Um modelo de punção de folheto de válvula mitral transapical guiada por imagem de sobrecarga de volume controlada da regurgitação mitral no rato

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Summary

Um modelo de roedor de sobrecarga de volume do coração esquerdo da regurgitação mitral é relatado. A regurgitação mitral da gravidade controlada é induzida pelo avanço de uma agulha de dimensões definidas no folheto anterior da válvula mitral, em um coração pulsante, com orientação de ultrassom.

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Corporan, D., Kono, T., Onohara, D., Padala, M. An Image Guided Transapical Mitral Valve Leaflet Puncture Model of Controlled Volume Overload from Mitral Regurgitation in the Rat. J. Vis. Exp. (159), e61029, doi:10.3791/61029 (2020).

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Abstract

A regurgitação mitral (Mr) é uma lesão de válvula cardíaca amplamente prevalente, que causa remodelagem cardíaca e leva à insuficiência cardíaca congestiva. Embora os riscos de RM não corrigido e seu prognóstico ruim sejam conhecidos, as alterações longitudinais na função cardíaca, estrutura e remodelação são incompletamente compreendidas. Essa lacuna de conhecimento limitou nossa compreensão do tempo ideal para a correção da RM, e o benefício que a correção precoce versus tardia da RM pode ter no ventrículo esquerdo. Para investigar os mecanismos moleculares que estão por trás da remodelação ventricular esquerda no cenário da RM, modelos animais são necessários. Tradicionalmente, o modelo de fístula aorto-caval tem sido usado para induzir a sobrecarga de volume, que difere de lesões clinicamente relevantes, como mr. Mr. representa um estressor hemodinâmico de baixo volume de pressão, que requer modelos animais que imitam essa condição. Aqui, descrevemos um modelo de roedor de RM grave em que o folheto anterior da válvula mitral de rato é perfurado com uma agulha 23G, em um coração batendo, com orientação de imagem ecocardiográfica. A gravidade da RM é avaliada e confirmada com ecocardiografia, e a reprodutibilidade do modelo é relatada.

Introduction

A regurgitação mitral (RM) é uma lesão comum da válvula cardíaca, diagnosticada em 1,7% da população geral dos EUA e em 9% da população idosa maior que 65 anos1. Nesta lesão da válvula cardíaca, o fechamento inadequado dos folhetos da válvula mitral em sístole, causa regurgitação de sangue do ventrículo esquerdo no átrio esquerdo. A RM pode ocorrer devido a várias etiologias; no entanto, as lesões primárias da válvula mitral (RM primária) são diagnosticadas e tratadas com maior freqüência em comparação com a RM secundária2. A RM primária isolada é frequentemente resultado da degeneração miomatosa da válvula mitral, resultando em alongamento dos folhetos ou chordae tendineae, ou ruptura de alguns chordae, que contribuem para a perda de coaptação sistólica da válvula.

A RMr resultante dessas lesões da válvula eleva o volume sanguíneo preenchendo o ventrículo esquerdo em cada batimento cardíaco, aumentando o estresse da parede diastólica final e fornecendo um estressor hemodinâmico que incita a adaptação cardíaca e a remodelagem. A remodelagem cardíaca nesta lesão é frequentemente caracterizada por um alargamento significativo da câmara3,4, hipertrofia de parede leve, com função contratativa preservada por períodos prolongados de tempo. Uma vez que a fração de ejeção é frequentemente preservada, a correção da RM usando meios cirúrgicos ou transcateter é muitas vezes retardada, até o início de sintomas como dispnéia, insuficiência cardíaca e arritmias. No entanto, a RM não corrigida está associada a altos riscos de eventos adversos cardíacos, embora atualmente o conhecimento sobre as mudanças ultraestruturais subjacentes a esses eventos seja desconhecido.

Os modelos animais de RM fornecem um modelo valioso para investigar tais alterações ultraestruturais no coração, e estudar a progressão longitudinal da doença. Anteriormente, os pesquisadores induziram a RM em animais de grande porte, incluindo suínos, cães e ovelhas, criando um shunt ventriculo-atrial externo5, ruptura intracardíaca do acorde6, ou perforação defolheto7. Embora as técnicas cirúrgicas sejam mais fáceis em animais de grande porte, esses estudos têm sido limitados ao acompanhamento subcrônico em um pequeno tamanho amostral, devido aos altos custos de realização desses estudos em animais de grande porte. Além disso, a análise molecular dos tecidos desses modelos é muitas vezes desafiadora devido a anticorpos específicos de espécies limitadas e bibliotecas de genomas anotados para alinhamento.

Pequenos modelos animais de RM podem fornecer uma alternativa adequada para estudar esta lesão valvar e seu impacto na remodelagem cardíaca. Historicamente, o modelo de rato de fístula aorto-caval (ACF) de sobrecarga de volume cardíaco tem sido usado. Descrita pela primeira vez em 1973 por Stumpe et al.8, uma fístula arterio-venosa é cirurgicamente criada para contornar o sangue arterial de alta pressão da aorta descendente para a veia cava inferior de baixa pressão. A alta taxa de fluxo na fístula induz uma drástica sobrecarga de volume em ambos os lados do coração, causando hipertrofia ventricular direita e esquerda significativa e disfunção ocorrida dentro de dias após a criação do ACF9. Apesar de seu sucesso, a ACF não imita a hemodinâmica da RM, uma sobrecarga de volume de baixa pressão, que eleva a pré-carga, mas também reduz a pós-carga. Devido a tais limitações do modelo ACF, buscou-se desenvolver e caracterizar um modelo de RM que imitasse melhor a sobrecarga de volume de baixa pressão.

Aqui descrevemos o protocolo para um modelo de punção de folheto de válvula mitral para criar RM grave em ratos10,11. Uma agulha hipodérmica foi introduzida no coração de rato batendo, e avançou para o folheto da válvula mitral anterior sob orientação ecocardiográfica em tempo real. A técnica é altamente reproduzível e um modelo relativamente bom que imita a RM como visto em pacientes. A gravidade da RM é controlada pelo tamanho da agulha usada para perfurar o folheto mitral e a gravidade da RM pode ser avaliada utilizando-se a ecocardiografia transesofágica (TEE).

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Protocol

Os procedimentos foram aprovados pelo Programa de Cuidados e Uso de Animais da Universidade Emory sob o protocolo número EM63Rr, data de aprovação 06/06/2017.

1. Preparação pré-cirúrgica

  1. O vapor esteriliza os instrumentos cirúrgicos antes do procedimento.
  2. No dia do procedimento, transfira ratos da casa para a cirurgia, e pese-os.
  3. Desenhe medicamentos pré-operatórios e pós-operatórios de acordo com o peso: duas doses de Carprofen (2,5 mg/kg cada), uma dose de Gentamicina (6 mg/kg) e uma dose de Buprenorfina (0,02 mg/kg).
  4. Assegure-se de volume adequado de isoflurano na batedeira de gás e oxigênio nos tanques estão disponíveis para a cirurgia. Um tanque cheio de oxigênio (24 pés3) é muitas vezes adequado.

2. Preparação animal

NOTA: Foram utilizados neste estudo ratos machos adultos Sprague-Dawley pesando 350-400 g. As técnicas cirúrgicas são passíveis de animais ligeiramente menores ou maiores, se desejarem.

  1. Sede o rato em uma câmara de indução com 5% de isoflurano misturado em 1 LPM (litro por minuto) de 100% de oxigênio. Determine o nível adequado de sedação a partir de uma taxa respiratória mais lenta sob observação visual, e perda de contração ao beliscar o dedo do rato.
  2. Entubar o rato com um angiocath de 16 G, equipado para uso como tubo endotraqueal.
    1. Visualize a traqueia e as cordas vocais usando um otoscópio, e use um aplicador de ponta de algodão para limpar secreções faríngeas.
    2. Introduza o tubo endotraqueal em um fio guia de 0,034 polegadas, nas cordas vocais. Uma vez que o tubo esteja devidamente colocado na traqueia, empurre o tubo para dentro e retire o fio(Figura1).
  3. Coloque o rato sobre a almofada cirúrgica aquecida mantida a 37 °C e conecte o tubo endotraqueal a um ventilador mecânico. Insira o peso do rato no software de controle do ventilador, que calcula a taxa de ventilação e o volume da maré. Foram utilizadas 66 respirações por minuto com volume de maré de 1 mL/100 g de peso corporal (Figura 1D).
    1. Use 100% de oxigênio (1 LPM) misturado com 2-2,5% isoflurano como anestésico inalador e confirme o nível de anestesia com perda do tom da mandíbula e perda de resposta ao toe pinch.
    2. Observe que, se devidamente entubado, o movimento do peito deve sincronizar com o ventilador.
    3. Se indevidamente entubado, o movimento do peito não sincronizará com o ventilador. Para testar a intubação inadequada, comprima o abdômen do rato, o que cria pressão de fundo no ventilador, gerando um alarme de sobrepressão. Nesse cenário, retraia o angiocath suavemente e devolva o rato à câmara de indução com 5% de isoflurano por alguns minutos para garantir que o rato esteja suficientemente anestesiado e re-entubar o rato.
    4. Uma vez devidamente entubado, fixe o tubo endotraqueal suturando a extremidade proximal do tubo na bochecha do rato com uma sutura de seda 4-0 para evitar a extubação durante o procedimento.
  4. Insira uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura corporal e um eletrocardiograma de quatro terminais para monitorar o ECG durante todo o procedimento.
    1. Use uma lâmpada de aquecimento aérea se o calor da plataforma cirúrgica for insuficiente. Desligue a lâmpada se a temperatura do corpo subir acima de 37 °C.
    2. Avalie visualmente o eletrocardiograma para qualquer arritmia ou sinais de isquemia miocárdica. Se nenhum estiver presente, registre o eletrocardiograma da linha de base.
  5. Realizar ecocardiografia transtorácica (TTE) para função cardíaca de linha de base(Figura 2A).
    1. Vire o rato para uma posição supina e raspe o lado esquerdo do tórax. Para obter vistas claras do eco, remova o cabelo usando um creme depilatório.
    2. Use qualquer sistema de ultrassom com freqüência adequada para imagens de alta freqüência cardíaca. Neste estudo foram utilizados o sistema Visualsonics 2100 com uma sonda de 21 MHz, que é apropriada para imagens cardíacas em ratos.
    3. Obtenha imagens do modo B no plano de eixo longo parasternal, para calcular os volumes ventriculares esquerdos. No mesmo plano, obtenha imagens do modo M para medir as dimensões da parede.
    4. Gire a sonda em 90°, e obtenha vistas de eixo curto parasternal do modo B e M no nível médio papilar para medir as dimensões da parede transversal.
  6. Realizar ecocardiografia transesofágica (TEE) para imagem de linha de base(Figura 2B).
    1. Coloque o rato na posição de decúbito direito e insira uma sonda de ultrassom intracardíaco de 8 Fr (8 MHz) no esôfago do rato com uma pequena quantidade de gel aplicada na ponta. A freqüência da sonda ICE (ecocardiografia intracardíaca) é suficiente para obter 4-6 quadros por batimento cardíaco, que são adequados para visualizar o movimento da válvula.
      NOTA: Um sistema prime GE Vivid I ou Siemens SC2000 pode ser usado para imagens de GELO.
    2. Obtenha uma visão esofágica alta para obter uma visão de duas câmaras do lado esquerdo do coração. Esta visão é ideal para visualizar o átrio esquerdo, a válvula mitral e o ventrículo esquerdo. Posicione a sonda de forma que folhetos anteriores e posteriores sejam visualizados e a coaptação seja central. Este ângulo também permite medições do Doppler através da válvula mitral, sem correção de ângulo.
    3. Medir as dimensões de anulo da área atrial esquerda e da válvula mitral nesta visão.
    4. Realize imagens do doppler de cor para confirmar a competência da válvula e a falta de RM na linha de base. Realize ondas pulsadas e imagens contínuas de Doppler de onda para quantificar o fluxo mitral e confirmar a falta de fluxo regurgitante.
    5. Realize o modo B e a imagem do doppler de onda pulsada da aorta para medir o diâmetro da raiz aórtica e calcular o fluxo aórtico.
    6. Realize a imagem do doppler de onda pulsada da veia pulmonar para medir o fluxo venoso pulmonar.
  7. Injete uma única dose de Carprofen (2,5 mg/kg, SQ, anti-inflamatório não esteróide), gentamicina (6 mg/kg, QS, antibiótico) e soro ciana estéril (1 mL, SQ) para compensar preventivamente a perda de sangue durante o procedimento.
  8. Raspe o lado esquerdo do tórax conforme necessário para remover qualquer cabelo restante do campo cirúrgico. A barba da região inferior do pescoço para o xifóide, e do braço esquerdo até o meio do esterno deve ser suficiente para garantir um campo desprovido de cabelo e reduzir o risco de contaminação do local cirúrgico.
  9. Esfregue a área cirúrgica com uma gaze encharcada em Betadine, seguida por uma gaze encharcada em 70% de etanol. Esfregue a área em movimentos circulares na pele, de forma que a gaze não entre em contato com uma área previamente esfregada.
  10. Repita este passo três vezes para alcançar um campo adequadamente estéril para a cirurgia.
  11. Cubra o animal com tampas estéreis, abrindo uma janela para acessar a área cirúrgica estéril.

3. Toracotomia esquerda

  1. Realizar todo o procedimento cirúrgico utilizando técnicas assépticas, com isoflurano mantido em 2-2,5% em 1 LPM de oxigênio. Coloque todos os instrumentos em uma bandeja estéril e coloque de volta na bandeja após cada uso.
  2. Use luvas estéreis, uma máscara e uma touca cirúrgica pelo cirurgião durante todo o procedimento. Um vestido cirúrgico estéril também pode ser usado, mas é opcional, a menos que seja esperado contaminação.
  3. Use um bisturi cirúrgico com uma lâmina sem #15 para fazer uma incisão cutânea no lado esquerdo do tórax, aproximadamente 1 cm proximal ao xifoida. Use uma tesoura de ponta de dissecação sem cortes para separar a camada da pele da camada muscular e fazer uma incisão longitudinal.
  4. Disseque as camadas musculares da mesma forma até que as costelas sejam expostas.
  5. Faça cuidadosamente uma incisão longitudinal de 2-3 cm no quinto espaço intercostal, adequada para inserir retráteis e expor o coração.
  6. Use fórceps de ponta fina para levantar o pericárdio, e micro tesouras para extirpar na região ao redor do ápice do coração. Esta etapa ajuda a evitar adesões pós-cirúrgicas do coração nas paredes do peito e diafragma.
    NOTA: Evite incisões cirúrgicas próximas ao esterno para minimizar o sangramento. Transcção nas artérias mamárias internas que correm ao longo do esterno, pode causar sangramento excessivo. Se for encontrado com tal sangramento, identifique o sangramento e cauterize-o.

4. Procedimento de Mr guiado por Eco(Figura 3 e Figura 4)

  1. Use uma sutura de prolene 6-0 e um suporte de microagulha, para colocar uma sutura de corda de bolsa no ápice do ventrículo esquerdo. Se necessário, use fórceps micro para estabilizar o coração.
  2. Amarre suavemente a sutura apical para estabilizar o ápice e insira uma agulha de 23 G (lavada com soro fisiológico, e com uma torneira na extremidade distal) no centro da sutura da corda da bolsa, na cavidade ventricular esquerda.
  3. Use uma mão para segurar e guiar a agulha, e a outra mão para manipular simultaneamente a sonda de eco transesofágica para obter uma visão de eco ideal para visualizar a agulha, como descrito acima.
  4. Com orientação de ultrassom em tempo real, avance a agulha em direção ao lado ventricular do folheto mitral anterior. Uma vez confirmada a posição da agulha no ultrassom, avance a agulha em um movimento fino através do folheto da válvula. Se uma resistência for sentida, torça a agulha à medida que ela é avançada no folheto para perforá-la.
    NOTA: Avançar a agulha muito longe no átrio esquerdo pode resultar em perfuração atrial esquerda, causando sangramento excessivo e morte animal. A agulha deve ser visualizada no ultrassom o tempo todo.
  5. Retraia a agulha para dentro da câmara ventricular esquerda, longe da válvula mitral, e confirme a ressonância magnética ligando a imagem do Doppler colorida.
  6. Se a Ressonância Magnética não for vista na imagem do Doppler colorida, repita as etapas 4.4 e 4.5. Ajuste a sonda de eco, se necessário, para obter uma melhor visualização. Após a prática em poucos ratos, é possível induzir uma punção de folheto em um movimento da agulha, induzindo um orifício que é do tamanho do diâmetro externo da agulha. Isso foi confirmado após necropsia dos corações dos ratos.
  7. Uma vez que a Ressonância Magnética seja confirmada, retire a agulha da cavidade ventricular esquerda e amarre suavemente a sutura da corda da bolsa.
  8. Use uma gaze estéril para absorver qualquer sangue no ápice e na cavidade torácica.
    NOTA: Tocar a sonda de eco com as luvas cirúrgicas pode resultar em contaminação do ambiente estéril. Borrife suas luvas com 70% de etanol ou substitua as luvas por novas, apropriadamente.

5. Recuperação animal e cuidados pós-operatórios

  1. Após 5-10 minutos de função cardíaca estável (ECG normal e freqüência cardíaca), feche a toracotomia em camadas com vicryl 4-0, enquanto reduz o isoflurano em etapas.
  2. Use uma sutura interrompida para aproximar as costelas, com isoflurano mantido em 2%. Insira um tubo torácico no sexto espaço intercostal e fixe-o nas cortinas estéreis para evitar o avanço inadvertido do tubo na cavidade torácica.
  3. Use uma sutura contínua para fechar a camada muscular com isoflurano mantido em 1,5%.
  4. Use uma sutura contínua para fechar a camada cutânea com isoflurano mantido em 1%.
  5. Conecte uma seringa de 10 mL luer-lock com ponta supressora ao tubo torácico e drene 10-12 mL de ar da cavidade torácica e, em seguida, remova o tubo torácico.
  6. Administre uma dose final de Carprofen (2,5 mg/kg, SQ) e desligue o isoflurano.
  7. Continue a ventilação mecânica enquanto desmamem os ratos da anestesia, monitorando sinais vitais (SpO2 e freqüência cardíaca). No início da respiração espontânea, desligue a ventilação para testar a capacidade do rato de manter tal respiração e boa SpO2.
  8. Se os níveis de SpO2 começarem a cair abaixo de 90%, ligue o ventilador. Uma vez que o rato é capaz de manter os níveis de SpO2 sem ventilação, a sutura de ancoragem para o tubo endotraqueal é cortada, e o animal é preparado para extubação.
  9. Uma vez que o rato mostre sinais de alerta, incluindo movimentos de bigode ou olhos, extubar o animal.
  10. Coloque um cone de nariz com 100% de oxigênio até que o rato esteja ambulatorial.
  11. Transfira o rato para uma gaiola limpa com roupa de cama mínima e continue monitorando sinais vitais usando um monitor SpO2 portátil, colocado no pé ou na cauda do rato, até que o rato seja ambulatorial.
    NOTA: Se os efeitos adversos da cirurgia forem observados, os animais podem ter um tempo de recuperação mais longo e podem levar mais tempo para manter altos níveis de SpO2. Se isso ocorrer, um cone de nariz com 100% de oxigênio pode ser aplicado até que os níveis de SpO2 estejam estáveis.
  12. Para reduzir o risco de lesão no local cirúrgico e evitar o risco de infecção, ratos solteiros após a cirurgia.
  13. Administre buprenorfina dentro de 3 h após o rato acordar e ambulatorial suficientemente. A buprenorfina pode causar problemas respiratórios quando administrada no início do período de recuperação perioperatória, atrasá-la até que o rato esteja respirando sem dificuldade.
  14. Após a cirurgia, todos os animais recebem os seguintes medicamentos: gentamicina (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) e rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Todos os animais são observados uma vez por dia durante cinco dias após a cirurgia para exame de locais de incisão, e uma vez por dia nas duas primeiras semanas após a cirurgia para avaliação da dor.

6. Validação da gravidade da RM com ecocardiografia (Figura 5)

  1. Repita o TEE duas semanas após a cirurgia, utilizando as mesmas etapas especificadas na seção 2.7. Duas semanas após a cirurgia é tempo adequado para a hemodinâmica estabilizar.
  2. Obtenha imagens do doppler coloridas em uma visão de 2 câmaras usando imagens de ultrassom transesofágico, visualizando o ventrículo esquerdo e o átrio esquerdo. Meça a área do átrio esquerdo e do jato MR. Calcular a fração da área do jato MR usando
    (1)
    A RM grave é definida como área de jato MR ≥ 30%.
  3. Aproxime-se da área do orifício regurgitante calculando a área da agulha de 23 G, utilizando o diâmetro externo da agulha. Esta equação pressupõe que a área do orifício regurgitante é igual à área da agulha 23G.
    (2)
  4. Obtenha imagens do Doppler de onda contínua com o portão Doppler no orifício do jato regurgitante. Rastreie a forma de onda para calcular o VTI do jato regurgitante. O volume de Mr pode ser estimado usando
    (3)
    A RM grave é definida como volume mr ≥ 95 μL.
  5. Obtenha a imagem do doppler de onda de pulso da veia pulmonar girando a sonda de eco lateralmente, no sentido horário. Meça as velocidades de onda sistólica e diastólica e use a seguinte equação para calcular a razão.
    (4)
    Uma razão de fluxo pulmonar negativo indica rM grave.

7. Cirurgia sham

  1. Executar as seções 1-3 conforme descrito.
  2. Modificar a seção 4 foi modificada de forma que a agulha de 23 G seja inserida na câmara ventricular esquerda, através de uma sutura de corda de bolsa no ápice ventricular esquerdo, mas não avançada na válvula mitral para criar MR. Insira a agulha na câmara ventricular esquerda e retraia imediatamente, seguindo pelo aperto e fechamento do ápice ventricular.
  3. Executar a seção 5 como descrito.
  4. Realizar a avaliação da válvula mitral conforme descrito na seção 6. No entanto, a RM não deve estar presente em nenhum dos animais, portanto, a quantificação descrita não é necessária.

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Representative Results

Viabilidade e reprodutibilidade
O modelo de RM proposto é altamente reproduzível, com um orifício bem definido no folheto mitral alcançado em 100% dos ratos utilizados neste estudo. A Figura 6A retrata a direção da agulha como ela é inserida na válvula mitral. A Figura 6B retrata um furo no folheto da válvula mitral de um rato representativo explantado 2 semanas após o procedimento.

Sobrevivência e Eventos Adversos
Dezesseis ratos foram induzidos com RM usando os métodos descritos. RM severo foi criado em todos os ratos. Um rato morreu uma hora depois de criar mr de insuficiência respiratória aguda. Portanto, a sobrevida geral em 2 semanas após a criação da RM foi de 93,75%. A mortalidade ou os principais eventos adversos cardíacos, como sangramento, arritmias ou acidente vascular cerebral não foram observados em nenhum animal nas duas semanas de observação.

Severidade da regurgitação mitral
A Tabela 1 resume o perfil hemodinâmico do coração esquerdo na linha de base e, após 2 semanas após induzir mr. Um teste t emparelhado foi utilizado para determinar a significância estatística entre a linha de base e a gravidade da RM em 2 semanas, com significância estatística definida como p < 0,05. Um jato de RM foi vívido em duas semanas após a cirurgia, com uma área média de 21,15 ± 8,11 mm2 (p < 0,0001 em relação à linha de base) e um tempo médio de velocidade integral de 39,72 ± 7,52 cm. A fração normalizada de Mr em 2 semanas foi de 41,91 ± 8,3%, o que é considerado grave de acordo com as diretrizes da Sociedade Americana de Ecocardiografia. A gravidade da RM foi adequada para induzir a reversão do fluxo pulmonar, com redução da razão S/D de 0,91 ± 0,17 na linha de base para -0,69 ± 0,65 em 2 semanas (p < 0,0001).

Remodelação da câmara cardíaca
A Figura 7 mostra alterações morfológicas em um coração representativo após ressonância magnética grave por 2 semanas, em comparação com um coração de um rato que foi submetido a uma cirurgia falsa. Após duas semanas após a cirurgia, o coração do rato com RM foi esférico e severamente dilatado, com um aumento de 29,65% no volume diastólico final (EDV da linha de base: 462,49 ± 39,62 μL; e pós-2 semanas MR EDV: 599,79 ± 58,59 μL, p < 0,0001). O volume sistólico final aumentou 10,06%, passando de 153,90 ± 18,78 μL na linha de base, para 169,36 ± 24,64 μL (p = 0,01) em 2 semanas após a indução da RM. A hipercontratinilidade do coração foi observada nas duas primeiras semanas como esperado, devido à redução da pós-carga, como evidente a partir de uma fração de ejeção elevada (66,77 ± 2,02% na linha de base para 71,82 ± 2,31% em 2 semanas (p < 0,0001)). A exposição à RM por duas semanas aumentou a área atrial esquerda em 99,59% (p < 0,0001).

Figure 1
Figura 1: Técnica de intubação. (A) Um angiocath de 16 G com fio-guia utilizado para intubação endotraqueal neste modelo de rato; (B) Imagem da visão faríngea utilizando um otoscópio e a região alvo para inserir o tubo endotraqueal; (C) Configuração final do tubo endotraqueal; (D)Fixação do tubo endotraqueal ao ventilador mecânico. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Imagem transtorácica e transesofágica. Imagem transtorácica: (A1) Configuração para imagem transtorácica do rato, representando o ângulo da sonda de imagem; (A2) Parasternal visão do eixo longo do coração; (A3) Visão de eixo curto do coração. Imagem transesofágica: (B1) 8 Sonda de eco intracardíaco fr com sonda inserida no esôfago enquanto o animal está entubado; (B2) Alta vista esofágica do coração esquerdo, representando o átrio esquerdo, válvula mitral e ventrículo esquerdo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Procedimento cirúrgico. (A) Layout cirúrgico mostrando a toracotomia esquerda no espaço intercostal5, e o cateter ICE no esôfago do rato para orientação de imagem, e uma agulha de 23 G inserida no ápice lv onde a sutura da corda da bolsa é colocada. (B) Visão cirúrgica durante a perforação de folheto guiado por eco transesofágico. (C) Imagem ecocardiográfica da inserção da agulha no ventrículo esquerdo em diastole. (D) Imagem ecocardiográfica da inserção da agulha no ventrículo esquerdo em sístole. (E) Imagem ecocardiográfica da agulha perfurada através do folheto anterior. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4: Imagem do procedimento. (A) Visão de câmara de eco 2 da linha de base antes de criar mr; (B) Agulha 23 G, visualizada no eco durante a batida do coração, avançou no átrio esquerdo através do folheto da válvula mitral anterior; (C) Imagem de Color Doppler mostrando o jato MR visto em sístole. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5: Imagens de eco representativas para validar a gravidade da RM em 2 semanas após a cirurgia. (A) Área atrial esquerda traçada em área de jato branca e MR traçada em vermelho; (B) Traço mr vti em vermelho; (C) Fluxo pulmonar mostrando reversão sistólica. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6: Punção da agulha. (A)Orientação de punção de agulha em um coração ex vivo. Agulha perfurada através do ápice do LV em um ângulo, uma seção longitudinal do LV com a agulha direcionada para o folheto da válvula mitral, e a agulha perfurada através do folheto da válvula mitral em espaço atrial. (B) Fotografia representativa explantrepresentando um buraco no folheto mitral anterior. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7: Morfologia bruta de corações inteiros de um rato de controle operado (A) e um rato que foi submetido a cirurgia de RM (B) 2 semanas após a cirurgia. O rato com RM grave tem dilatação ventricular esquerda significativa e alargamento da câmara em comparação com o controle operado por farsa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Linha de base (n = 15) 2wk MR (n = 15) valor p
Área atrial esquerda (mm2) 25,03 ± 8,70 49,95 ± 14,78 p < 0,0001
Área do jato MR (mm2) 0 21,15 ± 8,11 p < 0,0001
Fração de RT (%) 0 41,91 ± 8,30 p < 0,0001
MR VTI (cm) 0 39,72 ± 7,52 p < 0,0001
Onda S (m/s) 0,39 ± 0,07 -0,51 ± 0,41 p < 0,0001
Onda D (m/s) 0,44 ± 0,04 0,70 ± 0,17 p < 0,0001
Relação de onda S/D 0,91 ± 0,17 -0,69 ± 0,65 p < 0,0001

Tabela 1: Características da regurgitação mitral.

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Discussion

É relatado um modelo de roedor reprodutível de RM grave com boa sobrevida (93,75% de sobrevivência após a cirurgia) e sem complicações pós-operatórias significativas. Imagens em tempo real com ecocardiografia transesofágica e introdução de uma agulha no coração pulsante para perfurar o folheto mitral são viáveis e podem ser ensinadas. A RM grave foi produzida com o tamanho da agulha de 23 G neste estudo, que pode ser variado conforme desejado usando uma agulha menor ou maior. A RM induzida neste modelo cria uma sobrecarga de baixo volume de baixa pressão no ventrículo esquerdo, o que é uma melhor representação das lesões da válvula mitral clinicamente observadas. Aatrial esquerdo grave e dilatação ventricular esquerda são observados dentro de duas semanas após o início da RM neste modelo, mas sem disfunção contífica medida por fração de ejeção. Análogos a tal situação são pacientes com RM primária, que permanecem assintomáticos sem insuficiência cardíaca por períodos prolongados, apesar da dilatação progressiva de suas câmaras cardíacas laterais esquerdas.

Este modelo mr de sobrecarga de volume difere de várias maneiras do modelo de aorto-caval fistula amplamente utilizado de sobrecarga de volume. A facilidade processual da ACF, que requer uma simples laparotomia sem a necessidade de intubação e ventilação mecânica, tem incentivado sua adoção pela comunidade científica12. Apesar de suas claras vantagens processuais, fístulas arterio-venosas desviam um grande volume de sangue para a veia cava, que sobrecarrega o reservatório venoso, e também o ventrículo direito. A pressão venosa central elevada de congestão venosa pode induzir congestão hepática e filtração renal subótima, o que pode causar fibrose hepática ou ativação do sistema renin-angiotensin-aldosterona (RAAS). O efeito de confusão do sistema RAAS sobre o acoplamento ventricular-arterial é conhecido, e assim o modelo ACF não apresenta uma verdadeira sobrecarga de volume no ventrículo esquerdo, como visto no ajuste da regurgitação mitral. Quando comparado ao modelo de defeito da válvula mitral, a falta de redução da pós-carga diverge ainda mais desse modelo da situação clínica de Mr. Ao todo, um estresse hemodinâmico diferente significativo sobre o LV no modelo ACF, introduz mudanças rápidas com hipertrofia pronunciada, dilatação e disfunção que não foram observadas em nosso modelo13.

Além da novidade de introduzir a RM com um bastão de agulha, nosso modelo tem múltiplas aplicações para responder questões clinicamente importantes. Pacientes com RM primária que emerge de uma lesão valvar mitral muitas vezes são assintomáticos por longos períodos e recebem correção de sua RM apenas no início de sintomas de insuficiência pulmonar ou cardíaca. Dados clínicos recentes indicam que tal correção tardia da RM não permite a recuperação funcional do ventrículo esquerdo, apesar do alívio da fadiga e dos sintomas14. Em um estudo recente utilizando este modelo de roedor, demonstramos que a RM introduz uma remodelagem rápida e precoce da matriz extracelular cardíaca, que é um precursor de mudanças estruturais no ventrículo esquerdo10. Tais insights mecanicistas que fornecem uma base fisiológica para a intervenção da válvula mitral podem ser desenvolvidos usando este modelo. Combinado com a imagem cardíaca, é possível desenvolver biomarcadores que representam essas primeiras alterações ventriculares esquerdas para orientar o tempo de intervenção. Além disso, este modelo de RM pode ser combinado com cardiomiopatias ventriculares como isquêmica, não-isquêmica e outras etiologias, para entender o efeito da RM na remodelação de ventrículos esquerdos doentes. Por exemplo, a RM secundária, uma ocorrência freqüente em ventrículos miopáticos após um infarto ou com isquemia crônica, é uma lesão clinicamente desafiadora de gerenciar. Se a RM é um espectador neste estado de doença e um produto de disfunção lv, ou se contribui ativamente para a remodelagem cardíaca são controversos. Recentemente, esteramos este modelo de RM para investigar se os corações pós-infarto com RM diferem em seu potencial de remodelação cardíaca em comparação com aqueles sem RM11, elucidando mecanismos potenciais envolvidos no agravamento da insuficiência cardíaca em pacientes com Mr. Este modelo fornece a flexibilidade para investigar o impacto do início precoce versus início tardio da RM na remodelagem cardíaca para a falha, o que poderia ter um impacto clínico significativo na orientação das intervenções.

Como em qualquer modelo experimental, existem algumas vantagens e limitações que devem ser consideradas ao aplicar resultados de animais em humanos. A clara vantagem desse modelo é a gravidade reprodutível da RM, que auxilia na compreensão da remodelagem da câmara cardíaca em condições clinicamente diagnosticadas, como a RM primária da ruptura do acorde. O aumento dos volumes de câmaracardíaca observados neste modelo e a remodelação da matriz extracelular observada no miocárdio representam as alterações observadas anteriormente em animais maiores e humanos com RM primária14,15. A limitação deste modelo de perforação de folhetos é que a RM se desenvolve agudamente, representando apenas um subconjunto de pacientes com RM primária de ruptura aguda do acorde. Não obstante as limitações, o início agudo da RM é responsável por uma população de pacientes significativamente grande que se submete a intervenções valvula mitral, e este modelo é muito relevante para tal situação. Outra limitação desse modelo é que a RM não é reversível ou reparável, o que não permite estudos sobre o efeito ou o tempo de intervenção na remodelagem cardíaca.

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Disclosures

M.P é conselheiro da Heart Repair Technologies (HRT), para a qual recebeu taxas de consultoria. A HRT não teve qualquer papel neste estudo, nem forneceu qualquer financiamento para apoiar este trabalho.

Acknowledgments

Este trabalho foi financiado pela subvenção 19PRE34380625 e 14SDG20380081 da American Heart Association to D. Corporan e M. Padala, respectivamente, concede HL135145, HL133667 e HL140325 dos Institutos Nacionais de Saúde para M. Padala, e financiamento de infra-estrutura do Centro Cardíaco Carlyle Fraser no Emory University Hospital Midtown para M. Padala.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
23G needle Mckesson 16-N231
25G needle, 5/8 inch McKesson 1031797
4-0 vicryl Ethicon J496H
6-0 prolene Ethicon 8307H
70% ethanol McKesson 350600
ACE Light Source Schott A20500
ACUSON AcuNav Ultrasound probe Biosense Webster 10135936 8Fr Intracardiac echo probe
ACUSON PRIME Ultrasound System Siemens SC2000
Betadine McKesson 1073829
Blunted microdissecting scissors Roboz RS5990
Buprenorphine Patterson Veterinary 99628
Carprofen Patterson Veterinary 7847425
Chest tube (16G angiocath) Terumo SR-OX1651CA
Disposable Surgical drapes Med-Vet SMS40
Electric Razor Oster 78400-XXX
Gentamycin Patterson Veterinary 78057791
Heat lamp with table clamp Braintree Scientific HL-1 120V
Hemostatic forceps, curved Roboz RS7341
Hemostatic forceps, straight Roboz RS7110
Induction chamber Braintree Scientific EZ-1785
Injection Plug, Cap, Luer Lock Exel 26539
Isoflurane Patterson Veterinary 6679401725
Mechanical ventilator Harvard Apparatus Inspira ASV
Microdissecting forceps Roboz RS5135
Microdissecting spring scissors Roboz RS5603
Needle holder Roboz RS6417
No. 15 surgical blade McKesson 1642
Non-woven sponges McKesson 446036
Otoscope Welch Allyn 23862
Oxygen Airgas Healthcare UN1072
Pulse Oximeter Nonin Medical 2500A VET
Retractor, Blunt 4x4 Roboz RS6524
Rodent Surgical Monitor Indus Instruments 113970 The integrated platform allows for monitoring of vital signs and surgical warming
Scale Salter Brecknell LPS 150
Scalpel Handle Roboz RS9843
Silk suture 3-0 McKesson 220263
Small Animal Anesthesia System Ohio Medical AKDL03882
Sterile saline (0.9%) Baxter 281322
Sugical Mask McKesson 188696
Surgical cap McKesson 852952
Surgical gloves McKesson 854486
Syringe 10mL McKesson 1031801
Syringe 1mL McKesson 1031817
Ultra-high frequency probe Fujifilm Visualsonics MS250
Ultrasound gel McKesson 150690
VEVO Ultrasound System Fujifilm Visualsonics VEVO 2100

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References

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