós-sinápticos podem ser distinto do influxo integrado geral do cálcio que ocorre em conseqüência da ativação do neurônio. Isso pode fornecer pistas sobre a localização e os tipos de plasticidade que ocorrem como resultado de ou que causam a formação de aprendizagem e memória. Como um exemplo, o protocolo fornecido aqui mostra o valor desta ferramenta em decifrar a modulação de neurônios de saída MB durante a aprendizagem associativa olfatória, direcionando a expressão do sensor de cálcio para apenas o postsynapse. Monitorando, dentro de uma mosca individual, atividade odor-evocada antes e depois do condicionamento olfactory uma comparação direta pode ser extraída entre uma resposta ingênua do odor e uma resposta aprendida do odor. Embora fixado na mesma Câmara de imagem, as moscas são expostas a uma seleção de odores. Em seguida, eles recebem um protocolo de condicionamento associativo aversivo em que um desses odores é emparelhado com choque elétrico (tornando-se o CS+) e outro odor é apresentado sem reforço (tornando-se o cs-). Finalmente, as moscas são novamente expostos aos mesmos odores como na primeira etapa. A dinâmica do cálcio é observada usando microscopia de dois fótons.

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Protocol

1. moscas transgênicas de frutas, Drosophila melanogaster

  1. A fêmea transversal do Virgin e do macho voa (levantado em 25 ° c na umidade relativa de 60% em um ciclo claro/escuro de 12 h) que carreg as construções desejadas de Gal4 e de UAS25, respectivamente, para produzir as moscas em que os neurônios específicos do interesse expressam um genetically codificado indicador de cálcio.
  2. Age a progêia feminina da Cruz acima até que estejam na faixa de 3-6 dias após a eclosão. As moscas fêmeas são preferíveis por causa de seu tamanho ligeiramente maior.

2. preparação da mosca da fruta para a imagem latente in vivo do cálcio

  1. Selecione uma única mosca fêmea e anestesie no gelo por não mais do que 5 minutos.
  2. Usando o fórceps fino, coloc a mosca na câmara da imagem latente (demonstrada em Figura 1c). Assegure-se de que o tórax e as pernas estejam em contacto com os fios eléctricos na parte inferior da câmara e que a cabeça se estabeleça plana. Fixar a posição da mosca usando fita adesiva clara.
    Nota: Este protocolo requer uma câmara de construção personalizada na qual as moscas são fixas, com a cápsula de cabeça acessível para abertura, e as moscas capazes de receber tanto estimulações de odor para as antenas e choques elétricos para o tórax e pernas (Figura 1).
  3. Usando uma lâmina cirúrgica do bisturi fixada ao punho do bisturi (veja a tabela de materiais), corte uma janela na fita em torno da cabeça da mosca, deixando as antenas cobertas e somente a porção anterior-a mais do tórax expor.
  4. Cerque os lados e a parte traseira da cabeça com a colagem de cura da azul-luz, manipulada com cuidado usando um pino do inseto prendido por maxilas côncavas-convexas. Defina a cola usando uma lâmpada LED azul de emissão de luz.
  5. Verifique se a cola está completamente ajustada e limpe qualquer cola residual não endurecida da superfície dorsal da cabeça de mosca.
  6. Aplique uma gota de solução de Ringer24 (ver tabela de materiais) para cobrir a cutícula exposta da cabeça.
  7. Usando uma faca de facada muito fina, corte através da cutícula. Para a remoção mais eficiente da cutícula, primeiro corte através do posterior da cabeça usando o ocelos como um ponto de partida. Em seguida, cortar cada lado, medial para os olhos, para formar um retalho da cutícula que pode ser facilmente arrancado usando fórceps.
  8. Remover qualquer excesso de cutícula que pode bloquear a região do cérebro de interesse.
  9. Limpe com cuidado a superfície dorsal de toda a traquéia usando o fórceps fino, evitando o rompimento do tecido de cérebro próprio. Remova e refresque a solução de Ringer24 (veja a tabela de materiais) como necessário para limpar a área de detritos de tecido.
  10. Coloque a agulha de entrega de odor hipodérmica em posição, aproximadamente 1 cm da cabeça da mosca. Assegure-se de que não há nada que possa obstruir a entrega do odor às antenas.
  11. No microscópio, conecte a câmara da imagem latente ao sistema da odor-entrega através da agulha hipodérmica da entrega do odor.
  12. Para permitir que a mosca recupere completamente da anestesia e da cirurgia, e para se adaptar ao fluxo de ar, implemente um período de repouso de 10 minutos nesta fase.

3. imagem latente in vivo do cálcio

  1. Use um microscópio multifóton equipado com um laser infravermelho e um objetivo de imersão em água (ver tabela de materiais), instalado em uma tabela de vibração isolada. Para a visualização de indicadores de cálcio baseados em GFP, sintonize o laser com um comprimento de onda de excitação de 920 nm e instale um filtro passa-banda GFP.
  2. Usando o botão de ajuste de Z grosseiro, digitalizar através do eixo Z do cérebro e localizar a região do cérebro de interesse. Use a função de recorte para focar a digitalização apenas nesta área para minimizar o tempo de digitalização e para girar a vista de digitalização de modo que o anterior da cabeça esteja voltado para baixo.
  3. Ajuste o tamanho do quadro para 512 x 512 px, velocidade de digitalização para > 4 Hz e região de digitalização (na dimensão Y) para que os neurônios de interesse sejam cobertos.

4. visualização de transientes de cálcio com odor evocado através de condicionamento olfativo

  1. Use um sistema de entrega do odor19,26 que possa entregar diversos estímulos do odor em uma maneira temporally exata.
    1. Use um computador adicional para controlar o dispositivo e para se comunicar com o software de microscópio de imagem para coordenar estimulações de odor com captura de imagem durante experimentos.
    2. Inicie um pacote macro pré-programado capaz de vincular o software de aquisição de imagem e o programa de entrega de odores (por exemplo, um pacote de macros VBA instalado no software de controle de microscópio, consulte tabela de materiais) que responde a uma entrada externa desencadeamento fornecido pelo início de um protocolo de entrega de odor em um programa separado).
  2. Inicie a medição monitorando o "pré-treinamento"/transientes de cálcio evocados por odor ingênuo em uma resolução de 512 x 512 PX e uma taxa de quadros de 4 Hz. entregar um estímulo de odor 2,5 s ladeado por aquisição de imagem adicional para 6,25 s início odor anterior (para estabelecer um F 0 valor basal) e 12,5 s após o deslocamento do odor. Repita isso com um segundo odorante e, em seguida, com um terceiro odorante.
  3. Continue 3 min após esta medida com condicionamento clássico ("treinamento") a mosca.
    1. Selecione um dos odores apresentados na fase de "pré-treinamento" para se tornar o CS+ odor e outro para se tornar o cs- odor. Apresente o CS+ odor usando o sistema de odor-entregar controlado por computador para 60 s ao lado de 12 90 V choques elétricos.
    2. Após uma ruptura de 60 s, apresente o CS- odor sozinho para 60 s. Use como odorantes 4-methylcyclohexanol e 3-octanol. Não apresente o terceiro odorante (por exemplo, 1-octen-3-OL) durante este treinamento, pois ele é usado como controle apenas antes (etapa 4,2.) e depois (etapa 4,4) a fase de treinamento.
  4. Meça o "borne-treinamento" transientes odor-evocados do cálcio outra vez repetindo o protocolo da estimulação do odor do "pre-treinamento" (etapa 4,2.) 3 minutos após ter terminado a fase do treinamento (etapa 4,3).
    Nota: o momento desta etapa deve refletir o tempo de interesse após a formação da memória (por exemplo, realizar este passo 3-4 min após a etapa de condicionamento para investigar a memória de curto prazo). Tipicamente, as moscas podem sobreviver por várias horas nesta preparação.
  5. Salve arquivos de imagem em um formato apropriado (por exemplo, TIFF) para análise de imagem posterior.

5. análise de imagem

  1. Para analisar imagens, abra arquivos TIFF (ou similares) no software de análise de imagem, como Fiji27.
  2. Alinhe as pilhas usando um algoritmo de correção de movimento para garantir o movimento mínimo nas direções X e Y. Descarte todas as gravações que mostrem movimento forte no eixo Z.
  3. Selecione a ferramenta do software usado para marcar uma região de interesse (ROI) em torno da área que deve ser examinada. Isso deve ser o mais preciso possível para limitar a influência da fluorescência de fundo.
  4. Use a respectiva ferramenta do software para extrair dados de intensidade de fluorescência temporal como arquivos de dados do ROI selecionado, de forma que um valor seja gerado para cada quadro da gravação.
  5. Abra os dados usando um programa de análise de dados para calcular os valores ΔF/F0 para cada traço de odor. F0 = fluorescência média nos 2 s antes do início do odor. ΔF = a diferença entre a fluorescência bruta em um determinado quadro e F0. A partir desses valores, calcule um valor ΔF/F0 para cada quadro que pode ser plotado contra o tempo para refletir a fluorescência relativa durante todo o período de estímulo ao odor.

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Representative Results

Um exemplo de imagens adquiridas com o protocolo acima pode ser observado na Figura 2. d Homer-GCaMP3 é expressado em um neurônio da saída do MB cujos os dendritos inervam o compartimento 1 do MB γ-lóbulo (o neurônio é denominado MVP228,29) e é visado genetically usando a linha Split-Gal4 MB112C16. Também, demonstrado é a diferença na localização subcelular de um citosólico e o indicador de cálcio pós-synapticamente localizado. Ao comparar figuras 2a e Figura 2F, pode-se observar claramente a expressão específica, compartimentada do sensor dhomer-GCaMP314 -sem expressão nos compartimentos axonais do Neuron, e um sinal pontuado visível no compartimento dendrítico. Clear-embora as respostas de menor amplitude-odor podem ser observadas em moscas expressando dHomer-GCaMP3 (Figura 2, painéis inferiores), comparado com moscas expressando citosólica GCaMP6f23 (Figura 2, painéis superiores). Isso demonstra que a ferramenta é eficaz para a visualização de respostas olfativas no nível da pós-sinapse, e, portanto, fornece uma especificidade adicional para o exame dos circuitos neurais subjacentes, neste caso, a codificação de odor e aprendizado olfativo.

Um exemplo deste último pode ser visto na Figura 3. Neste experimento, dHomer-GCaMP3 é expresso como na Figura 2 -no neurônio de saída do corpo de cogumelo MVP2. Este é um neurônio conhecido por ser modulado através da aprendizagem olfativa, de tal forma que a depressão pré-sináptica como resultado do condicionamento olfativo aversivo é refletida em uma resposta pós-sináptica falecido ao odor treinado28,29 e aqui um a confirmação deste resultado é mostrada usando este in vivo o protocolo da imagem latente do cálcio. Os traços de cálcio mostrados na Figura 3 representam dados exemplares de uma mosca individual. Observe que o nível de ruído e a amplitude podem variar entre preparações individuais (por exemplo, comparar a Figura 2e e a Figura 3C-e). Portanto, uma comparação entre animais de pré versus pós-treinamento fornece uma maneira de dar conta da variabilidade interindividual. Claro, o protocolo é adequado para ser transferido para a imagem de outros neurônios de interesse.

Figure 1
Figura 1: construção de uma câmara de montagem e preparação de uma mosca para a imagem latente. (a) passos para a construção da câmara de montagem de mosca. A base é formada por uma lâmina de microscópio padrão (1) coberta com uma malha plástica fina (2). Dois fios eléctricos que transportam cargas opostas (3) são colados à corrediça de cada lado. Os fios são despojados e dobrados para atravessar o slide (4) rodando paralelo um com o outro, mas não em contato. Camadas de fita adesiva clara (5) são adicionadas até atingir a altura de uma mosca (aproximadamente 1 mm). Um canal é cortado através da fita verticalmente (6), aproximadamente 1 mm de largura para caber a largura de uma mosca. Uma plataforma elevada feita da fita adesiva desobstruída (7) é construída apenas acima dos fios elétricos para dar forma a um descanso para a cabeça da mosca enquanto o tórax está em cima dos fios. (b) ilustração esquemática da mosca posicionada o microscópio do dois-fóton. A estimulação do odor é conseguida através de uma agulha hipodérmica posicionada na frente da cabeça da mosca (inserida através do canal na fita (6) e no topo da plataforma (7) para direcionar os odores para as antenas). (c)-(h) fixação e abertura da cabeça de mosca. (c) uma mosca fixada dentro da câmara de imagem, dentro do canal (barra de escala = 1 mm) e mantida no lugar por um pedaço fresco de fita adesiva clara sobre toda a mosca. (d) magnificada vista da mosca em posição. Barra de escala = 0,1 mm. (e) uma janela é cortada na fita em torno da cabeça da mosca. (f) a cabeça é fixada mais com a colagem de luz-cura azul. (g) a cápsula da cabeça é coberta com a solução de Ringer e aberta. (h) preparação completa do cérebro com excesso de tecido e traquéia (tecido branco visível em (g) removido). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: cálcio localizado Postsynaptically visualizado usando dHomer-GCaMP3. (a) imagens da microscopia confocal que mostram a expressão do GCaMP6f (i) e localizou pós-sinapticamente localizado dHomer-GCaMP3 (II) no neurônio da saída do MB MVP2. Seta verde indica a subregião γ1 do MB γ-lóbulo. Barras de escala = 15 μm. (b)-(d) imagens capturadas com microscopia de excitação de dois fótons dos genótipos acima, mostrando a fluorescência in vivo dos respectivos sensores de cálcio. (b) F0 (fluorescência basal) imagens, demonstrado como uma projeção de intensidade média dos 2 s antes do início do odor. Barras de escala = 10 μm. (c) F imagens deodor (fluorescência durante a estimulação do odor), demonstrado como uma projeção de intensidade média sobre o período de resposta ao odor (2,5 s). (d) ΔF imagens geradas subtraindo f0 imagem de fodor imagem, para mostrar o sinal de resposta de odor real. (e) ΔF/f0 traços das moscas acima dos respectivos genótipos através de uma estimulação do odor (barra cinzenta). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: plasticidade pós-sináptica induzida pela aprendizagem visualizada via dHomer-GCaMP3. (a) esquemático dos protocolos de condicionamento utilizados nesses experimentos. As respostas ingênuas do odor, antes do condicionamento ("pre") são medidas primeiramente. Então cada mosca experimenta um de três protocolos possíveis do condicionamento: "emparelhado", onde um odor (CS+) é emparelhado com os choques elétricos (e.u.) e o outro (cs-) não é reforçado; "Apenas odores", onde apenas os odores são apresentados, ambos sem reforço, para controlar os efeitos de exposição ao odor; e "choques apenas", onde apenas choques eléctricos são apresentados sem quaisquer estímulos de odor, para controlar os efeitos de exposição ao choque. Após esta fase de condicionamento, as moscas são então expostas ao "pre" odores novamente para testar a atividade de odor-evocado alterado ("post"). (b) um exemplo da modulação da resposta do odor em conseqüência da apresentação emparelhada do odor/choque. A supressão forte da resposta ao odor de CS+ pode ser considerada na subregião γ1 (linha pontilhada). (c)-(e) traços de resposta ao odor da mesma mosca que em (b), mostrando que este efeito de supressão só é observado no caso do odor treinado. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Discussion

A dissecção dos circuitos neurais subjacentes à aprendizagem e à memória é um objetivo proeminente no campo da neurociência. A acessibilidade genética da Drosophila e a amplitude e facilidade de testes comportamentais fazem desta uma ferramenta ideal para investigar tais fenômenos. Aqui, um método é apresentado com o qual é possível visualizar, dentro de moscas individuais, a modulação que ocorre em um nível subcelular como resultado do condicionamento olfativo. Ao realizar o pré-treinamento e a visualização pós-treinamento da dinâmica do cálcio evocado por odor, estabelecida pela primeira vez pelo nosso grupo17, é possível traçar uma comparação direta, dentro dos animais entre as respostas de odor ingênuo e aprendido e, portanto, examinar a plasticidade dos neurônios de interesse. Isto confere uma vantagem a este protocolo sobre avaliações do masse do en (usado no condicionamento olfactory classical) porque os Estados do pre-e do borne-treinamento podem quantitativamente ser avaliados para indivíduos, que permite que um determine o Inter-individual Variabilidade. Além disso, o procedimento de treinamento realizado diretamente o microscópio é em grande parte equivalente ao paradigma de condicionamento olfativo clássico tipicamente usado em experimentos comportamentais e não envolve a estimulação optogenética artificial dos neurônios. Naturalmente, segurar as moscas pequenas e com cuidado abrir a cápsula principal sem danificar o tecido de cérebro ao manter os órgãos sensoriais intactos exige um nível de perícia que possa ser ganhado pelo treinamento meticuloso e repetido, não ao contrário da extensão vista em avaliações fisiológicas como a eletrofisiologia.

Adicionalmente, o potencial para usar indicadores localizados do cálcio para examinar a plasticidade no único nível do neurônio é demonstrado-adicionando a maior precisão à dissecção neuronal do circuito. Isto é exemplificado mostrando uma depressão aprendizagem-induzida de uma resposta pós-sináptica em um neurônio well-investigado da saída do MB28,29. As estirpes de Drosophila que expressam uma variedade de sensores de fluorescência localizados sináticamente controle UAS estão disponíveis, por exemplo, expressando o sensor pré-sinapticamente localizado synaptophysin-GCaMP3 ou o sensor fluorescente vermelho de sináptica transmissão Synaptophysin-pHTomato20. Naturalmente, a variedade de proteínas do sensor da fluorescência pode ser implementada usando o protocolo descrito acima.

Técnicas de imagem óptica são, em geral, limitadas pela resolução temporal e espacial do sistema de aquisição de imagens microscópicas (por exemplo, um microscópio de dois fótons) e a resolução temporal do próprio sensor (por exemplo, a cinética do sensor de cálcio). Gravações eletrofisiológicas, por exemplo, usando eletrofisiologia de pinça de remendo de SOMATA de neurônios no cérebro de Drosophila , ainda oferecem uma resolução temporal incomparável, mas sem fornecer qualquer precisão espacial. Devido à especificidade da expressão gênica em neurônios de interesse combinados com a localização subcelular do sensor, as técnicas de imagem óptica podem potencialmente complementar técnicas eletrofisiológicas para revelar a plasticidade neuronal subjacente aprendizagem e formação da memória. O progresso contínuo no desenvolvimento de sensores de fluorescência talvez forneça a possibilidade de fundir proteínas do sensor com cinética mais rápida ou rácios de sinal-ruído mais altos (por exemplo, variantes GCaMP623) com proteínas localizadas synapticamente como dHomer. Além disso, os recentes avanços no estabelecimento de técnicas microscópicas com taxas de aquisição mais rápidas ou maior resolução espacial provarão ser inestimáveis em um ajuste mais aprofundado da nossa abordagem.

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Disclosures

Os autores não têm nada a revelar.

Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado pelo Conselho alemão de pesquisa através do centro de pesquisa colaborativa SFB 889 "mecanismos de processamento sensorial" e da unidade de pesquisa para 2705 "dissecção de um circuito cerebral: estrutura, plasticidade e função comportamental do Corpo de cogumelo Drosophila ".

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1-Octen-3-ol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA O5284 Chemical used as odorant
3-Octanol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA 218405 Chemical used as odorant
4-Methylcyclohexanol Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA 153095 Chemical used as odorant
Bandpass filter for EGFP (525/50 nm) Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany
Clear adhesive tape Tesa SE, Norderstedt, Germany Standard claer adhesive tape
Concave-convex jaws Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 10053-09 Blade Holders with concave-convex jaws
Fine forceps Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 11412-11 Forceps with tip 0.1 x 0.06mm
Hypodermic needle Sterican - B. Braun, Melsungenk, Germany 4665120 1.20x40mm
Insect Minutien pins Fine Science Tools, North Vancouver, Canada 26002-10 Diameter 0.1mm, tip 0.0125mm
Kentoflow Kent Express Dental Supplies, Gillingham, UK 953683 Blue light-curing glue
Microscope slide Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Germany 0656.1 Standard objective slide 76 x 26 mm
Mineral oil Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA M8410 Used as diluent for odorants
Mode-locked Ti-Sapphire laser Chameleon Vision 2 Coherent Inc., Santa Clara, CA, USA Tunable infrared femtosecond laser
Multiphoton Microscope LSM 7MP equipped with BiG detectors Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany Multiphoton microscope, multiple companies provide similar devices.
Plan-Apochromat 20x (NA = 1.0) water immersion objective Carl Zeiss Microscopy GmbH, Jena, Germany 421452-9900-000 Objective W "Plan-Apochromat" 20x/1.0 DIC M27 70mm
Ringer's solution n.a. n.a. 5mM KCl, 130mM NaCl, 2mM MgCl2, 2mM CaCl2, 5mM Hepes-NaOH, 36mM sucrose, pH = 7.4
Stab knife Sharpoint, Surgical Specialties Corporation, Reading, PA, USA 72-1551 5.0mm Straight restricted blade depth
Surgical scalpel blade Swann-Morton, Sheffield, UK 0303 Product No. 11
Surgical scalpel handle Swann-Morton, Sheffield, UK 0907 Product No. 7S/S
Visual Basics of Applicatons (VBA) software to receive a trigger
from the odor-delivery device and the electric shock
application device (power supply) to interact with the
ZEN software from Zeiss that controls the microscope.
Custom-written and available upon request n.a. n.a.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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