Brainbowとタイムラプス共焦点イメージングを用いた生きているゼブラフィッシュの発達脳の可視化

Developmental Biology

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Summary

インビボイメージングは、神経系の発達の根底にある細胞メカニズムを調査するために使用できる強力なツールです。ここでは、開発中のゼブラフィッシュ神経系の中で、多色Brainbow標識細胞をリアルタイムに可視化するために、タイムラプス共焦点顕微鏡を用いる手法について説明する。

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Cook, Z. T., Brockway, N. L., Weissman, T. A. Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging. J. Vis. Exp. (157), e60593, doi:10.3791/60593 (2020).

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Abstract

脊椎動物神経系の発達には、複雑な細胞行動と相互作用の正確な調整が必要です。高分解能in vivoイメージング技術を用いることは、生物におけるこれらのプロセスに明確な窓を提供することができる。例えば、細胞とその子孫の分裂は、神経系が形成するにつれてリアルタイムで追跡することができる。近年、多色技術の技術の進歩は、調査できる質問の種類を拡大しています。多色Brainbowアプローチは、細胞の間で区別するだけでなく、それぞれが1つの前駆細胞から派生する関連する細胞の複数の異なるクローンを色分けするためにも使用できます。これにより、開発中に多くの異なるクローンとその動作を同時に多重系統解析できます。ここでは、開発中のゼブラフィッシュ神経系の中で、多色Brainbow標識細胞をリアルタイムで可視化するために、タイムラプス共焦点顕微鏡を使用する技術について説明します。これは、従来のプロモーター駆動色を使用して差し分化ラベルを付け難い細胞間の細胞相互作用に従う場合に特に有用である。このアプローチは、複数の異なるクローン間の系統関係を同時に追跡するために使用できます。この手法を使用して生成される大規模なデータセットは、遺伝的または薬理学的操作全体で定量的に比較できる豊富な情報を提供します。最終的に生成された結果は、神経系がどのように発達するかについての体系的な質問に答えるのに役立ちます。

Introduction

開発の初期段階では、特殊な前駆細胞のプールが増殖ゾーンで繰り返し分裂し、多様な娘細胞を産生する。この発達期に生まれた細胞は、分化し、新生器官を形成するために移動します。神経系では、放射状グリアなどの前駆物質は、心室領域の未熟なニューロンを生じさせる。ニューロンが心室から離れて成熟するにつれて、膨張する組織は最終的に脳11、2、3、4、5、62,3,4,5の非常に複雑な構造6形成する。ニューロンの前駆体の分裂と分化と移動との間の調整は、脳の最終的な大きさ、形状、したがって機能を決定し、行動77、8、9、108,9,10に直接影響を与える。これらのプロセスを厳しく制御することは、正常な脳の発達にとって明らかに重要ですが、これらのダイナミクスを調節するグローバルメカニズムはよく理解されていません。ここでは、細胞分解能で神経系の発達を研究するツールを説明し、研究者はBrainbowで発達中のゼブラフィッシュ脳の生体内の前駆細胞およびニューロンを視覚化し、時間経過共焦点顕微鏡11を介して時間をかけてその行動を追跡することを可能にする。このアプローチは、発達中の胚の他の部分を視覚化するためにも適応することができる。

開発中のゼブラフィッシュ脳の細胞間を観察し、区別するために、我々はBrainbow細胞標識技術11を適応させました。Brainbowは、3つの異なる蛍光タンパク質(FP)の無作為に決定された組み合わせ発現を利用して、細胞の集団にラベルを付けます。Brainbow発現のデフォルトの発現は赤FPdTomatoであるが、酵素Creリコンビナーゼによる再結合は、mCerulean(シアン蛍光タンパク質、CFP)または黄色蛍光タンパク質(YFP)12,13,13の発現をもたらす。細胞内で表現される各FPの結合量は、それに固有の色合いを与え、隣接する細胞から明確な視覚的な区別を可能にする。さらに、前駆細胞が分裂すると、各娘細胞は母細胞から色を継承し、色分けされたクローンを産生し、研究者が細胞系11,14,14を追跡することを可能にする。もともとマウス12の神経回路を解析するために使用されるが、Brainbowは、ゼブラフィッシュ15を含む多種多様なモデル生物で発現されている。

私たちの技術は、生きているゼブラフィッシュで時間の経過とともに複数の色分けされたクローンを直接画像化するための以前の多色ラベリングとイメージング方法に基づいています。胚としての光学的透明性のために、ゼブラフィッシュはイメージング実験,16に適しており、以前の研究では、ゼブラフィッシュのBrainbowを利用して、,神経系11、15、17、18、19、20、21、22、23、24、25を含む様々な組織18,19,20,2111,15,172324,25研究してきました22,2626、27。,生物を直接画像化する能力は、彼らの急速な元子宮の開発と共に、ゼブラフィッシュを脊椎動物の発達の貴重なモデルにします。哺乳動物の脳とは対照的に、ゼブラフィッシュ後脳の増殖帯全体が、その内因性環境6に中断することなく画像化のために容易に利用できる。これにより、インビトロや固定組織製剤ではなく、生体内で実験を行うことができます。固定画像実験とは対照的に、in vivoの研究では縦方向の設計が可能になり、パターンについて分析できる時間のデータが生成され、比較的まれな事象を観察する可能性が高くなります。関心のある事象の速度と長さに応じて、研究者は短い(1-2時間)または長い(〜16時間まで)のタイムラプスイメージング実験を行うことを選択できます。ゼブラフィッシュヒートショックプロモーター70(hsp70,hsp)を用いることで、Brainbow発現を28,29,29に時間的に制御することができる。さらに、このプロモーターによって誘導されるモザイク表現は、多くのクローン11の標識および追跡に適している。

生きている脳内の複数のクローンを視覚的に識別する能力は、この方法の利点です。神経系の発達中のクローンの役割を調査した重要な以前の研究は、単一のFPまたは他の容易に視覚化されたタンパク質を使用して、単一の前駆細胞とその子孫を標識するためにレトロウイルスベクターを利用した。このようなラベリングは、インビトロまたはin vivo,,,,,,22、30、31、32、33、34、35、36、37、3830,31のいずれかで、時間をかけて単一のクローン333738観察することができます。323435361つのクローン内の細胞の挙動を追跡する方法とは対照的に、Brainbowの異なる色は、研究者がクローン間のダイナミクスを観察することを可能にする。さらに、Brainbowを使用して脳内の多くのクローンにラベルを付け、クローンの挙動に関する追加データが、単一クローン11にラベルを付ける技術に関連して収集される。重要なことに、ここで説明するアプローチは、異なる遺伝的または薬理学的操作を受けた魚間の発達的比較を生成するために拡大することができる18。全体的に見て、これらの利点は、脊椎動物神経系の発達を探求する研究者、特にクローンの役割に興味を持つ研究者にとって理想的なBrainbow発現ゼブラフィッシュのインビボ共焦点イメージングのタイムラプスを作る。

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Protocol

動物の被験者を含む手続きは、ルイス&クラーク大学の制度的動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認されています。

1. ゼブラフィッシュ胚の微小注入

  1. マイクロインジェクション39、40,40を行う前の午後、野生型、大人のゼブラフィッシュをセックス分離交配タンクに設置する。
  2. マイクロインジェクションの朝にDNA溶液を調製する。希薄hsp:ゼブラボウ11プラスミドDNAは、0.1 mM KCl中の約10ng/μLの濃度に、フェノールレッド2.5%および3.75U Creリコンビナーゼ酵素を有する。
  3. 受精39,41の45分以内に1細胞ゼブラフィッシュ胚へのDNA溶液のマイクロインジェクション41行う。この溶液の約4.2 nLを各胚に注入し、プラスミドDNAの約42pgに相当する。
    注:Tg(ubi:Zebrabow) 15 や Tg(neurod:Zebrabow) Tg(neurod:Zebrabow)18など、代わりにトランスジェニックで Brainbow 発現型ゼブラフィッシュラインが交尾した場合、マイクロインジェクションステップは省略できます。15マイクロインジェクションを行うと、研究者がコピー数とラベリング密度を正確に調整できるため、有利です。さらに、特定の遺伝子産物をタグ付けまたは操作する第2のDNA構築物は、必要に応じてBrainbowと一緒に注入することができる(例えば、Brainbow18を補う極赤蛍光タンパク質)。
  4. 28°CインキュベーターでE3培地39のペトリ皿に注入された胚を24時間維持する。

2. ボンボーの表現を誘発する熱ショック

注:プラスミドDNAを注入するか、または発現したトランスジーンがhsp70プロモーターを利用して発現を駆動しない場合、ヒートショックステップをスキップすることができ、そして健康な胚は受精後24時間(hpf)でフェニルチオ尿素(PTU)に直ちに移すべきである。

  1. 24 hpfでは、注入された胚のグループから死んで変形した胚をカリングする。その後、健康な胚を50 mLチューブに移し、最大20個の胚/チューブを使用します。
  2. チューブに10 mLのE3を充填します。各チューブの上にキャップを置きますが、しっかりと閉じないでください。
  3. 50 mL チューブを含むチューブラックを37°Cの水浴に直立させます。浴中の水位がチューブ内のE3のレベルよりも高いことを確認し、80〜90分間放置します。
  4. 水浴から胚を取り出したチューブラックを取り外し、28°Cインキュベーターを直立に戻します。E3が冷却し、胚が徐々に温度に再順応するために1時間まで許す。次いで、胚の色素沈着を防ぐために、インキュベーターで温めたE3中の0.2 mM PTUのペトリ皿に胚を移す。
    注意:PTUは、注意して取り扱い、適切に処分されるべき有毒な化学物質です。手袋を着用することをお勧めします。

3. Brainbow発現のための胚のスクリーニング

  1. ヒートショック後2~4時間で、標準的な蛍光解剖顕微鏡で、Brainbow組み換えの成功を示すCFPまたはYFPの発現について、胚を調べる(dTomatoのデフォルト発現から)。
    注:複数の蛍光フィルターオプションが利用可能な場合、CFPのスクリーニングは、よく再結合された魚を識別するための最も効率的な方法です。CFPおよびYFPフィルターが利用できない場合、YFPはスペクトルプロファイルの重複により緑色蛍光タンパク質(GFP)フィルタの下で薄暗く可視化することができます。
  2. 全体に堅牢なFP発現を有する胚を選択し、PTUと別の皿に移す。受精後1日(dpf;28hpf以降)における画像胚、またはPTUおよび画像で2または3dpfで胚を維持する。

4. インビボイメージング用の胚の取り付け

  1. 実験の日に先立って、イメージングチャンバーと胚操作ツールを準備します。
    1. 慎重に60ミリメートルペトリ皿の中央にプラスチックリングをスーパールすることによって、イメージングチャンバーを準備します。
    2. 必要に応じて、カスタムメイドの胚マニピュレータを用意して、皿の中で胚を移動させ、取り付け中に胚を配向します。●長さ~4本にカットされた木綿棒の端まで、ナイロン釣り糸の長さ(〜1/2インチ~6ポンド)を重畳してマニピュレータを構築します。
  2. 必要に応じて(すなわち、2dpfまたはそれ以前での撮像)、解剖顕微鏡下でシリンジを用いて胚をデコリオネートに取り付ける前に。
  3. ゼブラフィッシュ胚を麻酔する。
    1. 60 mm ペトリ皿を E3 で半分に充填し、5~6滴の 4 mg/mL MS-222 Tricaine-S を 0.2 mM の最終濃度に加えます。混ぜ合わせる。
      注意:トリケーヌは注意して取り扱い、適切に処分する必要があります。
    2. PTUからトリケーヌ溶液に胚を移し、できるだけ少ないPTUが移送されることを保証する。魚の反射は1〜2分後に停止する必要がありますが、トリケーヌに胚を最大10分間放置して、タイムラプスイメージング実験のための徹底的な麻酔を確実にします。
    3. 胚が適切に麻酔されていることを確認します。胚の尾を胚マニピュレーターで優しく触れることで、驚くべき反射を評価します。反射運動が観察された場合は、可能な限り胚から遠く離れた皿にトリカインの追加滴を追加し、混合するために渦巻きます。胚の心拍数を解剖スコープで観察する。異常に遅い場合は、皿にE3の追加の滴を加えてトリケーヌ濃度を下げます。
  4. アガロースに麻酔をした胚をマウントします。
    1. 撮影室内のプラスチックリングの中心に魚を移し、細かいチップ転送ピペットを使用してできるだけ多くの余分なE3を取り除きます。
    2. クリーントランスファーピペットを使用して、42°Cに保存されたE3で1.0%低溶融アガロース(LMA)で魚を覆い、藻類の薄い層でプラスチックリング全体を充填します。トランスファーピペットを使用して、胚をピペットチップに静かに引き上げ、気泡を導入することなくアガロースに戻します。
    3. アガロースが硬化する前に、すぐに魚を適切に向けるために胚マニピュレータを使用してください。直立顕微鏡でイメージングする場合は、できるだけアガロースの上面に近い胚を配置します。胚を撮影室の底に平行に位置付け、尾をまっすぐにします。
      注:後脳イメージングの場合、胚は、後頭または矢状のビューに配置することができます。アガロースがまだ液体である間、胚の頭部が沈まないように注意する必要があります。他の向きは、イメージングのために他の現像組織を標的にするのに適している可能性がある。逆顕微鏡の場合、取り付けは異なる方法で行われ、通常はガラス底のペトリ皿の底に近い場所に魚を配置します。
  5. アガロースが硬化するのを待ってから、イメージングチャンバーをE3で満たします。イメージングの過程で蒸発を考慮して、できるだけ多くのE3を追加します。

5. ゼブラフィッシュ・ヒンドブレインの開発におけるタイムラプス共焦点イメージング

  1. イメージングに備えて、画像化チャンバーを共焦点顕微鏡に置きます。
    1. 共焦点顕微鏡に魚とE3とイメージングチャンバーを置きます。
    2. 20x 水浸し目標(1.0 NA)など、高い開口と長い作業距離を持つ目的を選択します。
    3. 対象のセルタイプの適切に密で明るいラベル付けの領域を見つけます。
      注:顕微鏡上の温度制御されたステージ/装置は、長いイメージングセッション中の温度と湿度を調節するためにも使用できます。これにより、蒸発を減らすことができる。
  2. Brainbow イメージングの取得パラメータを設定します。
    1. 各 FP チャネルを順番にイメージ化します。商用ソフトウェア(例えば、Zenソフトウェア)を使用する場合、これは3つの「トラック」を準備することによって行われます。アルゴンレーザーを使用してCFPを458 nmで、YFPを514 nmで励起します。DPSS 561 nmレーザーを使用してdTomatoを励起します。CFP の場合は 463 ~509 nm、YFP の場合は 519 ~555 nm、dTomato の場合は 566 ~691 nm の間の排出量を収集します。
    2. 画面上のディスプレイの場合は、CFP を青、YFP を黄色、dTomato を赤で指定します。
      注:これらの設定は、レーザーラインやその他の機能が共焦点顕微鏡で利用できる場所によって異なります。イメージングの速度を上げるために、CFPとdTomatoチャンネルを、ブリードスルーを確認することなく同時に画像化することができます。遠赤色 FP など、別の FP もイメージされている場合は、これを YFP と順番に、または同時にイメージできます。
    3. 16 ビット イメージを 1024 x 1024 以上の解像度で、平均を 2 回行う場合は、一般的なイメージング パラメータを設定します。対象の領域と細胞の種類に応じてズームを調整します(つまり、20倍の目的を持つ後脳イメージングの場合、ズームの範囲は1.0~2.5です)。時間をかけて魚の成長を可能にするために視野を最大化します。
    4. 一度に1つのトラックを表示する(および、他のレーザーをオフにして、光の漂白を防ぐ)、各FPの取得設定を個別に最適化します(例えば、レーザーパワー、ピンホールサイズ、フォトマルチプライヤーチューブゲインなど)。
    5. [Z スタック範囲からイメージまで]を選択します。
      注:長いイメージングセッション(>2時間)では、魚がイメージングの過程を通じて成長し続けることを考慮に入れ、したがってXYフィールドとZスタック範囲の両方がこれを余分なスペースで説明する必要があります。後脳を撮像する場合、画像化期間中に組織がロストリーに移動するための領域を含む。Z 次元の成長のためにスペースも含める必要があります。対象領域の約 10 ~ 20 μm の画像に含めます。
  3. タイムラプスイメージングのパラメータを設定します。
    1. 時間間隔を選択します。インターバル長は、発達中の後脳における有糸およびアポトーティック事象を追跡するために10〜30分の範囲である。間隔の長さは、対象となるイベントの速度と、単一の Z スタックのキャプチャにかかる合計時間によって異なります。
    2. イメージング セッションの長さを選択します。タイムラプスイメージングセッションは一般的に一晩で発生し、少なくとも16時間持続することができます。
  4. 実験を実行します。
    注:
    魚はイメージングの直後に安楽死させたり、注射器を使用してアガロースから慎重に解剖し、E3に戻して回復することができます。回収された魚は、後の時点で再び画像化することができますが、全体的な成長のためにこの期間中に細胞の位置と深さがシフトします。

6. タイムラプスファイル管理

  1. イメージ ファイルを解析ソフトウェアにインポートします。
    1. Zenソフトウェアを使用している場合は、画像取得が完了したら.czi形式でファイルを保存してください。フィジー42および/または他のソフトウェアと互換性のある形式で生データを保存してください。
    2. バイオフォーマット輸入者を使用してフィジーのソフトウェアにインポートします。
      注:タイムラプスファイルは大きく、分析のために開くためにかなりの時間とメモリが必要になる可能性があります。したがって、保存および開く方法に戦略的であることが役立ちます。目で興味のあるイベントを検索するために、より簡単に開くことができる低品質のバージョンを保存すると便利です。
  2. フィジーを使用する場合は、タイムラプスファイルの小さく、より管理しやすいサブセットを作成します。時間(例えば、最初の時点で完全なZスタックを表示する)または深さ(例えば、各時点で最初の50 Zセクションを表示する)でサブセットを生成するには、Image|スタック|ツール|サブスタックを作成します。

7. Brainbow画像の定量的なクローン色分析

  1. フィジーの対象セルの平均赤、緑、青 (RGB) の強度値を測定します。
    注:
    これらの手順は、フィジーでの画像解析に固有のものです。しかし、研究者は代替ソフトウェアプログラムで平均RGB強度値を得ることを好むかもしれません。
    1. 画像のエッジの周囲に黒いスペースがないように、ファイルが正しくトリミングされていることを確認します。黒いスペースは、解析に必要な最小強度の測定値を人為的に下げます。ファイルをトリミングする必要がある場合は、[矩形選択]ボタンを選択し、すべての黒いスペースを除いて、視野の周囲に関心領域(ROI)を描画します。[イメージ |作物.
    2. 平均値、最小値、最大グレー値の測定値を測定する測定ツールを設定します。[分析]をクリックします。測定値を設定します。[最小と最大値グレーの値] と [平均グレー値]のチェックボックスが両方ともオンになっていることを確認します。
    3. フィジーで生データファイルまたはサブセット化されたZスタックを表示すると、クローン色分析に関心のあるセルを見つけることができます。後脳では、推定クローンは、その放射方向と同様に、共有色合いによって視覚的に識別することができる。別の色の隣接するセルと密接に接触し、解決が困難なセルを選択しないでください。彼らの色合いを定量化することは困難かもしれません。
    4. Z-スクロールバーを使用して、対象セルの中心Z平面を見つけます。楕円選択ボタンを右クリックし、楕円選択ボタンを選択します。その他の選択ツールは、さまざまなセルタイプに適しています。セル本体の中心~2/3の周りに楕円ROIを描きます。
    5. Cスクロールバーを使用して、赤い(dTomato)チャンネルを選択します。[分析] を選択して、このチャネルの平均強度の測定を行います。測定します。緑(YFP)と青(CFP)チャンネルに対して同じROIと焦点面を使用して繰り返し、すべての平均強度値を保存します。
    6. 画像上の任意の場所をクリックして、目的のセルの楕円 ROI を削除します。
    7. 正規化の背景レベルを測定するには、Cスクロールバーを使用して赤(dTomato)チャンネルを選択します。[分析 ] を選択して、このチャネルのフィールド全体の最小強度測定を行います測定します。緑(YFP)と青(CFP)チャンネルに同じ焦点面を使用して繰り返し、すべての最小強度値を保存します。
  2. 対象のセルの相対 RGB チャネルのウェイトを計算します。
    注:
    これらの強度値からの相対的な RGB チャネルの重みの計算は、Microsoft Excel や R43などのさまざまなソフトウェア プログラムで実行できます。
    1. そのチャンネルと焦点面のフィールド全体から最小強度を差し引いて、各チャンネルのセルROIの平均強度測定を正規化します。
    2. 各チャネルから正規化された平均 RGB 強度値を合計して、セルの正規化された RGB 強度の合計を求めます。
    3. そのチャネルの正規化平均強度値を正規化された RGB 強度の合計で割って、各チャネルの相対チャンネルの重みを計算します。
  3. R43、,44の 3 項パッケージを使用して、相対 RGB チャネルの重みを三項プロットとして表示します。3 次元プロットは、3D RGB 空間での類似した色のクラスタリングを視覚化するのに便利です。
  4. 色の拡散係数を計算して、セルの色の差を定量化します。
    1. 次の式を使用して、3D RGB 空間の 2 つの色のユークリッド距離を計算します。
      Equation 1
      ここで R、G、B は、7.2 で計算された相対 RGB チャネルの重みになります。
    2. 理解しやすいように、色の距離を√2で割って色距離を正規化し、色の間の最大可能な距離を、0と1の間の色拡散係数を得るために、0は全く同じ色を示し、1は全く異なる色を示します(例えば、純粋な赤と純粋な青)。

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Representative Results

このセクションは、ここで説明するin vivo多色タイムラプス撮像アプローチを用いて得ることができる結果の例を示す。我々は、開発中のゼブラフィッシュ後脳14の増殖性心室領域における細胞のBrainbow色分けクローンを示す(図1)。

通常、Brainbow標識された細胞が特定の放射状繊維に沿って配置されたとき、それらは同じ色(図1D)を共有し、これは相対的なRGBチャネルの重みとして定量化することができる(図1E)。これは、これらの放射状基が分裂細胞のクローンであり、ゼブラフィッシュ、マウス、およびひよこ14、15,15の以前の研究で観察されたように、それらの類似の色がクローン関連であると同定するために使用できることを示唆している。Brainbowの標識密度が比較的まばらである場合、この色分けは、生きている脊椎動物の脳の増殖領域内の多くの異なる放射状クローンを明確に視覚化し、追跡するために使用することができる。

定量的な色分析の結果、娘細胞は母親(前駆細胞)細胞と同じ色を発現しているが(図1F)、隣接する細胞の放射状クラスターは互いに11(図1E)を区別できることが示された。つまり、関連する細胞の多数のクローンを、生体内で数時間にわたって同時に追跡することができる(図2)多重系統分析と比較を可能にする。クローンにおける色発現を2dpfで定量し、次に再び3dpf(図2A-B)で、Brainbow発現も生体内11の2~3日から比較的一定であることを示した。個々の細胞は、開発中に比較的長期間、リアルタイムで同定および追跡することができます。

タイムラプスイメージングは、1-2 dpf(図2C-F)11の間に、細胞間核移動および細胞分裂を受けている11多数の細胞を明らかにし、細胞周期の研究を可能にした。30分のタイムラプス間隔を使用して、細胞分裂中に有糸分裂の間に必ずしも有糸分裂を捉えるわけではありません。これにより、割り当てられたセル分割時間に最大30分の潜在的な誤差が生じます。さらに、我々はいくつかのクローンが2つの前駆細胞を含んでいるように見えることを観察した(例えば、図2F)。これらの拘束の範囲内で、細胞周期の長さを測定することができます。個々のBrainbow標識前駆物質を時間の経過とともに追跡することにより、ゼブラフィッシュ11、45、4645の以前の測定値に匹敵する8.4±1.5hの平均細胞周期計算した。さらに、Brainbowタイムラプスイメージング技術を用いて、アポトーシスに伴うステレオタイプ形態変化を受けている個々の細胞(3)11、膜のブレビング11および細胞断片化47、48,48を観察することもできた。

Figure 1
図1:Brainbowは、発達中のゼブラフィッシュ後脳における分裂細胞のクローン関連クラスターを標識した。(hsp:ゼブラボウ (Brainbow) DNAの模式図を一過性に色分けクローンに表現する。(B) インビボは、1および2 dpfでゼブラフィッシュを開発している光画像を送信しました。矢印は、イメージングの対象となる一般的な後脳領域を示します。胚の半透明性は、各魚の下に配置されたマイクロメートルによって実証される。1細胞段階での注射、24 hpfの熱ショック(HS)、および1-3 dpfからのイメージングを示す実験的なタイムライン。(C)Brainbowでラベル付けされた29 hpfゼブラフィッシュ後脳の背部ビュー。C透過光チャネルは、165 μmを表すBrainbow標識クローンの最大強度投影を重ねた後脳および心室の形態を示した。ロストラルが立ち上がった。(D) ヒンビボ・ベレイン発現を後脳で、スまばらに標識した51 hpfゼブラフィッシュ(D1)で41μm、63.5 hpfゼブラフィッシュで81μm(D2)で示す最大強度投影法で示す。D2両方のパネルで、後ろは上にあり、ロストラルは左にあります。(E)D1およびD2のセルの色を、対応する三元プロット(n = 54細胞E1;461細胞1E2)において相対的なチャネル重量として定量した。(F) 細胞の色は、細胞分裂後のドーター細胞において相対的に一定のままであった。1h(F1、最大強度投影、30 μmの深さ)の後脳で生体内のミトティックイベントを示す一連の時系列。F1のブラックボックスで示される母と娘の細胞の色1、F22の三項プロットで相対的なチャネルウェイトとして表されます。差し込み値は、同じプロットのズームを示し、緊密にクラスター化されたセルカラーを表示します(Mは母です。D1と D2は 30 分/四角形、60 分/三角形の娘です)。スケールバー= 30 μm (C), 20 μm (D1),16 μm (D2),5 μm (F1).C、D、F では、dTomato は赤、YFP は緑、CFP は青でコード化されます。ブロックウェイらの許可を得て画像を転載11この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 2
図2:ビオンボーの色分けと組み合わせたインビボイメージングにおけるタイムラプスは、核間移動および分裂を受けている細胞の複数の隣接クローンを区別した。(A) 2 dpf (55 hpf;A 1) と 3 dpf (71 hpf;A2);62 μmおよび47 μmをそれぞれ表す最大強度の投影。3 つの色分けされた放射状クラスタは、各時点で矢印で識別されます。(B)B1およびA2におけるBrainbow標識細胞の色を、B1およびB2の対応する三元プロット(n=106細胞、119細胞)において相対的なチャネル重量として定量した。1(C)ゼブラフィッシュの後脳をBrainbowでラベル付けした35 hpf(最大強度投影は24μmを示す);点線の白いボックスで示される差し込みは、Cから後脳で30分間隔で撮影された一連の時間ポイントをD.(D)で表示した最初のタイムポイントです。>9.5 時間の期間が表示されます。標識された細胞は、核間移動を行った。白い矢印は、円柱サーフェスのセルを示します。この有頂天体表面における細胞ソーマの切り上げとそれに対応するクローン数の増加(例えば、5.5h及び8時間での赤血球)を、有糸分裂事象と考えた。(E) Brainbow でラベル付けされた 30.5 hpf のゼブラフィッシュの後脳の背横視は、白い破線と点線が頭部のおおよその境界を示し、白い破線は、E から後脳で30分間隔で撮影された一連のタイム ポイントの F. (F) の最初の時点で示される差し込み値を示します。1.5時間の期間にわたって、白い矢印が示す2つの青い細胞が、尖体表面に移動し、有糸分裂を起こして観察され、2つの前駆細胞を含むクローンを示唆した。スケールバー=20μm(A)、25μm(C)、20μm(F)。A-Dでは、後ろは上がり、ロストラルは左にあります。EとFでは、ロストラルは左にあります。すべての画像で、dTomato は赤、YFP は緑、CFP は青でコード化されています。ブロックウェイらの許可を得て画像を転載11この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

Figure 3
図3:タイムラプス・ブレインボーイメージングは、心室領域の細胞が生体内で細胞死を受けることを示している。(A) Brainbowで標識された31 hpfのゼブラフィッシュの後脳(36 μmを表す最大強度投影)。白い破線のボックスは、30分間隔でAの後脳を示す一連のB.(B)の最初の時点で示される差し込み値を示します。最初のパネルの白い矢印は、その後のパネルに示すようにアポトーシスを受けたラベンダー細胞を示し、その後の細胞の断片化に続いてアポトーシス体の徐々にクリアランスを示す。隣接する標識された細胞は、全体を通して健康に見えました。ドーサルが上がり、ロストラルが左にあります。スケールバー= 20 μm (B)。すべての画像で、dTomato は赤、YFP は緑、CFP は青でコード化されています。ブロックウェイらの許可を得て画像を転載11この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。

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Discussion

本プロトコルは、開発中のゼブラフィッシュ後脳における前駆細胞およびニューロンのクローンを可視化し、Brainbowおよびタイムラプス共焦点顕微鏡11を用いて生体内でそれらに従う方法を説明する。インビトロまたはエキビボ研究と比較してこのプロトコルの主な利点は、時間の経過とともに脊椎動物の脳の増殖帯を直接観察する能力である。この技術は、レトロウイルスベクターを使用して単一のクローンを標識した以前の研究に基づいています。対照的に、hsp:Zebrabowを使用すると、多くのクローンを同時にカラーコードを構築し、多重系統トレースとクローン11のダイナミクスに焦点を当てることができます。このプロトコルは、他のシステムや細胞タイプの開発に焦点を合わせて変更できます。例えば、異なるBrainbow構築物はゼブラフィッシュ胚で発現することができる。hspでゼブラフィッシュhsp70プロモーターを使用すると、神経前駆物質やニューロン11を含む熱ショック後の様々な細胞型のモザイク標識が生じ、研究者は遺伝子発現29を一時的に制御できる。ヒートショックプロモーターの使用は一貫して色分けされたクローンを標識し、他のプロモーターはこの方法で細胞系統を明確に引き出さないことに留意すべきである。クローン性同一性が目的の因子でない場合、他のプロモーターを利用する構築物は、特定の細胞タイプを標識するために使用され得る。例えば、神経化促進剤は、未熟なニューロン18、49,49を標識するために使用することができる。さらに、マイクロインジェクションを行う代わりに、研究者はTg(ubi:Zebrabow)1515Tg(neurod:Zebrabow)1818などのラインを含むトランスジェニックBrainbowゼブラフィッシュを利用することを選択することができます。この場合、Tg(hsp:Crea134))15のような、クレリコンビナーゼを発現するラインに交差し、同様の方法で収集および維持される未注入胚を生成する。このプロトコルは、1-3 dpfの間の魚をイメージするように設計されていますが、発達神経新生50の主要な期間に合わせて、ゼブラフィッシュは、関心のある発達段階に応じて長く維持することができます。しかし、24hpfより前にBrainbow発現を誘導する熱ショックは、胚51に対してより有害であり得る。対象となる組織の年齢や組織に応じて、標的組織を正しく向けるのが適切な実装方法が適しています。

プロトコルに変更を加えた場合は、トラブルシューティングが必要な手順が数多くあります。Brainbowの発現が薄暗いまたはまばらな場合、または胚が健康に見えない場合、胚当たりのDNA、ボーラスサイズ、および1胚当たりの全DNA量の濃度は、すべて調整され得る。また、ヒートショックステップの長さやタイミングは、所望の表現が達成されない場合に修正される場合があります。イメージングに使用される取得パラメータは、使用可能なレーザーラインとフィルタ、および必要な発現、取り付け、および分析の種類の明るさによって異なります。さらに、タイムラプスパラメータは、対象のイベントの速度と単一のZスタックを取得する時間に応じて調整する必要があります。プロトコルの中で最も重要なステップの1つはアガロースの魚の適切な取り付けです:魚の角度が不適切である場合、または魚があまりにも多くのアガロースで覆われている場合、最適なイメージングは不可能です。この手法を最適化するには、いくつかの練習が必要な場合があります。また、共焦点顕微鏡自体でFP発現を見る前に、取り付けが適切かどうかを確かめるのが難しいため、イメージングの前に複数の魚を取り付けるのが便利です。追加の重要なステップは、画像化される特定の魚のスクリーニングと選択です。マイクロインジェクションを行う場合、明るさ、ラベリング密度、およびBrainbowコピー数はすべて魚によって大きく異なる可能性があります。薄暗いラベリング、過度に密なラベリング、またはコピー数が少ない場合、魚で撮影された画像は、分析が難しくなる可能性があります。

このプロトコルを使用すると、生きているゼブラフィッシュを16時間11まで継続的に画像化することができました。この時間の長さは、画像処理室からのE3蒸発、画像の平面からの魚の成長、魚の死または移動、または共焦点顕微鏡時間上のユーザ拘束によって制限することができる。蒸発は顕微鏡の段階の温度制御された付属品の使用によって減らすことができる。この方法を使用して生成される 5D データセットは、大容量のハード ドライブ領域 (たとえば、1 泊タイムラプスで最大 100 GB) を必要とする大きなファイルと、分析に十分なコンピューティング能力を備えている傾向があります。

このプロトコルは、研究者が発達中のゼブラフィッシュ脳の神経前駆細胞と娘ニューロンの集団内で色分けされたクローンを視覚化し、時間の経過とともにそのダイナミクスを追跡することを導く。可能な拡張の1つは、Brainbowタイムラプスイメージングと遠赤色FPタグ付けの組み合わせで、開発18における特定の遺伝子の役割を評価する。このようにして、操作された遺伝子を発現するクローンを、異なる色で可視化し、時間の経過とともに追跡し、Brainbowラベル付けされた、操作されていない隣接クローンと比較することができる。生体内多色イメージングは、神経系がどのように形成され、機能するかについての重要な機械学的な質問に対処するために使用することができます。

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Disclosures

著者らは開示するものは何もない。

Acknowledgments

技術的および知的な貢献に対して、Y.A.パン、J.リベット、Z.トビアスに感謝します。この作品は、国立科学財団(賞1553764)とM.J.マードック慈善信託によって支援されました。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 mL transfer pipette (fine tip) Globe Scientific, Inc. 134020
1-phenyl-2-thiourea (PTU) Alfa Aesar L06690 Diluted to 0.2 mM in E3 to prevent embryo pigmentation
50 mL conical tubes Corning 352070 For heat shocking embryos
6 lb nylon fishing line SecureLine NMT250 For making embryo manipulators
7.5 mL transfer pipet Globe Scientific, Inc. 135010
CaCl2 Sigma C3881 For E3
Cotton swabs Puritan 867-WC NO GLUE For making embryo manipulators
Cre recombinase New England Biolabs M0298M
Digital dry bath Genemate 490016-616 Used to store LMA at 42 °C
Epifluorescence dissection scope
Glass capillary tubes World Precision Instruments TW100F-4
Incubator Forma Scientific 3158 To maintain embryos at 28 °C
Injection plate molds Adaptive Science Tools TU-1
Isotemp water bath Fisher Scientific 2320 For heat shocking embryos
KCl AMRESCO 0395 For E3 and for DNA solution for injections
Laser-scanning confocal microscope Zeiss LSM710
LE agarose Genemate E3120 To create agarose injection plates
Low-melt agarose (LMA) AMRESCO J234
Mating tanks Aquaneering, Inc. ZHCT100
Methylene blue Sigma M9140 For E3
MgSO4 Sigma 9397 For E3
Micromanipulator World Precision Instruments M3301
Micropipette Puller Sutter Instrument Co. P-97
MS-222 Tricaine-S Western Chemical, Inc. Stock made at 4 mg/mL in reverse osmosis (RO) water, then added dropwise to E3 to final concentration of 0.2 mM to anesthetize embryos
NaCl J.T. Baker 4058-01 For E3
Petri dishes (90 mm, 60 mm) Genesee Scientific 32-107G To house embryos and create imaging chamber (60 mm)
Phenol red Sigma P0290
Soft stitch ring markers Clover Needlecraft, Inc. 354 For creating imaging chamber with Petri dish
Super glue (Ultra gel control) Loctite 1363589 For making embryo manipulators
Syringe needles Beckton Dickinson BD329412 For dechorionating embryos

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