Survivable стереотаксической хирургии в Грызунов

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Мониторинг внеклеточных уровней нейромедиаторов в различных областях мозга свободно движущихся животных предлагает идеи о связи между выпуска нейротрансмиттера и поведения. В естественных условиях микродиализа в сочетании с электрохимическими обнаружения обеспечивает отличную анатомические и химические разрешение, а также информацию о том, как базальной нейротрансмиссии изменяется с помощью фармакологических или физиологических манипуляций.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents . J. Vis. Exp. (20), e880, doi:10.3791/880 (2008).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Способности измерять базальную внеклеточного уровня нейротрансмиттеров в мозгу проснуться животных позволяет для определения влияния различных системных вызовов (фармакологическая или физиологического) к ЦНС. Например, можно непосредственно оценить, как средний мозг животного прогнозы дофамина реагировать на дофамин-рилизинг наркотики, такие как D-амфетамина или природные раздражители, как пища. В этом видео мы покажем вам, как имплантат руководство канюли, ориентированные на конкретные сайты в головном мозге крыс, как вставить имплантат и микродиализа зонда и как использовать высокоэффективной жидкостной хроматографии в сочетании с электрохимическими обнаружения (ВЭЖХ-ЕС) для измерения уровня внеклеточного окисляемых нейротрансмиттеров и метаболитов. Местные точное введение наркотиков через микродиализа зонда позволяет изысканные работы на месте специфику в механизм соединения с действий. Эта техника имеет отличные анатомические и химические разрешение, но лишь скромные временным разрешением, как микродиализа образцы обычно обрабатываются каждые 20-30 минут, чтобы обеспечить определяемый уровень нейромедиатора. Дополнительные бывших естественных инструментов (например, нарежьте и клеточных культур электрофизиологии) может помочь с мониторингом в режиме реального времени нейротрансмиссии.

Protocol

Резюме

Два-месячный средний возраст C57BL/6J мышей или эквивалентную или три месяца средний возраст Sprague Dawley крыс или эквивалента анестезии с кетамином (60 мг / кг для крыс, 100 мг / кг для мышей) и ксилазина (10 мг / кг, внутрибрюшинно или для видов). Торможение осуществляется с использованием нежного ущипнуть палец снять рефлекс продемонстрировано в Walantus и соавт. (Юпитер, 6, 2007) и Szot и соавт. (Юпитер, 9, 2007). Терморегуляция могут быть предоставлены через thermostatregulated грелку (ALA инструменты Inc) и контролируется через ректального термометра. Голова бритая из меха и очищены с йодом перед разрезом. После разреза кожи (2 см в длину для крыс, длиной 1 см для мышей) и удаление всех мягких тканей с поверхности черепа, размещение руководство канюли определяется по отношению к брегмы. 6 мм отверстие сверлится через череп с батарейным питанием бурильщика предназначен для грызунов хирургии (Fine инструменты науки, Inc.) Уход берется так, чтобы сверло не проникает через мембраны мозговых оболочек или кровеносных сосудов. Череп имплантируется с двусторонними 5 мм номер 21 нержавеющая сталь руководство валов, ведущих к задней прилежащем ядре, стриатуме или спинной префронтальной коры головного мозга. Стереотаксического координатами квалифицировались как за Франклин и Paxinos, 1997 (Мышь Мозга в стереотаксического Координаты, Academic Press) или Paxinos и Уотсон, 2006 (Крыса Мозга в стереотаксического Координаты, Академический Press). Имплантаты обеспечены зубным цементом. Болюс лактата Рингера в 0,9% солевом приведен в конце операции (5mls SC у крыс и 1 мл SC у мышей после жидкость нагревают до нормальной температуры тела), чтобы предотвратить обезвоживание. Бупренорфин (0.1-0.5mg/kg SC) осуществляется два раза в день, а затем, по мере необходимости, если животное, кажется, от боли. Местное лечение антибиотиками (бацитрацин мазь) и системные антибиотики (пенициллин 100000 МЕ / кг внутримышечно каждые 12 часов в течение первых 48 часов после ор) находятся в ведении если послеоперационных инфекций происходят.

После операции животным индивидуально в тюрьмах вместе с пищей и водой доступны без ограничений. По крайней мере, одна неделя допускается для восстановления, прежде чем микродиализа и эвтаназии. После восстановления от хирургии, животных передаются клетке микродиализа и микродиализа зондов вставляются и цементировала в гид валы которые были установлены время операции. Зонд вставки не вызывает боли или дискомфорт из-за зонда обход кожи, мышц и менингеальные ткани через руководство шахты. Таким образом, зонд вставки делается без наркоза и анестезии любой-индуцированные эффекты у нейрохимии или поведение избежать. Мы даем зондов стабилизироваться в течение 12 часов, а затем мы начнем отбор проб каждые 30 минут в течение еще 8-12 часов в зависимости от эксперимента. Мы следим за опорно-двигательного поведения животного через фотоэлементы или ручная запись движения экспериментатором. Microdialysate образцы вводятся в высокоэффективной жидкостной хроматографии с электрохимической обнаружения (ВЭЖХ-ЕС) инструментом нейрохимические обнаружения и анализа. Мы ищем воздействие на базальную нейрохимии и опорно-двигательного поведения. В конце эксперимента животное усыпляют от передозировки системных кетамином (200 мг / кг) и ксилазина (20 мг / кг, внутрибрюшинно). Затем сердце озарен 0,9% физиологического раствора, затем 4% параформальдегида. Мозги удаляются, замороженные и разрезать вдоль тракта микродиализа зонд для проверки точного размещения зонда.

Процедура

  1. Настройка стереотаксического прибора и все необходимые материалы. Удостоверьтесь, что местность и инструменты очищаются и стерилизуются.

  2. Сбрить шерсть с электрической бритвой. Переход от ушей только в период между глазами, двигать бритвой в разных направлениях, чтобы эффективно очищать площадь меха. Применить povidine / йода бритой области, но защиты глаз от него.

  3. Горы животных на стереотаксического аппарата путем размещения ухо баров в ушной канал и ужесточение на место. Первое горе одно ухо бар в ушной канал, а затем, удерживая его на месте и слайд в другой бар уха. Вы знаете, вы находитесь в правильном месте, когда голова уже не может быть перемещен из стороны в сторону. Безопасные рот с передней горе стереотаксической и убедитесь, что голову на одном уровне с правителем. Положите линейку в вертикальном положении по отношению к стереотаксической платформы инструмент и проверить его на угол 90 ° между правителем и середине головы животного). Подтвердить это через стереотаксического прибора, если он обеспечивает такую ​​возможность.

  4. Сделайте по передней / задней разрез на коже головы стерильным скальпелем простирается от лямбда только в период между глазами животного. Используйте стерилизованные hemostats к отщипывать кожу и держать разрез открытым. Используя несколько стерильные ватные тампоны, высушить подвергаются поверхности черепа.

  5. Положите руководство канюли на свою гору, найти брегмы на черепе, и положение правой направляющей канюли по этому адресу. Запишите передних / задних и боковых координат. С брегмы, найти правильные координаты, необходимые для размещения вашей зонд с помощью стереотаксической атлас. Позиция руководства канюлю правильные координаты, добавляя или вычитая из брегмы. Принесите ваш гид канюлю вниз, пока не трогает череп, а затем записать этот вентральной координат. Сделайте карандашом метки стерильной карандашом на этом месте на черепе, это, где вы будете бурения.

  6. Удалить руководство канюли и стерилизовать вашего сверла. Тщательно просверлить отверстие в карандаш марки пока вы не получите через ширина черепа. Проконсультируйтесь с руководством канюли чтобы увидеть, если она будет ясно отверстия, не касаясь сторон. Держите бурения и проверки до канюли можно удалить в прямой путь. Как только отверстие сделано, использование стерильных игл, чтобы мягко удар мозговые оболочки, чтобы позволить свободный вставки канюли.

  7. Далее, используя ручной дрелью, сделать шесть отверстий для винтов черепа: два впереди отверстие канюли, два боковых, чтобы отверстие канюли, и два сзади по бокам. Стерилизовать шесть винтов и разместить их на черепе, пока они не плотно, построенной на базе.

  8. Чистая руководство канюли с этанолом и соленые, узлы крепления, и опустите ее медленно, чтобы надлежащим вентральной координат. Убедитесь в том, что стороны не касались, и что он собирается в строго вертикально.

  9. Место якорь винт медиально и позади задних винта черепа и удерживать его на месте с помощью пинцета. Смешайте тонкой партия жидкого стоматологического цемента и охватывают руководство канюли, винты, и остальная часть черепа стерильный шпателем. Сделать еще одну партию, толще это время, и полностью покрыть площадь и канюли и анкерных винтов достаточно, чтобы обеспечить это.

  10. Как цемент становится толще и, прежде чем он затвердевает, отдельные кожу от цемента чашку и плесени цемента чашку с лопаточкой, чтобы убедиться, цемент крышка гладкая все вокруг и не раздражает кожу позже.

  11. Разрешить зубным цементом, чтобы полностью высохнуть, прежде чем снимать животное от аппарата. Удалить hemostats. Применить бацитрацин все наоборот цемента шапку.

  12. Как только животное от стереотаксического прибора, ввести его с 0,25 мл пенициллина IM (внутримышечные), а затем по 1 мл физиологического раствора SC (подкожно).

  13. Место животное в своей клетке и наблюдать за ним, пока не осознает до возвращения его в комнату, чтобы оправиться.

  14. Монитор животных, пока они не оправиться от наркоза на день операции и ежедневно послеоперационной, до конца эксперимента, признаки инфекции и оценки боли / бедственном положении. Это включает в выходные и праздничные дни. Низкий стихийного движения, бедствия вокализации при обработке, выгибание спины, понос, отеки и разряд в области headmount, а также отсутствие кормления / питьевой все признаки боли и страданий. Бупренорфин (0.1-0.5mg/kg SC) осуществляется два раза в день, а затем, по мере необходимости, если животное, кажется, от боли. Местное лечение антибиотиками (бацитрацин мазь) и системные антибиотики (пенициллин 100000 МЕ / кг внутримышечно каждые 12 часов в течение первых 48 часов после ор) находятся в ведении если послеоперационных инфекций происходят. Если любой из этих симптомы сохраняются после введения бупренорфина, дополнительные жидкости, и лечение антибиотиками в течение 12 часов после операции, животное усыпляют.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В естественных условиях микродиализа является инструментом для измерения нескольких нейротрансмиттеров и метаболитов в различных участках мозга живого животного. Впрочем, это только мониторы внеклеточных уровней нейрохимических веществ и она не дает временное разрешение на мониторе нейромедиатора экзоцитоза в реальном времени. Через версии метода, называемого "чистого потока", фактическая концентрация медиатора на данном сайте можно рассчитать, что, в свою очередь, может дать точные измерения нейромедиатора скорость обратного захвата через транспортеры плазматической мембраны.

Микродиализ является идеальным в иллюстрирующие различия в базальных внеклеточных уровней нейромедиаторов между различными группами животных (то есть различных генотипов) и в расшифровке эффектов лекарств или других манипуляций с нейромедиатором релизе.

Введение анализов альтернатива ВЭЖХ-EC, как капиллярный электрофорез зоны (Чехия) в сочетании с флуоресцентной детекции увеличилось временным разрешением в естественных условиях микродиализа в течение нескольких минут в образце.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Поддержка DK065872 (ЕПС), Фонд Смит Семья премии передовых технологий в области биомедицинских исследований (ЕПС), F31 DA023760.

Materials

Materials are described in the protocol document.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma. J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).
  2. Chen, K. C. Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters. Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).
  3. Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats. FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).
  4. Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake. The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).

Comments

37 Comments

  1. If I undertand the study correctly, it would be interesting to report the results of rate of reuptake for neurotransmitter, which is the main purpose of the empriment. 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 10, 2008 - 6:14 PM
  2. Calculations of the reuptake rate of neurotransmitter can indeed be accomplished through net-flux microdialysis. However, the primary objective is the measurement of basal extracellular levels of neurotransmitters and their metabolites.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 10, 2008 - 6:45 PM
  3. The authors have wonderfully demonstrated how to perform the stereotaxic experiment in rats. However they should have added few more words on how the ear bars should be adjusted so that it shows equal readings on both the sides before the opening of skull. In my experience I have noted that before opening the skull, one should make sure that both the vernier scales of the ear bars show almost correct readings in order to make sure the skull is on the right path, failure of which might lead to the miscalculation of the stereotaxic coordinates. Thanks and Regards, Rajesh S Omtri.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 12, 2008 - 5:30 PM
  4. Correct placement of the ear bars is clearly a practice effect. We usually have one of the ear bars tight in position, then insert the tight ear bar in the ipsilateral ear canal, hold it in place and slowly insert the loose ear bar on the contralateral side before tightening it down. It is desirable that the skull is centered in between the ear bars. The skull surface must be always level (parallel to the platform of the stereotaxic instrument and at 90° to the guide of the microdialysis cannula) and skin at the incision surface should be flat and present no humps. These problems occur if the ear bars are inserted incorrectly (not in the ear canal). Correct ear bar placement can be identified by gently trying to move the head of the animal up and down and left to right. Before tightening the incisor bar, up or down movement but not lateral movement should be possible. Correct placement of the ear bars in the ear canal is the most important prerequisite for accurate stereotaxic placement. Emmanuel Pothos 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 12, 2008 - 6:16 PM
  5. I am a scientist and I find it very hard to see such a gruesome procedure like this one. There should be a clear label on the content of videos as they can be quite disturbing, and they shouldn't be automatically broadcasted on the main website page. I wonder if the editors of this journal seriouly consider the possibility of risks the authors might face by being attacked by animal activists, and if the Principal Investigators of similar papers are held liable for exposing their students' identity to those groups while making these videos. This message dŒs not intend to diminish the value of the present work, but to bring this serious issue to the attention of the editors and the authors who appear on the video.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 20, 2008 - 3:55 AM
  6. All procedures described in this article have been reviewed by the Institutional Animal Care University Committee at Tufts Medical Center and approved as compliant with federal and state standards of animal care. JoVE also conducted a veterinary review of the article before publication; nothing was "automatically broadcasted" as the viewer claims. Animals are anesthetized before any type of brain surgery, carefully monitored for appropriate depth of anesthesia and hydration during the procedure and diligently followed up through postoperative care with analgesic medication and antibiotics until full recovery. Stereotaxic brain surgery is one of the most sophisticated procedures in live and survivable animal surgery and it normally involves minimal pain for the operated animal because of the conditions set in place as described above. Stereotaxic brain electrode placement is a procedure that has been routinely used even for humans (i.e. Parkinson's disease patients) and such operations have been repeatedly broadcasted over the Internet from several hospitals for educational purposes. In some of these cases, the discomfort of the patient is so minimal that general anesthesia is not used and the patient is awake during surgery and able to respond to questions from the surgeons, who use the patient's response to assess the accurate placement of the electrode in the brain. The whole process in animals or humans is elegant, effective and high technology driven, not gruesome and painful. We appreciate the concern of the viewer about safety issues, but scientists have to take responsibility for their own work and it is not appropriate to publish it anonymously, being in this journal or elsewhere. Otherwise, the whole concept of the validity of peer-reviewed research and accountability of authors for their work is negated. There are numerous pieces of published work in different journals, including dissection videos, autopsies of animal tissue, images of animals etc. that can potentially be used by extremists to target the authors. Censoring scientific journals and scientists cannot eliminate this possibility.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 20, 2008 - 8:30 AM
  7. Stereotaxic surgery should be performed under aseptic conditions. The surgeon shoud have a cap, mask, and surgery gloves. She should not be touching non sterile items while doing surgery, i.e. pens, cannula etc. Ophthalmic ointment is essential. Hemostats are not good  skin retractors as they damage tissue. There are antibiotics that can be given subcutaneously, which is easier and less painful to give.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 2, 2009 - 4:18 PM
  8. There is not such a thing as sterile stereotaxic surgery in living animals. The mere presence of a living animal on the table with its fur, bodily fluids etc. negates sterile conditions. Doing the procedure under a culture hood with negative air flow is also not advisable as it limits access to the animal from all angles, it makes it more difficult for the animal to maintain appropriate temperature due to the air flow and it contaminates the hood area, which is counterintuitive particularly if the hood is used for cell cultures. The most appropriate actions are to sterilize the components used for the surgery (i.e. cannula and skull screws) prior to use, sterilize all insrtruments before surgery and during surgery as needed and maintain as clean of an environment as possible in the incision area by shaving away the fur and treating with povidine prior to the incision. Gloves should be used, face mask and cap will not hurt but none of the above will ensure sterile conditions. There is a variety of skin retractors available, we have not found that hemostats are worse than others in damaging tissue. Antibiotics given subcutaneoulsy are acceptable, but not as long lasting as those given intramuscularly. In any case, the easiest antibiotic to administer is bacitracin, right around the headcup of the animal. Emmanuel  

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 22, 2009 - 5:43 PM
  9. Suggestion for dental cement:  My lab uses a UV dental acrylic that is much easier to handle.  The acrylic sets when exposed to a UV light in about 10 seconds, and we do not need to use bone screws to secure the cap.  However, I'm guessing that the UV acrylic is more expensive.  Its available from Pentron. Oh, and don't forget eye lube.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 1, 2008 - 10:56 PM
  10. We have tried in the past to use dental cements that their manufacturer claims do not require head screws.  We were not convinced. In many cases the cement head cup came off as one piece as we were trying to implant the microdialysis probe. Using sterile head screws is the best way to ensure that the cement cup will be securely attached to the skull. Any other method shaves off about ²0 min from each surgery but it increases the probability that the cup will come off and waste the entire procedure. Suppliers do tend to charge more for cements that supposedly work without head screws so in the long run this is not cost effective.  Eye lube as an eye protectant is indeed a very good precaution for this procedure. 

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 1, 2008 - 11:12 PM
  11. Nice demonstration of stereotaxic surgery in rats. I think that the best way to control that the skull is perfectly flat (parallel to the platform) would to check the height coordinates at the bregma and at the lambda using the canula as recommended in the stereotaxic atlas. That might not be a problem for ICV canulation since the ventricle are quite big but for canulation in a specific structure or nucleus it is critical.  I usually use only 4 screws but I guess 6 are necessary for a microdialysis probe. Also, do you calculate the coordinates from the surface of the skull or from the dura ?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 2, 2008 - 11:30 PM
  12. We calculate steotactic coordinates from the skull surface.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 3, 2008 - 12:11 AM
  13. how can i download (Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents) thanks

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 18, 2008 - 5:18 AM
  14. Hi.  Please contact us at support@jove.com.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 17, 2009 - 11:09 AM
  15. ı can not understand that why u r doing such as these trials for understanding brain mechanism, cuz I believe that if somethings can not explained naturally, we also can not understand exactly

    Reply
    Posted by: Anonymous
    January 7, 2009 - 7:54 AM
  16. Hey, it is obvious that you are not Dr. Ayla Arslan, then who are you? it seems like you are one of her students using her name as a nick as she always recommend JoVE during her Biopsychology lectures. :)))))))

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 31, 2009 - 6:14 PM
  17. Hi                 I am khalid a Ph.D scholar in deptt of pharmacy,university of Peshawar Pakistan.Its really great contribution to science and i eally enjoyed and learnt alot from the movie of Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents thanks indeed and keep up this great work. khalid rauf

    Reply
    Posted by: Anonymous
    February 26, 2009 - 10:56 AM
  18. Wow, you guys really do not knwo what you are doing. Why would you use the archaic acrylic dental cement when you could use Glass Ionomer Luting Cement? Why didnt you anesthiatize with O² delivered isofluorine? Why did you not sue a stereotaxic drill? Why was the cement applied so sloppy? Why do you not use a digittal display for the coordinates, it ensures much more precise surgeries.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 12, 2009 - 9:38 PM
  19. Hi Dave,

    How dŒs the Glass Ionomer Luting Cement compare with the Light-cured Dental Adhesive Resin listed in this journal by Okamura lab?

    Look forward to hearing from  you.

    Thanks,

    Jim

    Reply
    Posted by: Anonymous
    March 15, 2009 - 12:35 PM
  20. In our hands, dental acrylic is the only cement that ensured headcups stayed on for several weeks when used in combination with 6 skull screws. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 22, 2009 - 4:04 PM
  21. Do you use any preanesthetic medications?

    Reply
    Posted by: Anonymous
    September 19, 2009 - 12:51 PM
  22. Usually not, if the animal suffers from CRD (chronic respiratory disease) you can pretreat with atropine to facilitate breathing. However, CRD is an indication of substandard conditions in the animal colony (infrequent change of bedding, poor air flow etc.). If you have animals with CRD, consult with your veterinarian to improve your facility and check on your source for laboratory animals, whether commercial or another lab, for facility conditions as well.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:29 PM

  23. I am an undergraduate at the University of California, Santa Barbara doing an Honor's thesis project on the rat dorsal Raphe nucleus. In my project, I need to implant a cannula into the dRN, but am concerned about profuse sagittal sinus bleeding if I go through the midline. I noticed in other papers they often go into the DRN at about a 30 degree angle, in order to avoid this issue and also to avoid the cerebral aqueduct. As the angled cannula is a more complicated procedure, for me it would be easiest to place the cannula at the midline, and I'm wondering what's the best way to deal with these issues, such as how bleeding is stopped or slowed down, how it can be avoided, how many animals I can expect to lose, etc. Any advice would be much appreciated!

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 27, 2009 - 3:54 PM
  24. The angled approach is the best, but if you encounter sagittal sinus bleeding make sure to put in place large cotton tips from a sterile bag, press gently for a few minutes to slow down blood flow and leave on until blood has clotted. Then very carefully remove cotton tip to avoid breaking the blood clot. Although this bleeding would be fatal in humans, it usually is not fatal in rats. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:34 PM
  25. nice job.
    just some comments:
    the membrane (after cuting the skin to expose the skull) should be carefully and totally removed - this decrease the chances of the acrylic fall off.
    if you do a small cut, 1 or ² screw would be enough.
    another important thing, regarding guide cannula is that it should be obstruct after surgery so that no reflux happens and nothing enters for this hole - if this happens you can loose all you surgery. If, when you try to put a needle inside for drug injection (p.ex) and it dŒsnt enters, you can use a some H²O² to open it (in case of blood coaguation)

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 11, 2009 - 4:52 PM
  26. We use obdurators to seal off guide cannulas post-op. We avoid using only 1-² screws no matter what the size of the incision, this is clearly inadequate anchoring for the headcup and it will come off in a matter of a few days at best. It really pays off to anchor the headcup with as many screws as you can. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:46 PM
  27. Oh! another thing...
    would be really good to use local anesthetic with vasoconstrictor before cutting the scalpe.
    this will minimize animal nociception and will avoid excessive bleeding.
    but not toooooo much, other wise wont be god to animals, and we also see some increase of infeccion

    Reply
    Posted by: Anonymous
    December 11, 2009 - 4:57 PM
  28. The authors and our attending veterinarian would like to add the following information to the article, which was not otherwise clearly stated or shown and may be of help to readers and viewers:
    1) After anesthesia and prior to surgery, eye lubricant was applied to protect the corneas of the animals.
    ²) Prior to inserting the ear bars into the rats' ears, lidocaine gel was applied to provide analgesia.
    3) All rats did receive an initial dose of buprenorphine following the surgeries and then were given subsequent doses on an as needed basis. This was not clear in the video or text.
    4) The dose of penicillin given was 100,000 IU/kg.
    All of the above measures were approved in our IACUC protocol for this procedure and our attending veterinarian has reviewed and verified these additional comments.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    April 28, 2010 - 3:07 PM
  29. is it better that ketamine is better than halothan as a anesthetic agent

    Reply
    Posted by: Ravi S.
    May 14, 2010 - 2:16 AM
  30. my just quest is how the hole in the skull is closed/filled? Did you leave it for natural tissue growth or use gelatin or something else.thanks

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 14, 2010 - 9:48 AM
  31. In our case the guide cannula leaves very little space to add anything else. Some of my colleagues are using bone wax or gelatin for larger openings. Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    October 18, 2012 - 6:41 PM
  32. No flash please

    Reply
    Posted by: Anonymous
    August 8, 2010 - 1:31 PM
  33. Overall a nice video, but there are a few things that should be done to improve aseptic technique. The eyes need to be lubricated prior to shaving to protect them from the hair and from dessication. To reduce infections a surgical drape should be used, along with a surgical mask. Lastly, pointing with a sterile instrument would have been better.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    November 5, 2010 - 6:34 PM
  34. It is a very nice presentation, I would like to add a little in it . When the animal id fixed with ear bars and the scale on ear bar and the scale of sterotaxic base should be equidistant
    See in video your demo point 0²:51.

    Varsha

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 24, 2011 - 3:35 AM
  35. Im a 4th year Psych Honours student doing a project that needs me to implant canulas into the infralimbic. I just did my second practice surgery today, and it was terrible. The cannulas were mislocated, it took me an hour to put in 4 bone screws, and they went through the skull, and the dental cement ran into its eyes, and Im just glad that rat was put down before it woke up because there is no way it would have survived. I've always been sort of clumsy, and I have to do 35 of these, and half my year is gone and I dont have time to come up with another project.
    So yeah, Im freaking out right now,

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 30, 2011 - 8:58 AM
  36. Hi Nadia,
    It seems you do not have adequate training and supervision to perform this procedure. It is essential that a member of your laboratory team with extensive experience in stereotactic surgery, if not the primary investigator directly and the head veterinarian for your institution's animal facility, should go over things with you multiple times and actively do the procedure with you before any further attempts. You have to ensure the animal's welfare, lack of pain and recovery during and after the procedure if you wish to be anywhere close to acceptable standards. In my opinion, brain stereotactic surgery is an advanced procedure that should be used only with the maximum of caution and the best of training for undergraduate projects. If the animal facility or your faculty supervisor do not have the time or the skills to train you properly, then it would be best to choose something else for your thesis project. Best, Emmanuel

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 30, 2011 - 10:46 AM
  37. Hi everyone,

    Just a quick question, after attaching the ear bar I have realized that it takes me quite a while after making an incision in the skull to expose the bregma and lambda. Any suggestions?

    Reply
    Posted by: Jin P.
    November 5, 2012 - 6:41 PM

Post a Question / Comment / Request

You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

Usage Statistics