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Ottimizzazione della tecnica del bracciale per il trapianto di cuore di Murine

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Immunology and Infection

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Summary

Introduciamo un approccio della camera d'aria alla tecnica del polsino per il trapianto di cuore eterotopico cervicale del topo per aiutare a evert il vaso sopra il polsino. Abbiamo scoperto che la cooperazione tra due chirurghi esperti riduce notevolmente i tempi di funzionamento.

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Ma, Y., Xie, B., Dai, H., Wang, C., Liu, S., Lan, T., Xu, S., Yan, G., Qi, Z. Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation. J. Vis. Exp. (160), e61103, doi:10.3791/61103 (2020).

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Abstract

Il trapianto cardiaco di Murine è stato eseguito per più di 40 anni. Con i progressi nella microchirurgia, alcune nuove tecniche sono state utilizzate per migliorare l'efficienza chirurgica. Nel nostro laboratorio, abbiamo ottimizzato la tecnica del bracciale con due passaggi principali. In primo luogo, abbiamo usato la tecnica della camera d'aria per inserire una camera d'aria temporanea nella vena giugulare esterna e nel vaso sanguigno carotide per facilitare l'eversione del vaso sul polsino. In secondo luogo, abbiamo eseguito un completo trapianto cardiaco eterotopico attraverso la collaborazione di due chirurghi esperti. Queste modifiche hanno ridotto effettivamente il tempo di funzionamento a 25 minuti, con un tasso di successo del 95%. In questo rapporto vengono descritte in dettaglio queste procedure e viene fornito un video supplementare. Riteniamo che questa relazione sulla tecnica del bracciale migliorata offrirà una guida pratica per il trapianto di cuore eterotopico murino e migliorerà l'utilità di questo modello murino per la ricerca di base.

Introduction

L'istituzione di trapianti di cuore eterotopici di topo attraverso anastomosi end-to-end all'interno dell'addome nel 1973 è stata una pietra miliare nella ricerca sull'immunologia dei trapianti di base1. Questo modello ha fornito uno strumento importante e valido per analizzare i meccanismi della lesione di reperfusione di ischemia2, rigetto immunologico e tolleranza3,4. Tuttavia, la natura complessa e dispendiosa in termini di tempo della chirurgia e il potenziale per le infezioni possono provocare gravi adeguarsi addominali perioperatorie e reazioni infiammatorie, con conseguente bassa efficienza per il modello di trapianto di cuore eterotopico.

La tecnica di trapianto di cuore eterotopico cervicale è stata descritta per la prima volta da Chen nel 19915. In questo modello, la vena giugulare esterna del destinatario viene anastomosed all'arteria polmonare dell'innesto e l'arteria carotide viene anastomosed all'aorta ascendente. I principali vantaggi di questo metodo sono la comodità del monitoraggio e la riduzione dei traumi al destinatario. Nello stesso anno, Matsuura descrisse una tecnica migliorata, in cui la fine della vena giugulare esterna e dell'arteria carotide venivano eversate su un polsino in Teflon e fissate con una legatura di seta circonferenziana6. Alcuni ricercatori hanno anche fissato il bracciale all'arteria polmonare destra nel cuore del donatore prima di inserire il bracciale nella vena giugulare esterna del destinatario7. Finora, la tecnica del bracciale è stata ampiamente applicata in vari modelli di trapianto di piediloni vascolari, compresi quelli per il polmone8, fegato9e trapianto renale10.

Ad oggi, ci sono diverse difficoltà associate alla tecnica del bracciale. Ad esempio, l'arteria carotide è difficile da evert sopra il bracciale a causa dell'elasticità aggiuntiva, con conseguente capovolgimento del tessuto all'indietro. Quindi, pratica aggiuntiva e un dilatatore microchirurgico può essere richiesto per completare questa fase. Inoltre, la preparazione del recipiente cervicale può richiedere fino a 25 minuti.

Per risolvere questi problemi, introduciamo la tecnica della camera d'aria, che si basa sulla tecnica del bracciale e include il fissaggio del polsino sulla vena giugulare esterna e sull'arteria carotide utilizzando una camera d'aria per aiutare con l'eversione della parete del vaso. Inoltre, con una formazione semplice, la preparazione del destinatario è ridotta a 15,5 minuti. Questa tecnica riduce la complessità dell'operazione e non richiede ulteriore pratica o l'uso di un dilatatore vascolare. Può essere applicato in tutte le ricerche immunitarie dei trapianti, in particolare per verificare la tolleranza immunitaria di terze parti durante la quale il ricevente riceve due allotrapianti cardiaci, uno all'interno dell'addome e l'altro nel collo11. Raccomandiamo inoltre la cooperazione tra due chirurghi esperti per stabilire questo modello, con un chirurgo che prepara l'animale ricevente e l'altro che raccoglie e impianta il cuore del donatore. Tale collaborazione può ridurre il tempo di funzionamento a 25 minuti. Utilizzando questa procedura ottimizzata, abbiamo stabilito modelli di trapianto di cuore di topo singenico, allogenico12,13,14,1515,16,17,18,19e xenogenei modelli di trapianto di cuore di topo20.

La logica per lo sviluppo della tecnica della camera d'aria era quella di ridurre i tempi di funzionamento per la creazione di un modello di trapianto di cuore di topo con un alto tasso di successo. L'ottimizzazione del modello di trapianto di cuore cervicale facilita l'acquisizione di alti tassi di successo in un breve periodo di tempo di chirurgia rispetto alla tradizionale tecnica di sutura e polsino21. Inoltre, il modello di cooperazione può ridurre ulteriormente il caldo tempo ischemico del cuore donatore rispetto agli interventi chirurgici eseguiti con un unico operatore.

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Protocol

Gli animali (BALB/c, C57BL/6, maschio, 8-12 settimane) sono ospitati in una struttura specifica priva di agenti patogeni presso il Xiamen University Laboratory Animal Center. Il C57BL/6 viene utilizzato come ricevente e il BALB/c viene utilizzato come donatore. Tutte le procedure sono eseguite secondo le linee guida del Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali (IACUC).

NOTA: Per l'operazione sono necessari una serie di strumenti microchirurgici, tra cui micro forbice, micro pinze dritte, pinze micro curve e micro assi (Tabella e materiali, Figura 1B, C, D, E). È necessaria una coppia di morsetti bulldog monouso (Figura 1F). Due polsini per la vena giugulare esterna e l'arteria carotide vengono preparati tagliando i tubi di poliammide personalizzati con un bisturi n. 10 al microscopio. Il diametro della vena e del bracciale dell'arteria è rispettivamente di 0,9 mm e 0,55 mm. Inoltre, il diametro del tubo interno per il corrispondente bracciale venoso è di 0,6 mm, e questi della camera d'aria per il bracciale dell'arteria corrispondente è 0,28 mm (Figura 1G).

1. Preparazione del destinatario

  1. Anestesizzare il mouse ricevente con pentobarbital (60 mg/kg, i.p). Utilizzare clipper meccanici atraumatici per rimuovere i capelli nella regione cervicale laterale destra.
  2. Utilizzare un applicatore sterile di punta di cotone per pulire l'area chirurgica con antisettico di iodio seguito da 70% di etanolo.
  3. Posizionare il mouse nella posizione supina sulla piattaforma di funzionamento. Coprire il topo con una garza sterile.
  4. Utilizzare una forbice oftalmica per fare un'incisione trasversale dalla linea mediana inferiore del collo all'articolazione della spalla-clavicola destra.
  5. Isolare la vena giugulare esterna destra con micro pinze curve per esporre abbastanza lunghezza, tagliare i rami tramite elettrocoagulazione e ligare il vaso all'estremità distale utilizzando una sutura di seta 6-0.
  6. Bloccare la vena giugulare esterna prossicante utilizzando un morsetto bulldog e poi transetto la vena prossimica alla legatura utilizzando una micro forbice.
  7. Lavare il lume del vaso con 100 U/mL 0-4 gradi salina epararizzata per rimuovere qualsiasi sangue residuo.
  8. Tirare la vena giugulare esterna attraverso il polsino della vena utilizzando micro pinze dritte; inserire la venosa camera d'aria nel lume come stent, e sempret la parete del vaso sopra il polsino con pinze micro dritto (Figura 2A).
  9. Fissare l'endotelio del recipiente all'estremità prossimale del bracciale utilizzando un 8-0 circumferenziale sutura di seta (Figura 2B).
  10. Utilizzare micro pinze dritte per ritirare la venosa camera d'aria dal recipiente venoso.
  11. Eseguire una dissezione smussata con micro pinze curve per isolare l'arteria carotide destra adiacente al bordo interno dello sternocleidomastoide.
  12. Bloccare l'arteria carotide destra prossicante utilizzando un morsetto bulldog, legiare la distally dell'arteria carotide utilizzando una sutura di seta 6-0 e utilizzare una micro forbice per transetto l'arteria carotide prosibilmente alla legatura.
  13. Lavare l'arteria carotide con 100 U/mL 0-4 gradi salina eparinizzata per rimuovere qualsiasi sangue residuo.
  14. Passare l'arteria carotide attraverso il bracciale dell'arteria e inserire la camera d'aria dell'arteria nel recipiente dell'arteria utilizzando micro pinze dritte (Figura 2C).
  15. Evert il vaso sopra il bracciale utilizzando micro pinze dritte; fissare l'endotelio della nave eversi utilizzando un sutura di seta (Figura 2D).
  16. Ritirare la camera d'aria dell'arteria dal vaso dell'arteria con micro pinze dritte.
    NOTA: conservare la ghiandola submandibolare del destinatario.

2. Preparazione del donatore

  1. Anestesizzare il topo del donatore con pentobarbital (60 mg/kg, i.p). Utilizzare tagliatori meccanici atraumatici per rimuovere i capelli nella regione addominale.
  2. Posizionare il mouse nella posizione supina sulla piattaforma di funzionamento. Coprire il topo con una garza sterile.
  3. Utilizzare un applicatore sterile di punta di cotone per pulire l'area chirurgica con antisettico di iodio seguito da 70% di etanolo.
  4. Fare un'incisione mediana addominale con una forbice oftalmica ed esporre la cavità addominale.
  5. Utilizzare micro pinze curve per esporre la vena cava inferiore, quindi iniettare per via endovenosa 200 -L di 100 U/mL 0-4 s'C eparinizzato salina per 20 g di peso corporeo attraverso la vena inferiore cava.
  6. Eseguire la toracotomia con le forbici oftalmiche, tagliare le costole attraverso le incisioni della linea midaxillaria bilaterale, capovolgere la parete anteriore del torace verso l'esterno per esporre la cavità toracica.
  7. Accisa il timo con micro pinze curve.
  8. Esporre l'aorta, e poi perfondere 200 - LL di 100 U/mL 0-4 salinizzato all'arteria coronaria attraverso l'arco aortico.
    NOTA: Evitare di perfondere eventuali bolle di gas nel cuore del donatore.
  9. Utilizzare una micro forbice per transect l'aorta ascendente all'inizio dell'arco aortico.
  10. Transettale l'arteria polmonare all'inizio dei due rami principali con una micro forbice.
  11. Ligate la vena cava superiore e inferiore vena cava proximally utilizzando una sutura di seta 6-0 e utilizzare un micro forbice per transetto vena distally alla legatura.
  12. Ligate le vene polmonari insieme, circonferenzialmente, utilizzando una singola sutura di seta 6-0, e tagliare i rami di vena distay alla legatura utilizzando un micro forbice.
  13. Rimuovere l'innesto cardiaco dai tessuti molli circostanti; conservarla in salina eparinizzata da 0 a 4 gradi centigradi.

3. Impianto cardiaco

  1. Posizionare il cuore del donatore a testa in giù nella regione del collo destro del destinatario.
  2. Inserire l'arteria polmonare del cuore del donatore in un anello di seta 6-0 con micro pinze dritte.
  3. Avvolgere il lume del vaso intorno al bracciale venoso, quindi stringere i anelli di sutura di seta 6-0 intorno al bracciale per fasciare l'articolazione del vaso.
  4. Eseguire l'anastomosis dell'aorta dell'innesto e del bracciale dell'arteria seguendo i passaggi descritti nel passaggio 3.2.
  5. Rilasciare la vena giugulare bloccata seguita dall'arteria giugulare bloccata. Mantenere l'articolazione del vaso non contorta e assicurarsi che il flusso sanguigno sia libero.
    NOTA: Il ritmo del sinusto che ritorna a più di 200 volte entro 1 min è considerato normale.
  6. Inumidire il cuore del donatore usando una salina calda (37 gradi centigradi) e controllare se l'innesto sta sanguinando. Impostare l'innesto cardiaco pulsante nello spazio sottocutaneo, quindi suturare l'incisione.

4. Cura postoperatoria e valutazione dell'innesto

  1. Registrare il tempo al ritmo del seno normale e la conservazione del ritmo del seno normale per almeno 5 minuti dopo il rilascio del morsetto per monitorare la funzione di innesto post-operatorio.
  2. Posizionare il destinatario da solo su una coperta calda fino a quando il destinatario si sveglia dall'anestesia. Somministrare l'analgesia buprenorfina, 0,05 mg/kg, s.c,, al termine dell'intervento e ogni 12 ore per 72 ore dopo l'intervento chirurgico.
  3. Registrare giornalmente il peso e lo stato di recupero postoperatorio del destinatario. In caso di >15% perdita di peso rispetto a quella alla data dell'intervento chirurgico, paralisi emiplegica, o infezione, eutanasia il destinatario tramite inalazione isoflurane terminale21.
  4. Monitorare la sopravvivenza dell'innesto dalla palpazione quotidiana. L'intervento è considerato di successo se l'allotrapianto murino sopravvive per >72 ore. Valutare la funzione di innesto, come precedentemente riportato22: Scala 3 - vigorosamente pulsato e frequenza; Scala 2 - meno pulsato; Scala 1- fibrillazione e rifiuto imminente; o Scala - 0, perdita di battito cardiaco e rifiuto completo.

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Representative Results

Operazione chirurgica Tempo

Dopo l'allenamento, un chirurgo esperto può eseguire con successo l'operazione entro 35 minuti utilizzando la tecnica della camera d'aria, in cui sono necessari circa 15,5 minuti per la preparazione del destinatario, 10,9 minuti per la preparazione del donatore e 4,4 minuti sono necessari per le anastomosi cardiache del donatore. Il tempo di ischemia freddo e caldo (dalla preparazione del donatore all'impianto cardiaco) è ridotto a 15,3 minuti rispetto all'operazione utilizzando la tecnica del bracciale senza la tecnica della camera d'aria e la tecnica di sutura (Tabella 1)21.

Abbiamo progettato un modello di cooperazione per migliorare ulteriormente l'efficienza dell'operazione. Come mostrato nello schema (Figura 3), un chirurgo inizia prima a eseguire la preparazione del destinatario, seguito dall'avvio della preparazione del donatore da parte di un secondo chirurgo dopo 4-5 minuti. Dopo 15-16 minuti, il primo chirurgo dovrebbe aver terminato la preparazione del ricevente, a quel punto il secondo chirurgo dopo aver finito di raccogliere il cuore del donatore, dovrebbe iniziare anastomosing il cuore donatore all'interno del ricevente. Questo modello di cooperazione richiede che ogni chirurgo sia addestrato in una sola parte della tecnica del bracciale e riduce ulteriormente il tempo totale di funzionamento a circa 25 minuti. Un'analisi dei trapianti di murine eterotopici >600 eseguiti attraverso la cooperazione tra due chirurghi negli ultimi due anni presso l'Istituto di Trapianto di Organi dell'Università di Xiamen indica un tasso di successo per il trapianto cardiaco utilizzando questa tecnica fino al 95%.

Sopravvivenza dei principali innesti cardiaci del complesso di istocompatibilità non corrispondenti e corrispondenti

Il grande complesso di istocompatibilità (MHC), denominato "H-2", è stato utilizzato per determinare le disparità genetiche e le somiglianze. Gli antigeni MHC non corrispondenti del donatore possono innescare il rigetto del trapianto interagendo direttamente con le cellule T del destinatario o indirettamente come peptidi derivati da MHC del donatore espressi sulle molecole MHC riceventi23. Un cuore allotrapianto BALB/c (H-2d) completamente non corrispondente può essere respinto, con un tempo di sopravvivenza mediano di 7,5 giorni dopo il trapianto in c57BL/6 (H-2b) mice ricungenti (Figura 4A). Nei nostri studi, i trapianti di cuore singenici sono sopravvissuti più di 100 giorni, tranne in un caso raro a causa di una perdita di peso del 15% rispetto al peso normale prima dell'operazione.

Gli allotrapianti cardiaci possono essere raccolti per l'esame istopatologico al momento del rifiuto. La figura 4B mostra la comparsa di caratteristiche di rigetto mediate dalle cellule marcate, come l'infiltrazione infiammatoria delle cellule, l'edema tissutale e l'occlusione microvascolare. Gli innesti sinogene sono quasi normali senza alcuna evidenza di necrosi miocite o infiltrazione infiammatoria delle cellule.

Effetto del tubo interno sull'endotelio vascolare

Per valutare il danno sull'endotelio vascolare dopo aver inserito la camera d'aria nel lume, 100 giorni dopo il trapianto di cuore sinogene, l'endotelio vascolare del sito di anastomosi può essere raccolto e macchiato da immunofluorescente. In questa analisi, non è stato osservato alcun restringimento evidente della parete vascolare, trombosi o ispessimento dell'intima (Figura 4C). L'imaging microscopico elettronico ha rivelato che un endotelio liscio e una formazione regolare di creste longitudinali, con le cellule endoteliali disposte in modo ordinato e vicino, senza evidenti sedimenti sulla superficie (Figura 4D).

Figure 1
Figura 1: Un insieme di strumenti chirurgici Sterile:
(A) Pinze fini e forbici oftalmiche; (B) Pinze micro curve; (C) Micro pinze dritte; (D) Porta aghi micro; (E) Micro forbici; (F)Morsetti Bulldog; (G) Un tubo interno dell'arteria (freccia tratteggiata rossa) e un bracciale (freccia solida rossa), insieme a un tubo interno a vena (freccia tratteggiata nera) e polsino (freccia solida nera). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 2
Figura 2: Preparazione del destinatario.
(A) Inserire la venosa camera d'aria nel recipiente della vena giugulare esterna; (B) Evert il recipiente venoso sopra il bracciale e fissarlo con un sutura di seta; (C) Inserire la camera d'aria dell'arteria nel lume del vaso di arteria; (D) Evert il recipiente venoso sopra il bracciale e fissarlo utilizzando un 8-0 circonferenziale sutura di seta. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 3
Figura 3: Tempo di operazione di ogni passo in Trapianto di Murina Eterotopica. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figure 4
Figura 4: (A) Tempo di sopravvivenza dell'innesto cardiaco. La trama di Kaplan-Meier che mostra la sopravvivenza degli allotrapianti cardiaci (BALB/c) e degli innesti singenici (C57BL/6) da topi donatori trapiantati in topi c57BL/6 ricognitori (n. 12 topi/gruppo); (B) Esame microscopico del C57BL/6 (a sinistra) Isograft e Wild Type BALB/c Allograft (a destra) il giorno 7 dopo il trapianto (barre di scala, 50 um; ingrandimento 400); (C) Immunofluorescenza (barre di scala, 50 m; ingrandimento n. 400) (D) Scansione microscopia elettronica dell'endotelio vascolare nel trapianto (a sinistra) e Recipiente naive (a destra). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Tecnica dell'anastomosi Tempo di preparazione del destinatario Tempo di preparazione del donatore Tempo di impianto cardiaco Freddo e caldo tempo di ischemia Tempo di funzionamento totale
5 Del numero 3( Eterotopico cervicale Sutura N N N < 45 min N
6 È possibile: Eterotopico cervicale Bracciale 45 min 15 min 10 min N N
24 Mi lasa' di Eterotopico cervicale Bracciale 15 min 20 min 15 min 25-40 min < 60 min
25 mi lato Abdomen Eterotopico Sutura N N N N 35 min
7 (in questo stato Eterotopico cervicale Bracciale N 20 min N 30 min 35 min
26 del sistema di Eterotopico cervicale Bracciale N 20 min 20 min < 35 min N
4 DEL psu' Abdomen Eterotopico Sutura 60-70 min 6–7 min N N 75 min
21 Mieto Eterotopico cervicale Bracciale N N 7 min 20 min 45 min
27 mi lapiùdel Abdomen Eterotopico Sutura N 10-15 min N N 45-60 min
28 mi la più del 24 Eterotopico cervicale Bracciale 25 min 20 min 15 min 20 min 60 : 8 min
29 del 22 221 Eterotopico cervicale Bracciale 31,9 min 21,1 min 5,1 min 28,5 min 57,8,3,9 min
29 del 22 221 Eterotopico cervicale Sutura 25,2 min 20,5 min 30,8 min 51,3 min 83,9,9 min
Eterotopico cervicale nel nostro protocollo Bracciale 15,5 min 10,9 min 4,4 min 15,3 min 35 min
(Operazione singola)
23 min
(Cooperazione)

Tabella 1: Confronto del tempo delle diverse fasi nelle diverse tecniche di trapianto di cuore del topo.

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Discussion

I modelli di trapianto di cuore di topo sono strumenti importanti per la ricerca sull'immunologia dei trapianti, in quanto sono disponibili strumenti e materiali per valutare i meccanismi immunitari di questo modello e un gran numero di topi modificati nel gene. Tuttavia, le sfide tecniche microchirurgiche, come la sutura e l'eversione delle navi, ne hanno limitato l'uso diffuso. Nel presente studio, abbiamo studiato alcune sfide tecniche fondamentali del trapianto di cuore murino e abbiamo ottenuto buoni risultati. Un passo critico del protocollo l'inserimento di una camera d'aria nel lume come uno stent per eludere la parete del vaso sopra il bracciale. Questa fase di ottimizzazione risolve la sfida tecnica di eludere il vaso di arteria a causa della necessità di un ampio tratto. Gli individui senza abilità microchirurgiche possono iniziare a eseguire la tecnica dopo due mesi di allenamento, che aiuterà anche nell'ampia applicazione di questo modello.

Nella nostra esperienza, una camera d'aria appropriata migliorerà i risultati dei trapianti. Il diametro esterno della camera d'aria deve essere leggermente inferiore al diametro interno del vaso sanguigno ricevente. Inoltre, tubi o cilindri in polipropilene smussato con una superficie scivolosa devono essere utilizzati come nuclei interni temporanei per evitare di danneggiare l'endotelio vascolare. Nelle nostre mani, non si è verificata trombosi nel 5% dei modelli che hanno fallito, anche se il trombo è un fattore importante per il fallimento dopo l'anastomosi utilizzando la tecnica di sutura. Utilizzando questi modelli maturi, i nostri laboratori hanno pubblicato diversi articoli di ricerca di base che sono stati riconosciuti dai revisori tra pari14,15,16,17,18,19.

Gli interventi chirurgici eseguiti entro 35 minuti non erano significativamente diversi rispetto alla tecnica del polsino tradizionale, ma il tempo di ischemia freddo e caldo era significativamente inferiore rispetto ad altre tecniche (Tabella 1). L'utilizzo del modello di cooperazione riduce ulteriormente il tempo medio di funzionamento a 23-25 minuti, che si riflette nel tempo di anestesia del topo ricevente e nel tempo di impianto cardiaco del donatore. Un altro vantaggio della tecnica del polsino che limita il tempo ischemico caldo (Tabella 1). Poiché nessunsa borsa di ghiaccio viene utilizzata per proteggere l'innesto cardiaco dalla temperatura corporea calda del ricevente del topo, il tempo ischemico caldo è equivalente al tempo di anastomosi. La tecnica del bracciale ottimizzata prevede la preparazione di entrambi i polsini sul destinatario per semplificare la procedura anastomosi e di conseguenza accorcia il tempo di anastomosi. Pertanto, la tecnica del bracciale limita il tempo ischemico caldo a soli 4,4 minuti in media.

Tuttavia, ci sono alcuni passaggi chiave da notare con la nuova tecnica discussa. Assicurarsi di preservare la ghiandola submandibolare del topo ricevente nel trapianto di cuore eterotopico cervicale30, come la ghiandola submandibulare può essere utilizzato per fissare l'innesto cardiaco ed evitare torsione dei vasi. Evitare di danneggiare il nervo vago quando si isola la vena giugulare esterna e l'arteria carotide, in quanto le lesioni possono portare all'emiplegia del collo nel destinatario. La pressione dei morsetti bulldog deve essere mantenuta a 20-25 grammi per evitare lesioni da graffio o perdite di navi. Lavare il lume dei vasi e i polsini con una salina eparinizzata da 0 a 4 gradi per rimuovere eventuali bolle di sangue e gas residue; questo previene l'embolia negli innesti dopo la riperfusione. Utilizzare una siringa da 1 mL per perfondere il donatore con una salina eparinizzata da 0 a 4 gradi centigradi e aumentare la velocità a 50 al secondo per mantenere una pressione appropriata. Durante l'anastomosi, non fascia il circonferenziale 8-0 suture (utilizzate per fissare l'endotelio vascolare eversito ai polsini) nel lume delle arterie di innesto.

Anche se ci sono limitazioni al modello di cooperazione, che includono la necessità di tecniche microchirurgiche, la disponibilità di due microscopi simultanei e il doppio del numero di chirurghi qualificati, ha tuttavia dimostrato di essere un approccio di successo per eseguire il trapianto di organi vascolarizzati. La sua applicazione più ampia può contribuire ulteriormente allo sviluppo di nuovi protocolli immunosoppressivi e allo studio dei meccanismi di rigetto acuto e cronico nell'area del trapianto.

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Disclosures

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Acknowledgments

Questo lavoro è stato sostenuto dal Fujian Provincial Health Education Joint Research Project (WKJ2016-2-20), dalla National Natural Science Foundation of China (81771271 e 81800664), dal Programma Nazionale di Ricerca e Sviluppo della Cina (2018YFA010830 4) e il progetto di istruzione e ricerca scientifica per gli insegnanti giovani e di mezza età nella provincia del Fujian (JAT170714), la Fondazione di Scienze Naturali della Provincia di Hunan in Cina (2019JJ50842) e Huxiang Young Talents della Provincia di Hunan (2019RS2013).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Artery cuff Self-made Polyamide tube. diameter: 0.55 mm,length: 1.0 mm
Artery inner tube Self-made Polyamide tube. Diameter: 0.28mm
Micro curved forceps Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory WA3050 1/8 arc, 0.3-mm tip without a hook
Micro needle holders Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory WA2050 0.2-mm tip
Micro scissors Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory WA1050 Straight, blade length: 10 mm
Micro straight forceps Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Surgical Instruments Factory WA3060 0.15-mm tip without a hook
Scanlan Vascu-Statt Bulldog Clamps Scanlan International Inc 1001-531 Clamping pressure 20–25 grams
Vein cuff Self-made Polyamide tube. diameter: 0.9 mm,length: 1.2 mm
Vein inner tube Self-made Polyamide tube. Diameter: 0.6 mm

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References

  1. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  2. Que, W. et al. Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation. Transplantation. (2019).
  3. Wang, C. Y. et al. Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions. Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).
  4. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  8. Li, W. et al. Surgical technique for lung retransplantation in the mouse. Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).
  9. Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1 Pt 1), 64-69 (1983).
  10. Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis. PLoS One. 8 (10), e77278 (2013).
  11. Miller, M. L. et al. Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection. Nature Communications. 6, 7566 (2015).
  12. Lin, Y. et al. Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival. Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).
  13. Xie, B. et al. Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice. Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).
  14. Shao, W. et al. Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice. Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).
  15. Dai, H. et al. Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice. Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).
  16. Yan, G. et al. Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide. Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).
  17. Yan, G. et al. Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice. Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).
  18. Lin, Y. et al. Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice. Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).
  19. Shao, W. et al. CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice. Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).
  20. Li, Y. et al. A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation. Xenotransplantation. (2017).
  21. Oberhuber, R. et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
  22. Blanchard, J. M., Pollak, R. Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice. Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).
  23. Felix, N. J. et al. H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection. Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).
  24. Tomita, Y. et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  25. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  26. Wang, K., Zhang, N., Li, H. Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation. Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).
  27. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine heterotopic heart transplant technique. Journal of Visualized Experiments. (89) (2014).
  28. Ratschiller, T. et al. Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
  29. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).
  30. Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice. Transplantation. 102 (11), e464-e465 (2018).

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