Inguinal Subkutan hvit fettvev (ISWAT) Transplantasjon Modell av Murine Holmer

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

I denne protokollen er en metode for murine holmeisolasjon og transplantasjon i det inuinale subkutane hvite fettvevet beskrevet. Isolerte syngeneiske murine holmer transplanterer til en murine mottaker ved hjelp av en kjeller membran hydrogel. Blodsukkernivået til mottakerne overvåkes, og histologianalyse av holmetransplantatene utføres.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Peng, Y., Zou, Z., Chen, J., Zhang, H., Lu, Y., Bittino, R., Fu, H., Cooper, D. K. C., Lin, S., Cao, M., Dai, Y., Cai, Z., Mou, L. Inguinal Subcutaneous White Adipose Tissue (ISWAT) Transplantation Model of Murine Islets. J. Vis. Exp. (156), e60679, doi:10.3791/60679 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Pankreas holmetransplantasjon er en veletablert terapeutisk behandling for type 1 diabetes. Nyrekapselen er det mest brukte stedet for holmetransplantasjon hos gnagermodeller. Den stramme nyrekapselen begrenser imidlertid transplantasjonen av tilstrekkelige holmer hos store dyr og mennesker. Det inuinale subkutane hvite fettvevet (ISWAT), et nytt subkutant rom, ble funnet å være et potensielt verdifullt sted for holmetransplantasjon. Dette nettstedet har bedre blodtilførsel enn andre subkutane mellomrom. Videre har ISWAT plass til en større holmemasse enn nyrekapselen, og transplantasjon i den er enkel. Dette manuskriptet beskriver prosedyren for mus holme isolasjon og transplantasjon i ISWAT stedet for syngeneic diabetisk mus mottakere. Ved hjelp av denne protokollen ble murine bukspyttkjerteløyer isolert av standard kollagennase fordøyelse og en kjellermembran matrise hydrogel ble brukt til å fikse rensede holmer i ISWAT-området. Blodsukkernivået til mottakermusene ble overvåket i mer enn 100 dager. Islet grafts ble hentet på dag 100 etter transplantasjon for histologisk analyse. Protokollen for holmetransplantasjon i ISWAT-nettstedet beskrevet i dette manuskriptet er enkel og effektiv.

Introduction

Den verdensomspennende forekomsten og forekomsten av diabetes mellitus type 1 (T1DM) øker raskt, ifølge statistiske data fra International Diabetes Federation (IDF)1. Holmetransplantasjon er en av de mest lovende tilnærmingene for behandling av T1DM4. Siden det store gjennombruddet i klinisk holmetransplantasjon ved hjelp av Edmonton-protokollen2 ble rapportert, fungerende holmegraftoverlevelse hos T1DM-mottakere etter 5 år nå når ca 50%3.

Tidligere ble flere transplantasjonssteder, som lever, nyrekapsel, milt, intramuskulær region, subkutan plass, benmarg og omentalpose utforsket for eksperimentell holmetransplantasjon5,6,7. Noen av de ovennevnte stedene har blitt testet i kliniske innstillinger8. Selv om holmetransplantasjon i leveren fortsatt er den mest brukte metoden i klinisk anvendelse i dag9,er det flere viktige problemer å løse når du bruker dette nettstedet. For eksempel, hvordan redusere tidlig tap av transplanterte holmer forårsaket av øyeblikkelig blod mediert inflammatorisk reaksjon (IBMIR) og dårlig oksygenering forsyning10,11 og hvordan å hente holme grafts om nødvendig, fordi de diffust lokalisere i leveren. Nyrekapselen kan være et ideelt sted for gnagermottakere. Den stramme nyrekapselen begrenser imidlertid transplantasjonen av tilstrekkelige allogene holmer hos mennesker, selv om det kan være bedre egnet for holmexenotransplantasjon på grunn av de svært rensede svineøyene som brukes klinisk5,12. Derfor er søket etter et mer egnet sted for holmetransplantasjon pågår.

Det subkutane rommet kan brukes som et klinisk aktuelt sted for holmetransplantasjon på grunn av tilgjengeligheten. Effektiviteten av holmetransplantasjon i det subkutane rommet er imidlertid ekstremt lav, og krever dermed et relativt stort antall holmer for å reversere hyperglykemi13. Nylig fant et japansk forskningsteam ISWAT, et nytt subkutan sted overlegen for holmetransplantasjon i en murine modell sammenlignet med leveren14. ISWAT inneholder epigastrisk arterie og vene, slik at den rike blodtilførselen kan sikre at holmetransplantatrevaskularisering. I dette manuskriptet foreslår vi en enkel implantasjonsmetode ved hjelp av en kjellermembranmatrisehydrogel for å fikse syngeneiske murine-holmer i ISWAT. Denne protokollen viser seg effektiv for holmetransplantasjon.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle prosedyrer i denne protokollen fulgte prinsippene for dyrevelferd av Ethics Review Committee of Shenzhen Second People's Hospital. Islet graft mottakere og givere var 8- til 10 uker gamle C57BL/6 mannlige mus kjøpt fra Medical Animal Center i Guangdong-provinsen. Prosedyren for høsting, isolasjon, kultur eller administrasjon av de høstede cellene ble utført under aseptiske forhold.

1. Holmeforberedelse

  1. Klargjør en kollagentype V arbeidsløsning. Vekt kollagense type V og oppløs med D-Hanks buffer til en endelig konsentrasjon på 1 mg/ml, filtrer ved hjelp av en 0,22 μm sprøytedrevet filterenhet og en 60 ml sprøyte og forhåndskjølt i is. Et volum på 5 ml for hver donormottaker er nødvendig.
  2. Euthanize en 10 uker gammel C57BL/6 mannlig mus (23 ± 2 g) ved cervical dislokasjon og spray den ytre delen av musen med 75% etanol i noen sekunder. I mellomtiden fyller du en 5 ml sprøyte med kollagenbladoppløsning og endrer sprøytenålen med en bøyende sløv perfusjonsnål (32 G).
  3. Sett donormusen i supine posisjon på en ispose under dissekering omfang, kutte en tverrgående åpning ved hjelp av rett spiss oftalmisk saks i huden på kjønnshår området, og helt incise huden mot hodet. Deretter helt åpne magen via en V-snitt fra kjønnshårregionen til xiphoid prosessen.
  4. Utsett galleblæren og hele lengden på den vanlige gallekanalen ved å omplassere leveren. Klem deretter den duodenale åpningen av den vanlige gallekanalen med en vaskulær klemme og kutt en liten åpning i galleblæren.
    MERK: Optimal nålplassering er viktig for å forhindre tilbakestrømning inn i leveren og galleblæren.
  5. Cannulate den vanlige gallekanalen fra galleblæren åpningen ved hjelp av perfusjonsnålen i trinn 1.2, injiser deretter ~ 2 ml kollagennase oppløsning i bukspyttkjertelen. Deretter skiller du den perfunderte bukspyttkjertelen fra tarmene, magen og milten ved hjelp av to par ikke-invasive mikrotweezers, og legg den i et 50 ml konisk rør på is.
    MERK: Gjenta prosessen for alle donormus. Tre sammenhengende perfunderte bukspyttkjerteler (ikke mer enn 40 min fra hverandre) kan kombineres til et 50 ml konisk rør fylt med 3 ml kollagennaseløsning for hver bukspyttkjertel.
  6. Tilsett 100 μL DNase I (10 mg/ml) per bukspyttkjertel i 50 ml konisk rør, og fordøye bukspyttkjertelen i et vannbad ved 37 °C ved å riste de koniske rørene i 3–5 min.
    MERK: Rist rørene kraftig 40x i 10 s intervaller for å koble vevet før fordøyelsen i vannbadet, og rist deretter rørene moderat under fordøyelsen.
  7. Tilsett stoppoppløsning (2,5 mg/ml BSA-HBSS-oppløsning) opptil et endelig volum på 50 ml for å blokkere fordøyelsen, og pulssentrifuge rørene til en hastighet på 750 x g ved 4 °C og stopper raskt.
  8. Hell av supernatanten og vask pellets 2x ved å forsiktig resuspendere i 15-25 ml BSA-HBSS. Pulssentrifuger røret med samme hastighetsforhold som skissert i trinn 1,7 i 1 min.
  9. Hell av supernatantog basseng pellets av de tre konisk rør i en 50 ml konisk rør. Resuspend pellets i et totalt volum på 10 ml av histopaque-1119. Bland homogent, og sekvensielt tilsett 5 ml histopaque-1077 og 5 ml HBSS ved pipettering sakte langs siden av røret.
  10. Spinn prøvene i sentrifuge ved 750 x g ved 4 °C i 10 min uten bremser.
  11. Aspirer øyene fra HBSS/histopaque-1077-grensesnittet til et 50 ml konisk rør ved hjelp av en engangspipette på 5 ml pasteur, tilsett BSA-HBSS til et endelig volum på 50 ml og pulssentrifuge ved 750 x g ved 4 °C.
  12. Hell av supernatanten og vask holmene med 30 ml BSA-HBSS. Sentrifuge i 1 min ved 750 x g ved 4 °C.
  13. Resuspender øyene ved hjelp av 30 ml kulturmedium (10 % FBS-1%P/S-CMRL-1066) per rør og hell i en lett stram kulturrett med 10 cm diameter. Under et stereomikroskop, ved hjelp av 200 μL gel-lasting pipet tips, håndplukke holmene fra løsningen basert på deres morfologi (dvs. spheroidal, hvit). Sett inn i en ubehandlet cellekulturrett med 10 ml kulturmedium.
    MERK: En bruktplukking kan utføres hvis renheten til førsterensede holmer ikke er optimal etter den første plukkingen.
  14. Kontroller renheten til de håndplukkede holmene ved å dithizone flekker under et lett mikroskop og oppdage levedyktigheten til holmer ved fluoresceindiacetate (FDA)-propidium iodide (PI) farging under et fluorescerende mikroskop.
  15. Kultur de isolerte holmer i kultur medium (som i trinn 1.13) i en inkubator ved 37 °C, 95% air-5% CO2 før transplantasjon.

2. ISWAT holmetransplantasjon

  1. Indusere diabetes hos de 8 uker gamle hannene C57BL/6 mus (22 ± 2 g) ved en enkelt injeksjon av streptozotocin (STZ). På dag -4, rask musene for ~ 4-6 h, deretter forberede en 2% STZ løsning ved hjelp av 0,1 M citrate buffer (pH 4.4). Vekt, resuspender i buffer, og injiser musene intraperitonealt i en dose på 180 mg/kg.
    MERK: STZ-løsningen må tilberedes før bruk og dekkes med aluminiumsfolie på grunn av lysfølsomheten. Den bør brukes umiddelbart, fordi den vil miste aktivitet innen 15-20 min.
  2. Punktere caudale årer av STZ-injisert mus for å samle litt blod på rundt 10 AM av dagen -1 og dag 0 og måle ikke-fastende blodsukkernivå ved hjelp av en teststripe og en grunnleggende blodsukkerovervåkingsinstrument. Musene vil bli brukt som holmetransplantasjonsmottakere hvis blodsukkernivået i de 2 påfølgende testdagene er begge minst 20 mmol / L.
  3. På dag 0, veie og markere alle mottakermusene. Bedøve hver mottaker ved å injisere 60 mg/kg pentobarbital natrium intraperitonealt.
    MERK: Administrer en tåklype for å kontrollere dybden av anestesi. Hvis mottakeren musen har ingen uttakrefleks, nivået av anestesi er nok for kirurgi. Hvis ikke, administrer ytterligere 10 mg/kg pentobarbital natrium. Pentobarbitalnatrium som ble brukt ble fortynnet i steril fysiologisk saltvann ved konsentrasjonen på 2 % (m/v).
  4. Ta hydrogelen ut fra en -20 °C fryser og hold den på is for å tillate tining. Hydrogelen er flytende ved 4–10 °C og vil stivne ved høyere temperatur.
  5. Plukk ~450–500 holmeekvivalenter (IEQ) for hver mottaker i et sterilt 1,5 ml sentrifugerør under stereomikroskopet (som i trinn 1,13) med 200 μL kulturmedium og hold på is til den er klar for transplantasjon.
  6. Vattpinne venstre inguinal område av mottakeren ved hjelp av 75% etanol. Plasser den i supine posisjon og fikse de fire lemmer ved hjelp av kirurgisk tape. Barber av håret rundt operasjonsstedet med elektriske klippere og vattpinne området med Iodophor.
  7. Lag et vertikalt hudsnitt i dette området ved hjelp av oftalmisk saks og ikke-invasive mikrotweezers, identifisere dårligere epigastrisk arterie og vene i ISWAT, og lag en liten lomme over karene.
  8. Spinn holmerrøret i 30 s ved 200 x g og fjern supernatanten så mye som mulig. Aspirer 20 μL helt tint hydrogel og last den inn i røret med holmene. Resuspender holmene forsiktig, unngå bobler.
  9. Lever hele holme-hydrogelblandingen i røret i lommen (trinn 2,7) av mottakeren med en 200 μL pipettespiss.
    MERK: Denne prosessen krever to teknikere, en for å plukke opp kantene på lommen ved hjelp av ikke-invasive mikrotweezers, og den andre for å levere holmeblandingen i lommen.
  10. Tilsett 20 μL cefalosporin (~ 5–10 mg) inn i transplantasjonsstedet etter at holmer-hydrogelblandingen er fullstendig størknet, og bruk deretter en 5-0 kirurgisk sutur for å lukke muskelen og huden med kontinuerlig suturmetode.
    MERK: Hydrogelen trenger ca. 3 min for å stivne på grunn av kroppstemperaturen.
  11. Plasser mottakeren i et rent bur og hold deg varm med en termisk pute. Fortsett å overvåke til mottakeren gjenoppretter og begynner å bevege seg selvstendig. Administrer deretter 0,03 mg/ml Buprenorfin med steril fysiologisk saltvann intraperitonealt, i henhold til 0,1 mg/kg dose.
  12. Gjenta trinn 2.3–2.11 for hver mottakermus.
  13. Mål de ikke-faste blodsukkernivåene til mottakermusene (som i trinn 2.2) 3–4x i uken den første måneden og 1x en uke deretter.
  14. På slutten av oppfølgingen (100 dager etter transplantasjon), under anestesi (utført som i trinn 2.3) avgiftsbehandling ISWAT bærer graftet fra mottakerne etter de sterile trinnene beskrevet i trinn 2.6. Fest vevet i formalin og paraformaldehyd i henhold til histologiske protokoller for hematoksylin og eosin (H&E) farging og immunfluorescens av insulin og glukagon.
  15. Legg cefalosporin og lukk snittet av mottakerne som i trinn 2.10, og forbered deretter for utvinning som i trinn 2.11.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

To prosedyrer er innført i denne protokollen: murine holme forberedelse og holme transplantasjon i ISWAT området. I den første prosedyren, etter perfusing og fordøye med Type V kollagenslikløsning, rensing med Histopaque-1119 og Histopaque-1077 og en ekstra håndplukking trinn, vil de isolerte murine holmer være tilstrekkelig ren transplantasjon (som vist i figur 1) og de isolerte holmer som har høy levedyktighet vil bli brukt til transplantasjon (som vist i figur 2). I den andre prosedyren er diabetesinduksjon med STZ kjemisk kritisk. Den optimale dosen av STZ avhenger av musbelastning og alder, og vellykket induksjon av diabetes er definert av ikke-raske blodsukkernivåer på mer enn 16,7 mmol / L samtidig på to påfølgende dager. Diabetikermusene kan overleve uten holmetransplantasjon i noen uker. Holmetransplantatene skal blandes fullt ut med hydrogel før de transplanteres inn i ISWAT-området, og noen få minutter må passere for at graftene skal festes inn i IWSAT (figur 3). Når transplantert inn i ISWAT, holmen grafts reversert hyperglykemi i omtrent en måned, og kroppsvekten til mottakermusene gradvis økt (Figur 4). Ved 100 dager etter transplantasjon ble holmetransplantatene hentet for histologisk analyse (figur 5). Som vist i figur 4,den ikke-faste blod på ~ 10 AM på testdager raskt steg etter at grafts ble fjernet. H&E-farging viste at holmetransplantatene forble intakte. Insulin og glukagon immunofluorescensfarging viste at de transplanterte holmene fungerte godt (figur 5).

Figure 1
Figur 1: Bukspyttkjertelperfusjon og fordøyelse og holmerensing. (A) Prosessen med bukspyttkjertelperfusjon (A1-A6). (B) Endepunktet for bukspyttkjertelfordøyelsen, med partikler suspendert. (C) Rensede holmer observert under lysmikroskopet. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: Renhet og levedyktighet av rensede holmer. (A) Holme renhet bestemmes av dithizone farging. Holme levedyktighet vurdert av FDA-PI dobbel farging. (B) Lys mikroskopi bilde av holmer. (C) FDA farging viser levedyktige celler i grønt. (D) PI fluorescens rød indikerer døde celler. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: Holmetransplantasjon. (A) Etter anestesi, barber håret på transplantasjonsstedet med barberblad og fest mottakerlemmer i buken oppadgående stilling med kirurgisk tape. (B) Etter laparotomi er ISWAT-transplantasjonsstedet utsatt. (C) Holmer blandet i hydrogel er langsomt transplantert inn i ISWAT-området. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 4
Figur 4: Blodsukkernivå og ettertransplantasjon av kroppsvekt. Ikke-fastende blodsukkernivå (rød linje) og kroppsvekt (blå linje) av mottakermusene transplantert med syngeneiske øyer (n = 7). Den svarte pilen indikerer at graftene ble fjernet 100 dager etter transplantasjon. Noen variasjoner i blodsukkernivået som sammenlignet de ulike mottakerne ble observert, noe som reflekterer forskjeller i holmekvalitet og funksjon. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Figure 5
Figur 5: Histologi og immunofluorescens. Graft seksjoner ble farget med H & E, DAPI (kjerner), anti-mus insulin antistoff, og anti-mus glukagon antistoff. Vennligst klikk her for å vise en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bukspyttkjertel holmetransplantasjon er en lovende terapi for å behandle T1DM. Effekten av denne behandlingen påvirkes av mange faktorer, og det er ekstremt viktig å velge et optimalt sted for holmeimplantasjon. Det ideelle anatomiske stedet for holmetransplantasjon bør ha følgende egenskaper: tilgjengelighet for enkel transplantasjon, biopsi og graft gjenfinningprosedyrer; reduserte komplikasjoner; høy suksessrate for blodsukkerkontroll; og langsiktig overlevelse av holmen grafts15,16.

Vårt team har tidligere beskrevet en protokoll for holmetransplantasjon i omentum i en murine modell17. I omentum ble normal blodsukker oppnådd på et senere tidspunkt sammenlignet med holmetransplantasjon under nyrekapselen. Som et resultat ble andre steder for implantering av holmer utforsket.

ISWAT ble rapportert som et alternativt sted til leveren, da det trenger færre holmer for å reversere hyperglykemi av mottakerne sammenlignet med transplantasjon i leveren14. Videre er transplantasjon av holmene lett, som er visualisering og henting av grafts14. I vår studie har mottakermus redusert hyperglykemi innen en måned etter holmetransplantasjon, noe som tyder på at ISWAT krever lengre enn nyrekapselen for å produsere tilstrekkelig insulin. Disse resultatene indikerer derfor at ISWAT-området kanskje ikke gir bedre forhold for diffusjon av oksygen, næringsstoffer og for revaskularisering av transplantatet.

Høy renhet og aktivitet av isolerte holmer er av avgjørende betydning for å reversere hyperglykemi av diabetikere i allo-holmetransplantasjoninnstillingen, og holmeisolasjonsprotokoller er ikke de samme blant ulike forskere18,19,20. Fordøyelsestid er svært avgjørende for å oppnå høy kvalitet holmer. I vår erfaring bør det ikke overstige 5 min. Isolerte holmer kan dyrkes i en 37 ° C inkubator over natten for å tillate utvinning fra det mekaniske stresset i fordøyelsesprosedyren21.

Hydrogelen som brukes her er en kjellermembranmatrise som inneholder laminin, kollagen IV og vekstfaktorer17. Det stivner når den når kroppstemperatur og bidrar til å holde holmetransplantatene i ISWAT-området. Selv om det ikke er giftig for holmene, om tilstedeværelsen av hydrogelpåvirker holmeen engraftment og funksjon gjenstår å bestemme.

Tatt kollektivt, iSWAT er en ny subkutan plass for holmetransplantasjon i gnagermodeller og potensielt for klinisk bruk. For full evaluering er det nødvendig med flere studier med større prekliniske modeller for pattedyr.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne rapporterer ingen interessekonflikter.

   

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av tilskudd fra National Key R&D Program of China (2017YFC1103704)Special Funds for the Construction of High Level Hospitals in Guangdong Province (2019), Sanming Project of Medicine in Shenzhen (SZSM201412020), Fund for High Level Medisinsk disiplin Bygging av Shenzhen (2016031638), Shenzhen Foundation of Science and Technology (JCJY20160229204849975, GJHZ20170314171357556), Shenzhen Foundation of Health and Family Planning Commission (SZXJ2017021SZXJ2018059), Medisinsk Vitenskapelig forskningsstiftelse i Guangdong-provinsen i Kina (A2019218), China Postdoctoral Science Foundation (2018M633218).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.22 μm Syringe-driven Filter Unit Merck Millipore SLHV033RB
1.5 mL centrifuge tube Axygen MCT-150-C
5 mL Pasteur pipette JingAn Biological, China J00085
5 mL syringe Szboon, China 20170829
50 mL conical tube Corning 430829
5-0 surgical suture sh-Jinhuan, China CR537
60 mL syringe Szboon, China 20170623
75% Ethanol LIRCON, China 9180527
Alexa Fluor 488 donkey anti-mouse IgG(H+L) Invitrogen A21202 Dilution (1:200)
anti-mouse Glucagon antibody Abcam ab10988 Dilution (1:100)
anti-mouse insulin antibody Cell Signaling Technology 3014s Dilution (1:100)
blunt-pointed perfusion needle Oloey, China 005 32G, yellow
BSA Meilune, China MB4219
C57BL/6 Mice Medical Animal Center of Guangdong Province 8~10 weeks
cell culture dish BIOFIL, China TCD000100 General,Non-treated,87.8 mm diameter
centrifuge Thermo Scientific ST16R
cephalosporin Lukang medical, China 150303
CMRL-1066 Sigma-Aldrich C0422
Codos Pet Clipper Szcodos, China CP-8000
collagenase Type V Sigma C9262
DAPI Thermo Fisher D1306
D-hank's buffer Coolaber, China PM5140-10
dithizone Sigma-Aldrich D5130
Dnase I Sigma-Aldrich D4263
Eosin staining media Beyotime Biotech, China C0109
FBS GE Healthcare Life Sciences SH30084
fluorescein diacetate (FDA) Thermo Fisher F1303
fluorescent microscope Leica DMIL
gel-loading pipet tips Corning CLS4884
HBSS Coolaber, China PM5150-10
hematoxylin staining media Cell Signaling Technology 14166S
HISTOPAQUE-1077 Sigma-Aldrich RNBG0522
HISTOPAQUE-1119 Sigma-Aldrich RNBG0536
Hydrogel BD Biosciences 356234 Basement Membrane Matrix
Iodophor LIRCON, China 5190313
light-tight culture dish DVS, China AN-5058548 self-made, glass dish sprayed with black paint
Medical Adhesive Tape Cofoe, China K12001
non-invasive microtweezers RWD Life Science F11033-11 and F12016-15
One Touch ultraeasy Basic blood glucose monitoring system Johnson & Johnson 33391713
ophthalmic scissors RWD Life Science S12012-12 and S11001-08
P/S (penicillin / streptomycin) Gibco 15140-122
pentobarbital sodium Sigma-Aldrich P-010
Propidium iodide Sigma-Aldrich P4864
STZ (streptozotocin) Sigma-Aldrich S0130
Test Strip GenUltimate 100-50
TRITC-conjugated Goat anti-Rabbit IgG(H+L) proteintech SA00007-2 Dilution (1:200)
vascular clamp RWD Life Science R31006-04

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Cho, N. H., et al. IDF Diabetes Atlas: Global estimates of diabetes prevalence for 2017 and projections for 2045. Diabetes Research and Clinical Practice. 138, 271-281 (2018).
  2. Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343, (4), 230-238 (2000).
  3. McCall, M., Shapiro, A. M. Update on islet transplantation. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2, (7), 007823 (2012).
  4. Pathak, V., Pathak, N. M., O'Neill, C. L., Guduric-Fuchs, J., Medina, R. J. Therapies for Type 1 Diabetes: Current Scenario and Future Perspectives. Clinical Medicine Insights: Endocrinology and Diabetes. 12, 1179551419844521 (2019).
  5. Bottino, R., Knoll, M. F., Knoll, C. A., Bertera, S., Trucco, M. M. The Future of Islet Transplantation Is Now. Frontiers in Medicine (Lausanne). 5, 202 (2018).
  6. Stokes, R. A., et al. Transplantation sites for human and murine islets. Diabetologia. 60, (10), 1961-1971 (2017).
  7. van der Windt, D. J., Echeverri, G. J., Ijzermans, J. N., Cooper, D. K. The choice of anatomical site for islet transplantation. Cell Transplantation. 17, (9), 1005-1014 (2008).
  8. Addison, P., Fatakhova, K., Rodriguez Rilo, H. L. Considerations for an Alternative Site of Islet Cell Transplantation. Journal of Diabetes Science and Technology. (2019).
  9. Pepper, A. R., Bruni, A., Shapiro, A. M. J. Clinical islet transplantation: is the future finally now. Current Opinion in Organ Transplantation. 23, (4), 428-439 (2018).
  10. Bellin, M. D., et al. Similar islet function in islet allotransplant and autotransplant recipients, despite lower islet mass in autotransplants. Transplantation. 91, (3), 367-372 (2011).
  11. Bruni, A., Gala-Lopez, B., Pepper, A. R., Abualhassan, N. S., Shapiro, A. J. Islet cell transplantation for the treatment of type 1 diabetes: recent advances and future challenges. Diabetes, Metabolic Syndrome and Obesity: Targets and Therapy. 7, 211-223 (2014).
  12. Smood, B., Bottino, R., Hara, H., Cooper, D. K. C. Is the renal subcapsular space the preferred site for clinical porcine islet xenotransplantation? Review article. International Journal of Surgery and Medicine. 69, 100-107 (2019).
  13. Luan, N. M., Iwata, H. Long-term allogeneic islet graft survival in prevascularized subcutaneous sites without immunosuppressive treatment. American Journal of Transplantation. 14, (7), 1533-1542 (2014).
  14. Yasunami, Y., et al. A Novel Subcutaneous Site of Islet Transplantation Superior to the Liver. Transplantation. 102, (6), 945-952 (2018).
  15. Rajab, A. Islet transplantation: alternative sites. Current Diabetes Reports. 10, (5), 332-337 (2010).
  16. Ekser, B., Vagefi, P. A. Search for the best site in islet xenotransplantation. International Journal of Surgery and Medicine. 70, 106-107 (2019).
  17. Lu, Y., et al. A Method for Islet Transplantation to the Omentum in Mouse. Journal of Visualized Experiments. (143), e57160 (2019).
  18. Neuman, J. C., Truchan, N. A., Joseph, J. W., Kimple, M. E. A method for mouse pancreatic islet isolation and intracellular cAMP determination. Journal of Visualized Experiments. (88), e50374 (2014).
  19. Zmuda, E. J., Powell, C. A., Hai, T. A method for murine islet isolation and subcapsular kidney transplantation. Journal of Visualized Experiments. (50), e2096 (2011).
  20. Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
  21. Carter, J. D., Dula, S. B., Corbin, K. L., Wu, R., Nunemaker, C. S. A practical guide to rodent islet isolation and assessment. Biological Procedures Online. 11, 3-31 (2009).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics