Summary
Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.
Abstract
Die Abstoßung von kardialen Allotransplantaten schränkt das Langzeitüberleben von Patienten nach einer Herztransplantation ein. Ein Maus-Herztransplantationsmodell ist aufgrund seiner hohen Homologie mit menschlichen Genen ideal für die Untersuchung des Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung in präklinischen Studien. Dieses Verständnis würde dazu beitragen, einzigartige Ansätze zur Verbesserung des Langzeitüberlebens von Patienten zu entwickeln, die mit kardialen Allotransplantaten behandelt werden. In einem Mausmodell wird die Implantation eines abdominalen Spenderherzens üblicherweise mit einer Ende-zu-Ende-Anastomose an der Aorta und der unteren Hohlvene des Empfängers unter Verwendung von Stichen durchgeführt. In diesem Modell wird das Herz des Spenders durch End-to-End-Anastomose in die Halsschlagader und die Halsvene des Empfängers durch die modifizierte Manschettentechnik implantiert. Die Transplantation wird ohne Nähen durchgeführt und kann somit das Überleben des Empfängers erhöhen, da die Blutversorgung und der venöse Rückfluss des Unterkörpers nicht beeinträchtigt werden. Dieses Mausmodell würde helfen, die Mechanismen zu untersuchen, die der immunologischen und pathologischen (akuten/chronischen) Abstoßung von kardialen Allotransplantaten zugrunde liegen.
Introduction
Die Herztransplantation ist zur Standardbehandlung für Herzinsuffizienz im Endstadium geworden. Mehr als 5.500 Herztransplantationen pro Jahr werden in den Organisationen durchgeführt, die bei der Internationalen Gesellschaft für Herz- und Lungentransplantation registriert sind. Bei den Empfängern allogener Herztransplantate liegt die 1-Jahres-Abstoßungsrate immer noch bei >10 %, während die 3-Jahres-Abstoßungsrate auf 36 % gestiegen ist1,2. Es fehlen jedoch wirksame prophylaktische Behandlungen für Patienten mit kardialer Allotransplantatabstoßung. Daher sind Tiermodellstudien gerechtfertigt, die die physiologischen Mechanismen aufklären, die der immunologischen und pathologischen Abstoßung von kardialen Allotransplantaten zugrunde liegen. Solche Studien würden zur Untersuchung neuer Ziele beitragen, die für die Entwicklung wirksamer Medikamente erforderlich sind, die dazu beitragen würden, die Abstoßung von Herzallotransplantaten zu verhindern und die Überlebensraten in diesen Patientenpopulationen zu verbessern.
Einige mögliche immunologische und pathophysiologische Mechanismen der kardialen Allotransplantatabstoßung wurden kürzlich in Mausmodellstudien zur heterotopen Herztransplantation vorgeschlagen 3,4,5. Folglich wurde die heterotope Herztransplantation von Mäusen zu einem idealen präklinischen Modell, um die Mechanismen der Immunabstoßung und der pathologischen Schädigung von Herztransplantaten nach einer Herztransplantation zu untersuchen, da sie eine hohe Homologie mit menschlichen Genen aufweisen. Das vorherrschende Konzept besteht darin, eine heterotope Transplantation in einem Mausmodell durch eine abdominale Ende-zu-Ende-Anastomose in der Empfängeraorta und der unteren Hohlvene unter Verwendung von Stichen durchzuführen, die der normalen menschlichen Anatomie ähneln. Dieses Verfahren kann jedoch die Blutversorgung des Empfängers und den venösen Rückfluss des Unterkörpers beeinträchtigen6. Daher wird hier ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsverfahren in einem Mausmodell vorgeschlagen.
Das Herz des Spenders wird durch eine End-to-End-Zervixanastomose mit einer modifizierten Cuff-Technik in die Halsschlagader und die Halsvene des Empfängers implantiert. Dieses modifizierte Verfahren erleichterte die operative Durchführbarkeit und sicherte das Überleben des Herztransplantats, ohne die Blutversorgung und den venösen Rückfluss des Unterkörpers zu beeinträchtigen.
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Protocol
Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren, Eight Edition, National Research Council (US) 2011 durchgeführt. Verfahren, an denen Tiere beteiligt sind, wurden vom Animal Care and Use Committee des Chongqing University Cancer Hospital, Chongqing, China, genehmigt. Männliche BALB/c- und C57BL/6-Mäuse mit einem Gewicht von 20-30 g, die aus kommerziellen Quellen stammen (siehe Materialtabelle), wurden für die allogene Herztransplantationsstudie verwendet. Die C57BL/6-Mäuse wurden als Spender und syngene Empfänger verwendet, während die BALB/c-Mäuse als allogene Empfänger dienten. Ein Schema des Protokolls ist in Abbildung 1 dargestellt.
HINWEIS: Alle während der Operation verwendeten Verbrauchsmaterialien, einschließlich chirurgischer Instrumente und Lösungen, sind steril. Der chirurgische Eingriff folgt dem Prinzip der aseptischen Operationstechnik.
1. Verfahren des Empfängers
- Induzieren Sie eine Vollnarkose durch Inhalation von 5% Isofluran durch eine 15 x 10 x 10 cm große Induktionskammer, die mit einer Haube verbunden ist (siehe Materialtabelle).
- Fixieren Sie die Empfängermaus mit einem Heizkissen auf dem Operationstisch. Aufrechterhaltung der Anästhesie mit kontinuierlicher Inhalation von 2% Isofluran durch eine Gesichtsmaske über Nase und Mund.
HINWEIS: Eine langsame Atemfrequenz und ein langsamer Atemrhythmus, das Verschwinden des Hornhautreflexes und das Fehlen des Pedalreflexes in den Zehen weisen auf die Wirksamkeit der Anästhesie hin. - Desinfizieren Sie nach dem Rasieren der Haare den Operationsbereich mit drei abwechselnden Runden Povidon-Jod-Peeling, gefolgt von Alkohol. Dann schneiden Sie die Haut 1,5-2 cm parallel zur zervikalen Mittellinie vom rechten Unterkieferwinkel bis zum Schwanzende ein.
- Präzieren Sie ~ 1 cm der rechten Vena jugularis extern mit einem Elektrokoagulator und einer Mikrozange. Schneiden Sie die Vene am proximalen Ende mit einer atraumatischen mikrovaskulären Klemme ab und ligieren Sie sie am distalen Ende.
- Führen Sie das distale Ende der Vene durch eine 22 G Polyurethan-Stachelmanschette (siehe Materialtabelle) mit einem abgeschrägten Ende und oberflächlichen Rillen. Fixieren Sie die Vene mit dem Griff der Manschette mit einer mikrovaskulären Klemme.
- Entfernen Sie das 8-0 Ligaturnaht am distalen Ende, drehen Sie das Lumen über die Manschette, die vom oberflächlichen Widerhaken eingehakt wird, auf links und fixieren Sie es mit einer 10-0-chirurgischen Naht in den Rillen der Oberfläche.
- Sezieren Sie die rechte sublinguale Drüse, um eine Fossa für die Implantation des Herztransplantats zu bilden, und reservieren Sie den rechten Lappen der Unterkieferdrüse und den rechten Sternocleidomastoideus.
- Präzieren Sie die rechte Arteria carotis communis für ~ 1 cm mit einer Mikrozange und schneiden Sie die Arterie mit einer atraumatischen mikrovaskulären Klemme am proximalen Ende ab. Am distalen Ende die Arterie ligieren und abschneiden.
- Führen Sie das distale Ende der Arterie durch eine 26 G Polyurethan-Stachelmanschette (siehe Materialtabelle) mit einem abgeschrägten Ende und Rillen auf der Oberfläche. Fixieren Sie die Arterie mit dem Griff der Manschette mit einer mikrovaskulären Klemme.
- Entfernen Sie die Ligaturnaht am distalen Ende, drehen Sie das Lumen über die Manschette und fixieren Sie es mit einem oberflächlichen Widerhaken und Rillen mit einer 10-0-Operationsnaht.
- Nachdem Sie die Gefäße des Empfängers vorbereitet haben, lassen Sie 100 IE / ml Heparinkochsalzlösung auf die Gefäße fallen, um eine Thrombose zu verhindern. Decken Sie den zervikalen Schnitt für die anschließende Implantation mit steriler feuchter Kochsalzlösung ab.
2. Spenderverfahren
- Verwenden Sie das gleiche Anästhesieverfahren (Schritt 1.1) für die Spendermaus.
- Rasieren Sie die Bauchhaare mit einem Elektrorasierer und desinfizieren Sie den Operationsbereich mit drei abwechselnden Runden Povidon-Jod-Peeling, gefolgt von Alkohol.
- Schneiden Sie den Bauch (2-3 cm) mit einer Schere entlang der Mittellinie von der Symphyse pubis bis zum Subxiphoid ein und erweitern Sie den eingeschnittenen Bereich mit einem Retraktor.
- Sezieren Sie 1 cm der Bauchaorta und der unteren Hohlvene mit einem Elektrokoagulator und einer Mikrozange und führen Sie eine Heparinisierung durch, indem Sie 1 ml physiologische Kochsalzlösung, ergänzt mit 250 IE / ml Heparin, durch die untere Hohlvene injizieren. Danach die Bauchaorta und die untere Hohlvene herausschneiden.
- Entfernen Sie den Thorax entlang der vorderen Achsellinie auf beiden Seiten mit einer chirurgischen Schere, um die Brustwand zu trennen. Ligate die überlegene Hohlvene mit einem 8-0 chirurgische Naht.
- Führen Sie eine Kopfhautnadel in die suprahepatische Vena cava inferior ein. Dann injizieren Sie eiskalte physiologische Kochsalzlösung, die mit 100 IE / ml Heparin ergänzt wird, durch die Kopfhautnadel aus der suprahepatischen unteren Hohlvene, um das Spenderherz zu durchbluten, bis die Blutfarbe verblasst.
- Perfusionieren Sie das Spenderherz erneut mit 2-3 ml eiskalter Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-Lösung (HTK) (siehe Materialtabelle) unter Verwendung einer Kopfhautnadel aus dem Aortenbogen, um das Spendermyokard zu schützen. Die mittlere warme Ischämiezeit beträgt 5 min.
- Libehandeln Sie die obere und untere Hohlvene und die Lungenvene mit einer 5-0-Operationsnaht. Sezieren und schneiden Sie die Spenderaorta und die Lungenarterie vor ihrer Verzweigung ab. Danach teilen Sie die obere und untere Hohlvene und die Lungenvene, um das Herz des Spenders zu entfernen.
3. Implantation
- Implantieren Sie das Spenderherz in umgekehrter Position in die Halstasche der Empfängermaus.
- Ziehen Sie die Manschette mit einer umgestülpten Empfängervene in das Lumen der Spenderpulmonalarterie, um eine Ende-zu-Ende-Anastomose der Spenderpulmonalarterie zur Vena jugularis extern des Empfängers durchzuführen. Ligate die Manschette mit den Rillen auf der Oberfläche durch eine 10-0 chirurgische Naht, um die Anastomose zu fixieren.
- Verwenden Sie ein ähnliches Verfahren für die End-to-End-Anastomose der Spenderaorta zur Empfänger-Halsschlagader.
- Lassen Sie die atraumatische mikrovaskuläre Klemme der Halsvene los, gefolgt von der Halsschlagader, um das Herz des Spenders erneut zu perfundieren. Die mittlere kalte Ischämiezeit beträgt 15 Minuten.
- Fixieren Sie das Herztransplantat und nähen Sie es richtig, um ein Verdrehen des Transplantats zu verhindern.
- Verschließen Sie den zervikalen Schnitt mit kontinuierlichen Nähten unter Verwendung einer 5-0-Polyamid-Monofilamentnaht (siehe Materialtabelle).
HINWEIS: Entfernen Sie die Naht, nachdem die Wunde vollständig verheilt ist. - Bewahren Sie die Empfängermaus in einem warmen, trockenen und sauberen Käfig auf, bis sie sich von der Narkose erholt hat.
HINWEIS: Es dauert 5-10 Minuten, um sich zu erholen. - Injizieren Sie Buprenorphin (0,05 mg/kg) subkutan alle 6 h für 48 h zur postoperativen Analgesie subkutan in die Empfängermaus.
HINWEIS: Die Analgesie-Dosierung wurde für diese Studie optimiert. Das Analgesieschema kann jedoch bei Anzeichen von Schmerzen gemäß den institutionellen Tierverwendungsrichtlinien verlängert / modifiziert werden.
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Representative Results
In diesem zervikalen heterotopen Herztransplantationsmodell der Maus betrug die Überlebensrate der Empfängermäuse etwa 95,2% (20 von 21 Mäusen überlebten). Die Haupttodesursache waren postoperative Blutungen. Der schnelle Herzschlag mit regelmäßigem Rhythmus dient als Indikator für das Überleben des implantierten Spenderherzens.
C57BL/6- und BALB/c-Mäuse waren in diesem Modell MHC (H-2b) bzw. MHC (H-2d) Typen, 7,8. Diese beiden Stämme unterscheiden sich durch das H-2, das eine akute T-Zell-vermittelte Abstoßung verursacht9. Von allen kardialen Allotransplantaten gingen 62,5% innerhalb von 7 Tagen nach der Transplantation verloren, wie durch Abtasten des Herzschlags beurteilt wurde. Alle kardialen Allotransplantate gingen innerhalb von 8 Tagen nach der Transplantation verloren. Im Gegensatz dazu überlebten alle isogenen Herztransplantationen länger als 4 Wochen (Abbildung 2). Mäuse, die länger als 4 Wochen überlebten, wurden durch CO2 -Inhalation eingeschläfert.
Abbildung 1: Schematische Darstellung des zervikalen heterotopen Herztransplantationsmodells der Maus. (A) Protokoll zur Vorbereitung des Empfängers: Nach dem Abschneiden der Arteria carotis communis und der Vena jugularis externa am proximalen Ende wird das Gefäßlumen der Gefäße nach dem Passieren der Stachelmanschette mit einem abgeschrägten Ende und Rillen auf der Oberfläche umgestülpt und fixiert. Das gestrichelte Quadrat zeigt den Aufbau und die Verwendung der Manschette. (B) Spenderherzresektion: Nach der Perfusion des Spenderherzens mit Heparin und HTK-Lösung aus der unteren Hohlvene und der Aorta werden die obere und untere Hohlvene und die Lungenvene mit Nähten ligiert. Das Herz des Spenders wird dann durch Einschneiden der Gefäßgefäße reseziert. (C) Implantation des Herzens des Spenders. Die Lungenarterie und die Aorta des Spenders werden an der Vena jugularis extern und an der Halsschlagader des Empfängers über die Manschette anastomosiert, wobei das Gefäßsystem des Empfängers in einem Ende-zu-Ende-Muster umgedreht ist. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Überlebenskurve für Herztransplantate. Die Überlebenskurve von Herztransplantaten zeigt, dass allogene Herztransplantate innerhalb von 8 Tagen nach der Transplantation verloren gehen, was durch Abtasten des Herzschlags beurteilt wurde. Insgesamt 10 Empfängermäuse wurden in jeder Gruppe der modifizierten zervikalen heterotopen Herztransplantation unterzogen. Alle isogenen Herztransplantationen überlebten mehr als 4 Wochen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Rupert Oberhuber et al.10 | Xin Mao et al. (vorliegende Arbeit) | |||
| Anästhesie | Xylazin und Ketamin | Isofluran (sicher, kontinuierlich und stabil) | ||
| Rechter Lappen der Unterkieferdrüse | Entfernung | Konservierung (Reduzieren Sie das Wirbeln von Transplantaten) | ||
| Rechtes Sternocleidomastoid | Entfernung | Konservierung (Reduzieren Sie das Wirbeln von Transplantaten) | ||
| Herzperfusion | Retrograde Perfusion mit 4 °C HTK-Lösung aus dem Aortenbogen | 1. Anterograde Perfusion mit eiskalter physiologischer Kochsalzlösung, ergänzt mit 100 IE/ml Heparinlösung aus der suprahepatischen Hohlvene. 2. Retrograde Reperfusion mit eiskalter HTK-Lösung aus dem Aortenbogen. (Gerinnung reduzieren und Myokardschutz erhöhen) | ||
| Manschette | Stumpfes Ende, mit Griff | abgeschrägtes Ende, mit Griff, Widerhaken und Rillen auf der Oberfläche (Erleichterung der Umstülpung und Fixierung) | ||
Tabelle 1: Vergleich von Herztransplantationstechniken. Die derzeitige Technik der zervikalen heterotopen Herztransplantation bei Mäusen wurde von Oberhuber, R. et al.10 modifiziert und besitzt zusätzliche Vorteile für das Überleben von Herztransplantaten.
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Discussion
Das Maus-Herztransplantationsmodell trägt zur Untersuchung von Abstoßungsmechanismen nach einer Herztransplantation bei und trägt zur Entwicklung einzigartiger Ansätze zur Verbesserung des Langzeitüberlebens von kardialen Allotransplantatempfängern bei. Die Herztransplantation bei Mäusen ist jedoch eine komplexe und herausfordernde Aufgabe, die ein hohes Maß an mikrochirurgischen Techniken erfordert, insbesondere bei vaskulärer Anastomose11,12,13. Das Modell der abdominalen heterotopen Herztransplantation der Maus wird unter Verwendung von Stichen durch Anastomose der Spenderaorta und der Lungenarterie an der Empfängeraorta und der Vena cava inferior durchgeführt. Die Aorta und die untere Hohlvene des Empfängers müssen bei dieser Operation blockiert werden. Daher können eine Ischämie des Unterkörpers und eine Thrombose der unteren Hohlvene die Behinderung und den Tod von Empfängermäusen erhöhen. Um die Schwierigkeiten der vaskulären Anastomose während der Transplantation zu reduzieren, führten Matsuura et al. 1991 erstmals ein Modell der zervikalen Herztransplantation bei Mäusen mit der Manschettentechnik ein14. In diesem Modell erhöhte die Oversleeve-artige everted Anastomose von Gefäßen durch Ligatur mit Manschette die Anastomoseneffizienz. Im Gegensatz zur Anastomose von Gefäßen mit Nähten in einem abdominalen Herztransplantations-Mausmodell reduzierte sie die Blutungswahrscheinlichkeit nach dem Eingriff. Daher reduzierte die Verbesserung der Anastomoseneffizienz die Ischämiezeit des Herzmuskels und erhöhte die Überlebensrate von Herztransplantaten. Darüber hinaus unterbricht die zervikale Implantation des Herzens des Spenders die Durchblutung der Empfängeraorta und der unteren Hohlvene im Vergleich zur abdominalen Implantation nicht15; Daher wird das Überleben der Empfängermäuse erhöht.
Hier wird ein einzigartiges experimentelles heterotopes Maus-Herztransplantationsmodell beschrieben, das von Rupert Oberhuber et al.10 entwickelt wurde. Das Verfahren beinhaltet eine End-to-End-zervikale Anastomose der Spenderaorta und der Lungenarterie zur Empfänger-Halsschlagader und Jugularvene nach einer modifizierten Manschettentechnik. In diesem Modell stört die systemische Zirkulation der Empfängermäuse10 nicht, und das Herz des Spenders wurde aus der unteren Hohlvene und der Aorta mit Heparin- und HTK-Lösungen für einen besseren Myokardschutz perfundiert. Die kritische Komponente dieses Modells unterschied sich jedoch von der von Oberhuber et al.10, die die modifizierte Stachelmanschette mit einem abgeschrägten Ende und ähnlichen Rillen wie bei Finsterer et al.16 verwendeten. Das abgeschrägte Ende ermöglicht einen überärmelartigen Bogen des Gefäßlumens. Die Rillen auf der Oberfläche erleichtern die Fixierung von umgestülpten Gefäßwänden mit einer Manschette unter Verwendung von Nähten, und der Widerhaken außerhalb der Manschette reduziert das Verrutschen anastomosierter Gefäßwände von der Manschette (Abbildung 1). Diese Modifikationen verkürzen die Operationszeit um 20% und verbessern die Implantationseffizienz und das Überleben von Herztransplantaten. Darüber hinaus wird die modifizierte Stachelmanschette aus dem gebräuchlichsten Polyurethankatheter hergestellt, der für die Kopfhautakupunktur verwendet wird, wodurch die Kosten des Eingriffs erheblich gesenkt werden. Ein Vergleich der aktuellen Technik mit der von Oberhuber et al.10 ist in Tabelle 1 dargestellt.
Die einzigartigen Merkmale dieses Modells müssen beachtet werden. Erstens sind die Länge und das Kaliber der Manschette für eine erfolgreiche Anastomose von entscheidender Bedeutung. Die geeignete Länge der Manschette betrug ~3 mm mit einem Griff (1 mm) (Abbildung 1). Das geeignete Kaliber der Manschette beträgt 26 G bzw. 22 G für Arterien bzw. Venen. Die ungeeignete Länge und das ungeeignete Kaliber der Manschette würden zu einer Verdrehung oder übermäßigen Spannung der anastomosierten Gefäße führen. Zweitens betragen die geeigneten Längen der Gefäße des Empfängers das 1,5- bis 2-fache der Manschette. Drittens wird das Herz des Spenders nicht mit übermäßigem Druck durchblutet, wodurch das Transplantat möglicherweise beschädigt wird. Viertens wird das Herztransplantat fixiert, und die Manschette wird in einer geeigneten Position anastomosiert, indem nach der Implantation genäht wird, um eine Bewegung oder Verdrehung anastomosierter Gefäße oder Transplantate zu vermeiden. Fünftens trägt die Erhaltung der Unterkieferdrüse und des Sternocleidomastoideus dazu bei, das Wirbeln oder Verdrehen der anastomosierten Gefäße oder des Transplantats zu reduzieren, wenn die rechte sublinguale Drüse reseziert wird, um eine Fossa für die Herztransplantation zu erzeugen. Sechstens, um den ärmelartigen Zyklus des Gefäßlumens zu erleichtern und die Thrombose nach der Operation zu reduzieren, kann den anastomosierten Gefäßen während der Anastomose eine Heparinlösung (100 IE / ml) verabreicht werden.
Diese Manschettentechnik erleichtert die Anastomose von Spender- und Empfängergefäßen während der Implantation; Die Härte der Manschette kann jedoch wiederum das Risiko einer Verdrehung der anastomosierten Gefäße erhöhen, was zu einer Zunahme der Thrombose nach der Transplantation führt. Eine Optimierung des Manschettenmaterials ist erforderlich, um Komplikationen zu reduzieren, das Überleben der Transplantate zu erhöhen und die Nutzungsrate der Modelle in nachfolgenden Experimenten zu erhöhen. Darüber hinaus kann die fibröse Narbe des Schnitts den Platz für das Herztransplantat einschränken und sein langfristiges Überleben beeinträchtigen. Darüber hinaus kann der Auswurf des Herztransplantats den normalen hämodynamischen Blutfluss der Empfängermäuse beeinträchtigen. Schließlich ist dieses Modell nicht funktionsfähig und kann nicht zur Beurteilung der Herzfunktion von Transplantaten verwendet werden. Nichtsdestotrotz liefert diese Studie Erkenntnisse über die immunologischen und pathologischen Funktionen der Herztransplantation.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu offenbaren.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (81870304) an Jun Li unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C3090954 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 22 G polyurethane cuff | B.Braun Medical Inc. | 4251628-02 | |
| 26 G polyurethane cuff | Suzhou Linhua Medical Instrument Co., LTD | REF383713 | |
| Anesthesia induction chamber | RWD Life Science Co., LTD | V100 | |
| Atraumatic microvascular clamp | Beyotime | FS500 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (20–30 g) | Centre of Experimental Animals (Army Medical University, Chongqing, China) | ||
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Guangzhou Runman Medical Instrument Co., LTD | ZJ1099 | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| HTK solution | Shenzhen Changyi Pharmaceutical Co., LTD | YZB/Min8263-2013 | |
| Injection syringe (10 mL) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Physiological saline | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Scalp needle | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science Co., LTD | R500 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 |
References
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