Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Diseksiyonu

13.2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/51118

⸱

4 Mart 2014

 , 
1Institut Curie, Centre Universitaire, 2Université Paris Sud, Centre Universitaire, 3CNRS UMR 3347, Centre Universitaire, 4INSERM U1021, Centre Universitaire

Bu makalede

Özet

Bu protokol Xenopus laevis neurulas gelen premigratory kranial sinir kret (NC) teşrih nasıl açıklanır. Bu eksplantlar, fibronektin ve in vitro kültürlenmiş üzerine kaplanır, ya da arka ana embriyolara aşılanabilirler. Bu teknik NC epitel-to-mezenşimin geçiş, göç, ve farklılaşma mekanizmaları eğitim veriyor.

Özet

Nöral krest (NC) nörülasyon sonunda epitel-to-mezenşimin geçiş (EMT) uğrar geçici bir dorsal nöral tüp hücre nüfusu, çeşitli organlara doğru yoğun göç ve türevlerinin birçok türleri (nöronlar, glia içine ayırır kıkırdak ve kemik, pigmentli ve endokrin hücreler). Bu protokol, in vivo ve in vitro NC gelişimini incelemek amacıyla, Xenopus laevis embriyolardan premigratory kafatası NC incelemek nasıl açıklar. Kurbağa modeli, erken gelişimini incelemek için birçok avantaj sunuyor; bol partiler embriyolar in vivo kazanç ve fonksiyon stratejileri kaybı öncesinde donör ve / veya ana embriyoların NC diseksiyon gen ifadesinin değiştirilmesine izin verir, hızla geliştirmek mevcuttur. NC Eksplantlar fibronektin üzerine kaplanmıştır ve in vitro çalışmalar için de kullanılabilir. Bir serumsuz ortam içinde tanımlanmış birkaç gün boyunca kültürlenebilir. Biz de Kuzey Carolina eksplantlarının geri greft nasıl açıklarin vivo NC göç ve farklılaşma çalışmak için ana embriyolara.

Giriş

Sinir ucu (NC), embriyonun içinde nörülasyon sonunda nöral tüpünden çıkan geçici bir embriyonik hücre popülasyonu. NC şartname kontrol sinyalizasyon ve genetik olaylar gibi erken gastrulasyon olarak başlar. NC çevreleyen dorsal dokulardan gelen sinyaller tarafından nöral ve nöral olmayan ektoderm arasındaki sınırda belirtildi. Nörülasyon sonunda, Kuzey hücreleri epitel-to-mezenşimin geçiş (EMT) geçmesi ve yol gösterici ipuçları çevreleyen yanıt vererek kalıplaşmış yolları takip embriyo yoğun göç. Onların nihai hedefe ulaştığında, onlar türevleri, örneğin nöronlar, glia, kemik, kıkırdak, ve pigmentli hücrelerin 1-5 geniş bir diziye ayırt. Çünkü birçok hücre tipleri ve embriyonik dokular, NC hücreleri gelişme herhangi bir aşamasında kusurları, indüksiyon nihai farklılaşma katkıları, neurocristopathies 6 adlı konjenital sendromlara neden olabilir. Dşartname, EMT, göç, ve farklılaşma - - farklı aşamalarında gelişen NC Xperimental manipülasyon neurocristopathies anlayışımızı geliştirmek ve potansiyel tedavi stratejileri tasarımı sağlayacaktır.

Xenopus laevis embriyo NC gelişimini incelemek için tercih edilen bir modeldir. Embriyoların çok sayıda elde etmek kolay, ve dış döllenme gelişme ilk adımlardan erişim sağlar. Birçok araç deneysel X işlemek için kullanılabilir embriyo gelişimini laevis. Kazanç fonksiyon-ve demonte gen erken blastulas bireysel hücrelerin microinjecting gerçekleştirmek kolaydır. Embriyonik dokular in vitro tekrar birleşme 7-11 veya sırt-aşılama deneyleri 12,13 için kesilebilir.

Bu protokol, biz X. premigratory kranial NC teşrih nasıl açıklar önce göç geç neurulas, laevis'den. Bu eksplantlar, fibronektin boru hattlar üzerinde kültürlenebiliriçinde göç ve farklılaşma çalışma d plakalar vitro deney koşullarında kontrol edilir. NC eksplantlan in vivo olarak göç ve farklılaşma çalışma normal veya manipüle ana embriyolara aşılanabilirler.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Deneyler bilimsel amaçlı ve değiştirme, azaltma ve arıtma uluslararası yerleşik ilkeleri ile kullanılan hayvanların korunmasına ilişkin ulusal ve Avrupa yönetmeliğe uygun.

1.. Fibronektin kaplı kaplar 14 hazırlanması

  1. Standart bir plastik Petri tabağı (çap: 40 x 11 mm) içine 1x Fosfat Tamponlu Salin (PBS) içinde sulandırılmış 10 mg / ml kültürü dereceli fibronektin Pipet 500 ml. 1 saat boyunca 37 ° C'de inkübe edilir. Not: sonraki görüntüleme için cam yemekleri veya cam lamelleri kullanarak, eğer bir 100 mg / ml fibronektin çözümü kullanın.
  2. 1x PBS ile üç kez durulanır.
  3. 1x PBS/0.1% Bovine Serum Albumin (BSA), 500 ml PBS ile değiştirin. 30 dakika boyunca 37 ° C'de inkübe edin.
  4. 1x PBS ile üç kez yıkayın.
  5. 1x PBS ile doldurun ve (genellikle 24-48 saat) kullanılıncaya kadar 4 ° C'de tutun.

2. NC Eksplantlarından diseksiyonu

  1. Hazırlama 3/4 Normal Amphibian Medium (NAM) (110 mM NaCI, 2 mM KCI, 1 mM Ca (NO 3) 2, 1 mM MgSO 4, 0.1 mM EDTA, 1 mM NaHCO 3, 0,2 X PBS, 50 mg / ml ) 10,15 gentamisin. 4 ° C'de diseksiyonu, mağaza için en fazla 1 hafta devam etmeyin Eski NAM agaroz kaplı diseksiyon yemekler (aşağıda) hazırlanması için kullanılabilir.
  2. 3/4 NAM içinde% 2 agaroz 10 ml ile kaplanmış diseksiyon için 60 mm Petri kapları, hazırlayın.
  3. Diseksiyon araçları toplamak: plastik Pasteur pipet, bir güzel böcek pin pin tutucu (referans için malzemeler tabloya bakınız), (bir cam Pasteur pipet 16 ucundaki parafin gömülü kaş saç ile yapılan) bir "kaş bıçak", iki ince üzerine monte diseksiyon forseps, P1000 pipet ve ipuçları, 50 büyütme 8-40X ile bir dürbün steroskop, optik lifler kılavuzları ile parlak bir ışık kaynağı. Tüm kesme aletleri temiz tutulmalı, her deneyden sonra, distile su ile iki kez wi yıkayın% 100 etanol inci ve kurumaya bırakın. Tozdan uzak saklayın.
  4. Neredeyse tepesine taze NAM diseksiyon çanak doldurun.
  5. X'i elde standart prosedürler 10 ve onlar (Nieuwkoop ve Faber gelişimsel tabloya göre 17) neurula aşamasına 16 olana kadar onları yaş göre embriyolar laevis'den.
  6. 16 embriyolar plastik Pasteur pipet kullanarak diseksiyon çanak içine sahne yerleştirin.
  7. Binoküler kapsamında sonraki tüm adımları uygulayın. Forseps iki çift vitellin membran çıkarın. Embriyoların dorsal kısmını zarar vermemek için dikkatli olun.
  8. Embriyolar diseksiyon başlamak aşamada 17 ulaşana kadar bekleyin. Sinir ucu açık bir şekilde daha erken aşamalarında aksine, nöral borudan ayrılmış olduğu için Aşama 17 uygundur. 17 sahne sonra, NC göç ve çevredeki mezenşimin ile karışmasının başlar.
  9. Korumak amacıyla embriyolar için bir niş yapmak için forseps ile agaroz küçük bir delik kazmakdiseksiyonu sırasında onları. Tek embriyo dorsal yüzü yukarı yerleştirin. Not: modelleme kil yerine agaroz bir delik kazma embriyolar korumak için de kullanılabilir.
  10. Kaş bıçak ve böcek iğne ile anterior nöral kıvrımın yan kısmında bir kesi yapmak. Derin embriyonun içine de gitmek için dikkatli olun: 2-3 hücre tabakası (! Archenteron olarak derin ulaşmak asla) kesti hedefliyoruz. Bütün diseksiyon işlemi sırasında kesilmiş dokuları X yana hava-sıvı arayüzü ile temas girmesine izin hiçbir laevis embriyonik dokular, yüzey gerilimi ile lize edilmiştir.
  11. Sinir daha dorsal kısmında paralel ikinci bir kesi aynı araçları kullanarak kat olun.
  12. Gerekirse, 90 ° etrafındaki çanak çevirin. İlk iki kesiler arka tarafında, kaş bıçak ve böcek iğne ile üçüncü dikey kesi olun. NC lateral, ektoderm pigmentli dış tabakasının altında hücreleri kalın bir kütledirnöral tüp.
  13. Üçüncü yarık kenarından başlayarak temel nc pigmentli ektoderm tabaka ayırmak için kaş bıçak ucu kullanın.
  14. Üçüncü kesi başlayarak NC dokuyu ayırmak için kaş bıçak tarafını kullanın. Yatan sefalik mezoderm beyaz ise NC doku, oldukça grimsi olduğunu. Dikkatle mezodermden NC ayrı.
  15. Optik vesicle itibaren öne NC doku ayırmak ve eksplant boşaltmak için bu düzeyde kesti. In situ hibridizasyon ile, bazı eksplantlarında snail2 ifadesi (bir standart işaretleyici NC) kontrol ilk deneyler, bir kontrol olarak, tavsiye edilir.

3. FİBRONEKTİN üzerine kaplama Eksplantlarındaki

  1. Dolgu fibronektin kaplı tabak Modifiye Danilchick Ortamı (MDM, 53 mM NaCl, 5 mM Na2CO 3, K Glukonat 4.5 mM, 32 mM Na Glukonat, MgSO 4 1 mM CaCl2, 1 mM, BSA% 0.1 ile, pH ayarlamak 1 M bisin ile 8.3 ' 18).
  2. P1000 pipet kullanarak fibronektin kaplı çanak içine eksplantlarının aktarın. Eksplantlar hava-sıvı arayüzü dokunmasına izin vermeyin. İlk olarak, daha sonra bir sıvı tekrar, eksplantlar, daha sonra ucu içine bir sıvı pipetle. Fibronektin kaplı çanak içine eksplantlarm aktarılırken ucu içine herhangi bir hava izin vermeyin. Ucu fibronektin kaplı yemeğin sıvı içinde sonra, eksplantlan yavaş yavaş yerçekimi tarafından aşağı gidelim, ya da çok hafifçe itin. Çok hızlı eksplantlarının fırlatıp kaçının.
  3. Kaş bıçak kullanarak çanak 10-30 eksplantlarının yerleştirin. Sonraki görüntüleme için yeterli değildir yemeğin tarafı, kaçının.
  4. Eksplant (yaklaşık 15-30 dakika sürer) fibronektin takılı kadar çanağı hareket çalışın. Gerekirse, çok dikkatli çanağı hareket.
  5. (Sıcaklık grafik 17 görmek için 15-20 ° C arasında) bir soğutmalı inkübatör tabak yerleştirin. 15 ° C'de yerleştirilir, hücreler are genellikle verimli bir şekilde göç ve inkübasyon 6 saat sonra, saçılma (bu zamanlama deneyler arasında değişebilir).

4. Ana embriyolara eksplantlarındaki Aşılama

  1. Kaba forseps kullanarak çok küçük parçalar halinde ince bir cam lamel kesti. Parçalarının büyüklüğü yaklaşık 1.5 mm2 olmalıdır. Forseps kullanarak 3/4 NAM veya PBS içeren bir Petri kabı içine parçaları daldırın.
  2. Ev sahibi embriyo Hazırlanması: vitellin membran kaldırılması ve NC diseksiyon sırasında ev sahibi embriyo zarar vermemek için özel bakım) ile 3 açıklandığı gibi 3/4 NAM içinde ana NC teşrih. Donör embriyo diseksiyon sırasında ev sahibi embriyo kısmen iyileşmek istiyorum: doku gerginlik ablasyon boyutunu artırmak eğilimindedir.
  3. Protokol 3'te tarif edildiği gibi bir agaroz kaplı tabak içinde veya aynı çanak başka bir yerinde, donör embriyo NC eksplant teşrih. Açıklandığı gibi, dikkatle konağı içeren çanak içine NC grefti aktarınProtokolü 3.
  4. Hemen forseps kullanarak ev sahibi ablasyon alanı üzerine NC eksplant yerleştirin. Eksplant kısmen eklemek gerekir. Yerine greft korumak için aşılanmış embriyo üzerine cam lamel bir parça koyun. Hasar görmelerini önlemek için embriyo daha büyük bir cam parçası seçin. Embriyo basık biraz olacaktır.
  5. En az 15-20 dakika bekleyin, sonra yavaşça lamel kaldırmak. Embriyo başka bir 10 dakika boyunca geri olsun ve dikkatli bir şekilde plastik Pasteur pipeti kullanılarak, 3/4 NAM dolu temiz bir tabak içine pipetle.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Fibronektin üzerinde kaplama yaparken, nöral krest eksplantlar hızla (15-30 dakika) takın ve eksplant 2 saat (Şekil 1A) dahilinde düz yayılır. 3-6 saat hücreler dağılmaya başlar sonra. 15 ° C'de 24 saat sonra, hücreler, bir çok uzak eksplant (Şekil 1B ve 1C) göç etmeye başlamıştır. Sarısı faz kontrast (Şekil 1B) altında hücreleri çok parlak yapar. Hücre çıkıntıların (filopodes ve lamellipodes) aktin hücre iskeletinin (Şekil 1C) leke...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu protokol X. laevis embriyoların premigratory kranial NC eksplantasyona kolay bir teknik anlatılmaktadır. Bu tür deneyler için kullanılan embriyo sağlam olması ve iyileştirmek gerekir. Sağlıksız embriyoların herhangi bir toplu atın. Buna ek olarak, ve daha sonraki bir aşamada 17 nöral tepe tüketim için, (12 ile 18-20 ° C) çeşitli sıcaklıklarda embriyolar büyür. 17 sahne sonra, nöral krest sefalik mezoderm ile karıştırılabilir ve tamamen kaldırılamaz. Ksenopus dokuları çabuk iyileşmesi ve daha sonra d...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Yazarlar yararlı tartışmalar ve Institut Curie'nin Hayvan Tesisi için fibronektin, Eric Theveneau üzerinde eksplant resimler için Adeline Dolly teşekkür ederim. CM Bölge Ile de France (Domaine d'Interet Majeur Pole Stem), Universite Paris Sud (Ataşesi TEMPORAIRE d'Enseignement et de Recherche) ve Agence Nationale de la Recherche bir doktora sonrası adam. Bu çalışma Universite Paris Sud (Attractivite 2011), Centre National de la Recherche Scientifique (Aksiyon thématique ve teĢvik sur Programı), Dernek dökün la Recherche contre le Kanser Grant SFI20101201882, Ligue contre le Kanser ve Agence Nationale de la tarafından finanse edildi Recherche (Agence Nationale de la Recherche Programı Blanc).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Sığır plazmasından elde edilen fibronektinSigmaF4759-1MG
Sığır Serum Albümini, Fraksiyon VEuromedex04-100-811-CDüşük kalite sınıfı bu uygulama için uygun olabilir ve nbsp Paslanmaz
Çelik Böcek Pimleri, Boyut 000FST26001
Dumont #5 forseps 0,05 mm x 0,02 mmFST11252-20

Kaynaklar

  1. Sauka-Spengler, T., Bronner-Fraser, M. A gene regulatory network orchestrates neural crest formation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9 (7), 557-568 (2008).
  2. Theveneau, E., Mayor, R. Neural crest delamination and migration: from epithelium-to-mesenchyme transition to collective cell migration. Dev. Biol. 366 (1), 34-54 (2012).
  3. Stuhlmiller, T. J., García-Castro, M. I. Current perspectives of the signaling pathways directing neural crest induction. Cell. Mol. Life Sci. 69 (22), 3715-3737 (2012).
  4. Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Neural crest induction at the neural plate border in vertebrates. Dev. Biol. 366 (1), 22-33 (2012).
  5. Pegoraro, C., Monsoro-Burq, A. H. Signaling and transcriptional regulation in neural crest specification and migration: lessons from Xenopus embryos. Dev. Biol. 2 (2), 247-259 (2013).
  6. Etchevers, H. C., Amiel, J., Lyonnet, S. Molecular Bases of Human Neurocristopathies. Neural Crest Induct. Different. 589, 213-234 (2005).
  7. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians. Part II. Differentiation and organization. J. Exp. Zool. 120 (1), 33-81 (1952).
  8. Nieuwkoop, P. D., et al. Activation and organization of the central nervous system in amphibians Part I. Induction and activation. J. Exp. Zool. 120 (1), 1-31 (1952).
  9. Sharpe, C. R., Fritz, A., De Robertis, E. M., Gurdon, J. B. A homeobox-containing marker of posterior neural differentiation shows the importance of predetermination in neural induction. Cell. 50 (5), 749-758 (1987).
  10. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Early development of Xenopus laevis: a laboratory manual. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, N.Y. (2000).
  11. Monsoro-Burq, A. -H., Fletcher, R. B., Harland, R. M. Neural crest induction by paraxial mesoderm in Xenopus embryos requires FGF signals. Development. 130 (14), 3111-3124 (2003).
  12. Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (14), 5528-5533 (2013).
  13. Sadaghiani, B., Thiébaud, C. H. Neural crest development in the Xenopus laevis embryo, studied by interspecific transplantation and scanning electron microscopy. Dev. Biol. 124 (1), 91-110 (1987).
  14. Theveneau, E., et al. Collective chemotaxis requires contact-dependent cell polarity. Dev. Cell. 19 (1), 39-53 (2010).
  15. Slack, J. M., Forman, D. An interaction between dorsal and ventral regions of the marginal zone in early amphibian embryos. J. Embryol. Exp. Morphol. 56, 283-299 (1980).
  16. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH Protoc. , (2007).
  17. Nieuwkoop, P. D., Faber, J. Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , Garland Pub. New York. (1994).
  18. Theveneau, E., Mayor, R. Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays. Methods Mol. Biol. 769, 449-460 (2011).
  19. Bronner, M. E., LeDouarin, N. M. Development and evolution of the neural crest: An overview. Dev. Biol. 366 (1), 2-9 (2012).
  20. Alfandari, D., Cousin, H., Gaultier, A., Hoffstrom, B. G., DeSimone, D. W. Integrin α5β1 supports the migration of Xenopus cranial neural crest on fibronectin. Dev. Biol. 260 (2), 449-464 (2003).
  21. Fort, P., et al. Activity of the RhoU/Wrch1 GTPase is critical for cranial neural crest cell migration. Dev. Biol. 350 (2), 451-463 (2011).
  22. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  23. Kashef, J., Köhler, A., Kuriyama, S., Alfandari, D., Mayor, R., Wedlich, D. Cadherin-11 regulates protrusive activity in Xenopus cranial neural crest cells upstream of Trio and the small GTPases. Genes Dev. 23 (12), 1393-1398 (2009).
  24. Hwang, Y. -S., Luo, T., Xu, Y., Sargent, T. D. Myosin-X is required for cranial neural crest cell migration in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 238 (10), 2522-2529 (2009).
  25. Lee, G., et al. Modelling pathogenesis and treatment of familial dysautonomia using patient-specific iPSCs. Nature. 461 (7262), 402-406 (2009).
  26. Mica, Y., Lee, G., Chambers, S. M., Tomishima, M. J., Studer, L. Modeling Neural Crest Induction, Melanocyte Specification, and Disease-Related Pigmentation Defects in hESCs and Patient-Specific iPSCs. Cell Reports. 3 (4), 1140-1152 (2013).
  27. Shnitsar, I., Borchers, A. PTK7 recruits dsh to regulate neural crest migration. Development. 135 (24), 4015-4024 (2008).
  28. Matthews, H. K., et al. Directional migration of neural crest cells in vivo is regulated by Syndecan-4/Rac1 and non-canonical Wnt signaling/RhoA. Development. 135 (10), 1771-1780 (2008).
  29. Matthews, H. K., Broders-Bondon, F., Thiery, J. P., Mayor, R. Wnt11r is required for cranial neural crest migration. Dev. Dyn. 237 (11), 3404-3409 (2008).
  30. Carmona-Fontaine, C., et al. Contact inhibition of locomotion in vivo controls neural crest directional migration. Nature. 456 (7224), 957-961 (2008).
  31. Guiral, E. C., Faas, L., Pownall, M. E. Neural crest migration requires the activity of the extracellular sulphatases XtSulf1 and XtSulf2. Dev. Biol. 341 (2), 375-388 (2010).
  32. Cousin, H., Abbruzzese, G., Kerdavid, E., Gaultier, A., Alfandari, D. Translocation of the Cytoplasmic Domain of ADAM13 to the Nucleus Is Essential for Calpain8-a Expression and Cranial Neural Crest Cell Migration. Dev. Cell. 20 (2), 256-263 (2011).
  33. Borchers, A., David, R., Wedlich, D. Xenopus cadherin-11 restrains cranial neural crest migration and influences neural crest specification. Development. 128 (16), 3049-3060 (2001).
  34. Borchers, A., Epperlein, H. -H., Wedlich, D. An assay system to study migratory behavior of cranial neural crest cells in Xenopus. Dev. Genes Evol. 210 (4), 217-222 (2000).
  35. Kerney, R., Gross, J. B., Hanken, J. Runx2 is essential for larval hyobranchial cartilage formation in Xenopus laevis. Dev. Dyn. 236 (6), 1650-1662 (2007).
  36. Yan, C. Y. I., Skourides, P., Chang, C., Samba Brivanlou, A. a Xenopus hnRNP expressed in neural and neural crest tissues. Dev. Dyn. 238 (1), 204-209 (2009).
  37. Acloque, H., Adams, M. S., Fishwick, K., Bronner-Fraser, M., Nieto, M. A. Epithelial-mesenchymal transitions: the importance of changing cell state in development and disease. J. Clin. Invest. 119 (6), 1438-1449 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Nöral Krest DiseksiyonuXenopus laevis EmbriyolarıFibronektin Kaplı KapNöral Krest MigrasyonuEmbriyo Greftleme TekniğiNöral Krest MarkörleriKraniyal Nöral KrestHücre Migrasyon Analizi
Diseksiyonu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.