Inguinal Subkutan hvidt fedtvæv (ISWAT) Transplantation Model af Murine Holme

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

I denne protokol beskrives en metode til murineøsisolation og transplantation i det subkutane hvide fedtvæv. Isolerede murineholme transplanteres til en murinemodtager ved hjælp af en kældermembranhydrogel. Modtagernes blodsukkerniveau overvåges, og histologianalysen af islingtransplantaterne udføres.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Peng, Y., Zou, Z., Chen, J., Zhang, H., Lu, Y., Bittino, R., Fu, H., Cooper, D. K. C., Lin, S., Cao, M., Dai, Y., Cai, Z., Mou, L. Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets. J. Vis. Exp. (156), e60679, doi:10.3791/60679 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Pancreas islet transplantation er en veletableret terapeutisk behandling for type 1 diabetes. Nyrekapslen er det mest almindeligt anvendte sted for islettransplantation i gnavermodeller. Men, den stramme nyre kapsel begrænser transplantation af tilstrækkelige holme i store dyr og mennesker. Det ekutane subkutane hvide fedtvæv (ISWAT), et nyt subkutant rum, blev anset for at være et potentielt værdifuldt sted for ø-transplantation. Dette websted har bedre blodforsyning end andre subkutane rum. Desuden, ISWAT rummer en større dråbemasse end nyrekapsel, og transplantation i det er enkel. Dette manuskript beskriver proceduren for museøse isolation og transplantation i ISWAT site af syngeneic diabetisk mus modtagere. Ved hjælp af denne protokol, murine pancreas øer blev isoleret af standard kollagen fordøjelse og en kælder membran matrix hydrogel blev brugt til fastsættelse af rensede holme i ISWAT site. Blodsukkerniveauet for recipientmusene blev overvåget i mere end 100 dage. Isletgrafts blev hentet på dag 100 efter transplantation for histologisk analyse. Protokollen for lettransplantation i ISWAT-webstedet, der er beskrevet i dette manuskript, er enkel og effektiv.

Introduction

Den verdensomspændende forekomst og forekomst af type 1 diabetes mellitus (T1DM) er hurtigt stigende, ifølge de statistiske data fra International Diabetes Federation (IDF)1. Islettransplantation er en af de mest lovende tilgange til behandling af T1DM4. Da det store gennembrud i klinisk elet transplantation ved hjælp af Edmonton protokol2 blev rapporteret, fungerende islet graft overlevelse i T1DM modtagere efter 5 år nu når omkring 50%3.

I fortiden, flere transplantationssteder, såsom leveren, nyre kapsel, milt, intramuskulær region, subkutan plads, knoglemarv, og omental pose blev undersøgt for eksperimentel øtransplantationtransplantation 5,6,7. Nogle af de ovennævnte steder er blevet testet i kliniske indstillinger8. Selv om ø-transplantation i leveren er fortsat den mest udbredte metode i klinisk anvendelse på nuværendetidspunkt 9,der er flere vigtige problemer at løse, når du bruger dette websted. For eksempel, hvordan man kan reducere tidligt tab af de transplanterede holme forårsaget af instant blod medieret inflammatorisk reaktion (IBMIR) og dårlig iltning levering10,11 og hvordan man kan hente holmen grafts hvis det er nødvendigt, fordi de diffust lokalisere i leveren. Renal-kapslen kan være et ideelt sted for gnavere modtagere. Den stramme nyrekapsel begrænser imidlertid transplantationen af tilstrækkelige allogene holme hos mennesker, selv om den kan være bedre egnet til øxenotransplantation på grund af de meget rensede porcineøpræparater, der anvendes klinisk5,12. Derfor er søgningen efter et mere egnet sted for lettransplantation i gang.

Det subkutane rum kan anvendes som et klinisk anvendeligt sted for ø-transplantation på grund af dets tilgængelighed. Men effektiviteten af ø-transplantation i det subkutane rum er ekstremt lav, hvilket kræver et relativt stort antal holme til at vende hyperglykæmi13. For nylig fandt en japansk forskerhold ISWAT, en roman subkutan site overlegen for ø-transplantation i en murine model i forhold til leveren14. ISWAT indeholder epigastrisk arterie og vene, så den rige blodforsyning kan sikre ø-graft revaskularisering. I dette manuskript foreslår vi en nem implantationsmetode ved hjælp af en kældermembranmatrix hydrogel til at reparere de nyeste murineholme i ISWAT. Denne protokol viser sig effektiv til transplantation af fjord.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle procedurer i denne protokol fulgte principperne om dyrevelfærd i Den Etiske Review Committee of Shenzhen Second People's Hospital. Islet graft modtagere og donorer var 8- til 10-uger gamle C57BL/6 mandlige mus købt fra Medical Animal Center i Guangdong-provinsen. Proceduren for høst, isolation, kultur eller administration af de høstede celler blev udført under aseptiske forhold.

1. Forberedelse af

  1. Forbered en kollagen type V arbejdsløsning. Afveje kollagen type V og opløses med D-Hanks buffer til en endelig koncentration på 1 mg/ml, filter ved hjælp af en 0,22 μm sprøjtedrevet filterenhed og en 60 ml sprøjte og forkølet i is. Der kræves en volumen på 5 ml for hver donormodtager.
  2. Afvande en 10 uger gammel C57BL/6 mandlig mus (23 ± 2 g) ved cervikal dislokation og spray den udvendige del af musen med 75% ethanol i et par sekunder. I mellemtiden fylde en 5 ml sprøjte med kollagen opløsning og ændre sprøjtenålen med en bøjende stump-spids perfusion nål (32 G).
  3. Sæt donormusen i den supine position på en ispose under dissekere området, skær en tværgående åbning ved hjælp af lige spidse oftalmologiske saks i huden på skambenet område, og helt incise huden mod hovedet. Derefter helt åbne maven via en V-snit fra pubic regionen til xiphoid processen.
  4. Udsæt galdeblæren og hele længden af den fælles galdegang ved at flytte leveren. Fastspænding derefter duodenal åbningen af den fælles galdegang med en vaskulær klemme og skær en lille åbning i galdeblæren.
    BEMÆRK: Optimal nåleplacering er vigtig for at forhindre tilbageløb i leveren og galdeblæren.
  5. Cannulate den fælles galdegang fra galdeblæren åbning ved hjælp af perfusion nåli trin 1,2, derefter injicere ~ 2 ml kollagen opløsning i bugspytkirtlen. Derefter adskilles den perfunderes bugspytkirtel fra tarmene, maven og milten ved hjælp af to par noninvasive mikrotweezers, og læg den i et 50 ml konisk rør på is.
    BEMÆRK: Gentag processen for alle donormus. Tre på hinanden følgende perfunderes bugspytkirtel (ikke mere end 40 min fra hinanden) kan kombineres i en 50 ml konisk rør fyldt med 3 ml kollagen opløsning for hver bugspytkirtel.
  6. Tilsæt 100 μL DNase I (10 mg/ml) pr. bugspytkirtel i de 50 ml koniske rør, og bugspytkirtlen fordøjes i et vandbad ved 37 °C ved at ryste de koniske rør i 3-5 min.
    BEMÆRK: Ryst rørene kraftigt 40x i 10 s intervaller for at adskille vævet før fordøjelsen i vandbadet, og ryst derefter rørene moderat under fordøjelsen.
  7. Opløsningen (2,5 mg/ml BSA-HBSS) tilsættes stopopløsningen (2,5 mg/mL BSA-HBSS) op til et slutvolumen på 50 ml for at blokere fordøjelsen, og pulscentrifugerrørene til en hastighed på 750 x g ved 4 °C og hurtigt stoppe.
  8. Hæld supernatanten af og vask pillerne 2x ved forsigtigt at genophænge i 15-25 ml BSA-HBSS. Pulscentrifuger røret med de samme hastighedsbetingelser som beskrevet i trin 1,7 i 1 min.
  9. Hæld supernatanten af og pool pillerne i de tre koniske rør i et 50 ml konisk rør. Resuspendering af pellets i et samlet volumen på 10 ml histopaque-1119. Bland homogent, og sekventialt tilføje 5 ml histopaque-1077 og 5 ml HBSS ved pipetting langsomt langs siden af røret.
  10. Prøverne drejes i centrifugen med 750 x g ved 4 °C i 10 minutter uden bremser.
  11. Aspirere holmene fra HBSS/histopaque-1077 interface i en 50 ml konisk rør ved hjælp af en engangs 5 ml Pasteur pipette, tilsæt BSA-HBSS til et endeligt volumen på 50 ml, og puls ved 750 x g ved 4 °C.
  12. Hæld supernatanten af og vask holmene med 30 ml BSA-HBSS. Centrifugeret i 1 min ved 750 x g ved 4 °C.
  13. Resuspendere holmene med 30 ml kulturmedium (10% FBS-1%P/S-CMRL-1066) pr. rør og hældes i en lyskulturskål med en diameter på 10 cm. Under et stereomikroskop, ved hjælp af 200 μL gel-loading pipet tips, håndplukke holmene fra opløsningen baseret på deres morfologi (dvs. spheroidal, hvid). Put i en ubehandlet celle kultur parabol med 10 ml kultur medium.
    BEMÆRK: En brugtplukning kan udføres, hvis renheden af førsterensede holme ikke er optimal efter den første plukning.
  14. Kontroller renheden af de håndplukkede holme ved dithizone farvning under et let mikroskop og opdage levedygtigheden af holme ved fluorescein diacetate (FDA)-propidium iodid (PI) farvning under en fluorescerende mikroskop.
  15. Kultur de isolerede holme i kulturmedium (som i trin 1.13) i en kuvøse ved 37 °C, 95% air-5% CO2 før transplantation.

2. ISWAT-transplantation af

  1. Fremkalde diabetes hos den 8 uger gamle hanC57BL/6 mus (22 ± 2 g) ved en enkelt injektion af streptozotocin (STZ). På dag -4, hurtigt musene for ~ 4-6 h, derefter forberede en 2% STZ løsning ved hjælp af 0,1 M citrat buffer (pH 4,4). Afvejs, resuspenderes i buffer, og injicer musene intraperitonealt med en dosis på 180 mg/kg.
    BEMÆRK: STZ-opløsning skal tilberedes frisk før brug og dækkes med aluminiumsfolie på grund af dens lysfølsomhed. Det bør bruges med det samme, fordi det vil miste aktivitet inden for 15-20 min.
  2. Punkter caudalvenerne i STZ-injicerede mus for at indsamle noget blod på omkring 10:00 om dagen -1 og dag 0 og måle ikke-fastende blodsukkerniveau ved hjælp af en test strip og en grundlæggende blodsukker overvågningsinstrument. Musene vil blive anvendt som modtagere af dråbetransplantation, hvis blodsukkerniveauet i de 2 på hinanden følgende testdage begge er mindst 20 mmol/L.
  3. På dag 0 vejes og markeres alle modtagermus. Bedøve hver modtager ved at injicere 60 mg/kg pentobarbital natrium intraperitoneally.
    BEMÆRK: Administrer en tå knivspids for at kontrollere dybden af anæstesi. Hvis modtageren musen har ingen tilbagetrækning refleks, niveauet af anæstesi er nok til kirurgi. Hvis ikke, skal der gives yderligere 10 mg/kg pentobarbital natrium. Den anvendte pentobarbital natrium blev fortyndet i steril fysiologisk saltvand ved koncentrationen af 2% (m/v).
  4. Tag hydrogelen ud fra en -20 °C fryser og holde det på is for at tillade optøning. Hydrogelen er flydende ved 4-10 °C og vil størkne ved en højere temperatur.
  5. Vælg ~450-500 ø-ækvivalenter (IEQ) for hver modtager i et sterilt 1,5 ml centrifugerør under stereomikroskopet (som i trin 1.13) med 200 μL kulturmedium og opbevares på is, indtil det er klar til transplantation.
  6. Podning til venstre inguinal område af modtageren ved hjælp af 75% ethanol. Placer det i supine position og fastsætte de fire lemmer ved hjælp af kirurgisk tape. Barber håret af på operationsstedet med elektriske klippere og podning området med Iodophor.
  7. Lav en lodret hud snit i dette område ved hjælp af oftalmologiske saks og noninvasive microtweezers, identificere ringere epigastrisk arterie og vene i ISWAT, og skabe en lille lomme over fartøjerne.
  8. Spin islets rør i 30 s ved 200 x g og fjern supernatantså meget som muligt. Aspirere 20 μL af helt optøet hydrogel og læg den i røret med holmene. Resuspendere holmene forsigtigt, så boblerundgås.
  9. Levere hele islet-hydrogel blandingen i røret i lommen (trin 2.7) af modtageren med en 200 μL pipettespids.
    BEMÆRK: Denne proces kræver to teknikere, den ene til at opfange kanterne af lommen ved hjælp af noninvasive microtweezers, og den anden til at levere lysblandingen i lommen.
  10. Tilsæt 20 μL cephalosporin (~5-10 mg) i transplantationsstedet, efter at islets-hydrogelblandingen er fuldstændig størknet, og brug derefter en 5-0 kirurgisk sutur til at lukke musklen og huden med den kontinuerlige suturmetode.
    BEMÆRK: Hydrogelen skal bruge ca. 3 minutter til at størkne på grund af kropstemperaturen.
  11. Placer modtageren i et rent bur og hold varmen ved hjælp af en termisk pude. Hold overvågning, indtil modtageren er helt genoprettet og begynder at bevæge sig selvstændigt. Derefter administreres 0,03 mg/ml Buprenorphin med steril fysiologisk saltvand intraperitonealt, i henhold til 0,1 mg/kg dosis.
  12. Gentag trin 2.3-2.11 for hver modtagermus.
  13. Mål de ikke-fastende blodsukkerniveauer for modtageren mus (som i trin 2.2) 3-4x om ugen for den første måned, og 1x en uge derefter.
  14. Ved afslutningen af opfølgningen (100 dage efter transplantationen) udfã ̧rer ISWAT under anæstesi (udført som i trin 2.3) ISWAT, der bærer transplantatet fra modtagerne, efter de sterile trin, der er beskrevet i trin 2.6. Fastgør vævet i formalin og paraformaldehyd i henhold til histologiske protokoller for hæmatoxylin og eosin (H&E) farvning og immunfluorescens af insulin og glukagon.
  15. Tilføj cephalosporin og lukke indsnit af modtagerne som i trin 2.10, derefter forberede sig til nyttiggørelse som i trin 2.11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

To procedurer er indført i denne protokol: murine islet præparat og fjord transplantation i ISWAT site. I den første procedure, efter perfusing og fordøje med type V collagenase opløsning, rense med Histopaque-1119 og Histopaque-1077 og en ekstra hånd-picking trin, vil de isolerede murine holme være tilstrækkeligt ren til transplantation (som vist i figur 1), og de isolerede holme, der har en høj levedygtighed vil blive brugt til transplantation (som vist i figur 2). I den anden procedure, diabetes induktion med STZ kemiske er kritisk. Den optimale dosis af STZ afhænger af mus stamme og alder, og vellykket induktion af diabetes er defineret ved ikke-hurtige blodsukkerniveauer på mere end 16,7 mmol / L på samme tid på to på hinanden følgende dage. De diabetiske mus kan overleve uden islingtransplantation i nogle uger. Ø-transplantaterne skal blandes fuldt ud med hydrogel, før de transplanteres ind i ISWAT-anlægget, og der skal passere et par minutter, for at transplantaterne kan fastgøres i IWSAT(figur 3). Når transplanteret i ISWAT, ø-grafts vendt hyperglykæmi for omkring en måned, og kropsvægten af modtageren mus gradvist steget (Figur 4). 100 dage efter transplantationen blev islettransplantaterne hentet til histologisk analyse (figur 5). Som vist i figur 4steg det ikke-fastende blod ved ~ 10 på testdagene hurtigt, efter at transplantaterne blev fjernet. H&E-farvning viste, at istransplantaterne forblev intakte. Insulin og glukagon immunfluorescens farvning viste de transplanterede holme fungerede godt (Figur 5).

Figure 1
Figur 1: Bugspytkirtelperfusion og fordøjelse og rensning af busk. (A)Processen med bugspytkirtel perfusion (A1A6). (B) Slutpunktet for fordøjelsen af bugspytkirtlen med partikler suspenderet. C) Rensede holme observeret under lysmikroskopet. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Renhed og levedygtighed af rensede holme. (A) Ø-renhed bestemt ved dithizone farvning. Islet levedygtighed vurderet af FDA-PI dobbelt farvning. (B) Lys mikroskopi billede af holme. (C) FDA farvning viser levedygtige celler i grøn. (D) PI fluorescens rød angiver døde celler. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Transplantation af løv. (A) Efter anæstesi, barbere håret på transplantationsstedet med en barbermaskine klinge og fastsætte modtagerenlemmer i maven opad position med kirurgisk tape. (B) Efter laparotomi er ISWAT-transplantationsstedet udsat. (C) Holme blandet i hydrogel transplanteres langsomt ind i ISWAT-stedet. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Blodsukkerniveauer og kropsvægt eftertransplantation. Ikke-fastende blodsukkerniveauer (rød linje) og kropsvægt (blå linje) af recipientmus transplanteret med syngeneic holme (n = 7). Den sorte pil indikerer, at transplantaterne blev fjernet 100 dage efter transplantationen. Nogle variationer i blodsukkerniveauet sammenligne de forskellige modtagere blev observeret, hvilket afspejler forskelle i dråbekvalitet og funktion. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 5
Figur 5: Histologi og immunfluorescens. Graft sektioner blev plettet med H & E, DAPI (kerner), anti-mus insulin antistof, og anti-mus glukagon antistof. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bugspytkirtel-olet transplantation er en lovende behandling til behandling af T1DM. Effekten af denne behandling påvirkes af mange faktorer og vælge et optimalt sted for islet implantation er yderst vigtigt. Det ideelle anatomiske sted for transplantation af fjorde bør have følgende karakteristika: tilgængelighed for simpel transplantation, biopsi og procedurer for transplantation af transplantater; reducerede komplikationer; høj succesrate for blodsukkerkontrol; og langvarig overlevelse af islettransplantaterne15,16.

Vores team har tidligere beskrevet en protokol for dråbetransplantation i omentum i en murine model17. I varomentum, normal blodsukker blev opnået på et senere tidspunkt sammenlignet med let transplantation under nyrekapslen. Som et resultat, andre steder for implantering holme blev undersøgt.

ISWAT blev rapporteret som et alternativt sted til leveren, da det har brug for færre holme til at vende hyperglykæmi af modtagerne i forhold til transplantation ved leveren14. Desuden er det nemt at transplantere holmene, som det er at visualisere og hente transplantaterne14. I vores undersøgelse, modtager mus har reduceret hyperglykæmi inden for en måned efter isling transplantation, tyder på, at ISWAT kræver længere end nyrekapslen til at producere tilstrækkelig insulin. Disse resultater viser derfor, at ISWAT-webstedet ikke kan tilbyde bedre betingelser for diffusion af ilt, næringsstoffer og for revaskularisering af transplantatet.

Høj renhed og aktivitet af isolerede holme er af afgørende betydning for at vende hyperglykæmi af diabetiske modtagere i allo-ø-transplantation indstilling, og ø-isolation protokoller er ikke de samme blandt forskellige forskere18,19,20. Fordøjelsestiden er meget afgørende for at opnå høj kvalitet holme. Det er vores erfaring, bør det ikke overstige 5 min. Isolerede holme kan dyrkes i en 37 °C inkubator natten over for at tillade nyttiggørelse fra den mekaniske stress af fordøjelsesproceduren21.

Den hydrogel, der anvendes her er en kælder membran matrix, der indeholder laminin, kollagen IV, og vækstfaktorer17. Det størkner, når den når kropstemperaturen og hjælper med at holde ø-grafts i ISWAT site. Selv om det ikke er giftigt for holmene, om tilstedeværelsen af hydrogel påvirker ølet engraftment og funktion er endnu ikke fastlagt.

Samlet set er ISWAT et nyt subkutant rum for ø-transplantation i gnavermodeller og potentielt til klinisk brug. For fuld evaluering, yderligere undersøgelser ved hjælp af større pattedyr prækliniske modeller er påkrævet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne rapporterer ingen interessekonflikter.

   

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af tilskud fra National Key R&D Program of China (2017YFC1103704)Særlige midler til opførelse af hospitaler på højt niveau i Guangdong-provinsen (2019), Sanming Project of Medicine i Shenzhen (SZSM201412020), Fonden for Højt Niveau Medicinsk disciplin Konstruktion af Shenzhen (2016031638), Shenzhen Foundation of Science and Technology (JCJY201602204849975, GJHZ201703141713575556), Shenzhen Foundation of Health and Family Planning Commission (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medical Videnskabelig Forskning Foundation of Guangdong-provinsen i Kina (A2019218), China Postdoctoral Science Foundation (2018M633218).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.22 μm Syringe-driven Filter Unit Merck Millipore SLHV033RB
1.5 mL centrifuge tube Axygen MCT-150-C
5 mL Pasteur pipette JingAn Biological, China J00085
5 mL syringe Szboon, China 20170829
50 mL conical tube Corning 430829
5-0 surgical suture sh-Jinhuan, China CR537
60 mL syringe Szboon, China 20170623
75% Ethanol LIRCON, China 9180527
Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse IgG(H+L) Invitrogen A21202 Dilution (1:200)
anti-mouse Glucagon antibody Abcam ab10988 Dilution (1:100)
anti-mouse insulin antibody Cell Signaling Technology 3014s Dilution (1:100)
blunt-pointed perfusion needle Oloey, China 005 32G, yellow
BSA Meilune, China MB4219
C57BL/6 Mice Medical Animal Center of Guangdong Province 8~10 weeks
cell culture dish BIOFIL, China TCD000100 General,Non-treated,87.8 mm diameter
centrifuge Thermo Scientific ST16R
cephalosporin Lukang medical, China 150303
CMRL-1066 Sigma-Aldrich C0422
Codos Pet Clipper Szcodos, China CP-8000
collagenase Type V Sigma C9262
DAPI Thermo Fisher D1306
D-hank's buffer Coolaber, China PM5140-10
dithizone Sigma-Aldrich D5130
Dnase I Sigma-Aldrich D4263
Eosin staining media Beyotime Biotech, China C0109
FBS GE Healthcare Life Sciences SH30084
fluorescein diacetate (FDA) Thermo Fisher F1303
fluorescent microscope Leica DMIL
gel-loading pipet tips Corning CLS4884
HBSS Coolaber, China PM5150-10
hematoxylin staining media Cell Signaling Technology 14166S
HISTOPAQUE-1077 Sigma-Aldrich RNBG0522
HISTOPAQUE-1119 Sigma-Aldrich RNBG0536
Hydrogel BD Biosciences 356234 Basement Membrane Matrix
Iodophor LIRCON, China 5190313
light-tight culture dish DVS, China AN-5058548 self-made, glass dish sprayed with black paint
Medical Adhesive Tape Cofoe, China K12001
non-invasive microtweezers RWD Life Science F11033-11 and F12016-15
One Touch ultraeasy Basic blood glucose monitoring system Johnson & Johnson 33391713
ophthalmic scissors RWD Life Science S12012-12 and S11001-08
P/S (penicillin / streptomycin) Gibco 15140-122
pentobarbital sodium Sigma-Aldrich P-010
Propidium iodide Sigma-Aldrich P4864
STZ (streptozotocin) Sigma-Aldrich S0130
Test Strip GenUltimate 100-50
TRITC-conjugated Goat anti-Rabbit IgG(H+L) proteintech SA00007-2 Dilution (1:200)
vascular clamp RWD Life Science R31006-04

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
  2. Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343, (4), 230-238 (2000).
  3. McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2, (7), 007823 (2012).
  4. Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521 (2019).
  5. Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202 (2018).
  6. Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60, (10), 1961-1971 (2017).
  7. van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17, (9), 1005-1014 (2008).
  8. Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. (2019).
  9. Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23, (4), 428-439 (2018).
  10. Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91, (3), 367-372 (2011).
  11. Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
  12. Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
  13. Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14, (7), 1533-1542 (2014).
  14. Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102, (6), 945-952 (2018).
  15. Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10, (5), 332-337 (2010).
  16. Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
  17. Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160 (2019).
  18. Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).
  19. Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096 (2011).
  20. Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
  21. Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics