Isolation og kultur af menneskelige modne adipocytter Ved hjælp af membran modne Adipocyte aggregatkulturer (MAAC)

Biology
 

Summary

Membran modne adipocyte samlede kultur (MAAC) er en ny metode til kultur modne menneskelige adipocytter. Her beskriver vi, hvordan du isolerer adipocytter fra menneskelig fedt, og hvordan du konfigurerer MAAC.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Alexandersson, I., Harms, M. J., Boucher, J. Isolation and Culture of Human Mature Adipocytes Using Membrane Mature Adipocyte Aggregate Cultures (MAAC). J. Vis. Exp. (156), e60485, doi:10.3791/60485 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Hvid fedtvæv (WAT) dysregulering spiller en central rolle i udviklingen af insulinresistens og type 2 diabetes (T2D). For at udvikle nye behandlinger for T2D kræves der mere fysiologisk relevante in vitro adipocytemodeller. Denne undersøgelse beskriver en ny teknik til at isolere og kultur modne menneskelige adipocytter. Denne metode har titlen MAAC (membran modne adipocyte samlede kultur), og sammenlignet med andre adipocyte in vitro modeller, MAAC besidder en adipogenic gensignatur, der er tættest på frisk isolerede modne adipocytter. Ved hjælp af MAAC, kan adipocytter dyrkes fra magert og fede patienter, forskellige fedt depoter, co-kulturmed forskellige celletyper, og vigtigere, kan holdes i kultur i 2 uger. Funktionelle eksperimenter kan også udføres på MAAC herunder glukose optagelse, lipogenese, og lipolyse. Desuden reagerer MAAC robust på forskellige farmakologiske agonisme og kan bruges til at studere adipocyte fænotypiske ændringer, herunder transdifferentiering af hvide adipocytter i brunlignende fedtceller.

Introduction

Den verdensomspændende stigning i fedme og fedme-relaterede co-morbiditeter kræver udvikling af nye terapeutiske. Hvidt fedtvæv (WAT) er en vigtig regulator af hele kroppen stofskifte, energi homøostase, og er en central aktør i udviklingen af insulinresistens og type 2 diabetes (T2D)1,2. Under kronisk overskydende kalorieforbrug, adipocytter udvide til at håndtere overskuddet af energi. Men, adipocyte lipid lagerkapacitet kan blive overskredet, hvilket resulterer i en stigning i cirkulerende niveauer af fedtsyrer og øget opbevaring i perifere ikke-fedtvæv og fører til lipotoksicitet3,4.

Manglen på adipocyte in vitro-modeller med høj translationel relevans er en central udfordring i udviklingen af nye behandlinger for fedme og T2D. Ex vivo explant model, hvor små stykker fedtvæv er dyrket, er forbundet med hurtige ændringer i adipogene genekspression drevet af hypoxi og betændelse5,6. Loftkulturer (CC'er), hvor modne adipocytter flyder og klæber til toppen af mediefyldte kolber, hurtigt dedifferentieres til fibroblastlignende celler, der mangler lipid7,8,9,10. Den mest almindeligt anvendte model er adipocytter differentieret in vitro fra engagerede prækursorer. De differentierede celler er dog morfologisk adskilt fra modne adipocytter in vivo, da de er meget mindre i størrelse og mangler en unilocular lipid dråbe. Andre begrænsninger med denne model omfatter det ufysiologiske behov for en kemisk cocktail for at drive differentiering samt variation i differentieringseffektivitet , som kan påvirkes af en række faktorer11,12,13,14.

Vi har for nylig udviklet membran modne adipocyte samlede kultur (MAAC), en metode til langsigtet kultur af friskisolerede modne adipocytter, hvor adipocytter er dyrket under gennemtrængelige membraner10. Uvildig analyse af RNA-sekventeringsdata har vist, at maac i forhold til fedtvævsexplanter og in vitro-differentierede adipocytter minder mest om friskisolerede adipocytter. MAAC kan bruges til at dyrke modne adipocytter isoleret fra både subkutane og visceral fedtvæv, samt adipocytter fra både fede og magert emner. Denne metode gør det muligt at studere langsigtede adipocyte fænotypiske ændringer og letter co-kultur af adipocytter med andre celletyper. Her giver vi en detaljeret protokol for isolering af modne adipocytter fra humant fedtvæv, og hvordan man opretter MAAC-systemet.

   

Protocol

Anonyme prøver af fedtvæv blev indsamlet fra maveregionen af kvindelige patienter, der gennemgik elektiv kirurgi på Sahlgrenska Universitetshospital i Göteborg, Sverige. Alle forsøgspersoner modtog skriftlige og mundtlige oplysninger, før de gav skriftligt informeret samtykke til brugen af vævet. Undersøgelserne blev godkendt af The Regional Ethical Review Board i Göteborg, Sverige.

BEMÆRK: Der findes en oversigt over metoden i figur 1.

1. Forberedelse af buffere, vævkultur medier, og kultur plader

  1. Forbered en 5x Krebbs Ringer (KR) lager ved at opløse 35,1 g NaCl, 1,75 g KCl, 0,82 g KH2PO4,og 1,48 g MgSO4·7H2O i 900 ml vand. Der tilsættes 1,84 g CaCl2·2H2O, og volumenet justeres til 1 L ved at tilsætte vand. Sterilt filter gennem et filter på 0,22 μm og opbevares ved 4 °C.
  2. Fra 5x KR lager, forberede 1 L buffer indeholdende 1x KR, 25 mM HEPES, 2 mM glukose, og 2% kvæg serum albumin (BSA) (benævnt det i det følgende benævnt vaske buffer). Juster pH til 7,4.
  3. Forbered 500 ml kollagen buffer, der indeholder 1x HBSS + CaCl2 + MgCl2,2% BSA, og 450 ml vand (benævnt i det følgende som fordøjelse buffer).
    BEMÆRK: Kollagennase bør ikke føjes til fordøjelsesbufferen, før fedtvævet er blevet vejet i trin 2.2.
  4. Juster pH-værdien af Medium 199 til 7,4.
  5. Sterilt filter både buffere og medium 199 gennem en 0,22 μm filterkolbe og varm til 37 °C.
    BEMÆRK: For at spare tid kan vævskulturmediet tilberedes og tilføjes til plader, før de behandler fedtvævet. For et 24-brønds pladeformat (Figur 1A) skal du bruge 0,5−1 ml/brønd af Dulbeccos modificerede Eagles medium/Hams næringsstofblanding F12 (DMEM/F12), 10 % føtal kvægserum (FBS), 1% penicillin-streptomycin (penn/strep) og 20 nM insulin. Små molekyler og andre stabile farmakologiske agenser kan også tilsættes på dette tidspunkt til medierne i det ønskede layout. Pladerne anbringes i en vævskulturkuvøse (37 °C, 5% CO2).

2. Dissektion af humant subkutan fedtvæv

BEMÆRK: Arbejd i et biologisk sikkerhedsskab, og brug steril teknik gennem hele isolationsprocessen samt eksklusiv brug af autoclaved og sterilt udstyr.

  1. Placer det menneskelige fedtvæv i en 15 cm petriskål og tilsæt en lille mængde medium 199 for at holde det fugtet under dissektion.
  2. Arbejde med stykker af fedt omtrent på størrelse med en golfbold, greb store fibrotiske fartøjer med pincet og forsigtigt frigive adipocytter ved at skrabe fedt med bagsiden af lukkede saks. Kassér de store stykker fibrotisk væv. Afvej det trimmede fedt.

3. Behandling af kollagen

  1. Tilføj kollagennase til fordøjelsesbufferen (se trin 1.3) ved en koncentration på 1 mg/ml. Sterilt filter opløsningen ved hjælp af et 0,22 μm sterilt filter.
    BEMÆRK: Tre ml fordøjelsebuffer pr. gram fedt anbefales (dvs. for 100 g fedt, forbered 300 ml fordøjelsesbuffer med 300 mg type 2 kollagen).
    FORSIGTIG: Type 2 Collagenase er farligfor øjnene, huden og kan forårsage irritation af luftvejene. Bær handsker, øjenbeskyttelse, og arbejd i en ventileret hætte, når du håndterer kollagen.
  2. Flyt ca. 10 g fedtvæv til en 15 cm petriskål og hakke fedtet omhyggeligt ved hjælp af et par buede saks, indtil det bliver en glat homogen blanding, og der er ingen store stykker fedt tilbage. Gentag processen, indtil alt fedtet er blevet forarbejdet.
    BEMÆRK: Hver runde skal tage ca. 2 min, og fedtstykkerne skal være små nok, så de kan pipetteres ved hjælp af en bredboret pipettespids. Dette trin er afgørende for at give høj kvalitet adipocytter. Hvis brikkerne er for store, vil fordøjelsestiden skal forlænges, hvilket kompromitterer celleviabilty.
  3. Overfør hakket fedt i 50 ml koniske rør ved hjælp af en ske. Tilføj 10 ml hakket væv og 30 ml fordøjelsesbuffer til hvert rør. Skaler ned til passende mængder, hvis der er mindre end 10 ml hakket fedt.
  4. Vævet fordøjes ved 37 °C i en rystende kuvøse med konstant omrøring ved 150 omdr./min. i 30−45 min. Efter 30 min, kontrollere processen hver 5 min for at undgå over-fordøjelse.
    BEMÆRK: Fordøjelsen er færdig, når fedtopløsningen er homogen uden store stykker og har en abrikosfarve.

4. Filtrering af cellesuspensionen og rensningen af de modne adipocytter

  1. Placer en tragt oven på en 1 L steril kolbe, og anbring et sterilt 250 μm meshfilter inde i tragten. Hæld den fordøjede fedtopløsning i filteret for at fjerne det ufordøjede væv.
  2. Når alle adipocyte suspensionen er passeret gennem filteret, forsigtigt klemme mesh filter for at øge udbyttet af adipocytter. Hæld ca. 50−100 ml vaskebuffer i filteret for at skylle den og klemme filteret igen.
  3. Hæld den isolerede adipocyte suspension fra kolben i en separation tragt og tilsæt vask buffer, indtil tragten er næsten helt fyldt. Vend forsigtigt tragten et par gange for at blande adipocytsuspensionen med bufferen.
  4. Lad suspensionen stå i 2−3 min, indtil der er en særskilt adskillelse på 2 lag(figur 1B),med et topgult lag, der indeholder de modne adipocytter og frie lipider og et bundlag, der indeholder bufferen og den fedte stroma vaskulære fraktion (SVF).
  5. Åbn dysen på separationstragten, og udluft langsomt bundopløsningen til en steril kolbe (celler fra SVF kan pelleteres og opsamles efter centrifugering ved 200 x g i 7 min). Hold det øverste lag med de modne adipocytter i separationstragten.
  6. Gentag vaskeprocessen i trin 4.3−4.5 tre gange for grundigt at vaske de modne adipocytter og fjerne alle kollagenerne.

5. Pakning af de modne adipocytter

  1. Åbn dysen og saml den rensede modne adipocyte suspension i 50 ml koniske rør.
  2. Pak let de modne adipocytter ved at dreje rørene med 50 x g i 3 min.
  3. Brug en 18 G-nål og en sprøjte til at fjerne den resterende vaskebuffer under adipocytesuspensionen.
  4. Fjern det frie lipidlag (olie fra den lille del af adipocytter, der brød under isolationsproceduren) og flyder oven på de modne adipocytter ved hjælp af en pipette.
    BEMÆRK: For at reducere risikoen for, at adipocytter vil dryppe membranerne i trin 6.5, er det vigtigt, at lipidlaget og alle vaskebufferer er blevet fjernet, når de modne adipocytter er seedet på membraner. Af denne grund indsamle adipocytter i 3 rør. De prøver, der indsamles sidste vil have den mest fremførbare lipid og vil derfor være af den laveste kvalitet. Men med omhyggelig pipettering disse prøver kan anvendes.

6. Seedning af modne adipocytter

  1. Åbn pakken, der indeholder de gennemtrængelige membranskær (Materialetabellen) og udtag membrankomponenten. Vend den på hovedet og læg den på en steril overflade, så membranerne vender mod loftet.
  2. Pipette 30 μL emballeret modne adipocytter på hver af membranerne (figur 1C). Undgå at røre membranen med spidsen. Brug bredborepipettespidser til at frø cellerne, eller brug en saks til at afskære et lille stykke pipettespids for at gøre den bredere.
  3. Forsigtigt vende de 50 ml rør med pakket adipocytter flere gange i hele seedning proces for at sikre en jævn fordeling af adipocytter med forskellige størrelser.
  4. Bring de forberedte flerbrøndplader, der indeholder medierne fra rugemaskinen, til biosikkerhedsskabet og fjern lågene. Saml membranerne, der er seedet med adipocytter, og tag den fra bunden, så den kan vendes i trin 6.5.
  5. I en jævn bevægelse invertere membranerne med adipocytter på toppen, således at de seedede adipocytter nu vender nedad (Figur 1D). Sænk pladen med adipocytter i de brønde, der indeholder medier (figur 1E).
  6. Læg låget på pladen og overfør forsigtigt pladen til en vævskulturkurøse. Undgå hurtig bevægelse af pladen, da adipocytter nemt kan løsnes i første omgang.
    BEMÆRK: Det tager et par dage for cellerne at holde sig mere fast til membranen.

7. Vedligeholdelse af Adipocytter og høst til analyse

  1. Skift medierne mindst hver 7. Fjern og tilføj medier via udskæringshullet i hver membranindsats. For at fjerne mediet skal du bruge en sprøjte og en nål, en aspirerende tryllestav eller en pipette med p200-spids. Hvis du vil tilføje medier, skal du bruge en pipette og langsomt pipette nye medier ind i brøndene langs siden af væggen for at undgå at forstyrre adipocytter.
    BEMÆRK: Adipocytter har været dyrket i 2 uger med et medieskift efter 7 dage. Forskellige fedtoprindelser og eksperimentelle spørgsmål kan dog drage fordel af øgede medieændringer.
  2. Hvis du vil høste RNA, skal du fjerne mediet som beskrevet i trin 7.1 og tilsættes 500 μL lysisbuffer (Materialetabel) direkte i brøndene til at lyse cellerne. For at fastsætte cellerne til billeddannelse, tilføje formaldehyd direkte til brønden ved en endelig koncentration på 1%.
    BEMÆRK: Cellerne kan derefter opbevares ved 4 °C.

Representative Results

Modne adipocytter dyrket som MAAC bevarer deres funktion, fænotype, og kan bruges til at studere adipocyte svar på forskellige farmakologiske behandlinger. Efter 1 uges kultur MAAC isoleret fra subkutan fedtvæv opretholde den karakteristiske unilocular lipid dråbe findes kun i modne adipocytter (Figur 2A). MAAC blev dyrket i 1 uge, mens behandlet med enten PPARγ agonister rosiglitazone (Rosi) og pioglitazone (Pio), eller glukokortikoide receptor (GR) agonist dexamethason (Dex) at afgøre, om forskellige nukleare hormon receptor (NHR) agonister drev forudsagte ændringer i downstream gener mål i MAAC. Rosi og Pio øgede ekspressionen af PPARγ responsive gener FABP4 og LPL med henholdsvis 4 og 2−3 gange, mens dexamethason ikke havde nogen effekt (figur 2B). Tilsvarende dexamethason robust kørte genekspression af GR mål gener APOD og FKBP5 med 13- og 55-fold henholdsvis, mens PPARγ agonists havde ingen væsentlige virkninger. Vi har tidligere vist, at friskisolerede menneskelige modne hvide adipocytter kan differentiere sig til en brun-lignende fænotype i MAAC, når de behandles med Rosi10. En 7 dages behandling med Rosi eller Pio induceret genekspression af det brune fedtspecifikke gen UCP1 med 44-65 gange, samt øget ekspressionen af den brune fedtmarkør PDK4 12-18 fold (Figur 2C).

Figure 1
Figur 1: Visuelt diagram over MAAC-opsætning. (A) Forberedelse af medium. (B) Isolering og pakning af modne adipocytter. (C) Såning modne adipocytter på membraner. (D) Inverterende membraner og samtidig holde adipocytter fastgjort. (E) Sænkning af membranerne i mediet og udskiftning af mediet. Dette tal er blevet ændret fra Harms et al.10. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: MAAC fastholder unilocular udseende gennem en uge og reagere på forskellige farmakologiske agonisme. (A) Repræsentative 4x og 10x lyse felt billeder af MAAC efter en uge med kultur. Adipocytter, der har en gennemsnitlig diameter på 100 μm med store unilocular lipid dråber er let mærkbar. (B) mRNA-niveauer af PPARγ målgener og glukokortikoidereceptor (GR) er rettet mod gener i MAAC efter 7 dages behandling med køretøj (Vehc), rosiglitazone (Rosi), pioglitazone (Pio) eller dexamethason (Dex). Rosi, Pio og Dex blev alle anvendt ved en endelig koncentration på 10 μM. (C) mRNA-niveauer af brun fedtberigede gener i MAAC efter 7 dages behandling med køretøj (Vehc), rosiglitazone (Rosi), pioglitazone (Pio) eller dexamethason (Dex). Rosi, Pio og Dex blev alle anvendt ved en endelig koncentration på 10 μM. For alle genekspressionsdata blev TATA-bindende protein (TBP) anvendt som en intern normaliseringskontrol. Statistikken blev beregnet ved hjælp af envejs ANOVA med Tukey's multiple sammenligninger test. (gennemsnitlig ± SD, n = 3, *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001). Klik her for at se en større version af denne figur.

   

Discussion

Membran modne adipocyte samlede kultur (MAAC) er en ny metode til den langsigtede kultur af frisk isolerede modne adipocytter. Ved oprettelsen af MAAC er der et par kritiske trin i protokollen, der i høj grad påvirker udbyttet, kvaliteten og levedygtigheden af de modne adipocytter. En stor indsats bør sættes i hakke fedt i trin 3,2, da dette trin direkte påvirker den tid adipocytter er udsat for kollagen. Hvis fedtstykkerne er for store, skal fordøjelsestiden forlænges, hvilket påvirker cellernes levedygtighed negativt. Omvendt, hvis vævet behandles for fint med en saks, levedygtighed kan påvirkes så godt. For en vellykket kultur af modne adipocytter som MAAC, bør man være særlig opmærksom på følgende trin: for en vellykket seedning af adipocytter på membranerne, er det afgørende, at gratis lipid og fremførsel vask buffer fjernes fra de modne adipocytter i trin 5.3 og 5.4. Resterende lipid eller vask buffer vil reducere overfladen spænding adipocytter og øge risikoen for adipocytter dryppende-off membranerne, når de er vendt. Når adipocytter er seedet og i medierne, forbliver cellerne i kontakt med membranen primært gennem opdrift, og dermed anbefales en langsom og blid teknik, når medierne skifter til ikke at miste celler. Fjern medier fra bunden af brøndene som beskrevet i trin 7.1, og tilføj medier ved langsomt at pipettere medier ned ad siderne af væggene. Endelig er et forslag til tidsbesparelse at forberede pladerne med medier og behandlinger før adipocyte isolationsprocessen. Især for komplekse eksperimentelle designs, pre-forberede pladerne kan spare meget tid og sikrer, at adipocytter er placeret i medierne med deres behandlinger, så snart de er isoleret.

En fordel ved at bruge MAAC i forhold til at differentiere preadipocytter er, at MAAC medier, der anvendes, er meget enkel og kræver ikke en ufysiologisk hormon cocktail. Her har vi dyrket MAAC i glukose-rige medier (DMEM/F12), 10% FBS, 1% penn / strep, og 20 nM insulin. Vigtigere er det, vi har konstateret, at insulin er absolut nødvendig for rosiglitazone / pioglitazone drevet induktion af UCP110. Insulin er dog ikke forpligtet til at opretholde cellernes adipogene fænotype. Afhængigt af det eksperimentelle spørgsmål kan insulin derfor medtages eller udelades.

Proceduren beskrevet ovenfor er blevet optimeret til isolering og kultur af menneskelige adipocytter. Men, mus, og muligvis andre organisme adipocytter, kan også dyrkes som MAAC. Hvis mus adipocytter skal dyrkes som MAAC der er yderligere overvejelser og forholdsregler, der bør holdes i tankerne. Vi har konstateret, at modne adipocytter fra mus er langt mere skrøbelige end dem fra mennesker. Som følge heraf bør fordøjelsestiden forkortes til et absolut minimum for at øge cellelevedygtigheden. Vi fandt også ud af, at adipocytter fra unge mus (8 uger gamle og yngre) gav de mest robuste og reproducerbare resultater. Endelig kan mus MAAC dyrkes i op til en uge, men da deres adipogene fænotype synes mindre stabil end mennesker (som kan dyrkes gennem mindst to uger) anbefaler vi dyrkning mus MAAC for den mindste nødvendige tid til at løse eksperimentelle spørgsmål.

Da MAAC-modellen er baseret på brug af gennemtrængelige membraner, er en fordel ved denne teknik muligheden for at sammensmelte modne adipocytter med andre celletyper. Vi har tidligere vist evne til modne adipocytter og makrofager til krydstale gennem brug af MAAC10. Dette åbner mulighed for yderligere at udforske forbindelsen mellem fedme, insulinresistens, og immunrespons15,16,17. Fremtidige eksperimenter kan omfatte andre celletyper såsom hepatocytter, preadipocytter, endotelceller eller pancreasceller for yderligere at øge kompleksiteten og den translationelle relevans af MAAC-modellen og undersøge krydstale mellem flere celletyper.

Selv om MAAC har vist sig at være overlegen i forhold til at opretholde funktionalitet og identitet adipocytter i forhold til andre adipocyte in vitro modeller, det har også begrænsninger, der skal overvejes. I forhold til at bruge adipocytter differentieret fra prækursorceller, MAAC er en mere besværlig og tidskrævende model. Plader med membraner er også dyrere i forhold til almindelige cellekulturplader. Det er vigtigt, at modne adipocytter skal være friskisolerede hver gang ved såning og kan ikke udvides eller fryses til bestande som prækursorceller. Dette kræver således at have adgang til friske hvide fedtvævsprøver, men tilføjer også et kompleksitetsniveau, der stammer fra donor til donorvariationer.

Her har vi fremlagt en detaljeret protokol for isolering af modne menneskeadipocytter og opsætning af MAAC. Vi har vist, at adipocytter dyrket som MAAC forbliver levedygtige gennem to uger, deres adipogene gensignatur bevares, og de reagerer på forskellige farmakologiske agonisme. Brug AF MAAC giver mulighed for undersøgelse af cross-talk betweeen adipocytter og andre celletyper, og vurderingen af langsigtede fænotypiske ændringer af modne adipocytter som reaktion på forskellige stimuli.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Vi takker Xiao-Rong Peng og Stefan Hallen for at have skaffet ressourcer og optimeret adipocytisolationen Martin Uhrbom for teknisk bistand, og Daniel Olausson og Malin Lönn for at koordinere og levere den menneskelige fedt.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Autoclaved scissors
Autoclaved spoons
Autoclaved tweezers
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma-Aldrich A6003
Buffer RLT QIAGEN 79216 Lysis buffer
CaCl2*2H2O Sigma-Aldrich C7902
Conical tubes, 50 mL
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G7528
DMEM/F-12 Gibco 31331-028
Fetal bovine serum (FBS) Gibco 10270-106
Filter flask 0.2 µm pore size, 75 mm Thermo Scientific 156-4020 500 mL
Filter flask 0.2 µm pore size, 75 mm Thermo Scientific 158-0020 1000 mL
HBSS+CaCl2+MgCl2 Gibco 14065-49
HEPES buffer solution (1M) Gibco 15630-056
High-Capacity cDNA Reverse Transcription kit Applied Biosystems 4368814
Insulin (Actrapid Penfill) Novo Nordisk A/S
KCl Merck 104936
KH2PO4 Merck 104873
Medium 199 Gibco 10012-011
Mesh filter (250 µM) Sintab AB 6111-025043
MgSO4*7H2O Sigma-Aldrich M1880
NaCl Sigma-Aldrich S7653
Needles, 18 G, 1.20 mm x 40 mm Sterican 613-2948
Pencillin-Streptomycin (Penn/Strep) Gibco 15140
Petri dishes, 150 mm x 21 mm Thermo Scientific 168381
Power SYBR Green PCR master mix Applied Biosystems 4367659
Quantstudio 7 Flex Real-Time PCR machine Applied Biosystems
RNeasy Mini kits QIAGEN 74106
Separation funnel VWR 527-0008 For large scale preparation
Separation funnel VWR 527-0005 For small scale preparation
Shaking incubator (37 °C)
Syringes, 5 mL Omnifix 612-2892 100 st
Tissue culture incubator (37 °C, 5% CO2)
Transwells, 24-well (6.5 mm) Costar 3397 Permeable membrane inserts
TRIzol reagent Invitrogen 10296010 Lysis buffer
Type 2 Collagenase Worthington LS004177

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guilherme, A., Virbasius, J. V., Puri, V., Czech, M. P. Adipocyte dysfunctions linking obesity to insulin resistance and type 2 diabetes. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 9, (5), 367-377 (2008).
  2. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156, (1-2), 20-44 (2014).
  3. Lotta, L. A., et al. Integrative genomic analysis implicates limited peripheral adipose storage capacity in the pathogenesis of human insulin resistance. Nature Genetics. 49, (1), 17-26 (2017).
  4. Gustafson, B., Hedjazifar, S., Gogg, S., Hammarstedt, A., Smith, U. Insulin resistance and impaired adipogenesis. Trends in Endocrinology and Metabolism. 26, (4), 193-200 (2015).
  5. Gesta, S., et al. Culture of human adipose tissue explants leads to profound alteration of adipocyte gene expression. Hormone and Metabolic Research. 35, (3), 158-163 (2003).
  6. Fain, J. N., Cheema, P., Madan, A. K., Tichansky, D. S. Dexamethasone and the inflammatory response in explants of human omental adipose tissue. Molecular and Cellular Endocrinology. 315, (1-2), 292-298 (2010).
  7. Lessard, J., et al. Characterization of dedifferentiating human mature adipocytes from the visceral and subcutaneous fat compartments: fibroblast-activation protein alpha and dipeptidyl peptidase 4 as major components of matrix remodeling. PLoS One. 10, (3), e0122065 (2015).
  8. Asada, S., et al. Ceiling culture-derived proliferative adipocytes retain high adipogenic potential suitable for use as a vehicle for gene transduction therapy. American Journal of Physiology - Cell Physiology. 301, (1), C181-C185 (2011).
  9. Shen, J. F., Sugawara, A., Yamashita, J., Ogura, H., Sato, S. Dedifferentiated fat cells: an alternative source of adult multipotent cells from the adipose tissues. International Journal of Oral Science. 3, (3), 117-124 (2011).
  10. Harms, M. J., et al. Mature Human White Adipocytes Cultured under Membranes Maintain Identity, Function, and Can Transdifferentiate into Brown-like Adipocytes. Cell Reports. 27, (1), 213-225 (2019).
  11. Wang, Q. A., Scherer, P. E., Gupta, R. K. Improved methodologies for the study of adipose biology: insights gained and opportunities ahead. Journal of Lipid Research. 55, (4), 605-624 (2014).
  12. Gregoire, F. M., Smas, C. M., Sul, H. S. Understanding adipocyte differentiation. Physiological Reviews. 78, (3), 783-809 (1998).
  13. Ruiz-Ojeda, F. J., Ruperez, A. I., Gomez-Llorente, C., Gil, A., Aguilera, C. M. Cell Models and Their Application for Studying Adipogenic Differentiation in Relation to Obesity: A Review. International Journal of Molecular Sciences. 17, (7), 1040 (2016).
  14. McBeath, R., Pirone, D. M., Nelson, C. M., Bhadriraju, K., Chen, C. S. Cell shape, cytoskeletal tension, and RhoA regulate stem cell lineage commitment. Developmental Cell. 6, (4), 483-495 (2004).
  15. Lackey, D. E., Olefsky, J. M. Regulation of metabolism by the innate immune system. Nature Reviews Endocrinology. 12, (1), 15-28 (2016).
  16. Saltiel, A. R., Olefsky, J. M. Inflammatory mechanisms linking obesity and metabolic disease. The Journal of clinical investigation. 127, (1), 1-4 (2017).
  17. Lee, Y. S., Wollam, J., Olefsky, J. M. An Integrated View of Immunometabolism. Cell. 172, (1-2), 22-40 (2018).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics