Kvantifisering av metall utvasking i immobilisert metal affinitet kromatografi

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Vi presenterer en analyse for enkel kvantifisering av metaller introdusert til prøver utarbeidet ved hjelp av immobilisert metall affinitet kromatografi. Metoden bruker hydroxynaphthol blå som fargemetrisk metall indikator og en UV-Vis spektrofotometer som detektoren.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Swaim, C. M., Brittain, T. J., Marzolf, D. R., Kokhan, O. Quantification of Metal Leaching in Immobilized Metal Affinity Chromatography. J. Vis. Exp. (155), e60690, doi:10.3791/60690 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Forurensning av enzymer med metaller som utvasket fra immobilisert av metall affinitet kromatografi (IMAC), utgjør en stor bekymring for enzymologists, ettersom mange av de felles di-og trivalent spesifikasjoner som brukes i IMAC-harpiks, har en hemmende effekt på enzymer. Omfanget av metall utvasking og virkningen av ulike tent og reduksjon av reagenser er imidlertid dårlig forstått i stor grad på grunn av fravær av enkle og praktiske overgangs metall kvantifisering protokoller som bruker utstyr som vanligvis er tilgjengelig i biokjemi laboratorier. For å løse dette problemet har vi utviklet en protokoll for raskt å kvantifisere mengden av metall forurensning i prøver som er klargjort ved hjelp av IMAC som et rense trinn. Metoden bruker hydroxynaphthol blå (HNB) som en fargemetrisk indikator for innholdet i en prøve løsning og UV-Vis spektroskopi som et middel for å kvantifisere mengden av metall til stede, i nanomolar rekkevidde, basert på endringen i HNB spektrum ved 647 NM. Mens metall innhold i en løsning har historisk blitt bestemt ved hjelp av Atomic absorpsjon spektroskopi eller Induktivt kombinert plasma teknikker, disse metodene krever spesialisert utstyr og opplæring utenfor omfanget av en typisk biokjemi laboratorium. Metoden foreslått her gir en enkel og rask måte for Biokjemikere å bestemme metall innhold av prøver å bruke eksisterende utstyr og kunnskap uten å ofre nøyaktighet.

Introduction

Siden oppstarten av Sellbom og medarbeidere1, immobilisert metall affinitet KROMATOGRAFI (iMac) har blitt en metode for valg å raskt skille proteiner basert på deres evne til å obligasjonslån med overgangen metall ioner som Zn2 +, ni2 +, Cu2 +, og co2 +. Dette er vanligvis gjøres via konstruert Poly-histidin koder og er nå en av de vanligste kromatografiske rensing teknikker for isolering av rekombinant proteiner2. IMac har også funnet programmer utover rekombinant protein rensing som en måte å isolere kinoloner, tetracykliner, aminoglykosider, makrolider og β-lactams for mat sample analyse3 og som et skritt i å identifisere blod-serum protein markører for lever og bukspyttkjertelen kreft4,5. Ikke overraskende har iMac også blitt en metode for valg for isolering av en rekke innfødte bioenergi enzymer6,7,8,9,10. Imidlertid er vellykket gjennomføring av disse rensing metoder for studier på enzymatisk aktive bioenergetisk proteiner avhengig av tilstedeværelsen av ubetydelige nivåer av metall utvasket fra kolonnen matrisen inn i eluatet. Det divalent metallet som vanligvis brukes i iMac, har kjent patologisk biologisk betydning, selv ved lave konsentrasjoner11,12. Den fysiologiske effekten av disse metaller er mest uttalt i bioenergetisk systemer, hvor de kan bevise dødelige som hemmere av Cellular åndedrett eller fotosyntese13,14,15. Lignende problemer er uunngåelig for flertallet av protein klasser der rester av forurensende metaller kan forstyrre protein biologiske funksjoner eller karakterisering med biokjemiske og Biofysiske teknikker.

Mens nivåene av metall forurensning under oksiderende forhold og bruke imidazole som en eluant er vanligvis lav16, protein isolasjoner utført i nærvær av cystein reduksjonsmidler (DTT, β-mercaptoethanol, etc.) eller med sterkere chelater som histidin17,18 eller ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) resultere i mye høyere nivåer av metall forurensning19,20. På lignende måte, siden metallisk ioner inne IMAC harpikser er hyppig koordinert av kar bok syls holdene, protein elutions utført under syrlig vilkårene er likeledes sikkert å ha mange høyere høyder av metallisk forurense. Metall innhold i løsninger kan vurderes ved hjelp av Atomic absorpsjon spektroskopi (AAS) og Induktivt kombinert plasma-Mass massespektrometri (ICP-MS) ned til en grense for påvisning i ppb-PPT-området21,22,23,24. Dessverre, AAS og ICP-MS er ikke realistiske midler for påvisning i en tradisjonell biokjemi Lab som disse metodene vil kreve tilgang til spesialisert utstyr og opplæring.

Tidligere arbeidav Brittain undersøkte bruken av hydroxynaphthol Blue (HNB) som en måte å identifisere tilstedeværelsen av overgangen metaller i løsningen. Det var imidlertid flere interne motsetninger i dataene20 og disse verkene klarte ikke å tilby en tilstrekkelig protokoll. Studerer ved Temel et al.27 and Ferreira et al.28 utvidet på Brittain arbeid med HNB som en potensiell metall indikator. Men Temel utviklet en protokoll som gjør bruk av AAS for prøveanalyse, ved hjelp av HNB bare som en chelaterande agent. Ferreira studie brukte endringen i HNB absorbansen Spectra kl 563 NM, en region av fri-Dye HNB Spectra som overlapper tungt med Spectra av HNB-metall komplekser ved pH 5,7, noe som gjør analysen følsomheten ganske lav, samt resulterer i relativt svakt metall bindende affinitet20. For å løse problemer i vår egen Lab med ni2 + utvasking fra iMac, har vi utvidet arbeidet gjort av Brittain25,26 og Ferreria28 for å utvikle en enkel analysen i stand til å oppdage nanomolar nivåer av flere overgangs metaller. Vi viste at HNB binder nikkel og andre vanlige for IMAC metaller med sub-nanomolar bindende slektskap og danne 1:1 kompleks over et bredt spekter av pH-verdier20. Analysen rapporteres her er basert på disse funnene og utnytter absorbansen endringer i HNB spektrum på 647 NM for metall kvantifisering. Analysen kan utføres i Fysiologiske pH-området ved hjelp av vanlige buffere og instrumentering som finnes i en typisk biokjemi Lab ved hjelp av fargemetrisk deteksjon og kvantifisering av metall-Dye komplekser og tilhørende endring i absorbansen av fri-Dye når det binder seg til metall.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. analyse komponenten forberedelse

  1. Bestem kromatografi fraksjoner som skal analyseres ved hjelp av optiske absorbansen på 280 NM eller alternative metoder for protein kvantifisering å identifisere proteinet beriket fraksjoner.
    Merk: for dette arbeidet, brukte vi en diode array UV-Vis spektrofotometer. For å øke gjennomstrømningen kan det brukes en plate leser i stand til å måle UV-Vis-absorbansen.
  2. Utarbeidelse av nødvendige analysen komponenter
    1. Forbered eller Skaff 10-100 mM buffer ("sample buffer") med en pH mellom 7 og 12.
      Merk: vanlige biokjemiske buffere som Tris, HEPES, MOPPER, og fosfat på nøytral eller grunnleggende pH er alle akseptable for analysen. Tricine og histidin kan brukes, men vil kreve kalibrering kurver som de både vesentlig chelate metall ioner. Et eksempel på kalibrering for histidin er vist i referanse20.
    2. Forbered en 12% w/v (20-fold konsentrert) løsning av hydroxynaphthol blå (HNB) dispersjon i sample buffer bruke 120 mg HNB reagens for hver milliliter lagerløsning forberedt.
      FORSIKTIG: eksponering av HNB for øyet kan forårsake alvorlig skade og irritasjon. Øyebeskyttelse bør brukes ved håndtering av HNB og hender bør vaskes grundig etter håndtering.
      Merk: HNB selges som en spredning på KCl av store leverandører av vitenskapelige reagenser. Som sådan, faktisk konsentrasjon i løsningen vil variere fra ulike produserer, batcher, og hvor i flasken den HNB dispersjon er tatt fra. Ideelt sett, en absorbansen mellom 0,5-0.8 på 647 NM etter 20-fold fortynning av aksjen bør oppnås.

2. prøveklargjøring og måling

  1. Utarbeidelse av spektrofotometer for datainnsamling
    1. Slå på og varm opp UV-Vis spektrofotometer. Angi spektrofotometer for å samle inn data ved 647 NM.
      Merk: Hvis spektrofotometer tillater, i tillegg samle inn data ved 850 NM, eller en annen bølgelengde uten vesentlige endringer knyttet til Dye-metall og fargestoff Spectra, som skal brukes for en Baseline korreksjon.
    2. Tom spektrofotometer ved hjelp av eksempel bufferen.
      Merk: kvarts eller engangsplast kyvetter kan brukes. Kvarts kyvetter foretrekkes for kvantitativ analyse som de vil tillate høyere nøyaktighet og presisjon over engangsplast kyvetter. Men, plast kyvetter blokkere UV-lys, som kan være til stede i måle bjelkene av noen diode-array Spektrofotometrene. Eksponering av HNB til intens UV-lys forårsaker bemerkelsesverdig Dye degradering og en uønsket langsom absorbansen nedgang som kan forveksles med langsom metall binding (for eksempel se figur 1 i støtteinformasjon referanse 20).
  2. Klargjøring og absorbansen måling av kontroll
    1. Forbered en kontroll løsning som inneholder 50 μL av HNB lager per milliliter totalt analyse volum. For å sikre god blanding av alle prøvene, Pipetter de små volumene først og legg deretter til prøve bufferen etterfulgt av miksing av pipettering. Fortynnet HNB-løsning bør tilberedes friskt, men HNB-aksjer kan oppbevares ved 4 ° c og skjermet fra lys i uker uten signifikant degradering.
    2. La kontrollen ruge i minst 3 minutter ved romtemperatur.
      Merk: en lengre inkubasjonstid kan være nødvendig for prøver på alkalisk pH eller i nærvær av fosfat på grunn av dannelse av dårlig oppløselige metall komplekser som resulterer i langsommere likevekts.
    3. Mål og Registrer absorbansen ved 647 NM for kontroll prøven.
  3. Tilberedning og absorbansen måling av prøver
    1. Klargjør analyse prøvene ved å blande 50 μL av HNB-lager med 950 μL av riktig utvannet protein fraksjoner med prøve bufferen.
      Merk: siden metall forurensningsnivåer rapportert i litteraturen varierer med en faktor på mer enn 1000, avhengig av eluering forhold16,20, kan det være nødvendig å prøve noen fortynninger av analyseres protein fraksjoner med prøve bufferen (se trinn 1.2.1 ovenfor) for å oppnå absorbansen endringer innenfor det dynamiske området av analysen.
      FORSIKTIG: nikkel og andre metaller som brukes i IMAC er kjente hud irritasjonsmoment, mistenkt for å være kreftfremkallende, og er i stand til å skade nyrene og blodet etter langvarig eksponering. Hansker og øyebeskyttelse bør brukes ved håndtering av protein prøver som er klargjort med IMAC.
    2. La prøven ruge i minst 3 minutter ved romtemperatur og mål absorbances ved 647 NM.
      Merk: den begrensende trinn i analysen i form av tid investert er inkubasjons trinn. Dataene for denne utredningen ble samlet inn ved hjelp av en enkelt kvarts Cuvette som ble nøye vasket mellom hver prøve. Selv med den ekstra vaske tid og utarbeidelse av HNB lager, datainnsamling for 14 prøver og kontrollen tok omtrent en og en halv time, og som sådan, kan protokollen være enkelt å fullføre uten behov for avbrudd.
    3. Gjenta trinn 2.3.1 og 2.3.2 for hver brøk som skal måles.
      Merk: Hvis flere kyvetter skal brukes for flere prøver, bør prøvene tilberedes på en måte som gjør det mulig for sammenlignbare inkubasjonstid og eksponering for omgivelseslys.

3. metall kvantifisering

  1. Fastsettelse av konsentrasjonen av metall i hver prøve
    1. Finn forskjellen mellom hver prøve absorbansen ved 647 NM fra HNB-kontrollen.
    2. Bestem metall konsentrasjonen (i μM) ved hjelp av formelen nedenfor:

      Equation 1

      der DF er fortynning faktor for analysen brøk, ΔAbs647 er absorbansen endre på 647 NM, 3.65 x10-2 representerer utryddelse koeffisient av HNB (ε = 36.5 mm-1· cm-1 se referanse20 for mer informasjon) og l er Cuvette optiske banen i cm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Spekteret av gratis HNB på nøytral pH (svart linje) og representative Spectra av fraksjoner analyseres for ni2 + fra isolering av MSP1E3D129 er vist i figur 2. En vellykket analysen serien skal demonstrere en redusert absorbansen på 647 NM i forhold til HNB kontroll, som tilsvarer dannelsen av HNB komplekser i nærvær av en overgang metall. En mislykket analysen ville være indikert med en økning i absorbansen ved 647 NM. Alternativt mer enn 90% nedgang fra første absorbansen på 647 NM ville indikere for høyt metall innhold og et behov for å analysen mer utvannet fraksjoner. En analyse uten absorbansen endringer fra den frie HNB-kontrollen indikerer ikke nødvendigvis en feil. Det er mulig at prøvene inneholder i hovedsak ingen utvasket metaller. Dette er imidlertid usannsynlig, og enhver prøve som viser ingen absorbansen endring bør utarbeides og måles igjen, fortrinnsvis med mindre fortynning, for å bekrefte resultatet. Totalt kan de fleste feil observere den forventede absorbansen endringen tilskrives uriktig pipettering under prøve forberedelser, en utilstrekkelig inkubasjonstid før måling, eller pH-verdier utenfor det anbefalte 7-12-området.

For å demonstrere anvendelsen av denne analysen, analyserte vi 2 hans-tag membran stillaset proteiner MSP1E3D1 (isolert som i Denisov, i. G. et al.29), MSP2N2 (isolert som i Grinkova, Y. V.30), og en roman 3-måltema c-type cytokrom GSU0105 fra Geobacter sulfurreducens, som ble recombinantly uttrykt i E. coli og eluert med 500 mm imidazole. De eluering profilene til ni2 + fra en ni-nTa harpiks søyle (se tabell over materialer) og de tilhørende protein eluering profilene for disse 3 proteinene er vist i Figur 3. Ethvert protein vil ha en unik nikkel eluering som kan eller ikke kan justere med proteinet eluering profilen målt ved 280 NM. For eksempel, Figur 3C viser at proteinet og ni2 + innhold av hver brøkdel for GSU0105 er betydelig FORSKJØVET fra hverandre mens fraksjoner for MSP1E3D1 og MSP2N2 (Figur 3A, B) som inneholder de mest protein har også den høyeste ni2 + innhold. Figur 3A, B illustrerer også at metall innhold ikke kan fordeles jevnt blant fraksjoner som samles inn ved hjelp av iMac. Avhengig av Kol onne pakking, sammensetningen av eluering buffer, pumping utstyr og forhold, er det mulig å ha metall eluere i påfølgende fraksjoner ved svært forskjellige konsentrasjoner uavhengig av proteininnholdet i disse fraksjoner.

Figure 1
Figur 1: struktur for hydroxynaphthol blå (HNB). I den funksjonelle pH-serien av analysen, alle kalsiumalkarylsulfonat grupper og en av de hydroksyl gruppene er ionisert. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 2
Figur 2: absorbansen Spectra for utvalgte MSP1E3D1 fraksjoner og HNB. Den relative absorbansen av tre fraksjoner av MSP1E3D1 (farger) sammenlignet med en HNB-kontroll (svart tykk linje) vises. Prøvene ble fremstilt i 20 mM Tris, pH 7,5. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figure 3
Figur 3: ni2 + kvantifisering for 3 representative hans-tag proteiner. Protein og ni2 + eluering profiler for (A) MSP1E3D1, (B) MSP2N2, og (C) GSU0105. Protein eluering ble utført ved hjelp av 300 mM, 300 mM, og 500 mM imidazole, henholdsvis. Ni2 + kvantifisering ble utført i 20 mm Tris, pH 7,5. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Fargemetrisk deteksjon av metaller ved hjelp HNB gir en enkel måte å kvantifisere graden av protein forurensning av overgangen metall ioner fra IMAC harpiks. Som vi etablert i REF. 20, ni2 + binder seg til HNB med 1:1 støkiometri og dissosiasjon konstant for ni-HNB komplekse endringer med pH. Komplekset Kd er imidlertid i sub-nM-serien for alle anbefalte (7-12) pH-verdier. I praksis betyr det at alle ni2 + i alle testede fraksjoner vil BINDE til HNB så lenge ingen andre sterke chelaterande reagenser, som EDTA, er til stede. Alle disse egenskapene sammen resulterer i lineære ni2 + titrering kurver, som vi eksperimentelt observert. I denne rapporten20, har vi også fastslått at Spectral endringer på grunn av metall-Dye kompleks formasjon vil være den samme over hele 7-12 pH-serien. Påvisning er begrenset av minimal pålitelig absorbansen endre målinger (10-4 -10-3 OD avhengig av spektrofotometer brukt) tilsvarende 2.7-27 nM ni2 +. Den øvre rekkevidden er begrenset av mengden HNB stede. I vårt arbeid bruker vi ~ 15 μM, tilsvarende ~ 0,6 OD ved 647 NM. Dette kan imidlertid økes til 50-80 μM HNB, om nødvendig. Praktisk talt, observerte vi ni2 + forurensning nivåer i kromatografiske fraksjoner sammenlignbare eller høyere enn den øvre grensen tvinger oss til å gjøre 10-til 50-fold fortynninger av analyseres fraksjoner. Dette ekstra fortynnings trinnet kan imidlertid øke relative feil under fastsettelse av nikkel konsentrasjonen i en brøk.

Selv om vi ikke har undersøkt detaljene, viste det seg at binding av andre metaller som brukes i IMAC harpikser (co, Zn, Fe) har også sub-μM dissosiasjon konstanter og nesten ingen overlapping mellom fargestoff og Dye-metall absorbansen Spectra ved 647 NM, toppen bølgelengde av gratis HNB. Derfor komplett metall binding til fargestoff og tilhørende Spectral endringer av fargestoffet kan brukes for absolutt metall bestemmelse over hele anbefalt pH-rekkevidde.

Gjennomføring av protokollen er grei og avhenger mest tungt på riktig laboratorieteknikk. Moderne Spektrofotometrene har svært lineære reaksjoner og dynamiske områder på 3-4 størrelsesordener. Følgelig er det mest sannsynlige stedet for innføringen av feil i metoden gjennom pipettering trinnene for prøven forberedelse. Som beskrevet i denne teksten, er metoden basert på kvantifisering av metall innhold basert på forskjellen i HNB absorbansen peak på 647 NM fra en gratis HNB kontroll og prøver med HNB complexed med et metall. Hvis forsiktighet ikke blir tatt til nøyaktig pipette HNB alikvoter eller buffer volumer, sammenligning av kontroll og prøve absorbances ved 647 NM blir et feilpunkt. På samme måte kan dårlig pipettering av protein fraksjoner for prøve forberedelser forskyve oppfattet konsentrasjon av metall i en brøk. På grunn av følsomheten til analysen anbefales det at alle Pipetter som brukes til analyser der nøyaktig kvantifisering er nødvendig, kalibreres før bruk.

Den primære begrensninger av metoden kommer med funksjonell pH-spekter av analysen og tilstedeværelsen av sterke chelaterande midler. Analysen er best utnyttes i et pH-område fra 7-12. Under pH 7, spekteret av gratis HNB fargestoff endringer, miste toppen på 647 NM brukes til kvantifisering20. Over pH 12, mange metall hydroksider begynner å utløse, inkludert de av metaller som vanligvis finnes i IMAC harpiks, noe som gjør kvantifisering tregere og mindre reproduserbar. Mens alkalisk maksimum ikke utgjør et betydelig problem som rensing prosedyrer sjelden kaller for en så høy pH, den sure minimum er mer sannsynlig å være en begrensende faktor. Siden oppdagelsen grensene for ni2 + og andre overgangs metaller er ca 1000-fold lavere enn metall forurensning nivåer vist ovenfor (Figur 3), den lave pH-grensen for analysen kan omgås ved fortynning av analyseres surt protein fraksjoner i buffere med nøytrale pH-verdier og tilstrekkelig høy bufring kapasitet. Alternativt kan pH av analysert fraksjoner justeres eller HNB lager løsningen kan være sterkere bufret å opprettholde ønsket pH etter blanding.

Hvis isolasjons prosedyren for proteinet som renses, krever bruk av reagenser med kjente eller mistenkte overgangs metall chelaterande egenskaper, vil en modifikasjon av metoden være nødvendig for å muliggjøre riktig kvantifisering av utvasket metaller. En standard kurve må være forberedt ved hjelp av chelaterande agent brukes for protein eluering og kjente konsentrasjoner av metallstandarder for å nøyaktig kvantifisere konsentrasjonen av utvasket metall i nærvær av chelator. Et eksempel på metall kvantifisering i nærvær av histidin er tilgjengelig i Kokhan & Marzolf20.

Nøyaktig kvantifisering av metaller i biologiske prøver er fortsatt i stor grad avhengig av bruk av analytiske teknikker og instrumentering, slik som Aas og ICP-MS, som forblir utenfor riket av de typiske biokjemiker31,32. Bonta et al. har beskrevet den enkle utarbeidelsen av biologiske prøver på vanlige filter papir for analyse av ICP-MS, men deres metode fortsatt avhengig av ikke-standard instrumentering for en biokjemiker31. Metoden vi beskriver gir mulighet for måling av metall innhold i en prøve som skal tas uten ekstra opplæring på nye instrumentering eller outsourcing til andre. Lignende fargemetrisk protokoller er utviklet for metall analyse i biologiske prøver33. Imidlertid er metoden beskrevet av Shaymal et al.33 avhengig av en fluorescens analysen ved hjelp av en kommersielt utilgjengelig fluorescerende sonde som gir en høyere grense for deteksjon enn i dette papiret. Tatt i betraktning den relative letthet som den beskrevne metoden kan utføres og den nylige interessen for utviklingen av bærbare metall oppdage protokoller for vandige prøver34,35, det kan være lett tilpasses for felt testing av vann prøver. Som en bærbar test, kan vår metode bli modifisert for bruk med en bærbar spektrofotometer for kvantifisering eller som et kvalitativ tiltak for å identifisere prøver for videre analyse på et fast test sted.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Dette materialet er basert på arbeid støttet av National Science Foundation under Grant MCB-1817448 og av en pris fra Thomas F. og Kate Miller Jeffress Memorial Trust, Bank of America, forvalter og spesifisert donor Hazel Thorpe Carman og George Gay Carman Stoler.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2xYT broth Fisher Scientific BP9743-500 media for E.coli growth
HEPES, free acid BioBasic HB0264 alternative buffer
HisPur Ni-NTA resin Thermo Scientific 88222
Hydroxynaphthol blue disoidum salt Sigma-Aldrich 219916-5g
Imidazole Fisher Scientific O3196-500
Imidazole BioBasic IB0277
MOPS, free acid BioBasic MB0360 alternative buffer
Sodium chloride Fisher Scientific S271-500
Sodium phosphate Fisher Scientific S369-500 alternative buffer
Tricine Gold Bio T870-100
Tris base Fisher Scientific BP152-500
Triton X-100 Sigma-Aldrich T9284-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porath, J., Carlsson, J. A. N., Olsson, I., Belfrage, G. Metal chelate affinity chromatography, a new approach to protein fractionation. Nature. 258, (5536), 598-599 (1975).
  2. Block, H., et al. Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. 463, 439-473 (2009).
  3. Takeda, N., Matsuoka, T., Gotoh, M. Potentiality of IMAC as sample pretreatment tool in food analysis for veterinary drugs. Chromatographia. 72, (1/2), 127-131 (2010).
  4. Felix, K., et al. Identification of serum proteins involved in pancreatic cancer cachexia. Life sciences. 88, (5-6), 218-225 (2011).
  5. Wu, C., et al. Surface enhanced laser desorption/ionization profiling: New diagnostic method of HBV-related hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24, (1), 55-62 (2009).
  6. Goldsmith, J. O., Boxer, S. G. Rapid isolation of bacterial photosynthetic reaction centers with an engineered poly-histidine tag. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1276, (3), 171-175 (1996).
  7. Guergova-Kuras, M., et al. Expression and one-step purification of a fully active polyhistidine-tagged cytochrome bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides. Protein Expression and Purification. 15, (3), 370-380 (1999).
  8. Mitchell, D. M., Gennis, R. B. Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni(2+)-NTA affinity chromatography. FEBS Letters. 368, (1), 148-150 (1995).
  9. Tian, H., White, S., Yu, L., Yu, C. A. Evidence for the head domain movement of the rieske iron-sulfur protein in electron transfer reaction of the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 274, (11), 7146-7152 (1999).
  10. Tian, H., Yu, L., Mather, M. W., Yu, C. A. Flexibility of the neck region of the rieske iron-sulfur protein is functionally important in the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 273, (43), 27953-27959 (1998).
  11. Louie, A. Y., Meade, T. J. Metal complexes as enzyme inhibitors. Chemical Reviews. 99, (9), 2711-2734 (1999).
  12. Tamás, M. J., Sharma, S. K., Ibstedt, S., Jacobson, T., Christen, P. Heavy Metals and Metalloids As a Cause for Protein Misfolding and Aggregation. Biomolecules. 4, (1), 252-267 (2014).
  13. Gerencser, L., Maroti, P. Retardation of proton transfer caused by binding of the transition metal ion to the bacterial reaction center is due to pKa shifts of key protonatable residues. Biochemistry. 40, (6), 1850-1860 (2001).
  14. Klishin, S. S., Junge, W., Mulkidjanian, A. Y. Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1553, (3), 177-182 (2002).
  15. Link, T. A., von Jagow, G. Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group. Journal of Biological Chemistry. 270, (42), 25001-25006 (1995).
  16. Block, H., Kubicek, J., Labahn, J., Roth, U., Schäfer, F. Production and comprehensive quality control of recombinant human Interleukin-1beta: a case study for a process development strategy. Protein Expression and Purification. 57, (2), 244-254 (2008).
  17. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: II. Kinetics and mechanism of binding. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22522-22531 (2010).
  18. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: I. Equilibrium and modeling studies. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22513-22521 (2010).
  19. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods in Enzymology. 326, 245-254 (2000).
  20. Kokhan, O., Marzolf, D. R. Detection and quantification of transition metal leaching in metal affinity chromatography with hydroxynaphthol blue. Analytical Biochemistry. 582, 113347 (2019).
  21. Doyle, C., Naser, D., Bauman, H., Rumfeldt, J., Meiering, E. Spectrophotometric method for simultaneous measurement of zinc and copper in metalloproteins using 4-(2-pyridylazo)resorcinol. Analytical Biochemistry. 579, 44-56 (2019).
  22. Furrer, J., Smith, G. S., Therrien, B. Inorganic Chemical Biology. Gasser, G. (2014).
  23. Hogeling, S. M., Cox, M. T., Bradshaw, R. M., Smith, D. P., Duckett, C. J. Quantification of proteins in whole blood, plasma and DBS, with element-labelled antibody detection by ICP-MS. Analytical Biochemistry. 575, 10-16 (2019).
  24. Yamasaki, S., Tsumura, A., Takaku, Y. Ultratrace Elements in Terrestrial Water as Determined by High-Resolution ICP-MS. Microchemical Journal. 49, (2), 305-318 (1994).
  25. Brittain, H. G. Complex Formation Between Hydroxy Naphthol Blue and First Row Transition Metal Cyanide Complexes. Analytical Letters. 10, (13), 1105-1113 (1977).
  26. Brittain, H. G. Binding of Transition Metal Ions by the Calcium Indicator Hydroxy Naphthol Blue. Analytical Letters. 11, (4), 355-362 (1978).
  27. Temel, N. K., Sertakan, K., Gürkan, R. Preconcentration and Determination of Trace Nickel and Cobalt in Milk-Based Samples by Ultrasound-Assisted Cloud Point Extraction Coupled with Flame Atomic Absorption Spectrometry. Biological Trace Element Research. 186, (2), 597-607 (2018).
  28. Ferreira, S. L. C., Santos, B. F., de Andrade, J. B., Costa, A. C. S. Spectrophotometric and derivative spectrophotometric determination of nickel with hydroxynaphthol blue. Microchimica Acta. 122, (1), 109-115 (1996).
  29. Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size. Journal of the American Chemical Society. 126, (11), 3477-3487 (2004).
  30. Grinkova, Y. V., Denisov, I. G., Sligar, S. G. Engineering extended membrane scaffold proteins for self-assembly of soluble nanoscale lipid bilayers. Protein Engineering, Design and Selection. 23, (11), 843-848 (2010).
  31. Bonta, M., Hegedus, B., Limbeck, A. Application of dried-droplets deposited on pre-cut filter paper disks for quantitative LA-ICP-MS imaging of biologically relevant minor and trace elements in tissue samples. Analytica Chimica Acta. 908, 54-62 (2016).
  32. Olmedo, P., et al. Validation of a method to quantify chromium, cadmium, manganese, nickel and lead in human whole blood, urine, saliva and hair samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Analytica Chimica Acta. 659, (1), 60-67 (2010).
  33. Shyamal, M., et al. Highly Selective Turn-On Fluorogenic Chemosensor for Robust Quantification of Zn(II) Based on Aggregation Induced Emission Enhancement Feature. ACS Sensors. 1, (6), 739-747 (2016).
  34. Kudo, H., Yamada, K., Watanabe, D., Suzuki, K., Citterio, D. Paper-Based Analytical Device for Zinc Ion Quantification in Water Samples with Power-Free Analyte Concentration. Micromachines. 8, (4), 127 (2017).
  35. Liu, R., Zhang, P., Li, H., Zhang, C. Lab-on-cloth integrated with gravity/capillary flow chemiluminescence (GCF-CL): towards simple, inexpensive, portable, flow system for measuring trivalent chromium in water. Sensors and Actuators B: Chemical. 236, (C), 35-43 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics